방법 논문

고밀도 미세전극 배열을 이용한 망백 심부 뇌 자극의 네트워크 전반 메커니즘 조사

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DOI:

10.3791/70507

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2026년 6월 16일

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1Oscar Langendorff Institute of Physiology, University Medical Center Rostock, 2Institute of General Electrical Engineering, University of Rostock, 3Institute for Pharmacology, Pharmacy and Toxicology, University of Leipzig, 4Institute of Applied Microelectronics and Computer Engineering, University of Rostock

이 논문에서

요약

여기서는 생체 내에서 받은 디스토닉 햄스터 모델의 급성 소뇌 절단에서 체외 고밀도 마이크로전극 배열 기록을 위한 프로토콜을 설명합니다. 11일간 연속 창백 심부 뇌 자극.

초록

디스토니아는 자발적 움직임과 지속적인 자세에 영향을 미치는 비정상적인 근육 조절을 특징으로 하는 신경학적 운동 장애입니다. 근긴장이상증은 기저핵 기능 장애와 관련이 있지만, 점점 더 많은 증거가 소뇌가 그 병태생리에 관여하고 있음을 시사합니다. 이 프로토콜은 생 체 내 창백한 심부 뇌자극(DBS)을 디스토닉 햄스터 모델(dtsz hamster )과 외부 고밀도 미세전극 배열(HD-MEA) 기록을 결합하여 소뇌 활동을 조사합니다. 프로토콜에는 (1) 전극 및 자극기 이식을 위한 DBS 수술, (2) 급성 소뇌 절편 준비, (3) 고해상도 전기생리학적 기록, (4) 데이터 분석이 포함됩니다. 대표적인 결과는 11일간의 창백 DBS 시술이 분자층, 푸르킨예층, 과립층에서 스파이크 활동을 정상 수준으로 회복시켰으며, 이는 소뇌 네트워크 관여가 근긴장이상증과 일치함을 보여줍니다. 이 프로토콜은 DBS에 의한 소뇌 활동과 그 조절에 대한 상세한 분석을 가능하게 하여, 신경조절 치료의 네트워크 수준 메커니즘을 조사할 수 있는 플랫폼을 제공합니다.

서론

근긴장이상증은 세 번째로 흔한 운동 장애1번으로, 뚜렷한 임상 징후와 증상을 특징으로 합니다 2,3, 다만 때때로 다른 운동 장애와 혼동될 수 있습니다 4,5,6. 가장 두드러진 임상 특징으로는 무수의적 근육 수축, 반복적인 움직임, 그리고 비정상적이거나 비틀린 자세가 있습니다. 이러한 특징들은 통증, 운동 기능 저하, 피로와 같은 증상과 함께 나타날 수 있으며, 스트레스, 불안 또는 신체적 탈진 시기에 악화될 수 있습니다 8,9,10,11. 디스토니아의 병태생리학은 아직 완전히 밝혀지지 않았습니다12,13. 연구는 전통적으로 기저핵에 초점을 맞추었으나, 점점 더 많은 증거가 소뇌14, 15, 16, 17을 포함한 여러 뇌 영역을 포함하는 네트워크 수준 개념을 지지하고 있습니다. 이 프로토콜은 소뇌 피질의 서로 다른 층에 걸쳐 세포외 네트워크 활동을 조사하여 이긴장이상증의 병태생리에서 이들의 역할을 밝히고, 심부 뇌 자극(DBS)의 네트워크 전반적 메커니즘을 이해하는 것을 목표로 합니다.

뇌심부자극술(DBS)은 내장구(GPi) 또는 시상하핵(STN)을 겨냥하여 특정 형태의 근긴장이상증 치료에 자주 사용되며, 특히 약물 내성이 있는 이완증18,19 유형에 사용됩니다. 또한, 치료 결과는 이질적이고 예측 불가능하며, 유사한 임상 증상을 가진 환자들이 동일한 치료 접근법에 대해 다르게 반응할 수 있습니다20. 디스토니아의 신경망에 대한 보다 포괄적인 이해는 치료 결과를 개선할 수있습니다. 따라서 대규모 실험적 접근법이 필요하며, 이는 동물 모델에서의 전임상 연구를 통해서만 달성할 수 있습니다. 생체 내 DBS 실험과 체외 고밀도 마이크로전극 배열(HD-MEA) 기록을 결합하여, (거의 생리적 신경망 활동에 가까운) 고해상도 모니터링을 통해 디스토니아의 병태생리와 DBS 기전을 더 잘 이해할 수 있습니다.

기저핵과 소뇌는 각각 적어도 부분적으로는 1차 운동 피질(M1)과의 연결을 통해 운동 조절에 영향을 미친다. 선조체 병변과 소뇌의 외과적 제거를 통한 해부학적 연구가 이 생각을 뒷받침합니다23. 우리 연구에서는 근긴장이상증과 관련된 소뇌 이상을 보이는 dtsz 햄스터24,25의 동물 모델을사용했습니다. 고밀도 미세전극 배열(HD-MEA)을 사용하여 우리는 근긴장이상증 및 건강한 햄스터의 소뇌 피질 네트워크 활동을 조사했습니다. 그러나 기존의 전기생리학적 접근법은 층별 네트워크 역학을 포착할 공간 해상도가 부족한 반면, 이 방법은 이 한계를 해결합니다. 반면, 우리는 창백한 뇌 심부에서의 자극이 소뇌 피질 네트워크에 미치는 영향을 조사했습니다.

HD-MEA 시스템은 상세한 전기생리학적 기록을 병렬로 수행하여 소뇌 피질의 각 층(과립층, 푸르킨예층, 분자층)을 분석할 수 있게 하며, 각 층은 운동 서열 처리에 필수적인 역할을 합니다27. 과립층은 과립 세포로 밀집되어 있으며, 이끼 섬유로부터 감각 및 운동 정보를 수신하고 전달하여 초기 신호 통합을 가능하게 하여 추가 처리27. 푸르킨예 세포를 포함하는 푸르킨예 층은 억제 신호를 심부 소뇌핵으로 전달하며, 이 과정에서 입자층과 분자층이 방출 신호를 조절합니다. 수상돌기와 중간뉴런이 풍부한 분자층은 푸르키녜 세포와의 시냅스 상호작용을 통해 복잡한 조절을 지원하며, 운동 출력을 미세 조정한다28. HD-MEA는 다른 기록 기술과 달리 공간 해상도나 샘플링 면적에 제한받지 않아, 디스토니아15에서 관찰되는 변화된 신경 역학에서 각 층의 고유한 기여를 포착할 수 있습니다. 이 방법은 단일 전극 또는 저밀도 기록 방법에 비해 더 높은 공간 해상도와 병렬 기록 능력을 제공합니다. 상보적 금속산화물반도체(CMOS)29,30 기술과 능동 픽셀 센서(APS) 개념을 결합한 HD-MEA 시스템이 있으며, 이는 시간에 따른 대규모 뉴런 집단의 전기 활동을 시각화하는 기능적 영상을 제공합니다31,32. 이 기법을 통해 소뇌 피질의 각 층의 역학을 모니터링할 수 있으며, 다양한 물질로 세척함으로써 특정 시냅스 전달 과정을 조사할 수 있습니다. 이 방법은 복잡한 신경 네트워크 활동과 신경학적 질환 모델에서 계층별 변화를 조사하는 연구에 특히 적합합니다.

이 연구는 자극 시스템의 캡슐화뿐만 아니라 조직 준비, 데이터 수집, 대규모 전기생리학 데이터셋의 분석과 관련된 기술적 도전을 다룹니다. 이 연구를 통해 우리는 고도로 복잡한 신경 처리 현상을 시험 관 내에서 조사할 수 있는 선택지를 제시하는데, 이는 한편으로는 디스토닉 신경 네트워크의 병태생리학적 역학에 대한 보다 분별화된 이해에 기여하고, 다른 한편으로는 DBS의 치료 작용 기전에 대한 지식을 제공합니다.

프로토콜

디스토닉 DTsz 햄스터를 실험에 사용해 시리아 골든 햄스터를 대조하세요26. 총 네 개의 실험군이 본 연구에서 조사되었습니다: (1) 비근긴장 이상 대조군 햄스터(야생형, WT), (2) 토착 미처리 dtsz 햄스터, (3) dtsz-Sham(착상을 받았으나 능동적 자극 없이 진행), (4) dtsz-DBS(슬라이스 준비 전 11일간 지속 생 체 내 DBS). 모든 동물 실험은 EU 지침 2010/63/EU와 동물 보호를 위한 연방법에 따라 7221.3-1-029/20 라이선스에 따라 수행되었습니다.

1. 동물

  1. GV 솔라스33 의 표준 조건 하에 14시간 빛, 10시간 암흑 주기로 동물을 수용하며, 물과 음식(표준 다이어트 햄스터, 알트로민)을 자유롭게 이용할 수 있습니다.
  2. dtsz 돌연변이 햄스터의 근긴장이상증 증상 선별 검사를26세, 20세± 1세와 27세± 4일에 검사합니다
    참고: 이 표준화된 경미한 스트레스 시술은 햄스터를 집 우리에서 꺼내 새 빈 우리로 옮긴 후, 복막 내 또는 피하 식염수 주사, 그리고 단기 수면 박탈로 구성됩니다. 이 경미한 불안을 유발하는 자극의 연속은 반복 가능한 잠복 시간을 가진 근긴장 이상증 발작을 신뢰성 있게 유도하며, 따라서 실험 그룹에 포함되기 전 표현형 선별에 사용됩니다. 비근긴장이상증 대조 햄스터도 그룹 간 비교 가능한 실험 조건을 보장하기 위해 동일한 절차를 거칩니다.
  3. 진통을 위해서는 dtsz-Sham과 dtsz-DBS 그룹 동물을 100 mg·kg-1 구강(p.o.) 메타미졸로 치료합니다. 아래에 설명된 수술 절차에 따라 두 군을 모두 이식합니다.

2. STELLA 자극 시스템의 캡슐화

  1. STELLA 자극 시스템은 만성 이식 과정에서 액체 침투로부터 기기를 보호하기 위해 생체 적합성 접근법으로 캡슐화됩니다. 전자장치는 맞춤형 3D 프린팅 PETG 캡슐에 보관되어 있습니다.
    1. 뚜껑과 캡슐 사이를 실리콘으로 밀봉하세요.
    2. 또한, 케이블 출구에 실리콘으로 하우징을 밀봉하세요.
    3. 건조 후 실리콘에 틈이 보이면 1단계와 2단계를 반복하세요.
    4. 실리콘이 완전히 굳은 후, 에폭시 수지를 100:35 혼합 비율(무게)으로 준비합니다.
    5. 진공 상태에서 수지의 기포를 제거하세요(Vevor RS-1.5).
    6. 몰드 조립 전에 맞춤형 실리콘 몰드의 결합면에 얇은 바셀린 층을 발라서 밀봉을 개선하고 에폭시 경화 후 디몰딩을 용이하게 합니다. 자극기 캡슐을 실리콘 몰드에 넣고, 천천히 에폭시 수지로 몰드를 채워 자극기와 케이블 접합부가 완전히 덮일 때까지 진행하세요. 채울 때 기포를 피하세요.
    7. 수지가 경화되면 캡슐을 몰드에서 꺼내고, 날카로운 모서리를 제거하기 위해 고운 파일이나 연마 도구로 에폭시 표면을 매끄럽게 다듬으세요.
    8. 경화된 에폭시 캡슐 위에 액체 실리콘에 담가 얇은 실리콘 코팅을 마지막으로 덧발라. 플라스틱 피펫을 사용해 케이블 접합부 근처에 실리콘을 추가로 발라주세요. 과도한 실리콘 축적은 코팅 두께를 피하기 위해 경화 전에 막대기로 제거해야 합니다.
    9. 마지막으로, 이식이나 실험 사용 전에 올바른 자극 출력을 확인하기 위해 캡슐화 후 기능 테스트를 수행하세요. 링거의 용액에 STELLA 자극 시스템을 넣고 자기 BIST 기능을 활성화하세요. 올바른 LED 깜빡임 패턴(2 × 2)을 확인하여 적절한 자극 출력과 단락, 열린 회로, 또는 배터리 저 상태가 없음을 나타냅니다34.

3. 자극 시스템 이식을 위한 외과적 절차

  1. 수술 기구(그림 1)와 STELLA(소프트웨어 정의 이식형 모듈러 플랫폼) 자극 시스템 준비34.
    1. 그림 1에 나온 금속 기기를 200°C에서 약 5분간 멸균하세요. 예를 들어, FST 살균기 250을 사용하세요. 기구를 분리할 때 뜨거운 상태임을 유의하세요.
    2. STELLA 자극 시스템을 두 개의 DBS 전극에 70% 에탄올로 소독하세요. 건조된 자극 시스템을 링거 용액이 채워진 팔콘(50mL 원뿔형 튜브)에 하룻밤 동안 넣습니다.
  2. 동물을 준비하세요 (25일에서 32일 사이)
    1. 햄스터 케이지에 마취실(직접 만든 것)을 넣으세요. 햄스터는 잠시 후 자발적으로 관 안으로 걸어 들어갑니다(그림 2A).
    2. 햄스터가 관 안에 있을 때는 관 끝을 닫고 휘발성 이소플루란 배출에 관을 1-2분 동안 연결한다(4% 이소플루란으로 마취 유도 시).
    3. 동물을 원통에서 조심스럽게 꺼내세요. 동물을 온도 조절 장치 위에 올려놓으세요
      표면(약 38 °C)과 호흡 마스크(GM-4; 3% 이소플루란으로 마취 유지 시, 손가락 반사로 마취 깊이 테스트).
    4. 적절한 이발 깎이기로 수술 부위를 면도하세요(그림 2C). 젖은 면봉으로 부위를 청소한 후 0.25% 부피바카인 500 μL을 두피 하수(s.c.)로 주입하여 골막에 추가 국소 마취를 취하세요. 두피를 열기 전에 최소 5분은 기다리세요.
    5. 동물을 조심스럽게 입체성 프레임으로 옮기고, 귀띠로 고정하여 브레그마와 람다가 같은 높이에 있도록 하세요(마취 유지를 위해 이소플루란 함량을 1.5–2.5%로 줄이세요).
    6. 눈물 대체제(TVM Ocry-Gel)로 눈을 보호하세요.

4. STELLA 자극 시스템 이식

  1. 두피 안쪽에 길이 2cm 정도의 피부 절개를 하세요. 견인기(그림 1, 번호 14, 그림 2D)가 피부를 당깁니다. 칼날로 까칠로 골막을 국소적으로 제거하여 두개골을 준비하세요. 면봉으로 출혈 가능성을 멈추세요.
  2. 거칠게 만들기 위해 면끝 어플리케이터로 3% H2O2 를 발라주세요.
  3. 링거 용액의 자극 시스템을 가져와 DBS 전극을 파라필름으로 보호하세요.
  4. 머리에 막 난 피부 절개에 둔한 가위를 넣어 목과 옆구리 쪽으로 5cm 두께의 피부 주머니를 피하에 만듭니다.
  5. 팔콘에서 분리해 피부 소독에 담근 자극기를 삽입하세요.
  6. 면 팁 어플리케이터를 사용해 약 500 μL 항생제(10 mg·g·1 퓨시딘산)를 피부 주머니에 바릅니다.
  7. 두개골에 7mm 구멍 두 개(FST#19007-07로 사용)를 하여 DBS 전극을 AP(−0.6 mm)와 ML(± 2.2 mm)로 구멍 두 개를 뚫습니다.
  8. 구멍 두 개(9mm; FST#19007-09) 각 전극 구멍의 측면에 있습니다. 준비된 구멍에 나사 4개(DIN 84 A2 M1x2)를 나사로 고정합니다(그림 2D).
  9. DBS 전극 두 개(SNEX-100)를 이식하고, 브레그마에 따르면 DV: 6.0 mm입니다. 특정 입체 정성 프레임의 전극 홀더가 전극을 어느 쪽에 먼저 삽입할지 결정한다는 점을 유의하세요(전극 간 거리는 4.4mm입니다).
  10. 전극을 UV-광 경화(Heliobond)로 두 개의 나사에 고정하세요. 두 전극을 모두 이식하면, 두 전극 사이에 UV 경화 결합이 결합된 최종 층이 적용됩니다. 마지막으로 전극은 Compoglass Flow(그림 2E)로 시멘트로 고정됩니다.
  11. 회복 후 최소 3일 이상 DBS 그룹의 자극기를 자기적으로 활성화하여 연속 11일간 DBS를 수행하세요. 본 연구에서는 임상에서 사용하는 자극 매개변수(130 Hz, 50 μA, 60 μs)를 사용했습니다.
  12. 매일 자석으로 햄스터의 옆구리를 쓸어 자극기의 빛 패턴을 확인하세요(그림 2F).

5. 급성 소뇌 절편 조제

  1. 각 동물마다 인공 뇌척수액(ACSF) 1L과 자당 0.5L을 준비하세요(자세한 내용은 표 1 과 표 2 참조).
  2. 뇌 추출 및 절단 시 약 4 °C의 자당 용액을 사용하며, 연속적인 탄산을 사용하세요. 또한, 빠른 해부 시 낮은 조직 온도를 유지하기 위해 얼음처럼 차가운 슬러시 자당을 준비하세요.
  3. 해부 도구, 자당 용액, 페트리 접시, 진동기 설치( 그림 3A 참조)로 작업장을 준비하세요.
  4. 동물의 희생은 DBS 종료 후 약 15분 이내에 이루어져야 하며, 그 직후 소뇌 제거를 시작해야 합니다. 휘발성 이소플루란으로 유도된 심층 마취로 동물의 목을 절단하세요. 머리를 얼음처럼 차가운 슬러시 자당이 담긴 위쪽 페트리 접시에 넣으세요.
  5. 척추관을 통한 내측 절개를 피하여 뇌 조직을 손상으로부터 보호합니다.
  6. 뇌를 얼음처럼 차가운 슬러시 자당이 채워진 새로운 페트리 접시로 옮기고, 절개 시 소뇌가 미끄러지지 않도록 바닥에 필터 페이퍼를 붙여 넣는다.
  7. 먼저, 칼날로 교뇌를 관상으로 절단하여 소뇌를 제거합니다(그림 3B). 그 후 칼날로 소뇌 반구를 시상상 절단으로 제거합니다(그림 3C).
  8. 순간접착제 한 방울로 진동판을 준비하세요. 페트리 접시에서 소뇌 해를 조심스럽게 제거하세요. 이 면을 붙인 후 파라시지탈 단면면을 필터 페이퍼에 톡톡 두드려 말리세요(그림 3D).
  9. 진동판을 트레이에 넣고 자당(반은 슬러시, 반은 용액)을 충분히 채워 벌레를 완전히 잠기게 하세요. 카보겐(CB)을 넣은 가스도 잊지 마세요.
  10. 두께 200 μm의 부시상 소뇌 절편을 0.08 mm·s-1 의 일정한 속도로 절단합니다(그림 3E). 슬라이스를 ACSF에 보관하고, 실내 온도에서 CB로 지속적으로 가스를 첨가한 비커에 보관하세요(그림 3F).
  11. 슬라이스를 상온의 탄산된 ACSF에서 약 40분간 회수한 후 HD-MEA로 옮기며, 이 기간은 기록 전 재가열 및 안정화 기간 역할을 합니다. 이 기간 동안 ACSF는 상온으로 유지하세요.

6. BioCAM DupleX MEA 시스템의 CorePlateTM 싱글웰 녹화를 준비

  1. 실험 시작 최소 30분 전에 BioCAM DupleX 녹음 시스템과 Brainwave 5 소프트웨어(BW5)를 켜세요.
  2. 조직 슬라이스를 CorePlateTM 싱글웰에 올려 녹음하기 전에, 싱글웰을 녹음 장비에 삽입하여 배경 소음 수준을 평가하세요. 고품질 녹음을 위한 최적의 잡음 수준은 9-20 μV여야 합니다.
  3. 금도금 패드는 100% 에탄올(그림 4A-1), 전극 배열은 70% 에탄올, 부드러운 브러시(그림 4A-2)로 세척하세요. 마지막으로 전극 배열을 MilliQ 물로 헹구세요.
  4. HD-MEA/CorePlateTM 싱글웰을 녹화 시스템에 연결하세요(그림 4D-1).
  5. 약 2 mL ACSF를 웰에 피펫 주입합니다. 전극이나 접지에 기포가 없는지 확인하세요(그림 4D-2).
  6. 라이브 획득을 시작하고 최소 30초 이상 BW5로 녹화하세요.

7. 피크 대 피크 진폭 분석

  1. 노이즈 인터페이스를 분석하려면, 전극과 증폭기 회로의 저항성 성분에 의해 생성된 30초간의 내재 노이즈 기록이 포함된 녹화된 *.bxr 파일을 열어야 합니다.
  2. "활동 지도"를 선택한 후 "메트릭" 아래에서 피크 투 피크 진폭을 선택하세요. 스케일은 500 μV로 설정되어 전극 배열 전반의 신호 변동성을 시각화할 수 있습니다(그림 5A).
  3. "활동 지도" 창에서 마우스 포인터를 기록된 전극 위에 위치시키면 "Well Wide Mean" 진폭 값을 표시합니다.
  4. 또는 "그래프 내보내기" 항목에 엑셀 파일(*.xlsx)을 생성하여 평균 진폭 값을 알 수 있습니다. 그 후 엑셀 파일을 열고 평균 진폭 값을 계산하세요 [=Average(Number1; 넘버2;...)].

8. 기준선 잡음(신호 표준편차) 분석

  1. "재생"을 클릭하여 *.brw-파일을 생성하여 베이스라인 노이즈를 분석하세요. 그 다음 "활동 지도"를 선택하고 "메트릭" 항목에서 "표준편차"를 선택하세요. 스케일은 자동으로 30 μV로 설정되어 전극 배열 전반의 신호 변동성을 시각화할 수 있습니다(그림 5B).
  2. "활동 지도" 창에서 마우스 포인터를 기록된 전극 위에 올리면 "넓게 평균" 표준 편차를 표시합니다.
  3. 또는 "차트 내보내기"를 사용해 평균 표준편차를 계산하고 *.xlsx 엑셀 파일을 만들 수도 있습니다. 그 다음 엑셀 파일을 열고 평균 표준편차 [=Average(Number1; 넘버2;...)].

9. 신호 품질 평가를 위해:

  1. 신호 대 잡음비(SNR)를 계산합니다
    figure-protocol-1
    SNR ≥ 5: 우수한 품질
    SNR 2에서 5 사이: 중간 정도의 품질입니다
    SNR < 2: 품질 저하

10. 데이터 수집을 위한 CorePlate 단일 웰에서의 슬라이스 위치 지정

  1. 파스퇴르 피펫의 도움을 받아, 관심 영역이 기록 전극으로 덮이도록 전극 배열에 슬라이스를 위치시킵니다(그림 4 B-1). 우물에서 용액을 제거한다(그림 4 B-2). 세우는 현미경으로 사진을 찍어보세요.
  2. 슬라이스 앵커로 조직을 고정합니다(그림 4C).
  3. 3mL 파스퇴르 피펫을 사용해 ACSF 한 방울을 슬라이스에 첨가합니다.
  4. 액체는 부피가 작은 파스퇴르 피펫으로 제거하세요. 남은 액체를 꼬인 종이 조각으로 제거하세요(이 과정을 7-10번 반복함) (그림 4C-2).
  5. 기록 중 관류를 위해서는 ACSF를 실온에서 사용하고 속도를 2 mL·min-1로 설정하세요. 유입 위치는 조직 슬라이스 위에 위치하며, 유출 지점은 우물 벽에 위치합니다(그림 4D).
  6. 유입과 유출을 추가로 접지하여 관류로 인한 소음을 최소화하는 것이 권장되며, 이는 전선을 통해 녹음 시스템에 연결함으로써 달성할 수 있습니다(그림 4D-1).
  7. 방해를 줄이기 위해 현미경과 방 조명을 끄세요.

11. CorePlateTM 싱글웰을 이용한 네트워크 활동 기록

  1. 녹음 파라미터를 20,000 Hz의 샘플링 주파수로 설정하고, 100 Hz의 하이패스 필터를 사용합니다.
    1. BrainWave 5 소프트웨어에서 '파일'로 가서 새 녹음 세션을 열어보세요.
    2. "출처"를 클릭하세요.
    3. 열기: 칩 파일럿을 설정하고, 다음 조정을 선택하세요:
      샘플링 속도로 자발 신경 활동을 기록: 전극당 20,000 Hz.
      하드웨어 하이패스 필터 컷오프: 100 Hz.
      빛 보상률: 짧음 (직접 빛 자극).
  2. 칩 보정 채널과 원시 트레이스 유형을 선택하세요.
    1. 열기: 제어 신호, 그리고 선택: 내부 칩 보정에서 출력 채널 1.1을 선택.
    2. "+"와 "차트 작성"을 클릭하세요.
    3. 열기: 차트 설정.
    4. 원시 흔적을 선택하세요: 원시와 스파이크.

12. 현미경 이미지를 활동 지도에 삽입하고 정렬합니다

  1. "+"를 클릭하세요.
  2. "오버레이 및 주석"을 통해 현미경 사진을 BW5의 활동 지도에 삽입할 수 있습니다:
  3. 웰 레이어로 가기:
    1. 레이어 관리 와 소뇌 사진을 선택하세요.
    2. 선택한 이미지 레이어를 정렬하세요: 시작을 클릭하세요.
    3. 숫자 순서 뒤에 있는 네 모서리를 클릭하고 적용하세요.

13. 녹음 전 데이터 압축 설정

  1. 데이터를 압축하려면 RECORDER의 첫 페이지로 가세요:
    1. 조종석 모드: 고급
    2. 원시 압축: 웨이블릿 압축 + 이벤트: 스파이크 저장.
    3. 녹화를 시작하기 전에 10분간 재생하세요.
  2. 녹음을 마친 후에는 금도금 패드를 100% 에탄올로 청소하세요. 다음으로 우물에 순수한 물을 채우고 30초간 솔질합니다.
  3. 다음으로, 우물을 70% 에탄올로 채우고 전극 배열을 약 30초간 부드럽게 닦습니다. 마지막으로 우물을 깨끗한 물로 채우고 30초간 부드럽게 솔질을 하세요(이 과정을 2번 또는 3번 반복).
  4. CorePlateTM 싱글웰은 적절한 용기에 건조하게 보관하세요.

14. 기록된 데이터의 오프라인 분석

  1. BW5로 원하는 파일을 열어보세요.
  2. 해부학적 층 할당(분자층, 푸르키녜 세포층, 과립세포층)에 따라 전극을 선택하여 소뇌 피질을 세 그룹으로 나눕니다.
    참고: 관심 영역(ROI) 내 전극 수는 각 층에서 감지된 자발적 활성에 따라 달라져 기록마다 달라졌습니다. 일반적으로 ROI당 단일 슬라이스에서 25-250개의 전극을 분석했습니다. 두 해부학적 층에 걸쳐 위치한 전극은 층 할당의 모호함을 피하기 위해 제외되었다. 추가 평가를 위해 특정 소뇌층에 명확히 귀속된 전극만 포함되었습니다.
    1. 선발 및 그룹화: 유닛 그룹으로 가세요.
    2. 부대 그룹 관리에서 "+"를 눌러 한 그룹을 만들고 이름을 붙이세요.
    3. 그룹에 더 많은 전극을 포함하려면 전극을 선택하고 "선택한 단위를 추가하거나 제거하기"를 클릭하세요.
  3. 정밀 타이밍 스파이크 탐지(PTSD)로 알려진 스파이크 탐지 방법을 사용하여 원시 트레이스를 분석합니다. 이 방법은 미리 정의된 임계값을 초과하는 피크 투 피크 진폭의 상대 최대값과 최소값을 감지하여 정밀하고 정확한 스파이크 식별을 보장합니다.
    1. 데이터 처리: 스파이크 감지 로 가서 모드를 고급으로 설정하세요.
    2. 데이터를 사용하세요: RAW.
    3. 알고리즘: PTSD (정밀 타이밍 스파이크 감지).
    4. 표준편차 계수: 8.0.
    5. 최대 수명: 2.0 ms.
    6. 불응기: 1.0 ms.
    7. 스파이크 할당: 음정점.
    8. 피크 전 파동 지속 시간: 1.0 ms.
    9. 피크 파동 이후 지속 시간: 1.5 ms.
  4. 스파이크 정렬 모드로 가서 모드를 고급으로 설정하세요. 다음 매개변수를 조정하세요:
    1. 피크 이전 파동 측정 시간: 0.5 ms.
    2. 피크 이후 파동 측정 시간: 1.0 ms.
    3. 특징 추출 알고리즘: 르장드르 모멘트.
    4. 특징 수: 3.
    5. 클러스터링 알고리즘: K-Means 및 실루엣.
    6. 클러스터당 최소 스파이크 수: 20개.
    7. 최대 클러스터 수: 3.
    8. 개요 기준: 2.
  5. 데이터를 엑셀로 내보내기.
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결과

창백한 DBS는 그룹 간 피질 층의 스파이크 수를 정상 수준으로 증가시켰다.

우리는 소뇌 피질의 세 층—분자층(ML), 푸르킨예 세포층(PL), 과립세포층(GL)—의 총 스파이크 수를 네 개의 실험군(야생형(WT, N = 8), dtsz-Sz (N = 8), dtsz-샴(N = 7), dtsz-DBS(N = 7)에 걸쳐 분석했으며, 이 동물들로부터 얻은 단편을 분석하였습니다.

디스토닉 조직(dtsz)은 유의미하게 적은 스파이크를 발생시킨 반면, 창백한 DBS는 건강한 대조군과 비슷한 수준으로 스파이크 수를 증가시켰다(표 3). Kruskal-Wallis H 검정은 이를 확인해 주었는데, dtsz DBS 그룹에서 ML 내 스파이크 수가 dtsz 와 dtsz-샴 그룹 모두에 비해 통계적으로 유의하게 증가했음을 보여주었다(χ2(3) = 20.728, p = 0.001; 그림 6A). dtsz-DBS 그룹도 PL 스파이크 증가가 비슷하게 나타났습니다(χ2(3) = 16.855, p = 0.001; 그림 6B) GL (χ2(3) = 13.164, p. = 0.004; 그림 6C)는 WT 그룹과 유사한 값에 도달했습니다(표 3).

figure-results-1
그림 1. 수술 기구 개요. 이미지는 깊은 전극과 자극기 삽입을 위해 특별히 설계된 외과 및 미세 수술 기구가 배치된 트레이를 보여줍니다. 이 도구들은 사용 순서대로 정리되어 있어 절차적 효율성을 높입니다. 이 부위는 청결을 유지하고 시술 중 쉽게 접근할 수 있도록 조직 위에 부착됩니다. 이 체계는 정밀함, 멸균성, 그리고 복잡한 수술 절차에 대한 준비에 중점을 둡니다. (1) 무딘/둔탁한 가위, (2) 봉합 가위, (3) 날카롭고 뾰족한 가위, (4) 바늘 홀더, (5) 봉합 겸자, (6) 곡선형 가시, (7) 톱니형 겸자, (8) 표준 짧은 겸자, (9) 표준 겸자, 긴 겸자, (10) 마이크로 주걱, (11) 재사용 전극, (12) 나사, (13) 드릴 액세서리, (14) 견인 팁/클램프, (15)) 유리 공동반 블록은 0.9% NaCl과 자일로카인으로 채워질 예정입니다. 자세한 내용은 자료 목록을 확인하세요. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

figure-results-2
그림 2. DBS 전극과 자극기 이식을 위한 마취 및 입체 위치 조절 실험 장치. (A) 동물을 맞춤 제작된 유도 챔버에 부드럽게 넣어 마취를 시작합니다. (B) 유도 챔버는 호흡 마스크와 연결되어 마취를 적절히 투여할 수 있도록 합니다(아이소플루란 유도 4% 투여 시 취급 시 안전을 유지). (C) 마취 후 동물은 호흡 마스크가 연결된 가열판으로 옮겨집니다(유지 관리는 저체온증 예방과 면도 중 지속 마취를 보장하기 위해 3% 이소플루란 유지). (D) 동물은 입체 프레임에 신중하게 위치한다. 세로 절개를 하고 클램프를 사용해 피부를 당깁니다. 네 개의 점은 나사 위치를 나타냅니다. 표시된 부위에 나사를 삽입하고, 전극 배치를 위해 추가로 두 개의 점이 표시됩니다. (E) 전극을 GPi에 삽입하고 접착제로 고정한 후 입체 홀더를 제거합니다. 더 나은 고정을 위해 전극 주변에 시멘트를 발라줍니다. 중단된 종방향 봉합선을 사용하여 수술 부위를 봉합하고, (F) 자극기는 동물의 피하 옆구리 부위에 삽입됩니다. 동물은 수술 후에도 살아 있으며, 화살표는 자극기의 위치를 나타냅니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

figure-results-3
그림 3. 뇌 절단 및 절단 과정의 삽화. (A) 해부 수술용 수술 기구. (1*) 수제 한천 페트리 접시, (2*) 한천 페트리 접시, (3*) 카보겐 튜브 고정용 클램프, (4*) 종이 필터, (5*) 블레이드, (6*) 순간접착제, (7*) 진동판/홀더, (8*) 곡선 겸자, (9*) 가위, 날카롭게/둔트. (B) 뇌 샘플 준비: 해부 후 뇌를 절단하며, 점선은 코로나면 절단의 방향을 나타냅니다. (C) 파라시지탈 절개: 지정된 파라시지탈 평면을 따라 뇌를 절단합니다. (D) 조직 고정: 생성된 뇌 조직을 접착제로 판/홀더에 부착하여 정밀 절편 절단을 위해 고정합니다. (E) 진동 절단: 부착된 조직이 부착된 플레이트를 진동암으로 옮겨 초박 절단(200 μm)을 얻습니다. (F) 최종 절편: 정밀 시상 측소뇌 절편이 생성되어 전기생리학적 기록을 위해 준비됩니다35. 자세한 내용은 자료 목록을 확인하세요. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

figure-results-4
그림 4. 좋은 세포 활성을 얻기 위한 단계의 예시입니다. (A) 청소: 이 단계는 HD-MEA의 표면을 청소하여 부착부(접촉 패드, A-1)나 기록 과정(평평한 면, A-2)에 오염이 방해되지 않도록 하는 준비를 포함합니다. (B) 절편 위치: 조직 절편은 HD-MEA(B-1) 위에 신중하게 위치하여 효과적인 전극 접촉을 위해 올바른 정렬을 보장합니다(B-2). 피펫의 얇은 끝(화살표)을 사용해 남은 ACSF를 제거하여 앵커를 삽입할 수 있게 합니다. (C) 슬라이스 부착: 슬라이스는 앵커를 사용해 HD-MEA에 안전하게 위치시킵니다. 이 단계에서는 ACSF 한 방울을 떨어뜨린 후 피펫(C-1; 화살표)과 꼬인 정밀 닦기 종이(C-2)를 사용해 과잉 액체를 조심스럽게 제거하는 것이 중요합니다. 이로 인해 슬라이스가 안정적이고 전극과 잘 연결되어 정확한 기록이 가능합니다. (D) 관류: 마지막으로, 실험 중 조직 절편의 생존 가능성을 유지하기 위해 관류 시스템이 연결되고 시작되며, 유입은 슬라이스 위에 위치하고 유출구는 벽(D-2) 가까이에 있어야 합니다. 또한 녹음 중(화살표로 표시됨) 소음을 최소화하기 위해 땅에 있는 모든 기포를 제거하는 것이 필수적입니다. 추가 접지장치는 유입 및 유출 튜브(D-1) 모두에 부착되어 있습니다. 빨간색 스케일 바는 길이가 1.5mm입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

figure-results-5
그림 5. Brain Wave 5 소프트웨어(BW5)를 이용한 HD-MEA 녹음의 진폭 및 표준편차 측정 지표를 사용하여 신호 품질을 평가합니다. (A) 고유 전극 진폭 값을 추출하기 위해 피크 투 피크 진폭 측정법을 선택함 (스케일: 500 μV). (B) 전극 간 기준선 잡음을 정량하기 위해 선택된 표준편차 측정법 (스케일: 30 μV). 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

figure-results-6
그림 6: 창백 DBS가 소뇌 피질 층( (A) 분자층(ML), (B) 푸르킨예 세포층(PL), (C) 과립층(GL) 전반에 걸쳐 스파이크 활동에 미치는 영향. 박스-위스커 플롯은 각각 평균과 중앙값을 십자선과 수평선으로 표시하며, 25백분위수와 75백분위수를 함께 표시합니다. 각 그룹은 와일드타입(WT, n = 22 슬라이스), dt sz(수술 없는 d_sz , n = 20 슬라이스), dtsz 비활성 DBS(샴, n = 20 슬라이스), dtsz-DBS 활성 (n = 20 슬라이스)입니다. 통계적 유의성은 Kruskal-Wallis 검정을 사용하여 결정한 후, Dunn의 쌍별 비교(*p .< 0.05). 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

이름분자량 [g/ mol]최종 농도 [mol/ l]
나클58.440.124
KCl74.550.003
포도당180.160.01
CaCl2 (물 없음)110.980.0025
NaHCO384,0070.026
NaH2PO4119.980.00125
pH7.35에서 7.40 (HCl로 조절 가능)
삼투압 [mosmol/kg]290에서 300

표 1: 인공 뇌척수액(ACSF) 용액: 소뇌 절편 실험을 위해 ACSF 준비에 사용된 성분의 조성 및 최종 몰 농도. pH는 HCl을 사용해 7.35–7.40으로 조정되었고, 삼투압은 290–300 mOsm·kg-1 사이를 유지하였다.

이름분자량 [g/mol]최종 농도 [mol/L]
사카로스342.300.075
KCl74.550.0025
나클58.440.087
CaCl2 (물 없음)110.980.0005
MgCl295.210.007
포도당180.160.01
NaHCO384.010.025
NaH2PO4119.980.00125
pH7.35에서 7.40 (HCl로 조절 가능)
삼투압 [mosmol/kg]320에서 330

표 2: 자당 용액. 소뇌 절개 준비 과정에서 사용된 자당 용액의 조성 및 최종 몰 농도. pH는 7.35–7.40으로 조정되었고, 삼투압은 320–330 mOsm·kg-1 사이를 유지했다.

그룹:WTDTSZ dtSZ-샴dtsz-DBS
n22202020
분산 계수
ML0.530.550.60.35
PL0.570.570.520.46
글0.480.660.610.51
스파이크 수
ML287240±32605163434±19998234209±31284345915±27113
PL413223±50171194277±24786304568±35692412707±42509
글390817±40139211274±31193325533±44318373208±42220

표 3: 소뇌층 및 실험군 전반의 스파이크 지표 요약. WT – 야생형, 비근긴장이상증 대조 햄스터; DTSZ - 원주민 DTSZ 햄스터; DTSZ-DBS - 11일 동안 지속적으로 자극받은 DTSZ 햄스터; dtsz-Sham - 수술을 받는 DTSZ 햄스터들, 활동성 DBS는 없습니다; ML – 분자층; PL – 푸르키녜 세포층; GL. – 과립 세포층.

토론

우리는 dtsz 햄스터의 병태생리학적 이긴장이상신경망에서 심부뇌자극(DBS) 기전을 조사하는 방법론적 접근법을 기술했습니다. 중요한 단계로는 정확한 전극 이식, 신속한 소뇌 절면 준비, 안정적인 HD-MEA 기록 조건이 있어 신뢰할 수 있는 데이터 수집을 보장합니다. 우리는 수술 절차, 소뇌 절편 준비, 기록 및 분석 기법을 시연하여 DBS에 의한 체 외 소뇌 활동과 그 조절을 탐구합니다. HD-MEA를 이용한 전기생리학적 측정은 고시간 및 공간 해상도36으로 소뇌 자발적 활동을 실시간으로 기록했으며, 이는 근긴장이상증 치료에서 창백한 심부 뇌 자극의 기전 연구에 필요하다고 본다.

근긴장이상증은 현재 기저핵, 소뇌, 피질 회로 간의 기능 장애로 인해 비정상적인 운동 출력이 발생하는 네트워크 장애로 알려져 있습니다37,38. 소뇌 이상이 근긴장이상증에 중요한 역할을 하는 것으로 입증되었으며, 이는 임상 및 실험 연구 모두에서 뒷받침됩니다 15,22,39. 더불어, 세부원숭이의 소뇌 피질에 역행성 광견병 바이러스(RV)를 주입한 해부학적 연구에서는 기저핵의 시상하핵이 소뇌 피질로 상당한 투사를 보이는 것으로 나타났다. 이러한 발견은 DBS 40,41,42의 치료 기전을 연구할 때 기저핵 네트워크와 함께 소뇌 회로를 탐구하는 것이 중요함을 강조합니다. 이 방법은 운동 장애에서 신경 상호작용과 신경 조절 효과를 연구하는 데 특히 적합합니다.

창백 DBS의 네트워크 전반 기전과 관련하여, 연구들은 창백구(GPi) 내부 분절의 DBS가 기저핵뿐만 아니라 피질-선조체 네트워크43, 시상44, 소뇌15와 같은 상호 연결된 영역 전반에 걸쳐 뇌 활동에 광범위한 변화를 유발한다는 것을 입증했습니다. 이러한 관찰은 창백 DBS가 기저핵-소뇌 네트워크 전반의 활동을 조절할 수 있어 근긴장이상증에서의 치료 효과에 기여할 수 있다는 가설을 뒷받침합니다. 이는 DBS 메커니즘을 조사하기 위한 전임상 연구의 필요성과 네트워크 전반의 전기생리학적 변화를 포착하는 데 HD-MEA 기록의 이점을 보여줍니다. 더 나아가, Kotyra 등(2025)의 연구는 근장이상증 운동망 내에서 장기 GPi-DBS에 의해 유도된 장기적인 신경가소성 재형성의 존재를 지지한다45. 생체 내 연구 결과는 dtsz 햄스터에서 창백 자극이 점진적으로 근긴장이상증 심각도를 감소시켰으며, 자극 중단 후에도 유익한 효과가 지속됨을 보여주어 DBS 유발 효과가 급성 자극에만 국한되지 않음을 시사한다45. 또한 최근 전기생리학 연구들은 장기 DBS 이후 시냅스 가소성과 스파이크 패턴의 네트워크 전반 조절을 보여주었으며, 여기에는 소뇌 활동 증가15, 운동 시상 신경세포에 대한 흥분성 입력 증가, 피질 M1에 대한 더 군집된 흥분성 입력 등이 포함됩니다46.

대표적인 결과는 심부 뇌 자극(DBS)이 네트워크 전반에 영향을 미쳤음을 보여주며, 이는 디스토닉 햄스터에서 소뇌 피질의 분자층, 푸르킨예 세포층, 과립 세포층에서 스파이크 활동이 정상화된 것으로 입증됩니다(그림 6). dtsz DBS 그룹에서 관찰된 급증 활동은 야생형 대조군과 유사한 수준에 도달했습니다. 이러한 스파이크 활동의 정상화는 근긴장이상이상증 치료에 DBS의 치료 잠재력을 뒷받침합니다. 특히 dtsz-Sham 그룹은 모든 소뇌층에서 WT 그룹과 비교해 중간 스파이크 값을 보였으며, 이는 전극 이식만으로도 소뇌 네트워크 활동에 영향을 미칠 수 있음을 시사합니다. 이 해석은 전극 이식 자체가자극 시작 전 증상을 일시적으로 개선할 수 있는 임상적으로 설명된 디스토니아 미세병변 효과와 일치합니다. dtsz 햄스터는 발작성 전신근긴장이상증의 주요 특징을 재현하지만, 인간 근긴장이상증 증후군에서 관찰되는 임상적 이질성을 완전히 반영하지는 못합니다. 따라서 이러한 발견을 인간 근긴장이상증에 적용할 때는 주의가 필요합니다.

이 연구는 자극기 캡슐화, DBS 수술, 절편 준비, 대규모 전기생리학 데이터 분석과 관련된 기술적 도전을 다룹니다. CMOS 기반 HD-MEA 기술의 결합은 고도로 복잡한 신경 상호작용의 시험관 내 연구를 위한 견고한 플랫폼을 제공합니다48. 우리의 결과는 근긴장이상증의 병태생리학적 역학에 대한 보다 미묘한 이해에 기여하며, DBS 치료의 네트워크 수준 메커니즘에 대한 귀중한 통찰을 제공합니다. 특정 뇌 영역과 그 상호작용에 대한 상세한 기능 분석을 촉진하는 것은 근긴장이상증 신경 네트워크의 병태생리학적 역학에 대한 보다 구분화된 이해에 기여하며, 한편으로는 DBS의 치료 작용 기전에 대한 통찰을 제공합니다.

이 연구에서는 기술적 문제로 인해 HD-MEA 녹음 중 배경 잡음이 증가하고 안정적인 신호 획득이 방해받았습니다. 일반적인 문제 해결 단계로는 소음원 해결, 적절한 접지 확인, 조직-전극 접촉 유지가 포함됩니다. 높은 소음 수준이나 불안정한 측정 값이 있을 경우, 접지, 케이블 연결, 인근 전기 기기를 먼저 확인해야 합니다. 전극 배열의 공기 방울은 조직-전극 접촉과 기록 안정성에도 영향을 줄 수 있으므로 신중히 제거해야 합니다(그림 4). 또한, 고품질 USB-C-to-USB-C 케이블을 통해 앰프에서 컴퓨터로 안정적인 데이터 전송이 이루어져야 합니다. 지속적인 잡음이 있는 전극은 추가 분석에서 제외해야 합니다. HD-MEA로 세포외 신호를 기록하면 네트워크 활동의 높은 공간 해상도와 중첩된 현미경 이미지와 함께 소뇌 피질의 개별 층에 할당할 수 있지만, 검출된 세포외 활동이 할당된 층이 아닌 다른 층에서 축삭을 교차시켜 발생했을 가능성을 배제할 수 없다. 더불어 통계 분석은 슬라이스 수준에서 수행되었는데, 각 슬라이스는 표준화된 실험 조건 하에서 독립적인 전기생리학적 기록을 나타내지만, 일부 슬라이스는 동일한 동물에서 유래한 것이었습니다.

DBS 중에는 전극 느슨이나 자극기의 기술적 결함으로 인해 추가 문제가 발생할 수 있습니다. 이러한 문제를 최소화하기 위해 전극 고정을 제대로 하고 시술 내내 멸균된 취급 환경을 유지하세요. 이 현상은 본 연구의 모든 임상시험 중 5%에서 발생했습니다. 전극 느슨함을 최소화하기 위해, 접착력을 높이고 미끄러짐을 방지하기 위해 접착제나 치과용 시멘트로 고정하기 전에 두개골 표면을 건조시켜야 합니다. 멸균을 보장하고 기계적 오염을 방지하기 위해 자극기, 전극 끝, 단필라멘트 실은 겸자나 지혈 겸자로만 다루어야 합니다. 또한, 장갑은 에탄올로 소독하고 동물을 다루기 전에 건조하여 감염 위험을 최소화해야 합니다. 소뇌 절단의 신속한 준비는 고품질 전기생리학적 기록에 필수적입니다. 하지만 이로 인해 이식된 DBS 전극의 위치는 사후 확인이 불가능했습니다. 다른 연구에서는 다양한 자극 매개변수가 dtsz-햄스터의 디스토니아 심각도에 미치는 영향을 조사했으며, 동일한 자극 전극과 수술 기법이 사용되었습니다. 여기서는 94%의 시험에서 올바른 전극 위치를 확인할 수있었습니다.

결론적으로, 이 프로토콜은 DBS의 전기생리학적 기전을 연구할 수 있는 강력한 플랫폼을 제공하며, 그 작용 기전에 대한 귀중한 통찰을 제공합니다. dtsz 햄스터는 창백한 DBS가 이장난 표현형에 미치는 전임상 연구와 뉴런 네트워크 활동의 체외 고해상도 기록을 독특하게 가능하게 합니다. 우리의 결과는 디스토니아에서 소뇌 관여 개념을 지지하며, 신경조절 치료의 이해와 최적화에 있어 네트워크 수준의 분석이 중요함을 강조합니다.

공개 사항

저자들은 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

이 연구는 독일 연구 재단(DFG) 협력 연구 센터(SFB 1270/1,2 ELAINE 299150580)의 지원을 받고 있습니다.

재료

```html
이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
3% H2O2Caelo15301730
50 ml conical tubeGreiner Bio-OneFalcon-type conical tube
Agar Petri dishHandmade 
Anaesthesia UnitBioMedical InstrumentsUniventor 1200
BioCam DupleX3BrainBioCAM DupleXCMOS-HD-MEA platform
Blade (5*)Apollo Herkenrath09-025-056
Brainwave Software 53BrainVersion 5CMOS-HD-MEA platform
Breathing maskNarishigeGM-4
Bulk Fill Flowable: Compula RefillDentsply Sirona267-0195For cement
Capsule Dispenser Gun Dentsply Sirona296-0003For cement
CarbogenAir LiquideAir Liqiuide (House system)
Cavity Block GlassAIMAIM40 mm x 40 mm
Clamp (3*)DIEFFENBACH12-1003-04stainless steel 4cm
ComputerDellPrecission 3431
CorePlateTM 1W 38/603BrainAccura HD-MEACMOS-HD-MEA chip
Drill accessory (13)FST19007-07Tip: 7mm
Drill accessory (13)FST19007-09Tip: 9mm
Eco wipes - wipe dispenserDr Schumacher00-915SE001 (1x1) 
Eco wipes - wipe rollsDr Schumacher00-915SE001 (6x1)
ELASTOSILWackerRT 601 A/B
ElectrodeMicroprobesSNEX-100
EthanolCarl Roth GmbH + Co. KGArt-Nr. T913.3
Excavator (10)HLW Dental-Instruments GermanyS-10.28-6
Forceps (5)FST18025-10Stainless Steel 10cm
Forceps (6)AesculapBD311R9cm
Forceps (7)FST91100-12Stainless Steel 12cm
Forceps (8)FST11231-20Stainless Steel 11cm
Forceps (8*) Karl Hammacher9.160 160Wironit 10,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Heated surgical table+integrated gas exhaustBioMedical InstrumentsBioMedical Instruments
heliobondIvoclar Vivadent42040
Ice MachineScotsmanAF 80 AS / WS
Inflow and outflow needlesBD Microlance 1,25 x70mm
Isathal 10mg/gDechraZul.-Nr. 400216.00.00Fucidin
IsofluraneSedana medicalN001254
Mili-Q Water FilterElgaPURELAB flex 3
Needle Holder (4)FST12501-13Tungsten Carbide 13cm
OcteniseptSchülke & MayrAntiseptic solution 
Paper Filter (4*)Carl Roth GmbH + Co. KGAP75.1
ParafilmSigma AldrichHS234526C
Platinum anchor3Brain3Brain
Retractor Tip (14)FST18200-102.5mm
Reused Electrode (11)MicroprobesSNEX-100For Coordinates
RingerB. Braun3570030
Scissor (1)FST14078-10Stainless Steel 10cm
Scissor (2)AesculapBC144R
Scissor (3)FST14058-09Stainless Steel 9cm
Scissor (9*)FST91401-12Stainless Steel 12cm
Screw (12)Online-Schrauben.deDIN 84 A2 M 1x2
ShaverExactaGT415
STELLA (software defined implantable modular platform) stimulation systemnon-commercial; developement of the University of Rostockopen source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA)battery-driven DBS stimulator
Sterelizer 250FST18000-45
StereotaxicNarishigeModel SR-AR
Super glueUHU64212
Tear cream (Panthenol Nose Cream)Jenapharm5541249
Vibratome LaicaVT12005
Xylocain Gel 2%Aspen Pharma1138060
Weigh BoatCarl Roth GmbH + Co. KGHYT9.1
WeigherVoltcraftTS-5000/1
Compounds used for solutions preparation
Calcium chloride (CaCl2)Sigma-Aldrich10043-52-4
D-Glucose(C6H12O6)Sigma-Aldrich50-99-7
Magnesium Chloride (MgCl2)Sigma-Aldrich7786-30-3
Potassium Chloride(KCl)Sigma-Aldrich7447-40-7
Sodium Bicarbonate (NaHCO3)Sigma-Aldrich144-55-8
Sodium Chloride (NaCl)Sigma-Aldrich7647-14-5
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)Sigma-Aldrich7558-80-7
SucroseSigma-Aldrich57-50-1
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