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방법 논문

쥐 수술 피부 상처 모델: 상처 치유 연구 및 생체재료 평가를 위한 접근법

398 조회수

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DOI:

10.3791/71306

⸱

2026년 7월 21일

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1Department of Biological Sciences, State University of Santa Cruz, 2Department of Agricultural and Environmental Sciences, State University of Santa Cruz, 3Division of Infectious Diseases and Geographic Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine

이 논문에서

요약

치유 과정의 다양한 단계에서 생리학적 또는 병리학적 조건에서 다양한 치료제를 평가할 수 있는 쥐 피부 상처 모델이 기술되었습니다. 또한, 조직 복구 기간 동안 상처 수축 속도를 모니터링하기 위한 수동 평면측정 프로토콜도 상세히 안내되어 있습니다.

초록

피부 상처 치유는 염증, 증식, 재형성의 조정된 단계들이 포함된 복잡한 생물학적 과정입니다. 상처 치유의 근본 메커니즘을 더 잘 이해할 필요가 있기 때문에, 절제 동물 상처 모델은 이 과정에 대한 지식을 심화하고 새로운 치료법 개발을 촉진하기 위해 널리 사용되고 있습니다. 이러한 모델에서는 펀치 생검을 이용한 피부 상처 유도가 표준화된 병변을 유도하기 때문에 자주 사용됩니다. 하지만 이 기법은 병변을 원형 형태로 제한하여 일부 실험 목적에는 적합하지 않을 수 있습니다. 이 맥락에서, 쥐의 측면에 표준화된 정사각형 모델을 사용하여 전층 절제 피부 상처를 유도하는 간단하고 재현 가능한 수술 프로토콜을 제시합니다. 이 방법론은 크기와 기하학적 크기가 다양한 병변을 생성할 수 있게 하여, 각 연구의 특정 목표에 맞춘 실험적 유연성을 높이고, 생리적 또는 병리학적 조건에서 치유 과정을 모니터링할 수 있게 합니다. 또한, 수작업 평면측정을 통한 상처 수축 속도를 모니터링하는 방법도 설명되어 있습니다. 이 프로토콜의 실행에는 세심한 주의와 기술적 숙련도가 필요하지 않지만, 고급 외과 기술은 필요하지 않습니다.

서론

피부 상처 치유는 조직의 완전성을 회복하기 위해 여러 차례 조정된 사건으로 구성된 복잡하고 조직된 생물학적 과정입니다. 이 현상은 지혈과 염증, 증식, 재형성 등 뚜렷하지만 겹치는 단계를 거치며 진행됩니다. 염증기는 상처 형성 후 몇 분 후에 시작되며, 부상 후 24시간에서 48시간 사이에 최고조에 달하며, 면역 세포의 모집과 염증 매개체의 방출을 포함합니다. 증식 단계는 재상피화와 육아조직 형성으로 특징지어지며, 부상 후 4일에서 5일 사이에 시작되어 몇 주간 지속될 수 있습니다. 마지막으로 상처는 재형성 단계에 들어가며, 부상 후 3주에 시작되어 몇 달 또는 몇 년간 지속될 수 있으며, 조직 재조직이 특징입니다. 치유가 정상적으로 진행되지 않으면 만성 상처가 발생할 수 있으며, 이는 환자와의료 시스템 모두에게 큰 부담을 주어 새로운 치료법 개발의 필요성을 강조합니다.

동물의 모든 피부층(표피, 진피, 피하 조직)을 외과적으로 제거하여 절제 상처를 만드는 것은 염증, 육아조직 형성, 재상피화, 혈관신생, 그리고 재형성 과정을 조사할 수 있게 합니다. 최근 수십 년간 상처 치유 모델의 채택으로 수많은 발견이 이루어졌으며,이 과정을 촉진하는 분자 및 세포 사건에 대한 지식과 이해가 확장되었습니다. 생체 내 모델은 여러 세포 유형, 환경 단서, 파라크린 상호작용의 존재로 인해 완전한 치유 미세환경을 더 정확하게 나타내기 때문에 인간 상처 수리를 연구하는 가장 예측 가능한 도구로 남아있습니다. 이와 관련해, 쥐와 생쥐는 다루기쉽고 유지보수가 용이하기 때문에 널리 활용됩니다.

이 모델들에서는 펀치 생검이 표준 절제 수술을 제공하기 때문에 외과적 상처를 유도하는 데 자주 사용됩니다. 따라서 문헌에서 기술된 대부분의 실험 모델은7번부터 12번까지의 원형 병변 형성에 기반하고 있습니다. 이 접근법은 널리 받아들여지고 있지만, 대체 기하학적 구조의 사용은 상처 치유 연구를 위한 방법론적 접근을 다양화할 수 있습니다. 이와 관련해, 메스로 상처를 만드는 것은 펀치 생검13, 14, 15, 16, 17, 18에서 사용되는 표준 원형 패턴 밖에서 다양한 크기와 뚜렷한 형태의 병변을 생성할 수 있게 합니다. 더욱이 동물 모델 비교 연구에서는 메스 절개가다른 기법에 비해 초기 조직 손상을 덜 준다는 것이 입증되었습니다.

이 프로토콜은 쥐의 측면 사각형 병변 모델을 사용하여 전층 절제 피부 상처를 유도하는 대체 외과적 방법론을 설명합니다. 제시된 접근법은 병변 부위의 표준화와 조직 수리 과정의 모니터링을 용이하게 합니다. 더 나아가, 생리학적 또는 병리학적 조건 하에서 피부 치유의 다양한 단계에 걸쳐 다양한 치료 전략과 생체재료의 효과를 평가하는 연구에도 적용 가능합니다.

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프로토콜

모든 실험 절차는 산타크루스 주립대학교(UESC)의 동물 이용 윤리 위원회(CEUA)의 승인을 받았습니다. 위스타 쥐(Rattus norvegicus)는 UESC 동물 번식, 유지 및 실험 연구소(LaBIO)/동물 시설에서 CEUA/UESC 프로토콜 No. 010/25에 따라 확보되었습니다. 모든 동물 시술은 NIH 실험동물 관리 및 사용 가이드에 따라 수행되었으며, 동물 복지 및 윤리적 사용에 관한 기관 지침을 준수했습니다. 실험 프로토콜의 전체 설계는 그림 1에 나와 있으며, 이 프로토콜에 사용되는 재료와 장비는 보조 자료로 이용 가능한 재료표 에 자세히 나와 있습니다.

figure-protocol-1
그림 1: 쥐 모델에서 피부 상처 유도 프로토콜의 실험 설계. (A) 동물 진정 후 실험 부위를 면도하고; (B) 이소플루란으로 마취를 유도하고, 반사 상실 시 얼굴 마스크를 통해 적절한 마취면을 유지함; (C) 면도 부위의 방독을 수행하고, 캘리퍼스로 병변 크기를 표시하며, 멸균 메스를 사용해 외과 상처를 만듭니다; (D) 투명 필름 드레싱으로 병변을 보호하고 접착 백킹 페이퍼를 이용한 수동 평면측정; (E) 수술 후 트라마돌 염산염을 12시간마다 3일간 투여할 것; (F) 상처 유도 후 24시간 후에 실험적 치료를 적용; (G) 이전에 정해진 실험 시점에 안락사를 시행하고, 이후 분석을 위해 샘플 채취와 평면측정 추적을 진행합니다. 이 피규어는 저자들이 BioRender를 통해 제작했습니다. 갈방, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. 출판 허가증이 첨부되어 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

1. 동물과 취급

  1. 2개월에서 3개월 된 성체 수컷 위스타 쥐를 사용하세요.
  2. 수술 전날에는 동물 우리를 깨끗이 하고 소독한 상태로 확인하고, 실험 그룹에 따라 라벨을 붙이세요.
  3. 수술 당일에는 디지털 저울로 각 동물의 체중을 재고 값을 기록하세요.
  4. 동물들을 이전에 소독되고 라벨이 붙은 우리에 무작위로 배치하며, 사육 수용 능력을 존중하여 동물 복지 조건을 보장합니다.
  5. 가는 끝 영구 마커를 사용해 꼬리에 있는 각 동물을 실험 그룹과 번호에 따라 식별하여 실험 전 과정 동안 추적 가능성을 보장합니다.
    참고: 이 프로토콜에서는 기관 동물 시설의 동물 가용성과 연구의 구체적 목적에 따라 암컷 동물도 활용될 수 있습니다. 동물의 알파벳 숫자 식별이 권장되며, 글자는 실험 그룹을, 숫자는 동물을 나타냅니다. 예를 들어, A1은 그룹 A, 동물 1을 의미합니다.

2. 수술 전 절차

  1. 진정제
    1. 미리 준비하세요: 면, 70% 에탄올, 동물마다 바늘이 꽂힌 1mL 주사기 1개, 모르핀 설페이트(10 mg/mL), 그리고 CO₂ 챔버를 준비하세요.
    2. 동물의 복부 부위에 70% 에탄올과 면을 사용해 소독을 시행합니다. 마취 전 약물로서, 복부 오른쪽 하부 복강에 5 mg/kg(10 mg/mL) 용량의 모르핀 설페이트를 투여합니다.
    3. 마취 전 약물 투여 후 10분 후, 동물을 CO₂ 챔버에 넣습니다.
      주의: 모르핀 황산염, 주사바늘, CO₂ 노출 시스템, 70% 에탄올은 장갑, 실험실 가운, 보호 안경 등 적절한 개인 보호 장비(PPE)를 착용한 훈련된 인력이 반드시 다루어야 합니다. 바늘과 주사기는 승인된 샤프 용기에 버려야 하며, 화학 및 생물학적 폐기물은 기관의 생명안전 및 유해 폐기물 규정에 따라 처리되어야 합니다.
      참고: 10분 대기 기간 동안 CO₂ 챔버에서 마취 절차를 시행하고 상처 부위를 준비하세요.
  2. 마취 절차
    1. 사전에 준비하세요: 이소플루란 흡입 마취제 4 V%(부피 퍼센트), CO₂ 챔버, 그리고 1개의 열 담요.
    2. CO₂ 챔버에서 4 V% 농도로 이소플루란으로 마취를 유도합니다.
    3. 동물의 반사 신경이 상실된 후에는 CO₂ 챔버에서 얼굴 마스크로 옮깁니다.
    4. 이소플루란을 사용한 동물 마취는 2 V% 또는 적절한 외과적 마취 평면에 유지될 수 있는 농도, 신선한 가스 흐름은 50 mL/min으로 유지됩니다.
    5. 시술 내내 보온 담요를 사용해 동물의 체온을 유지하세요.
      참고: 적절한 외과적 마취면은 동물이 반사 반응이 없고, 손가락 간 기계적 자극에 대한 철수 반응이 없으며, 규칙적인 호흡 운동과 자발적 신체 움직임이 시술 전반에 걸쳐 없다는 것을 보일 때 달성된 것으로 간주됩니다.
      주의: 이소플루란은 휘발성 마취제로 흡입 노출 위험이 있습니다. 따라서 적절한 배기 환기가 필요한 마취 시스템을 사용하여 투여하는 것이 강력히 권장됩니다. 또한, 요원은 가운, 장갑, 마스크, 모자 등 개인 보호 장비를 착용해야 합니다. 마취면과 체온을 지속적으로 모니터링하는 것이 절차 전반에 걸쳐 필요합니다. 잔류 마취제와 오염된 일회용품은 기관의 화학 및 생물학적 폐기물 규정에 따라 폐기되어야 합니다.
  3. 상처 부위 준비
    1. 미리 준비하세요: 거즈 스펀지, 스테인리스 칼날, 70% 에탄올, 10% 포비돈-요오드 또는 0.2% 수용성 클로르헥시딘.
    2. 거즈, 스펀지, 비누를 동물의 왼쪽 옆구리 부위에 바르세요.
    3. 수술대 위에서 동물을 오른쪽 외측 척근 자세로 위치시킵니다.
    4. 왼쪽 옆구리는 스테인리스 칼날이나 전기 면도기로 면도하세요.
    5. 수술 전 거즈 스펀지와 70% 에탄올로 면도 부위에 소독을 3회, 이어서 거즈 스펀지와 10% 포비돈-요오드 또는 0.2% 수용성 클로르헥시딘(3회)을 사용해 소독합니다.
      주의: 날카로운 도구는 신중하게 다루고 사용 후에는 적절한 단단한 용기에 보관해야 합니다. 또한, 설명된 화학물질은 권장되는 개인 보호 장비를 착용하고 눈과 점막과의 접촉을 피해야 합니다. 사용한 칼날은 승인된 날카로운 용기에 버려야 하며, 오염된 거즈, 방부 잔류물, 생물학적 물질은 기관의 생명안전 및 유해 폐기물 규정에 따라 폐기되어야 합니다.

3. 피부 상처 유도

  1. 사전에 준비하세요: 캘리퍼 1개, 미세한 끝 영구 마커 1개, 거즈, 멸균 수술 도구 (No. 23 메스 칼날, 메이요 가위, 해부학 겸자)
  2. 캘리퍼와 영구 마커를 사용해 피부에 네 개의 등간격 지점을 표시해 1 x 1cm 정사각형을 윤곽을 그립니다.
  3. 멸균된 No. 23 메스날, 마요 가위, 멸균 해부학적 겸자를 사용해 표시된 부위 내 피부를 완전히 제거하여 수술 상처를 만들어 피하 조직과 그 아래 근육을 노출시킵니다.
  4. 멸균 거즈를 사용해 상처에 부드럽게 압력을 가해 출혈이 멈출 때까지 지혈을 합니다.
    주의: 혈액과 조직은 잠재적으로 감염성이 있는 생물학적 폐기물로 간주되어야 합니다. 절차 후에는 기관 생물안전 기준을 준수하여 적절한 폐기물을 반드시 수행하세요.
    참고: 상처 유도 시술 전반에 걸쳐 적절한 무균 기법이 적용되는지 확인하세요. 직원에게는 머리망, 장갑, 마스크, 실험복 등 개인 보호 장비(PPE)와 멸균 수술 기구 사용이 의무화되어 있습니다.

4. 상처 부위의 수동 평면측정

  1. 미리 준비하세요: 투명 필름 드레싱, 흰색 종이(8.5 × 11인치), 가는 끝 영구 마커, 투명 접착 테이프.
  2. 투명 필름 드레싱을 5 x 3.5cm 크기로 직사각형으로 잘라 상처 전체를 덮습니다.
  3. 흰 종이에 그룹(예: 그룹 A), 동물(예: A1, A2, A3, A4), 상처 평면측정 수집일을 명시합니다. D0는 상처 유도일에 얻은 평면계량에, DX는 해당 안락사일에 수집된 평면계량(예: D3, D7, D14, D21)에 할당합니다.
  4. 투명 필름 드레싱을 사용해 상처 부위를 기록하고 편지에 옮기세요. 이를 위해 필름을 상처 위에 위치시키고, 가는 끝 영구 마커를 사용해 상처 전체의 윤곽을 따라 수동 평면측정을 수행합니다.
  5. 투명 접착 테이프를 사용해 얻은 평면측정을 해당 식별 종이에 따라 붙입니다(그룹/동물/일). 이 평면측정은 상처 부위를 모니터링하고 실험 내내 수축 속도를 측정하는 데 사용됩니다.
    참고: 드레싱 착용은 동물 간 싸움, 부상 부위의 과도한 핥기, 그리고 상처를 악화시키거나 치유를 방해할 수 있는 식인 행위를 방지하기 위해 권장됩니다. D0는 상처 유도일(기준선)에 해당합니다. 시간점 D3, D7, D14, D21은 유도 후 동물 안락사 및 평면 측정 수집이 이루어지는 3일, 7일, 14일, 21일을 나타내며, 염증, 증식, 재형성 기간 동안 치유 단계를 모니터링할 수 있게 합니다.

5. 즉각적인 수술 후 관리

  1. 트라마돌 하이드로클로라이드를 미리 준비하고, 각 동물마다 바늘이 달린 멸균 1mL 주사기 하나를 따로 준비하여 엄격한 무균 상태를 유지하세요. 또한 상처 보호를 위해 크레이프 붕대와 의료용 테이프를 준비하세요.
  2. 12시간마다 5 mg/kg의 트라마돌 하이드로클로라이드(50 mg/mL)를 피하 투여하여 진통을 시작하고 3일간 유지합니다.
  3. 수술 상처 부위를 크레이프 붕대로 감싸고 의료용 테이프로 고정하여 상처 부위를 보호하세요.
  4. 쥐를 개별 우리에 넣고 마취와 수술 후 회복을 모니터링하세요.
  5. 회복 후에는 동물을 해당 우리로 돌려놓으세요.

6. 치료

  1. 상처 유도 24시간 후에는 원하는 실험적 치료를 시작하며 드레싱을 매일 교체하세요.
    참고: 치료 기간은 각 실험 프로토콜에 따라 다릅니다.

7. 안락사

  1. 동물 윤리 위원회가 승인한 프로토콜에 따라 각 그룹에서 지정된 샘플에 대해 안락사를 시행하세요.
  2. 사망 확인 후에는 4단계에서 설명한 대로 상처의 수동 평면측정을 수행합니다.
    참고: 본 연구에서는 설치류에 적합한 단두대 장치를 이용한 참수로 안락사가 유도되었으며, 이는 기관의 윤리 및 동물 복지 지침을 엄격히 준수한 훈련된 인력에 의해 수행되었습니다. 사망은 수술 후 호흡 운동, 심장 박동, 반사 반응이 없어 확인되었다.

8. 병변 부위의 측정

  1. 병변 부위를 평가하기 위해 영상 분석 소프트웨어가 필요합니다. 추가로, 상처 측정 및 모니터링을 위해 수동 상처 평면측정과 밀리미터 자도 필요합니다.
  2. 선택한 이미지 분석 소프트웨어를 다운로드하고 필요하다면 계정을 만들어 플랫폼에 접근하세요.
  3. 분석을 시작하기 전에 평면측정 이미지에서 두 개의 고정점(예: A, B)을 선택하고 밀리미터 자를 사용해 이 점 사이의 거리를 측정하여 얻은 값을 따로 기록합니다(그림 2, 단계 A).
  4. 앞서 언급한 점들과 함께 이전에 구분된 평면도를 사진으로 찍으세요. 각 실험 그룹 식별과 함께 파일을 저장하세요(그림 2, B 단계).
  5. 영상 분석 플랫폼을 열고 상처 부위 평가를 시작하세요.
  6. 소프트웨어에서 이미지를 열어두면 커서나 스마트폰 터치스크린을 사용해 새로운 점을 표시하고, 이전에 생성된 점들 위에 겹쳐 A와 B로 식별합니다(그림 2, B 단계).
  7. 프로그램은 자동으로 A와 B 지점 사이에 선을 그고, 자로 측정한 밀리미터 또는 센티미터 단위의 측정값을 요청합니다. 이 측정값을 소프트웨어에 입력한 후 "측정"을 클릭하세요.
  8. 프로그램은 상처 부위를 자동으로 감지하고 상처 길이, 너비, 둘레, 면적, 깊이에 관한 데이터를 제공합니다. 평면측에서는 '깊이' 정보가 제공되지 않습니다(그림 2, 단계 C).
  9. 생성된 분석과 함께 이미지를 저장하고 원하는 위치로 내보내세요.
    참고: 이 프로토콜에서 설명된 상처 부위 평가는 재료표에 나열된 상업용 영상 분석 소프트웨어를 사용하여 수행되었습니다. 그러나 사용자 선호도와 기관 가용성에 따라 상처 측정과 디지털 면량 측정이 가능한 동등한 이미지 분석 플랫폼도 활용될 수 있습니다. 소프트웨어가 평면측정 이미지를 자동으로 감지하지 않거나, 외곽선이 평면에서 시각적으로 관찰된 것과 다를 경우, 소프트웨어가 해당 영역을 인식하기 쉽게 하기 위해 외곽선을 보강하는 것이 권장됩니다. 이는 대비되는 색상(예: 빨강)을 사용하고, 약 4cm2 크기의 외부 영역에 텍스처를 적용함으로써 달성할 수 있습니다. 평면측정 추적 사진은 장치 갤러리에서 직접 업로드하거나 카메라로 촬영하여 후속 소프트웨어 분석에 사용할 수 있습니다.

figure-protocol-2
그림 2: ImitoWound를 이용한 병변 부적 측정. (A) 수동 평면측정에서 두 지점(A와 B)을 표시하고, 밀리미터 자로 그 사이의 거리(x) 를 측정합니다; (B) 병변 이미지를 소프트웨어에 업로드하고, 이전에 정의된 동일한 지점(A와 B)을 표시하여 원본 위에 겹쳐 넣습니다; 이전에 수집된 측정값(x)을 입력하여 스케일 보정을 진행하고; (C) 병변 부적 측정을 소프트웨어에 진행 알림; 면적 값이 자동으로 계산되어 시스템에서 제공될 때까지 기다립니다. 이 피규어는 저자들이 BioRender를 통해 제작했습니다. 레사 다 실바, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. 출판 허가증이 첨부되어 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

9. 상처 수축률의 결정 

  1. 평가된 시점에서 상처 면적을 결정한 후, 다음 식을 사용하여 상처 수축률20 을 계산합니다:
    FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
    여기서 A₀ = 0일차의 상처 부위; Ax = 안락사 당일 상처 부위; FF = 상처 폐쇄 비율

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결과

이 실험에서는 은설파디아진을 기준 처리제로 사용했습니다. 이 제품은 병변 유도 24시간 후 상처 침상에 국소 적용되었습니다. 은 설파디아진의 선택은 항균제로서의 확립된 임상 사용과 피부 상처 관리에 기반했다. 데이터는 중앙값과 2분위 범위로 제시되며, 실험 시점당 n = 5마리의 동물이 있습니다. 그림 3A 는 유도 분만일(D0)과 3일, 7일, 14일, 21일에 피부 상처의 거시적 진화를 보여주며, 이는 각 동물의 안락사일에 해당합니다. 그림 3B 는 ImitoWound 소프트웨어를 사용해 분석한 수동 상처 평면측정 데이터를 보여주며, 시간에 따른 면적 측정을 가능하게 합니다.

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토론

인간 상처 치유에 대한 지식이 상당히 발전했음에도 불구하고, 본질적인 어려움과 한계로 인해이 분야 연구에는 실험 모델의 활용이 필수적이다. 이 맥락에서 본 프로토콜은 기존 기법의 대안으로 쥐 옆구리에 메스로 유도하는 전층 절제 상처 모델을 기술하는 것을 목표로 했습니다. 원형 펀치 생검과 관련된 등쪽 부위는 피부 치유 연구에서 가장 널리 사용되는 방법입니다. 그러나 측면을 대체 해부학적 부위로 사용하는 것도 잘 문서화되어 있으며, 조직 수리 평가에 동등한 적용성이 입증되었습니다21, 22, 23. 다른 마우스 모델과 마찬가지로, 이 프로토콜은 상처 수축 과정의 영향을 받는데, 이 현상은 부상 후 피부 수축을 담당하는 근육층인 판니쿨루스 카르노수스(pannicul...

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공개 사항

저자들은 상충하는 이해관계가 없다고 선언한다.

감사의 글

우리는 바히아 주립 자원 재단 (FAPESB)와 니벨 수페리오르 석좌 석유 재단 (CAPES)에 감사드립니다; 재정 지원을 위해 미생물학 및 생명공학 대학원 프로그램인 Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação(PROPP/UESC, PPGBBM/UESC)도 지원했습니다. 또한 수술실과 장비를 제공해 준 수의병원(HVET/UESC)에도 감사드립니다.

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재료

```html
이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
알코올 (에탄올 70%)DinâmicaP.01.0024.006.06.81항균
해부용 핀셋Sigma-AldrichF3892스테인리스강
붕대어느 것이나해당 없음상처 보호
캘리퍼Mitutoyo530-104상처 경계 설정
클로르헥시딘 0.2% 수성 소독액Riohex해당 없음항균
CO2 챔버BontherD149F1LYSZ마취 유도
크레이프 붕대Cremer81876515 cm x 1,25 m
일회용 라텍스 장갑Descarpake0530101비 멸균
거즈 패드Cremer8193427.5 x 7.5 cm
하강 주사기Dercarpacke0324201바늘 포함 1 mL
ImageJImage Jhttps://imagej.net/ij/면적 측정
ImitoWoundImitoWoundhttps://imito.io/pt/imitowound면적 측정
인접 종이 타월Scott Smart48260일반 청소
아이소플루란Cristália7.89668E+12흡입 마취제
절차용 라텍스 장갑절차용 라텍스 장갑 절차용 라텍스 장갑개인 보호 장비
비누어느 것이나해당 없음상처 부위 세척
Mayo 가위, 직선, 날카로움/날카로움Fine Science Tools14001-12스테인리스강
밀리미터 자어느 것이나해당 없음
모르핀 황산염Sigma-AldrichM8777주사용 용액 1 mg/mL
종이 시트어느 것이나해당 없음
영구 마커어느 것이나해당 없음피부 표시
포비돈-요오드RioquimicaZK48BN72E소독제
해부용 메스 블레이드 번호 23Descarpak740801스테인리스강
해부용 메스 손잡이 번호 4Sigma-Aldrich해당 없음스테인리스강
스테인리스강 면도날WilkinsonN/A머리 제거
멸균 수술용 장갑Descarpake0212101멸균
수술용 마스크어느 것이나해당 없음비 멸균
트라마돌 하이드로클로라이드UniãoQuímica7.89601E+12용액 주사 50 mg/mL
투명 필름 드레싱Vital derme150315 cm x 10 m
투명 폴리프로필렌 접착 테이프투명 폴리프로필렌 접착 테이프 투명 폴리프로필렌 접착 테이프상처 보호
PVC 커버가 있는 수의학 온열 담요PrevtechMSO2VT001체온 유지
방수 접착 테이프Cremer81911310 cm x 4.5 m
```

참고문헌

  1. Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
  2. Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
  3. Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
  4. Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
  5. Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
  6. Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
  7. Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
  8. De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
  9. Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
  10. Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
  11. Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
  12. Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
  13. Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
  14. Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
  15. Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
  16. Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
  17. Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
  18. Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
  19. Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
  20. Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
  21. Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
  22. Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
  23. Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
  24. Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
  25. Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
  26. Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
  27. Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
  28. Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
  29. Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
  30. Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.

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