이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

전체 마운트 분석을 이용한 생쥐 후각 신경계 모델 내 In Vivo 조직 복잡성 보존을 통한 신경 재생 연구

117 조회수

⸱

DOI:

10.3791/72036

⸱

2026년 8월 18일

 ,  ,  , 
1Griffith Institute for Biomedicine and Glycomics, Griffith University, 2Clem Jones Centre for Neurobiology and Stem Cell Research, Griffith University

이 논문에서

요약

본 프로토콜은 생쥐 후각 신경계의 해부학적 복잡성을 보존하기 위한 전체 워크플로를 설명합니다. 여기에는 해부, 조직 준비 및 이미징을 포함한 전체 워크플로를 상세히 기술하였습니다. 이 프로토콜은 자연적 회복 상태를 포함하여, 정상 또는 비정상적인 조건에서의 후각계를 연구하는 데 사용될 수 있습니다.

초록

3차원(3D) 이미징 시대에 표준 면역조직화학법은 병리학 및 복잡한 인체 해부학 연구에 있어 매우 한계가 있는 것으로 인식되어 왔습니다. 좁은 단면만을 분석함으로써 더 큰 구조와 조직 구조의 필수적인 측면들이 중요한 맥락적 세부 사항을 잃을 수 있으며, 이는 불완전하거나 오해의 소지가 있는 해석으로 이어질 수 있습니다. 2차원(2D) 절편은 조직 구조에 대한 기본적인 이해를 돕긴 했으나, 생물학적 조직의 진정한 3차원적 실체를 포착하기에는 불충분합니다.

현재 여러 해부학적 영역에 걸친 점점 더 많은 연구에서 평면 표본(flat mount), 전장 표본(whole-mount) 또는 정면 표본(en face) 제작법과 같이 온전한 해부학적 단위를 분리하는 기술을 고해상도 형광 현미경법과 결합하여 채택하고 있습니다. 이러한 접근 방식은 구조적 조직에 대해 더욱 포괄적인 시각화와 해석을 가능하게 합니다. 이는 특히 후각 신경계에서 매우 중요한데, 후각 신경계의 놀라운 재생 능력의 기초가 되는 복잡한 세포 메커니즘을 정의하기 위해서는 전체 두께의 맥락이 필요하기 때문입니다. 얇은 절편으로는 명확히 정의되지 않은 핵심 병태생리학적 특징을 놓칠 위험이 있습니다.

이러한 한계점과 후각 재생을 유도하는 세포 간 상호작용에 관한 지식 공백을 고려할 때, 전체 두께의 조직 복잡성을 보존할 수 있는 정교한 whole-mount 기술을 개발하는 것이 필수적이었습니다. 최적화된 항체 침투 프로토콜과 함께 후각 점막 전체를 전층 샘플로 분리하였습니다. 고해상도 이미징(EVIDENT SpinSR)과 3D 재구성을 통해 in vivo에서의 세포 간 상호작용을 정확하게 시각화할 수 있었습니다.

서론

후각 신경계(ONS)는 평생 동안 신경세포 교체 능력을 유지한다는 점에서 신경 재생 메커니즘을 연구하기 위한 독특하고 잘 확립된 모델입니다1. 하지만 후각 시스템 내 세포들의 행동에 대한 이해가 부족하여, 이러한 신경 수복 능력을 임상적으로 적용하는 가능성은 여전히 제한적입니다2,3,4. 일차 후각 신경세포, 후각초세포(OECs) 및 신경주위 섬유아세포를 포함한 ONS의 세포 반응과 해부학적 구조는 설치류 ONS에 적용된 심각한 물리적 손상 모델과 초박절(<2 µm) 조직 절편법을 이용한 여러 동물 연구에서 설명되었습니다1,2. 이러한 연구들의 동물들은 대개 손상 후 10일에 안락사되었으며, 이는 신경 손상 동안 발생하는 광범위하고 복잡한 조직 리모델링 과정 중 단 한 번의 특정 시점만을 보여주는 좁은 관찰 창을 제공할 뿐이었습니다2. 해당 연구들은 축삭 사멸 후 OECs와 섬유아세포가 손상 부위를 따라 연속적인 통로 형태로 유지된다고 보고하였습니다.

위에서 설명한 여러 제한 사항으로 인해, 활용된 접근 방식은 정보 제공 측면에서는 유용하였으나 ONS의 표면적인 수준에서 저해상도의 개념적 개요만을 제공하였으며, 결과적으로 온전한 ONS 내의 실제 세포 조직에 대한 종합적인 평가를 가로막았습니다3. 그 결과, 중요한 공간적 관계가 간과되었을 가능성이 있습니다.

3차원 조직 구조의 보존은 정확한 해부학적 및 세포 분석을 위해 필수적이며, 여러 장기와 병리 상태 전반에 걸쳐 성공적으로 적용되어 왔습니다4,5,6,7,8,9,10,11,12. 후각 점막 내의 신경 조직 구성을 매핑하기 위해 전장 표본(whole-mount) 접근법이 사용되어 왔으나13,14, 보존된 고유층(lamina propria)을 포함하여 전체 두께의 ONS 구조와 세포 간의 상호작용을 시각화한 연구는 아직 이루어지지 않았습니다.

본 연구에서는 전장 조직 처리, 면역 염색, 고해상도 이미징 및 3차원 재구성을 이용한 마우스 모델 워크플로우를 구축하여 후각 신경계(ONS) 구조의 세밀한 분석을 가능하게 합니다. 본 프로토콜은 기존에 발표된 방법들의 공백을 메우기 위해 개발되었으며, 고유판(lamina propria)을 포함한 전층 후각 점막을 보존 및 유지함으로써 세포 간 상호작용 연구를 가능하게 합니다. 특히, 이렇게 정교해진 조직 수집 및 처리 방법론은 다양한 후각 시스템 모델에 적용 및 결합될 수 있습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

동물 및 형질전환 세포를 포함하는 모든 실험은 호주 연방 유전자 기술 규제 기관(OGTR)의 가이드라인에 따라 그리피스 대학교 생물안전위원회(NLRD/003/2020_var3) 및 그리피스 대학교 동물윤리위원회(MHIQ/04/23/AEC)의 승인을 받아 수행되었습니다.

참고: 본 연구에는 양성 및 음성 모두를 포함하여 총 15마리의 성체 실험용 마우스(8–9주령)가 사용되었습니다. 구체적으로, 모든 OEC가 S100β 프로모터의 제어 하에 밝은 적색 단백질인 DsRed를 발현하는 S100β-DsRed 형질전환 마우스를 사용하였습니다. S100β는 더 넓은 칼슘 결합 단백질 가족의 일부이며, OEC와 같이 중추신경계의 글리아 세포에서 일반적으로 발현됩니다. 이 모델은 내인성 형광 신호를 사용하여 표적 세포 집단을 쉽게 국소화할 수 있어 본 실험의 목적에 최적화되었습니다. S100β-DsRed 형질전환 마우스는 이전에 제작되었으며, 이러한 형질전환 마우스를 사용하는 것이 고정 조직 분석을 위한 면역조직화학법에 비해 OEC 검출 능력을 향상시키는 것으로 나타났습니다15,16,17,18.

1. 머리 수집 및 조직 고정

  1. 실험 시점에 맞춰 CO2 흡입법으로 동물을 안락사시킵니다.
  2. 각막 및 발제 반사가 없는 것으로 사망을 확인한 후, 경추 탈구를 실시하거나 승인된 표준작업지침서(SOP)에 따라 처리합니다.
  3. 가위를 사용하여 머리 전체와 턱을 제거합니다.
  4. 두개골에서 피부를 제거하고 코끝의 연골을 제거하여 비강을 노출시키고 고정제가 효율적으로 침투할 수 있도록 합니다.
    참고: 동물의 코 연골 최전방 부분을 절개하는 이 단계는 비강 내 조직의 적절한 고정을 위해 매우 중요한 것으로 관찰되었습니다.
  5. 머리를 PBS 1×로 빠르게 헹구어 과도한 혈액을 제거합니다.
  6. 4 °C의 롤러 위에서 4% 파라포름알데히드에 12–18시간 동안(최소 6시간 이상, 대상 조직이 고정되기에 충분한 시간) 침전시켜 조직을 고정합니다.
    주의: 파라포름알데히드는 포름알데히드 증기를 방출하는 유해 화학 물질입니다. 흡입, 피부 접촉 및 섭취 시 독성이 있으며, 눈, 피부 및 호흡기 자극을 유발하고 발암 가능성이 있는 물질입니다. 장갑, 실험복 및 보안경을 포함한 적절한 개인보호구(PPE)를 착용하고 흄 후드 내에서만 취급하십시오. 프로토콜 과정에서 발생한 유해 화학 물질 및 생물학적 폐기물은 기관 및 지역 규정에 따라 안전하게 폐기해야 합니다.
    ​참고: 최적화 과정에서 6시간이면 대상 조직을 고정하기에 충분함을 확인했으나, 12시간 이상 고정할 경우 과고정으로 인해 점막 구조가 손상될 가능성이 높았습니다.
  7. 머리를 고정제에서 꺼내어 실온(20–25 °C)의 롤러 위에서 PBS 1×로 3시간 동안 세척합니다.
  8. 머리를 신선한 PBS에 담아 4 °C에 보관하고 48시간 이내에 전체 마운트 점막 조직을 수집합니다.

2. 전장 조직 수집

  1. 현미경 하에서 조직 분리를 수행하십시오.
  2. 메스를 사용하여 정중시상선을 따라 머리를 반으로 절단하십시오.
  3. 비강 내부를 노출시킵니다 (그림 1). 해부학적 부위를 확인하고 전체 해부학적 단면을 이루는 점막 조직을 수집합니다 (그림 1B).
  4. 골절단기를 사용하여 점막강의 일부를 덮고 있는 비중격골을 조심스럽게 절단하여 제거합니다.
    참고: 다음을 확인하십시오. 그림 2A이 단계는 등쪽 벽을 통해 축삭 다발이 지나가는 뼈 아래의 오목한 공동(concave cavity)을 노출시키는 데 매우 중요합니다.그림 1B).
  5. 해당 부위가 노출되면, 곡선 핀셋을 사용하여 오목한 등쪽 벽에서 조직을 조심스럽게 분리하여 걷어냅니다. 하부의 뼈로부터 조직을 들어 올리고, 남은 후각점막을 부드럽게 벗겨내어 손상되지 않은 전장 표본(whole-mount preparation)을 수집합니다.
    참고: 조직이 찢어지는 것을 방지하기 위해 이 단계에서는 각별한 주의가 필요했습니다.
  6. 양측 콧구멍에서 관심 조직을 수집하십시오. 점막은 비중격, 좌우 배측 벽, 그리고 비강의 사골판을 덮고 있습니다.그림 1A, B)비중격, 배측벽 및 체판을 포함하여 양쪽 콧구멍에서 조직을 채취하여 일차 후각 구조가 포함된 해부학적 영역을 분리합니다.그림 2C).
  7. 수집한 조직을 1× PBS로 세척하고 골편을 포함하여 불필요한 조직을 제거한다. 향후 면역조직화학 분석을 위해 조직을 1× PBS에 담아 4 °C에서 보관한다.
    참고: 조직을 장기간 보관해야 하는 경우, 1× PBS와 0.001%(W/V) Sodium Azide 용액에 넣어 4 °C에서 보관하는 것이 권장됩니다.

3. 최적화된 염색 프로토콜

참고: 일반적으로 사용되는 염색 프로토콜은 보통 얇거나 중간 두께의 절편(예: 최대 50 µm)에 최적화되어 있습니다. 따라서 훨씬 더 두꺼운 조직에 맞게 프로토콜을 조정해야 했습니다.
​중요한 단계는 전체 염색 과정 동안 조직을 Eppendorf 튜브 내에 띄워 두고, 시약이 침투하는 동안 튜브를 롤러 위에 올려두는 것이었습니다. 따라서 조직을 이미지 슬라이드 위에 놓은 상태로 염색 단계를 수행하지 않았습니다. 조직을 먼저 띄운 상태에서 염색한 후, 이후에 이미지 슬라이드에 마운팅하였습니다. 이러한 세부 사항을 통해 조직이 접히지 않도록 하였으며, 시약과 항체가 전체 영역에 침투할 수 있도록 하였습니다.

  1. 보관 중인 조직을 꺼내 블로킹 용액(사용 용액은 염색법에 따라 다름)이 들어있는 Eppendorf 튜브에 넣습니다.
    ​참고: 블로킹 용액: PBS 내 3% BSA, 0.3% Triton X-100. 또 다른 중요한 조정 사항은 조직이 각 시약 및 항체 칵테일에 노출되는 시간이었습니다.
  2. 조직을 블로킹 용액에 넣고 상온의 롤러 위에서 3시간 동안 유지합니다.
    참고: 표준 박절 조직 면역염색법과 비교하여 노출 시간을 늘릴 경우, 선택된 항체 및 염색 시약(Table 1)의 농도를 높일 필요가 없음을 확인하였습니다. 이는 고가의 항체 시약 사용량을 최소화하는 효과도 있었습니다. 배양은 롤러 위에서 구를 수 있도록 뚜껑 고정 장치를 제거한 1.5 mL Eppendorf 튜브에서 진행합니다. 시약의 부피는 500 µL였습니다.
  3. 1차 항체와 함께 4°C의 롤러 위에서 72시간 동안 배양합니다.
  4. 상온의 롤러 위에서 PBS 1×를 사용하여 조직을 2회 세척합니다(회당 1.5시간).
  5. 2차 항체(알루미늄 호일로 감쌈) 및 핵 염색 시약과 함께 조직을 상온의 롤러 위에서 최소 4시간 동안 먼저 배양한 후, 4°C의 롤러 위로 옮겨 하룻밤(12–18시간) 동안 배양합니다.
  6. 상온의 롤러 위에서 PBS 1×를 사용하여 조직을 2회 세척합니다(회당 1.5시간).

4. 슬라이드 준비

  1. 에펜도르프 튜브에서 조직을 조심스럽게 꺼냅니다.
  2. 현미경 하에서 조직을 슬라이드 위에 올리고 조직에 접힌 부분이 없는지 확인합니다.
    참고: 형광 표지 없이도 현미경으로 조직의 방향을 식별할 수 있습니다. 점막 조직의 고유층(lamina propria) 쪽이 슬라이드에 닿게 하여, 상피(epithelium)는 유리 슬라이드 쪽을 향하고 고유층은 커버슬립 쪽을 향하도록 배치해야 합니다. 고유층은 염색 없이도 보이는 굵은 신경 다발의 존재로 식별할 수 있습니다. 고유층이 커버슬립 쪽을 향하고 상피 쪽이 슬라이드 유리에 닿도록 방향을 잡으면 염색 및 이미징 과정이 수월해집니다.
  3. 형광 마운팅 용액을 사용하여 커버슬립을 덮고 슬라이드를 밀봉합니다.
  4. 슬라이드는 실온의 어두운 곳에서 하룻밤(12–18 h) 동안 건조시킨 후 4 °C에서 보관할 수 있습니다.

5. 이미지 획득 및 후처리

  1. 저배율 면역형광 이미지 획득
    1. 선형 알파 블렌딩(linear alpha-blending)을 사용하여 이미지 획득 중 자동 스티칭을 수행한다.
      ​참고: 조직 부피를 완전히 포함하도록 시료의 두께에 따라 z-스택 프레임 수를 조정해야 한다.
    2. 15%의 중첩 구간을 두고 인접한 시야를 캡처한다. meandering 획득 패턴을 사용하여 타일 이미지를 획득한다.
    3. 조직 두께에 따라 광학 절편의 총 수를 조정한다.
    4. 이미지 캘리브레이션을 X축과 Y축 모두 215.594 nm/pixel로 설정한다. z-스텝 크기를 0.8 µm로 하여 z-스택으로 이미지를 획득한다.
    5. 마운팅된 전장 조직(whole-mount tissue)을 공초점 현미경 스테이지 위에 놓는다. 30x 대물렌즈(NA 1.04)를 사용하여 개요 이미지를 획득한다.
  2. 고배율 면역형광 이미지 획득
    1. 60× 대물렌즈(NA 1.5)를 사용하여 상세 이미지를 획득한다. 이미지 캘리브레이션을 X축과 Y축 모두 107.923 nm/pixel로 설정한다. z-스텝 크기를 0.41 µm로 하여 z-스택 이미지를 획득한다.
    2. 조직 두께에 따라 광학 절편의 총 수를 조정한다. 그리고 단일 시야에서 이미지를 캡처한다.
      ​참고: 60× 획득의 경우 각 데이터 세트가 단일 시야로 구성되므로 이미지 스티칭이 필요하지 않다.
  3. 조직학적 참조 이미지 획득
    1. 명시야 조명 하에 슬라이드 스캐닝 현미경을 사용하여 HE 염색된 생쥐 머리 정중단면(mid-sagittal) 섹션을 촬영한다.
    2. 40× 대물렌즈(NA 0.95)와 0.63x 카메라 배율을 사용하여 이미지를 획득하며, 이를 통해 25.2×의 유효 배율을 얻는다.
    3. X축과 Y축 모두 픽셀 캘리브레이션이 136.905 nm/pixel인지 확인한다. 그리고 이미지를 단일 초점 평면으로 획득한다.
    4. meander 획득 패턴과 선형 알파 블렌딩을 사용하여 타일 이미지를 자동으로 스티칭한다.
  4. 개요 면역형광 참조 이미지 획득
    1. 10x 대물렌즈를 사용하여 상보적인 개요 면역형광 이미지를 획득한다.
    2. 이미지 획득 중 타일 중첩을 0%로 설정하여 시료를 단일 z-슬라이스로 캡처한다.
    3. 이미지 캘리브레이션을 X축과 Y축 모두 647.249 nm/pixel로 설정한다. 그리고 관심 있는 전체 해부학적 영역을 포함하는 개요 이미지를 생성한다.
  5. 이미지 처리 및 최종 피규어 생성
    1. 획득한 이미지 데이터 세트를 이미지 분석 소프트웨어로 내보낸다. z-스택 데이터 세트로부터 최대 강도 투영(MIP) 이미지를 생성한다.
    2. 후속 분석 및 피규어 제작을 위한 관심 영역(ROI)을 선택한다.
    3. 개요 면역형광 이미지와 이에 대응하는 HE 이미지를 결합하여 해부학적 참조 피규어를 생성한다. 그런 다음, 피규어 제작 전 형광 및 조직학적 데이터 세트 간의 정렬과 해부학적 대응 관계를 검증한다.
      참고: 모든 이미지 스티칭은 미리 설정된 현미경 설정을 통해 이미지 획득 중에 자동으로 수행되어야 하며, 추가적인 후처리가 필요하지 않아야 한다. 본 실험의 경우, Imaris 소프트웨어를 사용하여 3D 렌더링을 생성하였다. 각 획득 채널의 임계 강도(threshold intensity)를 기반으로 하는 표면 렌더링(surface rendering) 플러그인을 사용하여 3D 재구성물을 제작하였다. 최종적으로, 최종 이미지는 Adobe Illustrator에서 편집되었다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

본 연구에서 제시하는 전체 마운트(whole-mount) 방식은 후각 점막 전체를 분리하고 보존하는 것을 가능하게 했습니다. 저희의 경우, 거시적(전체 해부학적 관점) 및 미시적(세포 수준) 척도 모두에서 세포 및 해부학적 변화를 이해하는 데 중점을 두었습니다.

전체 마운트(whole-mount) 방식은 상피 및 고유층 구획을 모두 수집할 수 있게 하며, 우리가 관심 있는 세포인 축삭 다발, 후각 초피세포(OECs) 및 섬유아세포 사이의 공간적 관계를 보존할 수 있게 해줍니다. 이 방식을 통해 점막 조직의 전체 두께와 넓은 표면적을 포함하는 크고 연속적인 데이터 세트를 획득할 수 있었으며(그림 3), 복잡한 세포 구조와 상호작용의 세부 사항(그림 3), 그리고 이러한 요소들이 정상 상태(n = 3) (그림 3A

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

지난 수십 년 동안 과학 분야에서 많은 혁신적인 접근 방식이 개발됨에 따라 3차원 시대가 서서히 시작되었습니다. 예를 들어, 고해상도 형광 현미경과 결합된 복잡한 전장 표본(whole‑mount) 이미징 방법의 개발로 가능해진 3차원 재구성 접근 방식은 여러 전층 조직의 조직 구조를 더 잘 이해하는 데 기여했습니다. 이러한 3차원 렌더링 접근 방식은 혈관, 샘, 일반적인 종양과 같은 여러 인체 구조를 정의하는 데 사용되어 왔습니다4,5,6,7,8,9. 또한, 예를 들어 마우스 뇌 전체에서 병적 구조와 정상 구조 사이의 차이에 대한 정보가 수집되었습니다

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자들은 공개할 사항이 없습니다.

감사의 글

본 연구는 Clem Jones Foundation, Perry Cross Spinal Research Foundation, Motor Accident Insurance Commission의 JSTJ 및 RR에 대한 지원, National Injury Insurance Scheme Queensland의 RR에 대한 펠로우십, 그리고 Perry Cross Spinal Research Foundation의 FO에 대한 펠로우십 기금 지원을 통해 수행되었습니다. 본 프로젝트의 일부는 FO에 제공된 “Griffith University Post-Graduate Research Scholarship (GUPRS)” 및 Griffith University International Postgraduate Research Scholarship (GUIPRS)”의 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
소 혈청 알부민 (BSA)Sigma-AldrichA3294-50G면역조직화학염색
Adobe Illustratorversion 28.5
Anti-beta III Tubulin 항체 - 신경세포 마커Abcamab18207
Anti-PDGFR beta 항체 [APB5]Abcamab91066
bisBenzimide H 33342 trihydrochlorideSigma Aldrich14533
커버슬립 24X50MM NO. 1.5 100PCSBio-strategyEPBRCS245015GP면역조직화학염색
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) 고교차 흡착 2차 항체, Alexa Fluo 488Thermo FisherA-21206
Dumont #15A 골 절단기 - 에폭시 코팅Daniels Health Laboratory Products P/L11215-02조직 박리
Dumont #7 핀셋 - Biologie/DumostarDaniels Health Laboratory Products P/L11297-10조직 박리
Goat anti-Rat IgG (H+L) 교차 흡착 2차 항체, Alexa Fluor™ 647Thermo FisherA-21247
Imaris 소프트웨어Imarisversion 9.5.0이미징
Mayo 박리 가위ProSciTech420SS조직 박리
파라포름알데히드Sigma-AldrichP6148-500G조직 처리
인산염 완충 식염수, 멸균 PBS 정제 (PBS)Thermo Fisher Scientific18912014조직 처리
ProLong Glass 항퇴색 마운팅 용액Thermo Fisher ScientificP36980면역조직화학염색
메스 날 #23Scalpel Blades Swann MortonCOS240B조직 박리
메스 핸들 #4ProSciTechT134조직 박리
아지드화 나트륨Sigma-AldrichS2002-25G조직 처리
수크로스Chem-Supply57-50-1조직 처리
TOMO Adhesion 현미경 슬라이드ProSciTechGEMS63705-09면역조직화학염색
Triton X-100Sigma-AldrichX100-100mL면역조직화학염색

참고문헌

  1. Li Y, Field P M, Raisman G. Repair of adult rat corticospinal tract by transplants of olfactory ensheathing cells. Science. 1997;277 (5334),2000–2002.
  2. Li Y, Field P M, Raisman G. Olfactory ensheathing cells and olfactory nerve fibroblasts maintain continuous open channels for regrowth of olfactory nerve fibres. Glia. 2005;52(3):245–251.
  3. Yamaguchi M, et al. The New Era of Three-Dimensional Histoarchitecture of the Human Endometrium. J Pers Med. 2021;11(8).
  4. Falk M, Ynnerman A, Treanor D, Lundström C. Interactive visualization of 3D histopathology in native resolution. IEEE Transactions on Visualization and Computer Graphics. 2018;25(1):1008–1017.
  5. Kiemen A, et al. In situ characterization of the 3D microanatomy of the pancreas and pancreatic cancer at single-cell resolution. BioRxiv. 2020.2012. 2008.416909, (2020).
  6. Tian J, et al. Three-dimensional reconstruction of laryngeal cancer with whole organ serial immunohistochemical sections. Sci Rep. 2020;10(1):18962.
  7. Lotz JM, et al. Integration of 3D multimodal imaging data of a head and neck cancer and advanced feature recognition. Biochim Biophys Acta Proteins Proteom. 2017;1865(7):946–956.
  8. Nojima S, et al. CUBIC pathology: three-dimensional imaging for pathological diagnosis. Sci Rep. 2017;7(1):9269.
  9. Tainaka K, et al. Chemical landscape for tissue clearing based on hydrophilic reagents. Cell reports. 2018;24(8):2196–2210.e2199.
  10. Onozato ML, Klepeis VE, Yagi Y, Mino-Kenudson M. A role of three-dimensional (3D)-reconstruction in the classification of lung adenocarcinoma. Stud Health Technol Inform. 2012;35(2):79–84.
  11. Hama H, et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of the transparent mouse brain. Nature Neuroscience. 2011;14(11):1481–1488.
  12. Tainaka K, et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 2014;159(4):911–924.
  13. Oberland S, Neuhaus EM. Whole mount labeling of cilia in the main olfactory system of mice. J Vis Exp. 2014;10.3791/52299(94).
  14. Gavid M, et al. Technique of flat-mount immunostaining for mapping the olfactory epithelium and counting the olfactory sensory neurons. PLoS One. 2023;18(1):e0280497.
  15. Windus LC, et al. Stimulation of olfactory ensheathing cell motility enhances olfactory axon growth. Cell Mol Life Sci. 2011;68(19):3233–3247.
  16. Windus LC, Claxton C, Allen CL, Key B, St John JA. Motile membrane protrusions regulate cell-cell adhesion and migration of olfactory ensheathing glia. Glia. 2007;55(16):1708–1719.
  17. Windus LC, et al. Lamellipodia mediate the heterogeneity of central olfactory ensheathing cell interactions. Cell Mol Life Sci. 2010;67(10):1735–1750.
  18. Chehrehasa F, et al. Olfactory glia enhance neonatal axon regeneration. Mol Cell Neurosci. 2010;45(3):277–288.
  19. Ueda HR, et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 2020;21(2):61–79.
  20. Jing D, et al. Tissue clearing of both hard and soft tissue organs with the PEGASOS method. Cell Res. 2018;28(8):803–818.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그

3차원 영상화전층 조직고해상도 현미경 검사항체 침투3D 재구성후각 점막

이 논문이 게재되었습니다

동영상 곧 제공

문의하기
도서관에 추천하기

개인정보 처리방침

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.