방법 논문

퍼옥시좀 특이적 프로브를 이용한 포유류 세포 내 과산화체 염색

DOI:

10.3791/69405

⸱

2025년 12월 19일

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Biological Sciences, University of Southampton, 2The Mina and Everard Goodman Faculty of Life Sciences, Bar-Ilan University, 3Biosciences, Faculty of Health and Life Sciences, University of Exeter, 4Institute of Bioengineering, Faculty of Life Sciences, Ecole Polytechnique Fédérale de Lausanne (EPFL), 5Biomolecular Screening Facility, Ecole Polytechnique Fédérale de Lausanne (EPFL), 6Conquest

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PeroxiSPY 프로브는 포유류 세포 내 퍼옥시좀을 검출하는 데 사용됩니다. 여기서는 프로브를 이용해 살아있는 세포와 고정 세포에서 페르옥시좀을 염색하는 방법을 시연합니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

페록시좀은 인간 건강에 필수적인 역할을 하는 보편적인 소기관이며, 이들의 기능 장애는 다양한 유전 질환의 스펙트럼을 유발합니다. 과산화좀의 시각화는 과산화체의 기능 장애를 식별하는 데 핵심이며; 그러나 과산화체(peroxisome) 특이적 탐침의 부재로 인해 진전이 제한되고 있습니다. 자연 과산화체의 대사산물을 모방하는 과산화체특이적 프로브인 PeroxiSPY를 개발함으로써, 살아있는 포유류 세포에서 과산화체의 역학을 실시간으로 검출, 추적 및 정량화할 수 있게 되었습니다. 또한, 이 기술을 퍼옥시좀 질환 환자 세포에 적용하면 병리학적 표현형이 드러납니다. 여기서는 살아있는 포유류 세포에서 페옥시좀 검출과 고정 세포 내 염색 후 페옥시좀 검출에 대한 상세한 프로토콜을 제공합니다. 우리는 세포 준비, 시술 시기, 재현성, 문제 해결에 중점을 두어 퍼옥시좀을 살아있는 세포에서 페옥시좀 염색하는 방법을 시연합니다. 이 프로브들은 과산화좀을 빠르고 특이적이며 무독성으로 생세포에서 검출할 수 있게 하여, 과산화좀 기능과 과산화좀 관련 질환에서의 기능 장애를 평가하는 독특하고 정량적인 방법을 제공합니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

페록시좀은 가장 풍부한 진핵 소기관으로, 일부 세포는 천 개를 넘는 페록시좀을 보유합니다. 이들의 기능은 유기체 발달과 대사 적응에 매우 중요하며, 이는 일반적으로 불치의 신경퇴행성 및 신경대사 질환인 어린이의 다양한 인간 과산화체 질환에서 입증됩니다 3,4. 우리가 아는 한, 과거에는 살아있는 세포와 조직에서 과산화좀을 표지하는 선택적 방법이 부족했습니다. 이 도구들은 연구 및 진단 응용 분야에서 매우 귀중하며, 과산화체의 형성과 기능의 여러 측면을 직접적이고 정량적으로 측정할 수 있게 합니다. 이 프로브들은 한편으로는 세포 내 과산화체의 기능을 정량적으로 측정할 수 있을 만큼 다재다능하며, 다른 한편으로는 중개 효능 분석이나 과산화체 질환 진단에 활용될 수 있습니다. PeroxiSPY 염색은 비침습적 생세포 페옥시좀 검출을 위한 빠르고 특이적이며 비세포독성 기술입니다. 여기서는 포유류 세포주에서 페르옥시좀을 페르옥시좀 염색하는 방법을 설명합니다(이 프로브는 제브라피시 배아에서 특정 페옥시좀 염색을 보여주었으나, 식물 애기장대 탈리아나 세포의 페록시좀 염색에는 적합하지 않습니다6). 염색은 10분 이내에 완료할 수 있습니다. 프로브는 수 시간 동안 검출되거나 추가 면역염색을 위해 파라포름알데히드 고정 프로토콜로 고정할 수 있습니다.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. 생세포 염색

  1. 생세포 영상을 위한 세포 배양 준비 (소요 시간: 24시간)
    참고: 연구는 모든 실험에 대해 표준 세포 배양 프로토콜을 따랐습니다. SH-SY5Y에 대해 세포주를 DMEM 또는 DMEM/F12에서 유지하였으며, 태아 소 혈청(FBS) 10%, 페니실린/스트렙토마이신 1%, 37°C,CO2 5%를 보충하였다. 일부 영상 시스템은 미디어 조성에 민감합니다. 현미경이 배지 내 페놀 레드 신호를 감지하면 페놀 레드 프리 대체 제품을 사용하세요. 또한, 현미경에CO2 챔버가 장착되어 있지 않다면, 배지를 HEPES(pH 7.4)가 포함된 배지로 교체하세요.
    1. 실험 하루 전, 세포를 유리 바닥 이미징 플레이트로 분리하여 다음 날 30-70%의 합류도를 달성했습니다.
      참고: 이 프로토콜에서는 4웰 35mm 플레이트가 사용되었습니다.
      1. (위명) 실험을 위해 굶주리거나 스트레스를 받은 세포를 분리하지 마세요. 세포주가 정기적으로 (최소 2-3일마다 한 번씩) 새로운 배지를 교체하고, 90% 합류율에 도달하기 전에 분할해야 합니다. 목표는 균일한 염색을 보장하기 위해 건강한 세포주를 갖추는 것입니다.
        참고: 일부 세포, 예를 들어 줄기세포는 적절한 코팅층(예: 마트리젤)으로 유리 코팅이 필요하며, 이는 염색에 방해가 되지 않습니다.
  2. 영상 장비 준비 (소요 시간: 1시간)
    참고: 소기관과 소기관 역학 영상은 높은 공간 해상도를 요구합니다. 이 프로토콜에는 GaAsP 광증배관 모듈, CO2 챔버, 온도 제어 장치가 장착된 공초점 현미경이 사용되었습니다. 영상은 CFI Plan Apo Lambda 60x 오일 NA 1.42 대물렌즈를 사용한 양방향 갈바노미터 스캐닝 모드를 사용했으며, 555 프로브에는 561 nm 레이저(50 mW)가 사용되었습니다. 650 프로브에는 640 nm 레이저 또는 이에 상응하는 장비를 사용하세요. 페록시좀은 인간 세포주에서 시각화되었습니다. 프로브와의 배양 시간은 세포주에 따라 다를 수 있습니다. 염색 후 세포를 서로 다른 시점에서 시각화하여 타이밍을 최적화하는 것이 권장됩니다(그림 2A).
    1. 공초점 시스템 시작해. 염색을 시작하고 세포를 현미경에 넣기 전에CO2 와 온도(37°C)를 20분간 안정화해야 합니다.
      참고: (중요) 실험 내내 세포가 건강하게 유지되는지 육안으로 확인하는 것이 필수적이며, 배지의 pH와 온도가 유지되고 있습니다. 이는 페놀 레드를 사용할 경우 매개변수 제어 장치를 활용하고 매체 색소를 육안으로 점검함으로써 달성할 수 있습니다. 이를 위해 온도 및CO2 컨트롤러를 사용할 수 있습니다.
    2. 공초점 현미경 소프트웨어를 설정하세요. 소프트웨어를 실행하고 555 프로브 염색을 위해 561nm 레이저를 켜세요. 획득 및 레이저 출력 매개변수를 조정하세요. 이 프로토콜은 1% 레이저 출력, HV(이득) 100, 해상도 1024 1024 픽셀, 3 줌으로 셀을 영상화합니다.
  3. 페록시좀 염색 (지속 시간: 1-5분)
    1. 프로브의 일부를 피펫으로 채취하여 최종 작동 농도가 1 μM인 경우, 예를 들어 0.5 mL의 매지에 대해, 프로브 0.5 μL 분량의 피펫을 피펫으로 채취합니다.
    2. 염색할 우물을 선택한 후, 마커펜으로 외부에 라벨을 붙이세요.
    3. 선택한 웰에서 모든 (0.5mL)의 배지를 피펫으로 빼내어 1.3.1단계의 프로브 알리코트가 들어 있는 마이크로 원심분리관에 분사합니다.
      참고: 이 단계에서 우물에서 모든 매체를 제거하는 것이 균일한 염색을 보장하는 데 매우 중요합니다.
    4. 피펫을 위아래로 3번 움직여 매체와 프로브를 섞으세요. 전체 혼합물을 피펫에 흡입하세요.
      참고: 피펫팅 대신 보텍싱 혼합을 사용할 수 있습니다.
    5. 혼합물을 한 방울씩 선택한 웰에 다시 분사하며, 피펫이 웰 벽과 접촉하도록 합니다. 혼합물을 다시 우물에 넣으면 10분 타이머를 시작하세요.
    6. 뚜껑을 닫고, 대물렌즈에 침지용 오일 한 방울을 떨어뜨리세요(이 프로토콜은 60× 오일 대물렌즈를 사용하며), 현미경 위에 플레이트를 위치시켜 영상 촬영을 합니다.
      참고: 균일한 염색을 위해 각 세포주별로 프로브 농도를 최적화하는 것이 권장됩니다. 0.25, 0.5, 1, 2 μM에서 5-20분 동안 시험하는 것이 권장됩니다; 낮은 농도는 일반적으로 낮은 배경에서 염색됩니다(그림 2A). 세포주와 현미경 감도에 따라, 염색된 세포는 프로브 첨가 후 5분 이내부터 24시간 이내까지 영상을 촬영할 수 있습니다. 예를 들어, 줄기세포 영상 시에는 프로브 첨가 후 180분 이상 신호 변화 없이 세포 시각화가 진행될 수 있습니다. 언제든 매체를 교체하여 프로브를 세척할 수 있습니다. 이로 인해 HEK293T 세포의 염색은 약 30분 내에 점차 사라집니다.
  4. 살아있는 세포 내 페르옥시좀의 공초점 영상 (지속 시간: 10분-3시간)
    1. 판이 현미경에 위치하면 염색된 웰 내 세포에 초점을 맞추고 영상 촬영을 시작하세요.
    2. 셀이 초점이 맞춰지면, 표준 공초점 현미경 설정 가이드라인을 사용하여 이득(HV 또는 검출기 감도)과 레이저 출력 설정을 조정하세요.
    3. 셀 그룹을 찾아 줌인(Zoom-In)하세요. 셀에 초점을 맞춘 후, 필요한 이미지 품질로 획득 매개변수를 조정합니다.
      1. 이미지 획득을 위한 영상 매개변수를 설정하세요: NIS-Elements 소프트웨어에서 레이저 출력 0.5-1%, HV(이득) 100. 이미지가 과포화되어 있지 않은지 확인하세요(만약 그렇다면 강도와 게인을 변경하세요).
      2. 스캔 크기를 선택하세요. 촬영 중인 영상에 적합한 1024 1024 px 이미지, 스캔 속도(1/2-1/4), 라인 평균(2), 줌(3)을 획득합니다.
        참고: 퍼옥시좀은 이미지 획득 중에 움직이며, 이로 인해 아티팩트가 발생할 수 있습니다. 권장 매개변수는 이동 흔적을 최소화하면서 정량화에 충분한 품질을 보장하는 데 최적화됩니다. 타임랩스를 만들 때는 영상을 시작하기 전에 간격, 지속 시간, 루프를 명시하세요. 탐사선은 광안정적입니다.
    4. 접근 가능한 라벨이 있는 모든 이미지를 획득하고 저장하세요(여기서는 .nd2 NIS-Elements Nikon Software 형식을 사용합니다).

2. 고정 셀 염색

  1. 생세포 영상을 위한 세포 배양 준비 (소요 시간: 24시간)
    참고: 모든 실험에 표준 세포 배양 프로토콜을 따랐습니다. Huh7 세포는 DMEM/F12에서 10% FBS, 1% 페니실린/스트렙토마이신을 보충하여 37°C, 5%CO2로 유지되었다.
    1. 실험 하루 전, 세포를 커버슬립과 함께 플레이트로 나누어 다음 날 30-70%의 합류도를 달성했습니다.
      참고: 12웰 플레이트에 18mm 커버슬립을 사용해 50,000셀/웰, 또는 13mm 커버슬립을 사용한 24웰 플레이트에 15,000셀/웰을 시종하세요.
  2. 페록시좀 염색 (지속 시간: 1-5분)
    1. 새로운 배지로 프로브를 희석하여 최종 작동 농도인 4 μM으로 빈 광 감응 미세원심분리기 튜브에 넣습니다. 예를 들어 0.5 mL의 배지에 대해, 프로브 2 μL 피펫(기본 용액: 1 mM)을 사용합니다.
    2. 스테인할 우물을 선택하고 외부에 마커펜으로 표시하세요.
    3. 선택한 웰에서 모든 배지(0.5 mL)를 흡입한 후 2.2.1단계의 프로브 배지로 교체합니다. 프로브 매체를 선택한 웰에 한 방울 단위로 분사하여 피펫이 웰 벽과 접촉하도록 합니다.
    4. 혼합물을 다시 웰에 넣은 후, 셀을 37 °C에서 10-15분간 배화합니다.
      참고: 이 순간부터 셀은 빛에 민감하므로 알루미늄 호일로 덮어야 합니다.
  3. 고정 세포 내 고정 및 영상 관찰
    1. 염색 후 배지를 조심스럽게 제거하고 인산염 완충 식염수(PBS)로 세포를 두 번 세척합니다.
    2. 4% 파라포름알데히드(PFA) 용액을 PBS에 실온에서 20분간 발라주세요.
    3. 지정된 폐기물 용기에 PFA를 조심스럽게 제거하세요. PBS로 세포를 한 번 세척하세요.
      주의: PFA는 독성이 있으므로 기관 규정에 따라 폐기해야 합니다.
    4. 면역형광 검사를 진행하려면 아래 단계를 따르세요
      1. 세포를 투과시키기 위해 0.5% Triton-X(PBS로 희석됨)를 첨가합니다. 2분 30초 정도 떠나세요.
      2. 조심스럽게 Triton-X를 제거하세요. PBS와 함께 세포를 두 번, 10분간 세척하세요.
      3. 5% 소 혈청 알부민(BSA) 용액을 PBS에 넣어 상온에서 20분 또는 4 °C에서 하룻밤 동안 차단합니다.
      4. 표준 면역형광 검사를 진행하세요.

결과

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PeroxiSPY 프로브는 과산화좀의 자연 기질인 가지와 매우 긴 사슬 지방산을 모방하도록 설계되었습니다. 따라서 염색은 세포질에서 프로브를 과산화체(5,6,7)로 아데노신 삼인산(ATP) 결합 카세트 서브패밀리 D(ABCD) 의존적으로 전달하게 만듭니다. 세포 대사 상태에 따라 ATP 의존성 ABCD 수송이 프로브를 효율적이고 빠르게 전달할 수 있으며, 이로 인해 형광 강도의 과산화좀과 세포질 비율이 높아집니다(그림 1A). 높은 비율을 보장하기 위한 중요한 조치는 세포 매질을 정기적으로 교체하고 세포를 높은 수율에서 자라지 않음으로써 세포 기아를 방지하는 것입니다.

과산화체 염색의 특이성을 검증하기 위해서는 여러 대조군을 포함하는 것이 권장됩니다(그림 1B, C). 참조 과산화소체 마커(예: 단백질 수입 마커 GFP-SKL)와의 공동 위치 분석(그림 1B, C). 또한, PEX19 KO와 같이 과산화종체 결핍 세포주가 존재한다면, 해당 세포에서는 염색이 사라집니다(그림 1B)5,8.

과산화좀 프로브는 과산화좀 밀도를 측정하는 데 사용될 수 있으며(그림 1C)5,9이며, 기질 수입, 과산화좀 역학 및 상호작용을 평가하기 위해 개발되고 있습니다. 정량적 영상을 위해서는 염색 절차, 이미지 획득 시기(예: 염색 후 10-20분 후), 세포주 준비, 획득 매개변수를 표준화하는 것이 중요합니다. 일부 세포주는 세포질 배경에 비해 페르옥시좀의 신호 강도를 높이기 위해 프로브 농도와 타이밍의 최적화가 필요하며, 예를 들어 COS-7 세포에서는 250 nM과 20분이 더 효과적입니다(그림 2A). 세포는 프로브를 대사하여 시간이 지남에 따라 과산화좀 염색이 점차 감소합니다; 그러나 과산화체와 세포질의 비율은 24시간 동안 개선될 수 있습니다(그림 2B). 또한, 항체와 함께 염색하고 이후 페르옥시좀을 시각화할 수 있는 고정 절차를 개발했습니다(그림 2C,D).

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그림 1: 과산화좀의 생세포 영상. (A) 염색 도식. (B) GFP-SKL 과발현 및 붉은 과산화체 프로브로 염색한 WT 및 PEX19 HEK293T KO의 초점 현미경 검사(1 μM 10분). 스케일 바 - 1 μm 및 10 μm. 대표적인 강도 프로필이 표시됩니다. (C) GFP-SKL을 과다발현시키고 PeroxiSPY로 염색한 인간 섬유아세포의 공초점 현미경(1 μM 10분). 스케일 바 - 1 μm 및 10 μm. 대표적인 강도 프로필이 표시됩니다. (D) SW13(부신 피질), SH-SY5Y(신경아세포), CCL-136(근세포), HaCat(케라티노세포), U2OS(골세포), HEK293T(인간 배아 신장) 세포를 적색 과산화체체 프로브(1 μM, 10분간 염색)하여 공초점 현미경 검사. 스케일 바 - 2 μm 및 10 μm. 정량화는 앞서 설명한 피지9 를 사용해 수행되었으며, 3개의 생물학적 반복 ±에서 모인 100개의 세포가 마이크론 제곱에 해당하는 퍼옥시좀 수를 보여줍니다. *** - p < 0.001, **** - p < 0.0001, Kruskal-Wallis 검정. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하세요.

figure-results-2
그림 2: 고정 세포의 과산화체(Peroxisome) 영상 최적화 및 염색. (A) COS-7(아프리카 녹색 원숭이 신장) 세포의 표준 초점 현미경 검사, 적색 과산화체체 프로브로 염색한 프로토콜(1 μM, 10분; 최적화 전)과 최적화된 조건(250 nM, 20분; 최적화 후)에 따라 촬영. 스케일 바 - 10 μm. 과산화좀과 세포질의 평균 픽셀 강도는 피지를 사용하여 정량화하고 비율로 표현하였습니다. N = 7셀(최적화 전), 21셀(최적화 전). 평균 ± SEM, *** - p < 0.001, **** - p < 0.0001, 샤피로-윌크스 검정. (B) 적색 페옥옥시좀 프로브(1 μM)로 염색한 HEK293T 세포의 공초점 현미경 관찰 15분 24시간. 정량화는 과산화체와 세포질의 형광 강도, 과산화체와 세포질의 비율, 평균 ± SEM, 3개의 생물학적 반복에서 모은 N = 680개의 과산화체, **** - p < 0.0001, Shapiro-Wilks 검사를 보여줍니다. (C) 고정 프로토콜을 사용하여 과산화좀 프로브로 염색한 Huh7 세포의 공초점 현미경 촬영. 페록시좀은 항-PEX14 1차 항체(차단액에서 1:100, RT 1시간 배양)와 2차 항체(차단액에 1:1000, 염소 항-토끼 항사 Fluor 488, RT 1시간 배양)와 함께 공동 염색되었다. 대표적인 공초점 이미지가 보여집니다. 스케일 바 - 10 μm. (D) 정량화는 프로토콜에 따라 고정 및 투과화 과정에서 HEK293T수행된 과산화체체 형광 강도 변화를 보여줍니다. 프로토콜, 평균 ± SEM, N = 100 세포, 3개의 생물학적 반복 검사에서 합쳐진 N = 100 세포, **** - p < 0.0001, Shapiro-Wilks 검사. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 간단한 페옥시좀 검출은 동물 세포에서 10분 이내에 가능합니다. PeroxiSPY 염색은 생세포 내 페옥시좀의 시각화, 정량화 및 추적을 가능하게 하며, 빨간색(재료표)과 원적색 프로브5(재료표)로 제공됩니다. 염색은 과발현 없이 고전적인 과산화좀 표적 신호(PTS1)l 기반 염색10(그림 1B)과 유사한 시각화를 제공합니다. 형광체는 광안정성을 가지고 있어 초해상도 영상 및 다양한 실험 조건(5,9,11)에서 과산화좀 역학의 장기 획득에 사용될 수 있습니다. 또한, 프로브는 과산화좀 기능에 민감하며; 따라서 연구 및 진단 응용을 위해 과산화좀 병리학5를 검출하고 정량하는 데 사용될 수 있습니다. 과산화체의 염색은 과산화체의 대사와 과산화체가 지방산을 수입하고 산화하는 능력에 의존합니다. 따라서 사용되는 세포주에 대한 농도와 시기를 최적화하는 것이 중요합니다. 여기서는 우리가 테스트한 세포주에 적용되는 표준 절차를 제시합니다; 그러나 염색 시기를 24시간까지 연장할 수 있으며, 과산화체와 세포질 형광 강도 비율이 손실되지 않습니다(그림 2B).

이 탐침들은 많은 포유류 세포주(그림 1 및 그림 2)와 제브라피시 다니오 레리오 세포 및 배아5에서 테스트되었으며, 과산화좀에 대한 특이성과 사용 용이성을 보였습니다. 이 탐침들은 다른 동물 세포주에서는 테스트되지 않았으며, 조건과 탐침 농도도 이들에 맞게 최적화되어야 합니다. 프로브는 식물 애기장대(Arabidopsis thaliana cells)에서 페르옥시좀을 염색하지 않습니다.

여기서 몇 가지 문제와 그에 따른 문제 해결책에 대해 논의합니다. 과산화좀과 세포질 비율이 너무 낮다면(과산화체 염색이 낮음), 세포를 신선하게 분리한 후 다시 분리하여 염색하세요. 염색에는 30-70% 합류도를 사용하세요. 프로브의 농도를 최적화하세요(너무 높은 농도는 프로브를 흡수하는 과산화농 용량을 초과할 수 있습니다)과 타이밍(예: 그림 2A를 참조). 35mm 유리 바닥 접시를 사용하세요(96웰 플레이트에서는 소량 혼합 때문에 염색이 더 어렵습니다). 프로브를 마이크로 원심분리관에 넣고 배지와 충분히 혼합한 후 세포에 첨가하세요. 세포주와 조건에 따라 염색에 영향을 미칩니다. 마지막으로 프로브를 씻어내면 배경이 줄어들고; 하지만 신호는 점차 손실되어 영상 촬영이 효과적으로 이루어지는 시간이 단축됩니다.

눈에 띄는 과산화좀이 없다면, 프로브가 배지와 혼합되었는지 확인하세요. 프로브의 농도를 증가시키세요(예: 2 μM). 추가 과산화소마 마커를 도입하여 과산화좀을 시각화할 수 있도록 합니다. 세포마다 염색에 차이가 있을 경우, 모든 배지를 제거하고 알리코트와 충분히 섞은 후 다시 세포에 첨가하는 것이 중요합니다. 이렇게 하면 균일한 착색이 보장됩니다. 만약 여전히 변이가 있다면, 세포 집단이 과산화체 기질 수입 능력이 이질적일 가능성이 있습니다. 규칙적인 분할을 통한 세포 동기화는 균일한 염색에 도움을 줍니다. 신호가 감지되지 않으면 현미경의 레이저 설정이 프로브 여기/방출 파라미터와 호환되는지 확인하세요. 셀 외부 배경이 너무 밝으면 프로브를 씻어 이 배경을 제거하세요; 하지만 신호는 점차 사라져 영상 촬영이 효과적으로 이루어질 수 있는 시간 창이 줄어들게 됩니다. 또한, 고정 요법을 통해 배경을 줄일 수 있습니다. 고정 후 신호가 매우 약하면, Triton-X 100 추가 후 신호가 사라지는지 확인하세요. 이 단계는 하위 응용 분야에 따라 수정되거나 제거할 수 있습니다. 세탁 단계를 줄이세요.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

LR은 Spirochrome AG의 주식을 보유하고 있습니다. 다른 모든 저자들은 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

필수 장비 접근을 제공해 준 생물과학부 영상 및 현미경 센터(IMC)에 감사드립니다. TA는 HFSP 장기 펠로우십(LT000559/2021-L), 사우샘프턴 대학교, 웨섹스 의학 연구 혁신 보조금, 유럽 백질이영양학회(ELA)의 지원을 받았습니다. MS는 EPFL 생명과학대학의 ELISIR 프로그램, 브린 터너-새뮤얼스 재단, 그리고 연구재단(Fondation Bios pour la recherche)의 지원을 받고 있습니다. CH는 왕립 현미경학회 여름 학생 장학금의 지원을 받았습니다. REC는 생명공학 및 생물과학연구위원회(Biotechnology and Biological Sciences Research Council) 발견 펠로우십(BB/Z514767/1)의 지원을 받고 있습니다. MSvA는 생화학회 여름방학 학생 장학금의 지원을 받았습니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
항-PEX14 항체단백질 기술10594-1-AP
공초점 현미경니콘A1rNA 대물렌즈가 높은 공초점 현미경, 예: 60배 오일 NA1.4
DMEM판 바이오텍그리고 nbsp; P04-03590세포 배양 배지
유리 바닥 영상판셀비스D35C4-20-1.5-N
염소 안티-래빗 알렉사 플루어 488 ABCAMAB150081
HEK293TATCCCRL-3216 
페록시SPY555스피로크롬https://spirochrome.com/product/peroxi_spy555/그리고 nbsp; https://doi.org/10.1038/s41467-024-48679-2
페록시스PY650스피로크롬https://spirochrome.com/product/peroxi_spy650/그리고 nbsp; https://doi.org/10.1038/s41467-024-48679-2

참고문헌

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  1. Kassmann, C. M. Myelin peroxisomes - essential organelles for the maintenance of white matter in the nervous system. Biochimie. 98, 111-118 (2014).
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