방법 논문

마우스에서의 가이드와이어 유도 대동맥판막 협착 모델을 위한 최적화된 프로토콜

DOI:

10.3791/72218

⸱

2026년 8월 21일

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 프로토콜은 C57BL/6 생쥐에서 최적화된 가이드와이어 유도 대동맥판막 협착 모델을 상세히 설명합니다. 맞춤형 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼을 통해 정밀한 출혈 제어가 가능하며, 이를 통해 24시간 생존율 95%(19/20) 및 4주 차 전체 모델 성공률 90%(18/20)를 달성하였습니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

대동맥판막 협착증(AVS)은 고령 인구에서 유병률이 증가하고 있는 주요 심혈관 질환이지만, 질환이 있는 판막 조직의 희소성으로 인해 기전 연구 및 치료제 개발에 심각한 제약이 따릅니다. 본 프로토콜은 출혈 관리를 통해 Honda 가이드와이어 유도 판막 손상 방법을 개선함으로써 재현 가능한 AVS 마우스 모델을 구축하고 최적화합니다. 암수 C57BL/6 마우스를 대상으로 가이드와이어 유도 대동맥판막 손상을 수행하며, 가이드와이어 삽입 및 제거 시 정밀한 출혈 제어가 가능한 맞춤형 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼을 통해 절차를 정교화합니다. 결과 측정 지표에는 24시간 생존율, 4주 차 심초음파 평가 및 조직병리학적 검증이 포함됩니다. 최적화된 프로토콜을 통해 95%의 24시간 생존율(20마리 중 19마리)을 달성하였으며, 생존 동물 중 94.7%(19마리 중 18마리)가 4주 차에 사전 정의된 혈역학적 성공 기준을 충족하여, 심초음파 및 조직학적 분석으로 확인된 전체 모델 성공률은 90%(20마리 중 18마리)였습니다. 이 표준화된 모델은 판막 퇴화 기전을 조사하고 후보 치료 개입법을 평가하기 위한 신뢰할 수 있고 재현 가능한 플랫폼을 제공합니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

판막성 심장 질환은 인구 고령화와 함께 유병률이 증가하며 선진국과 개발도상국 모두에서 상당한 의료 부담이 되고 있습니다1. 경피적 대동맥판막 삽입술(TAVI)이 중증 대동맥판막 협착증의 치료를 변화시켰으나2,3, 판막 퇴행을 유도하는 세포 및 분자적 기전은 여전히 완전히 밝혀지지 않았으며, 질병의 진행을 늦추거나 되돌릴 수 있도록 승인된 약물 치료법도 없는 실정입니다4,5. 판막 질환 연구의 핵심적인 장애물은 연구에 사용할 수 있는 병변 조직의 가용성이 제한적이라는 점입니다6,7. 충분한 양의 인간 대동맥판막 표본을 얻는 것은 매우 어려우며, 병리학적 판막 변화를 안정적으로 재현하는 동물 모델 또한 매우 드물었습니다8. 이러한 공백으로 인해 대동맥판막 협착증(AVS)의 혈역학적 및 조직학적 특징을 재현하는 동물 모델을 개발하기 위한 지속적인 노력이 이어져 왔습니다.

ApoE⁻/⁻ 마우스에게 고지방 식이로 장기간 급여하는 것과 같은 기존의 식이 접근법은 20–24주가 소요되며 성공률이 낮아, 소수의 동물에서만 확정적인 협착 표현형이 나타납니다9,10,11,12. Honda 등이 설명한 가이드와이어 유도 판막 손상 모델은 경동맥 접근을 통해 판막 엽을 기계적으로 손상시킴으로써 이러한 단점들의 상당 부분을 해결하였습니다13. 원래의 기술은 경동맥 박리, 대동맥 판막으로의 가이드와이어 역행 진입, 반복적인 판막 엽 긁기 및 와이어 회전 과정을 포함하며, 이를 통해 수일 내에 급격한 혈역학적 변화가 일어나고 4주까지는 안정적인 협착 표현형이 형성됩니다13,14,15,16. 상대적인 속도와 직접성 덕분에 Honda 방법은 최근의 판막 연구에서 널리 채택되었습니다. 그러나 몇 가지 중요한 공백이 남아 있습니다. 전체적인 절차 세부 사항이 문헌에 충분히 기록되지 않았고, 실험실 간의 표준화가 부족하며, 이 모델에서 수술 후 이환율의 주요 결정 요인인 출혈 조절의 역할이 체계적으로 다뤄진 적이 없습니다. 이러한 불일치는 재현성을 떨어뜨리고 임상적 중개 가능성을 제한합니다.

출혈 제어의 체계적인 최적화가 수술 전후 생존율과 모델의 신뢰도를 유의미하게 향상시킬 수 있다는 가설이 세워졌습니다. 본 프로토콜은 맞춤형으로 설계된 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼을 도입하여 Honda 방법을 개선한 정교하고 표준화된 접근 방식을 제시합니다. 이 장치는 경동맥에 조절 가능한 길이 방향의 장력을 가함으로써, 혈관을 압착하지 않고도 가이드와이어의 삽입 및 제거 중에 완전한 일시적 지혈을 가능하게 합니다. 이러한 접근 방식을 통해, 최적화된 프로토콜은 95%의 24 h 생존율(20마리 중 19마리)을 달성하였으며, 생존 동물 중 94.7%(19마리 중 18마리)가 4주 차에 사전 정의된 혈역학적 성공 기준을 충족하여, 결과적으로 90%(20마리 중 18마리)의 전체 모델 성공률을 나타냈습니다. 실험실 간의 재현성을 용이하게 하기 위해 단계별 절차 문서가 제공됩니다.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

참고: 본 프로토콜에 기술된 모든 동물 실험 절차는 실험동물의 관리 및 사용 가이드라인(Guide for the Care and Use of Laboratory Animals)에 따라 수행되었으며, West China Hospital의 동물실험윤리위원회(IACUC)의 승인을 받았습니다(프로토콜 번호 20240311055). 실험 전반에 걸쳐 수컷 C57BL/6 마우스(8–10주령; 약 22–25 g)와 암컷 C57BL/6 마우스(8–10주령; 약 18–20 g)가 사용되었습니다. 커스텀 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼을 포함하여 본 프로토콜에 사용된 모든 재료, 시약, 기기, 소프트웨어 및 맞춤형 장치는 재료 표(Table of Materials)에 나열되어 있습니다.

1. 수술 전 준비 및 외과적 절개

  1. 100% 산소로 기화된 isoflurane(유도 시 3%, 유지 시 1.5–2%)을 사용하여 마우스를 마취합니다. 발가락 꼬집기(toe pinch)를 통해 발의 회피 반사가 없는지 확인하여 적절한 마취 깊이에 도달했는지 검증합니다.
    주의: Isoflurane은 휘발성 마취제입니다. 능동형 가스 제거 장치를 사용하거나 환기가 잘 되는 곳에서 사용하고, 적절한 개인 보호 장비(PPE)를 착용하며, 기관의 안전 절차를 준수하십시오.
  2. 양쪽 눈에 안연고를 도포합니다. 37 °C로 유지되는 온도 조절 수술 플랫폼 위에 마우스를 앙와위로 배치합니다.
  3. 화학적 제모 크림을 사용하여 전경부(anterior cervical region)의 털을 제거함으로써 수술 부위를 준비합니다.
  4. 포비돈-요오드(또는 클로르헥시딘)와 70% 알코올(또는 따뜻한 멸균 식염수)을 세 번 교대로 사용하여 피부를 소독하며, 마지막은 소독제로 마무리합니다.
  5. 선제적 국소 마취를 위해 계획된 절개선을 따라 0.5% lidocaine을 피하 주입합니다.
  6. 그 후 마이크로 가위를 사용하여 기관 정중선에서 약간 오른쪽에 위치하도록 하여 전경부에 종방향 정중 피부 절개(약 1.0–1.5 cm)를 실시합니다.
    주의: 마이크로 가위, 바늘, 가이드와이어 및 기타 날카로운 도구는 부상을 유발할 수 있습니다. 주의해서 다루고 사용한 날카로운 도구는 지정된 폐기함에 버리십시오.

2. 혈관 분리와 봉합사 배치

  1. 수술용 실체현미경 하에서, 상층의 근막 및 근육층을 둔성 박리하여 우측 총경동맥(RCCA)을 노출시킵니다. 미주신경에 기계적 자극이 가지 않도록 주의하며 RCCA를 인접한 미주신경 및 주변 결합 조직으로부터 조심스럽게 분리합니다.
    참고: 건조를 방지하기 위해 시술 전 과정 동안 침샘과 노출된 조직을 따뜻한 멸균 식염수로 습윤하게 유지하십시오.
  2. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 RCCA의 원위단을 풀리지 않는 매듭으로 단단히 영구 결찰합니다.
  3. RCCA의 근위부 세그먼트에 6-0 실크 봉합사로 느슨한 슬립노트를 만들어 걸어두고, 이후 가이드와이어 삽입 시 사용할 수 있도록 조이지 않은 상태로 둡니다.

3. 플랫폼 적용 및 동맥 절개술

참고: 수술 전, 3D 프린팅 플랫폼을 에틸렌 옥사이드(EtO) 가스로 멸균한 후 충분히 통기시키고, 모든 금속 수술 도구는 오토클레이브로 멸균하십시오.

주의: 에틸렌 옥사이드는 독성, 가연성 및 발암성이 있습니다. EtO 멸균은 승인된 시설에서만 수행하고, 충분한 환기를 실시하며, 기관의 폐기물 처리 절차를 준수하십시오.

  1. 분리된 RCCA 세그먼트 아래에 3D 프린팅된 혈관 지지 플랫폼을 조심스럽게 삽입하고, 역V자형 정점을 혈관 바로 아래에 위치시킵니다.
  2. 미리 배치된 봉합사를 점진적으로 더 높은 측면 노치에 걸어 플랫폼을 천천히 조정함으로써 RCCA에 종방향 장력을 가합니다.
    참고: 역V자형 정점은 혈관 벽을 압착하지 않으면서 혈관의 곡률에 맞도록 120° 각도로 설계되었습니다. 동맥 박동이 더 이상 시각적으로 보이지 않는 정확한 시점에 장력 가하기를 중단하십시오. 이 중요한 시각적 종료점은 과도한 혈관 손상 없이 일시적인 지혈을 보장합니다.
  3. 마이크로 가위를 사용하여 안정화된 RCCA 세그먼트에 작은 횡단 동맥 절개(혈관 둘레의 약 절반)를 실시합니다. 장력이 올바르게 설정되었다면 출혈이 거의 또는 전혀 발생하지 않아야 합니다.

4. 가이드와이어 삽입 및 판막 손상

  1. 현미경 관찰 하에 가이드와이어(직경 0.014 inch / 0.36 mm)를 횡단 동맥 절개술을 통해 대동맥 근부를 향하는 역행 방향으로 동맥강 내에 삽입한다.
    참고: 이 구경은 기발표된 가이드와이어 손상 모델의 표준이며, 마우스 RCCA의 내강 직경(~0.4–0.5 mm)과 유사하여 가이드와이어 대비 혈관 비율이 약 0.7–0.9가 된다.
    주의: 가이드와이어가 혈관이나 주변 조직을 뚫을 수 있다. 시각화 하에 천천히 전진시키고, 사용한 가이드와이어는 날카로운 물체 또는 오염된 수술 폐기물로 처리한다.
  2. 삽입 부위에서 완전한 지혈이 이루어지도록 혈관과 가이드와이어 모두를 둘러싼 기배치된 근위부 슬립노트를 조인다. 슬립노트가 고정되면 혈관 아래의 3D 프린팅 플랫폼을 조심스럽게 제거한다.
    참고: 삽입 중 예상치 못한 출혈이 발생하거나 가이드와이어 직경으로 인해 과도한 마찰이 생기는 경우, 일시적으로 플랫폼의 위치를 조정하여 지혈을 돕거나, 삽입을 재시도하기 전 혈관 내강이 확장될 수 있도록 플랫폼 장력을 약간 줄인다.
  3. 가이드와이어를 RCCA를 통해 대동맥궁을 지나 대동맥판막 방향으로 역행 방향으로 조심스럽게 전진시킨다. 실시간 심초음파 유도 하에 가이드와이어 팁이 대동맥판막을 통과하여 좌심실로 진입했는지 확인한다.
  4. 지혈 상태를 유지하기 위해 근위부 슬립노트를 완전히 조인 상태에서, 대동맥판막을 가로질러 100회의 푸시-풀(전후) 동작을 수행한 후, 판막엽에 대해 가이드와이어를 100회 회전시켜 기계적 판막 손상을 유도한다.
    참고: 100회의 푸시-풀 및 100회의 회전 동작은 자체적인 광범위한 최적화를 통해 시술 시간과 혈역학적으로 유의미한 협착의 신뢰할 수 있는 유도 사이의 균형을 가장 잘 맞추는 횟수로 설정되었다.

5. 가이드와이어 제거 및 상처 봉합

  1. 판막 손상을 완료한 후, 혈관에서 가이드와이어를 천천히 제거합니다.
  2. 근위부 RCCA를 결찰하고 시술 후 출혈을 방지하기 위해, 근위부 슬립노트를 즉시 영구적인 비슬립노트로 전환합니다.
  3. 단속 5-0 나일론 봉합사 또는 외과용 상처 클립을 사용하여 피부 절개 부위를 봉합합니다.
  4. 수술 후 비스테로이드성 항염증제(NSAIDs)를 투여하지 마십시오. 무균 상태에서 시술이 수행되므로 수술 전후 항생제를 투여하지 마십시오.
  5. 동물을 깨끗하고 따뜻한 회복 케이지로 옮기고, 완전히 보행할 수 있을 때까지 지속적으로 모니터링합니다.

6. 판막 통과 혈역학의 심초음파 평가

  1. 수술 4주 후 모든 생존 마우스에 대해 심초음파 평가를 수행하여 대동맥판 협착증의 중증도를 평가한다.
  2. 100% 산소에 3% isoflurane을 혼합한 유도 챔버에 동물을 넣어 마취를 유도한다. 발 반사 소실을 확인하여 마취 깊이를 검증한다. 화학 제모 크림을 사용하여 전흉벽의 털을 제거한다. 각막 건조를 방지하기 위해 양쪽 눈에 안연고를 도포한다.
  3. 마취된 마우스를 온도가 조절되는 영상 플랫폼에 배와로 눕혀 이동시킨다.
  4. 지속적인 심박수 모니터링을 위해 앞발을 표면 심전도(ECG) 전극에 고정한다. 450–550 beats per min의 안정적인 생리적 심박수를 유지하도록 isoflurane 농도(통상 1.0–1.5%)를 조절한다.
  5. 전흉벽을 깨끗이 닦고 미리 데워둔 초음파 커플링 젤을 충분히 도포한다.
  6. B-모드 영상 획득
    1. MX550D 트랜스듀서(40 MHz)가 장착된 Vevo 3100 초음파 시스템을 사용하여, B-Mode 컨트롤을 눌러 실시간 2차원 영상 촬영을 시작한다.
    2. 좌측 흉골 측방 위치에 트랜스듀서를 배치하여 좌심실, 대동맥판 및 상행 대동맥의 흉골 측 장축 뷰를 얻는다. 깊이, 너비 및 2D 게인을 최적화한다.
  7. M-모드 획득 및 좌심실 측정
    1. 흉골 측 장축 뷰에서 M-Mode 컨트롤을 누른다. 유두근 수준의 좌심실을 가로지르도록 샘플링 라인을 배치한다.
    2. Start를 눌러 획득을 시작한다. 최소 3회의 심장 주기를 포함하는 안정적인 트레이스가 얻어지면 Save를 누른다.
    3. Vevo LAB에서 LV Trace 도구를 사용하여 이완기 말과 수축기 말의 심내막을 추적하고, 좌심실 내부 치수, 전벽 및 후벽 두께(LVAWd, LVPWd) 및 좌심실 질량을 기록한다.
  8. 트랜스듀서의 위치와 각도를 조정하여 전용 대동맥궁 뷰를 획득한다.
    ​참고: 이 특정 대동맥궁 뷰를 얻는 것은 초음파 빔을 대동맥판을 가로지르는 혈류 방향과 최적으로 정렬시켜 정확한 판막 통과 속도를 측정하는 데 필수적이다.
  9. 컬러 도플러 평가
    1. 대동맥궁 뷰에서 Color 컨트롤을 누른다. 대동맥판과 근위 상행 대동맥 위에 컬러 박스를 배치한다.
    2. 에일리어싱(aliasing) 없이 수축기 제트가 명확하게 보이도록 컬러 스케일과 게인을 조절한다. Start를 누른 후 Save를 누른다.
  10. 펄스파 도플러 속도 측정
    1. PW Doppler 컨트롤을 누른다. 제트의 가장 좁은 지점(vena contracta)에 샘플 볼륨 게이트를 배치하고, 각도 보정(<60°)을 적용한다.
    2. Start를 눌러 스펙트럼 트레이스를 시작한다. 최소 3회의 심장 주기가 기록되면 Save를 누른다. Vevo LAB에서 Peak Velocity 도구를 사용하여 판막 통과 최고 속도를 측정하고, 최소 3회 주기의 평균값을 구한다.

7. 조직학적 처리 및 대동맥근 염색

  1. 심초음파 평가 후, 발의 회피 반사가 완전히 소실되었음을 확인하여 깊은 마취 상태임을 검증한다. AVMA 동물 안락사 지침(2020년판) 및 기관 승인 프로토콜에 따라 이차 안락사 방법으로 경추 탈구를 수행한다.
    주의: 동물 사체, 적출된 조직 및 혈액으로 오염된 물질은 생물학적/동물성 폐기물이다. 기관의 생물안전 및 동물 시설 규정에 따라 처리한다.
  2. 수술용 미세 가위로 흉강 절개를 하여 심장을 노출시킨다.
  3. 좌심실 첨부에 관류 바늘을 삽입하고 차가운 멸균 인산완충생리식염수(PBS)로 체순환계를 세척한다. 간과 폐가 하얗게 변하면 관류가 성공적으로 이루어진 것이다.
  4. 온전한 심장을 적출하여 상온의 4% 파라포름알데히드(PFA)에 최소 24시간 동안 담가 완전히 고정시킨다.
    주의: 파라포름알데히드는 독성이 있고 자극적이다. 4% PFA는 적절한 개인 보호 장구를 착용하고 화학 흄 후드 내에서 취급하며, PFA 폐기물은 위험 화학 폐기물로 처리한다.
  5. 고정된 조직을 자동 조직 처리기로 옮겨 단계별 에탄올 농도 시리즈를 통한 순차적 탈수, 이어서 자일렌 투명화 및 65 °C에서의 파라핀 왁스 침투를 수행한다.
    주의: 자일렌은 가연성 및 독성이 있으며, 뜨거운 파라핀은 화상을 입힐 수 있다. 자일렌은 흄 후드 또는 승인된 처리기 내에서 취급하고, 자일렌 함유 폐기물은 위험 화학 폐기물로 처리한다.
  6. 처리된 심장을 파라핀 블록으로 포매한다.
    참고: 포매 시 심장의 방향 설정이 매우 중요하다. 세 개의 판막엽 높이에서 대동맥근을 통해 횡단면 절단이 가능하도록 심장을 배치한다.
  7. 회전식 마이크로톰을 사용하여 세 개의 판막엽이 모두 포함되도록 대동맥판 평면을 따라 4–5 µm 두께로 연속 횡단면 절편을 제작한다. 절편을 유리 슬라이드에 부착하여 상온에서 보관한다.
  8. 선택한 슬라이드에 헤마톡실린 및 에오신(H&E) 염색을 수행하여 조직 형태, 구조적 리모델링 및 판막엽 두께를 평가한다.
  9. 인접한 연속 절편에 Von Kossa 염색을 수행하여 판막엽 내에서 짙은 갈색에서 검은색으로 식별되는 광물성 침전물인 이영양성 석회화를 검출하고 정량화한다.

8. 가짜 수술 절차

참고: 이 섹션에서는 Sham 대조군 절차를 설명합니다. Sham 마우스는 대동맥 와이어 손상(AWI) 그룹과 동일한 마취, 피부 준비, 혈관 노출, 동맥 절개 및 역행성 가이드와이어 삽입 과정을 거칩니다. 가이드와이어를 판막 상부 수준까지 진입시키지만, 대동맥 판막을 통과시키지 않으며 기계적인 판막 손상은 수행하지 않습니다.

  1. 단계 1.1.부터 1.5.에서 설명한 대로 마우스를 마취하고 수술 부위를 준비합니다.
  2. 실체현미경 관찰 하에 단계 2.1.에서 설명한 대로 둔성 박리를 통해 RCCA를 노출시킵니다.
  3. 6-0 silk 봉합사로 RCCA의 원위단을 영구 결찰하고, 근위단에 느슨한 슬립노트를 배치합니다(단계 2.2–2.3 참조).
  4. 단계 3.1–4.2에서 설명한 대로 횡단 동맥 절개술을 수행하고 가이드와이어를 삽입합니다.
  5. 심초음파 유도 하에 가이드와이어를 역행 방향으로 상행 대동맥의 판막 상부 수준까지 진전시키며, 가이드와이어 팁이 대동맥판막을 통과하지 않는지 확인합니다.
    참고: 단계 4.4.에서 설명한 push-pull 또는 회전식 판막 손상 동작을 수행하지 마십시오. 가이드와이어를 제거하고 단계 5.1–5.2에서 설명한 대로 근위 RCCA를 즉시 결찰합니다.
  6. 단속 5-0 nylon 봉합사 또는 상처 클립으로 피부 절개 부위를 봉합합니다.
    참고: AWI 그룹과 마찬가지로, 수술 중 진통은 국소 lidocaine 침윤으로 제공됩니다(단계 1.5). 동물을 가온된 회복 케이지로 옮기고 완전히 보행할 수 있을 때까지 모니터링합니다.
  7. Sham 마우스에 대해 AWI 그룹과 동일한 수술 후 모니터링, 4주 차 심초음파 평가 및 조직학적 처리를 수행합니다.

9. 통계 분석 및 연구 설계

  1. 연구 전반에 걸쳐 20마리의 마우스(수컷 10마리, 암컷 10마리)에 AWI 시술을 시행하였으며, 6마리의 C57BL/6 마우스(수컷 3마리, 암컷 3마리)에 Sham 시술을 시행하였다.
  2. 생존한 모든 동물(AWI 19마리, Sham 6마리)에서 최대 판막 횡단 속도(모델 성공을 정의하는 기준)를 측정한다.
  3. 사전에 지정된 성별 균형을 맞춘 6마리의 AWI 마우스(수컷 3마리, 암컷 3마리) 하위 그룹에 대해 세부적인 심초음파 및 조직학적 지표를 분석한다.
  4. 모든 심초음파 및 조직학적 측정은 그룹 할당 내용을 알지 못하는 연구자가 수행하도록 한다.
  5. 모수 검정 전, Shapiro-Wilk 검정으로 데이터의 정규성을 평가한다. 비쌍체 꼬리 양방향 Student's t-test를 사용하여 두 독립 그룹(AWI vs. Sham)을 비교한다.
  6. Kaplan-Meier 방법을 사용하여 생존 데이터를 분석하고 표시한다.
  7. 모든 분석은 GraphPad Prism에서 수행한다. 데이터는 mean ± SEM으로 제시하며, p < 0.05인 경우 통계적으로 유의미한 것으로 간주한다.

결과

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

출혈 제어를 위한 3D 프린팅 플랫폼 개발

기존의 가이드와이어 유도 AVS 모델에서 이환율과 사망률의 주요 원인인 수술 전후 출혈 문제를 해결하기 위해, 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼이 설계되었다(그림 1플랫폼은 생체 적합성(USP Class VI / ISO 10993 준수) 광경화성 수지를 이용한 스테레오리소그래피(SLA) 프린팅으로 제작되었으며, 구조적 두께는 1.07mm입니다. 프린팅 후, 미경화 수지를 제거하기 위해 부품을 이소프로필 알코올로 세척하고 자외선 아래에서 후경화시켰습니다. 표준 SLA 시스템에서 플랫폼을 재현할 수 있도록 전체 설계 파일(.stp)이 제공됩니다. 플랫폼은 정점 각도가 다음과 같은 역V자형 정점 표면을 특징으로 합니다. 120° (그림 1A–B), 이는 과도한 벽 압박을 유발하지 않으면서 분리된 우측 총경동맥의 곡률에 부합합니다. 다단계의 측면 노치(side notches) (그림 1C–D) 작업자가 미리 배치된 봉합사를 걸어 혈관에 조절 가능한 종방향 장력을 가할 수 있도록 합니다. 동맥 박동이 더 이상 보이지 않을 때까지 장력을 점진적으로 증가시키며, 이는 적절한 일시적 지혈이 이루어졌음을 나타내는 시각적 종점입니다. 이러한 접근 방식은 혈관벽에 과도한 압착 손상을 주는 것을 방지하는 동시에, 동맥 절개 및 가이드와이어 삽입을 위한 안정적인 수술 시야를 제공합니다.

가이드와이어 위치의 수술 중 확인

가이드와이어의 정확한 배치는 시술 중 두 단계에 걸쳐 확인되었습니다. 첫째, 실체현미경 직접 시각화 하에 가이드와이어가 횡단 동맥 절개술을 통해 역방향으로 RCCA 내강에 진입하는 것을 관찰하였습니다(그림 2A). 둘째, 실시간 심초음파 영상을 통해 가이드와이어 팁이 대동맥판막을 통과하여 좌심실로 진입했음을 확인하였습니다. B-모드 영상에서 가이드와이어는 대동맥판막 평면을 가로지르는 고에코성 선형 아티팩트로 식별되었습니다 (그림 2B). 컬러 도플러 영상에서는 대동맥판막 수준에서 국소적인 와류가 나타나, 가이드와이어가 판막 엽을 가로질러 위치했음을 추가로 확인하였습니다(그림 2C; 보충 영상 1).

수술 전후 생존율 및 모델 성공률

장력 조절 플랫폼을 수술 워크플로우에 통합한 결과 높은 초기 생존율을 보였다. Kaplan-Meier 분석 결과, 수술 후 24시간 시점에서 95%의 생존율(마우스 20마리 중 19마리; 그림 3A)이 나타났다. 생존하지 못한 단 한 마리의 개체에 대한 사후 검사 결과, 주요 출혈, 구조적 손상 또는 심근 허혈의 증거가 발견되지 않았으며, 이는 사망 원인이 수술 외상보다는 마취 관련 합병증에 기인했음을 시사한다. 4주 차의 모델 성공 여부는 사전 정의된 기준인 최대 판막 횡단 혈류 속도 2,000 mm/s 초과 및 이를 뒷받침하는 조직학적 소견을 사용하여 평가하였다. 생존한 19마리의 동물 중 18마리(94.7%)가 이 기준을 충족하여, 전체 코호트 기준 총 모델 성공률은 90%(마우스 20마리 중 18마리; 그림 3B)였다. 결과는 성별 간에 유사하게 나타났다. 24시간 생존율은 수컷 10마리 중 9마리, 암컷 10마리 중 10마리였으며, 4주 모델 성공률은 남녀 모두 10마리 중 9마리(90%)였다. 단 한 건의 수술 전후 사망 사례는 수컷(마취 관련)이었으며, 단 한 건의 모델 실패 사례는 생존한 암컷이었다.

심초음파를 이용한 대동맥판막 협착증의 확진

수술 4주 후 경흉부 심초음파 검사를 통해 AWI 군에서 중증 대동맥판막 협착증과 일치하는 혈역학적 변화가 확인되었습니다. 정량적 심초음파 값은 평균 ± 표준오차(SEM)로 표시하였습니다. 좌심실 기능 및 리모델링 파라미터는 Sham 군 6마리와 AWI 군 6마리를 대상으로 분석하였으며, 최대 판막 횡단 속도는 생존한 모든 AWI 군 및 Sham 대조군 쥐(n = 19 AWI, n = 6 Sham)에서 측정하였습니다. 4주 차에 AWI 군의 좌심실 박출률은 Sham 대조군보다 약간 낮았으나(56.21 ± 1.15% vs. 61.57 ± 2.12%; p = 0.0503; Figure 3C), 통계적 유의성에 도달하지는 않은 차이였습니다. 펄스파 도플러 기록 결과, AWI 군의 판막 횡단 제트 속도는 2740.89 ± 104.10 mm/s에 달해 Sham 대조군의 988.00 ± 126.24 mm/s에 비해 현저히 증가했습니다(Figure 3D). 정량 분석 결과, Sham 대조군 대비 AWI 군에서 최대 판막 횡단 제트 속도가 매우 유의하게 상승한 것이 확인되었습니다(p < 0.0001; Figure 3E). 압력 과부하 적응의 초기 단계와 일치하게, AWI 군은 동심성 좌심실 리모델링을 보였습니다. 이완기 전벽 두께는 유의하게 증가하였으며(LVAWd 1.14 ± 0.02 vs. 0.96 ± 0.03 mm; p = 0.0016; Figure 3F), 이완기 후벽 두께와 좌심실 질량은 더 높았으나 통계적 유의성에는 도달하지 않았습니다(LVPWd 1.01 ± 0.12 vs. 0.76 ± 0.02 mm, p = 0.0650, Figure 3G; LV mass 124.51 ± 10.63 vs. 104.47 ± 2.45 mg, p = 0.0961, Figure 3H).

판막 리모델링 및 석회화의 조직병리학적 검증

대동맥근의 조직학적 검사를 통해 심초음파 소견을 확인하였습니다. 정량적 조직학적 수치는 평균 ± SEM으로 표시되었으며, 6마리의 Sham 군과 6마리의 AWI 군 마우스를 대상으로 분석하였습니다. AWI 군의 H&E 염색 결과, Sham 대조군에서는 나타나지 않았던 뚜렷한 판막엽 증후 및 구조적 무질서가 관찰되었습니다 (그림 3I). 정량적 형태 측정 결과, Sham 군에 비해 AWI 군에서 평균 판막엽 두께가 유의하게 증가한 것이 확인되었습니다 (p < 0.0001; 그림 3J). Von Kossa 염색 결과, AWI 군의 두꺼워진 판막엽 내에서 진한 갈색에서 검은색의 광물 침전물로 식별되는 광범위한 이영양성 석회화가 나타났습니다. Sham 대조군에서는 광물 침전이 거의 관찰되지 않았습니다 (그림 3K). 정량적 이미지 분석 결과, Sham 대조군에 비해 AWI 군에서 총 석회화 면적 (µm2)이 유의하게 증가한 것으로 나타났습니다 (p < 0.0001; 그림 3L).

figure-results-1
그림 1: 네 가지 뷰로 나타낸 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼의 설계. (A) 전좌측 사시도. (B) 후우측 사시도. (C) 플랫폼 전체 길이 방향 기하학 구조의 측면 프로필 뷰. (D) 역 V자형 정점 영역을 강조한 각도 뷰. 구성 요소 라벨: 110, 플랫폼 본체; 120, 측면 암; 121, 계단식 측면 노치; 130, 작동단; 140, 역 V자형 삽입 정점; 150, 혈관 접촉 지지면; 160, 인접 노치 간의 전이 경사면; 190, 우총경동맥 (RCCA). 플랫폼은 생체 적합성 광경화 수지로 제작되었다 (구조적 두께: 1.07 mm). 3D 구조 도면은 무료 오픈 소스 CAD 시각화 및 모델링 소프트웨어인 FreeCAD를 사용하여 혈관 지지 플랫폼의 원본 CAD 설계 파일 (.stp)로부터 저자들이 생성하였다. 제3자 출판물이나 저작권이 있는 도면은 사용되지 않았다. 원본 CAD 설계 파일은 보충 파일로 제공된다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-2
그림 2: 가이드와이어 위치 선정의 수술 중 및 심초음파 확인. (A) 직접적인 실체현미경 시야 하에 가로 동맥 절개술을 통해 우총경동맥(RCCA) 내강으로 가이드와이어(화살표)를 역행성으로 삽입하는 모습을 보여주는 수술 중 사진. (B) 가이드와이어(고에코성 선상 아티팩트로 식별됨; 화살표)가 대동맥판막을 통과하여 좌심실로 진입하는 모습을 보여주는 B-모드 심초음파 영상. (C) 대동맥판막 수준에서 국소적인 와류를 보여주어 판막 엽을 가로지르는 가이드와이어의 위치 선정을 확인하는 컬러 도플러 심초음파 영상. 가이드와이어 위치 선정 중 판막 횡단 혈류의 실시간 컬러 도플러 시각화 자료는 보충 영상 1에 제시되어 있다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-3
그림 3: 최적화된 대동맥 와이어 손상(AWI) 모델의 생존율, 혈역학, 심실 리모델링 및 조직병리학적 결과. (A) AWI 마우스(n = 20)의 Kaplan-Meier 24 h 생존 곡선. (B) 4주 차 AWI 그룹의 모델 성공(빨간색) 대 실패(검은색) 비율(n = 20); 성공은 최대 판막 통과 속도 > 2,000 mm/s로 정의됨. (C) 박출률(EF; p = 0.0503). (D) Sham(왼쪽) 및 AWI(오른쪽) 마우스의 대표적인 펄스파(PW) 도플러 심초음파 이미지. (E) 최대 판막 통과 속도(n = 19 AWI, n = 6 Sham; p < 0.0001). (F) 이완기 좌심실 전벽 두께(LVAWd; p = 0.0016). (G) 이완기 좌심실 후벽 두께(LVPWd; p = 0.0650). (H) 좌심실 질량(p = 0.0961). (I) 대표적인 HE 염색 대동맥근 절편(Sham, 왼쪽; AWI, 오른쪽). (J) 대동맥판막 엽 두께(p < 0.0001). (K) 대표적인 Von Kossa 염색 대동맥근 절편(Sham, 왼쪽; AWI, 오른쪽). (L) 총 칼슘 침착 면적(µm2; p < 0.0001). 스케일 바 = 500 µm. 모든 정량적 막대 그래프에서 막대는 평균값을 나타내며, 오차 막대는 평균 표준 오차(SEM)를 나타냄. 패널 C, E–H, J, L의 Sham 그룹과 AWI 그룹 간의 정량적 비교는 비쌍체 꼬리 양측 Student’s t-test를 사용하여 수행됨. 정량적 데이터는 Sham 및 AWI 그룹(그룹당 n = 6)에서 얻었으나, 패널 E의 최대 판막 통과 속도는 생존한 모든 AWI 마우스와 Sham 대조군(n = 19 AWI, n = 6 Sham)에서 측정됨. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

보충 영상 1: 가이드와이어 배치 중 판막 횡단 혈류의 컬러 도플러 심초음파 시각화. 이 영상은 AWI 시술 중 대동맥판막 수준에서의 실시간 컬러 도플러 영상을 보여주며, 판막 엽을 가로지르는 가이드와이어 배치로 인해 유도된 국소적인 와류를 나타냅니다. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 프로토콜은 대동맥판막 협착증의 안정적이고 안전한 동물 모델에 대한 상세한 설명을 제공합니다. 이 방법의 특징은 총경동맥으로의 가이드와이어 삽입을 용이하게 하는 보조 플랫폼입니다. 이 플랫폼은 생체 적합성 광경화성 수지(구조적 두께 1.07 mm)를 이용한 스테레오리소그래피(SLA) 프린팅으로 제작되었으며, 정점 각도가 120°인 역 V자형 정점 표면을 포함하고 있습니다. 전체 설계 파일은 보충 .stp 파일로 자유롭게 이용 가능합니다. 이 장치는 가이드와이어의 원활한 진입을 보장하고 수술 전후의 혈액 손실을 객관적으로 제어함으로써 모델 마우스의 단기 및 장기 생존율을 보호합니다. 최초 설명 이후, 가이드와이어로 유도된 모델은 경증에서 중증의 협착증을 생성하기 위해 손상 강도를 조절하는 단계별 중증도 변형 모델을 포함하여 더욱 정교화되고 특성화되었으며17, 최근에는 수술 전후 합병증을 기록한 보고서들이 발표되었습니다18. 본 프로토콜은 수술 전후 출혈 문제를 체계적으로 해결함으로써 이러한 연구 결과들을 기반으로 구축되었습니다.

본 프로토콜의 여러 단계는 모델 유도를 성공시키는 데 매우 중요하므로 특별한 주의가 필요합니다. 첫째, 3D 프린팅 플랫폼을 통해 가해지는 종방향 장력의 정도를 정밀하게 보정해야 합니다. 장력은 동맥의 박동이 시각적으로 보이지 않을 때까지만 증가시켜야 합니다. 장력이 불충분하면 동맥 절개술 동안 출혈이 지속되며, 과도한 장력은 내피 세포 손상 및 혈관 파열의 위험을 초래합니다. 둘째, 플랫폼을 제거하기 전에 근위부 슬립낫(slipknot)을 혈관과 가이드와이어 모두에 단단히 조여야 합니다. 슬립낫이 제대로 고정되지 않은 상태에서 플랫폼을 조기에 제거하는 것은 시술 중 출혈이 발생하는 가장 흔한 원인입니다. 셋째, 심초음파 유도하에 가이드와이어가 좌심실로 진입했는지 확인하는 것이 필수적입니다. 이 확인 단계가 없으면 시술자는 가이드와이어가 대동맥판막에 정확하게 위치했는지 확신할 수 없으며, 불완전한 손상으로 인해 모델 제작에 실패하게 됩니다.

몇 가지 일반적인 합병증이 예상될 수 있으며 이에 대한 관리가 필요합니다. 가이드와이어 삽입 중 출혈이 발생하면, 계속 진행하기 전에 플랫폼을 혈관 아래로 다시 배치하여 일시적인 지혈 상태를 재확립해야 합니다. 경동맥 구경이 더 작은 동물에서는 플랫폼의 장력을 약간 줄여 가이드와이어가 들어갈 수 있도록 혈관 내강을 확장할 수 있습니다. 이 모델은 결과 해석 시 고려해야 할 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 기계적 와이어 손상은 급성 기계적 및 염증성 판막 손상을 유발하며, 이는 인간의 석회성 대동맥 판막 협착증의 특징인 만성적이고 지질 주도의 퇴행성 과정과는 다릅니다17,19,20,21. 따라서 조직학적 특징은 판막 비후와 이영양성 석회화를 재현하지만, 인간 질병의 모든 분자적 사건을 완전히 재현하지는 못할 수 있습니다. 본 프로토콜은 8–10주령의 암수 C57BL/6 마우스 모두에서 개발 및 검증되었습니다. 하지만 다른 계통이나 고령 동물에 대한 적용 가능성은 독립적인 검증이 필요합니다. 경동맥 직경과 심장 해부학적 구조의 성별 차이는 수술 난이도와 혈역학적 결과에 영향을 줄 수 있으므로, 연구자는 후속 분석에서 성별을 생물학적 변수로 보고하는 것이 권장됩니다22. 또한, 우측 총경동맥의 영구 결찰은 이 절차의 고유한 특성입니다. 마우스의 윌리스 환(Circle of Willis)이 뇌로의 측부 관류를 제공하여 뚜렷한 신경학적 결손은 관찰되지 않았으나, 미세한 인지적 또는 뇌혈관적 영향은 배제할 수 없습니다. 기초(절차 전) 심초음파 검사는 수행되지 않았습니다. 동시 sham 그룹이 정상 판막 기능의 대조군 역할을 했으며, 개체 내 비교를 가능하게 하고 C57BL/6 마우스에서 보고된 드문 자발적 대동맥 판막 이상(미수정 계통에서 ~0.3%)을 선별하기 위해 가능한 경우 기초 스캔을 수행하는 것이 권장됩니다. 본 연구에서는 대동맥판 폐쇄부전이 체계적으로 평가되지 않았습니다. 손상으로 유도된 대동맥판 폐쇄부전의 빈도와 협착 심각도와의 관계는 전용 평가가 필요하며, 이는 향후 연구에서 다뤄질 예정입니다.

해당 플랫폼의 잠재적인 단점 또한 고려되어야 합니다. 장치가 경동맥을 따라 주행하는 미주신경을 포함한 인접 구조물을 기계적으로 자극할 수 있으나, 플랫폼의 둥글고 뭉툭한 모서리와 혈관에 적합한 120° 정점, 그리고 짧은 적용 시간을 통해 이러한 위험을 최소화하였으며, 본 연구에서는 장치로 인한 호흡 이상이나 기타 명백한 합병증이 관찰되지 않았습니다. 기존의 대체 방법들과 비교했을 때, 이 최적화된 프로토콜은 몇 가지 실질적인 장점을 제공합니다. ApoE⁻/⁻ 마우스의 식이 모델은 20–24주간의 고지방 식이 공급이 필요하며 협착 표현형이 가변적으로 나타나, 많은 동물에서 혈역학적으로 유의미한 질환이 발생하지 않습니다. 본 프로토콜은 4주 이내에 일관된 협착 표현형을 유도하며, 전체 성공률은 90%(20마리 중 18마리)에 달합니다. 기존의 Honda 가이드와이어 방법과 비교하여, 이 프로토콜의 주요 진전은 3D 프린팅 플랫폼을 통해 수술 전후 출혈을 체계적으로 제어할 수 있다는 점입니다.

가이드와이어 삽입 중 발생하는 출혈은 기존 기술의 합병증으로 인식되어 왔으나 제대로 해결되지 않았습니다. 동일 실험실에서 수행한 기존(플랫폼 적용 전) 절차에 대한 후향적 경험(400례 이상)에 따르면, 약 40%의 사례에서 중대한 수술 중 출혈이 발생했으며, 출혈 후 사망률은 약 60%, 24시간 생존율은 약 75%였습니다. 이때 주로 경동맥 접근 부위에서 발생한 출혈이 거의 모든 수술 전후 사망의 원인이 되었습니다. 이는 이 모델에서 경동맥 천자 부위의 출혈을 수술 전후 사망의 주원인으로 확인한 Qian 등의 연구 결과와 일치합니다. 3D 프린팅 플랫폼을 통해 혈액 손실을 제어함으로써 24시간 생존율을 95%로 높였으며, 본 코호트에서는 출혈로 인한 사망이 관찰되지 않았습니다. 출혈이 더 이상 제한 요인이 아니므로, 기계적 손상의 강도를 조절하여 단계별 협착 심각도를 구현할 수 있습니다. 이러한 조절 가능성은 직접적인 중개 연구적 관련성을 갖습니다. 즉, 효과 크기가 적은 후보 치료제의 경우, 보다 심각한 기초 손상을 유발해야만 경미한 모델에서는 가려졌을 치료 관련 차이를 명확히 드러낼 수 있기 때문입니다.

이 모델은 여러 하위 연구 범주에 매우 적합합니다. 협착 표현형이 정의되고 재현 가능한 시간 프레임 내에서 발생하므로, 판막 석회화 또는 섬유화를 늦추기 위한 후보 약물 치료법의 전임상 평가 플랫폼으로 활용될 수 있습니다23. 또한 이 모델은 유전적 접근 방식과도 호환됩니다. 즉, C57BL/6 배경의 형질전환 또는 knockout 마우스에 이 프로토콜을 적용하여 특정 신호 전달 경로가 판막 질환 진행에 기여하는 바를 분석할 수 있습니다. 추가적으로, 4주 차의 종료 시점은 질환의 진행 과정이나 치료 반응을 연속적인 심초음파로 모니터링하기에 실용적인 창을 제공합니다. 3D 프린팅 플랫폼 설계 파일은 보충 .stp 파일로 자유롭게 공유될 수 있으며, 실험실 간 이 장치의 표준화가 이루어짐으로써 기관 간 재현성이 더욱 향상될 것으로 기대됩니다.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자들은 경쟁 관계에 있는 재정적 이익이나 이해 상충이 없음을 밝힙니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 연구는 비전염성 만성질환-국가 과학 기술 주요 프로젝트(2026ZD0554300), 중국 국가 자연과학 재단(U23A20395, 82170375, 82500455), 쓰촨성 자연과학 재단(2026NSFSC0552), 중앙 대학 기초 연구 기금, 중국 시짱 자치구 과학 기술 프로젝트(XZ202501ZY0120) 및 쓰촨 대학교 화서 병원의 ‘1.3·5’ 프로젝트(ZYGD23021, 23HXFH009)의 지원을 받아 수행되었습니다. 저자들은 소동물 초음파 검사를 도와준 Qipu Feng(쓰촨 대학교 화서 병원 동물 실험 센터)에게 감사를 표합니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼주문제작N/A주문제작 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼; .stp 형식의 보조 CAD 파일 제공.
4% 파라포름알데히드(Paraformaldehyde)ServicebioG1101-3ML조직 고정
5-0 나일론 봉합사Jinhuan MedicalF503단속 봉합을 통한 피부 폐쇄
6-0 실크 봉합사Jinhuan MedicalRC411원위부 RCCA의 영구 결찰 및 근위부 슬립노트(slipknot)
음향 결합 젤 (예열됨)KepplerKL-250심초음파 검사
생체 적합성 광경화성 수지FormlabsRS-F2-BMCL-01주문제작 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼 제작에 사용된 SLA 프린팅 재료.
C57BL/6 마우스 (8–10주령; 수컷 22–25 g, 암컷 18–20 g)GemPharmatechC57BL/6전 과정에서 양성 모두 사용; 표준 조건에서 사육
에틸렌 옥사이드 가스기관 멸균 시설N/A주문제작 3D 프린팅 혈관 지지 플랫폼의 멸균.
FreeCADFreeCAD Project Association1.1.1CAD 시각화 및 .stp 파일로부터 3D 구조 도면 생성.
GraphPad PrismGraphPad Software9.0통계 분석 및 그래프 작성
가이드와이어, 직경 0.014-inchBoston ScientificH749393071900기계적 대동맥판막 손상
Hematoxylin and Eosin (H&E) 염색 키트BeyotimeC0105S판막 형태 및 두께 측정
이소플루레인(Isoflurane)RWD Life ScienceR510-22-23% 도입; 100% O2에서 1.5–2% 유지
리도카인(Lidocaine)Shijiazhuang Pharmaceutical GroupH14024045절개 부위의 선제적 국소 침윤 (0.5%, 단계 1.5)
미세 수술 가위RWD Life ScienceF11022-11피부 절개, 동맥 절개, 흉강 절개
MX550D 트랜스듀서 (40 MHz)FUJIFILM VisualSonicsMX550D심초음파 검사
Nair 제모 크림Nair255 g전경부 및 흉벽 제모용
인산염 완충 식염수 (PBS)ServicebioG4202-100ML관류
회전식 마이크로톰Leica BiosystemsRM2125 RTS4–5 µm 간격의 연속 절편 제작
실체 현미경 (수술용)OlympusSZX7혈관 분리 및 미세 수술
Vevo 3100 고해상도 초음파 시스템FUJIFILM VisualSonicsVevo 3100심초음파 검사
Von Kossa 염색 키트ServicebioG1043-20ML이영양성 석회화 검출
자일렌(Xylene)Nanjing Chemical Reagent Co., Ltd.C0430530209파라핀 처리 중 조직 투명화.

참고문헌

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Otto CM, Newby DE, Hillis GS. Calcific aortic stenosis: a review. JAMA. 2024;332(23):2014–2026.
  2. Vincent F, et al. Transcatheter aortic valve replacement in bicuspid aortic valve stenosis. Circulation. 2021;143(10):1043–1061.
  3. Kraler S, et al. Calcific aortic valve disease: from molecular and cellular mechanisms to medical therapy. Eur Heart J. 2021;43(7):683–697.
  4. Blaser MC, Bäck M, Lüscher TF, Aikawa E. Calcific aortic stenosis: omics-based target discovery and therapy development. Eur Heart J. 2025;46(7):620–634.
  5. Lindman BR, et al. Calcific aortic stenosis. Nat Rev Dis Primers. 2016;2(1):16006.
  6. Yu Chen H, et al. Dyslipidemia, inflammation, calcification, and adiposity in aortic stenosis: a genome-wide study. Eur Heart J. 2023;44(21):1927–1939.
  7. Peeters FECM, et al. Calcific aortic valve stenosis: hard disease in the heart: a biomolecular approach towards diagnosis and treatment. Eur Heart J. 2018;39(28):2618–2624.
  8. Cai D, Saint L, Markley J, Chen SY. Novel humanized aortic valve calcification model. Circ Res. 2025;136(12):1632–1635.
  9. Rattazzi M, et al. Calcification of advanced atherosclerotic lesions in the innominate arteries of ApoE-deficient mice: potential role of chondrocyte-like cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2005;25(7):1420–1425.
  10. Aikawa E, et al. Arterial and aortic valve calcification is abolished by elastolytic cathepsin S deficiency in chronic renal disease. Circulation. 2009;119(13):1785–1794.
  11. Hjortnaes J, et al. Arterial and aortic valve calcification inversely correlates with osteoporotic bone remodeling: a role for inflammation. Eur Heart J. 2010;31(16):1975–1984.
  12. Aikawa E, et al. Osteogenesis associates with inflammation in early-stage atherosclerosis evaluated by molecular imaging in vivo. Circulation. 2007;116(24):2841–2850.
  13. Honda S, et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2014;34(2):270-278. doi:10.1161/ATVBAHA.113.302610.
  14. Zhu Z, et al. Models for calcific aortic valve disease in vivo and in vitro. Cell Regen. 2024;13:6.
  15. Zhong G, et al. Activation of Piezo1 promotes osteogenic differentiation of aortic valve interstitial cells through YAP-dependent glutaminolysis. Sci Adv. 2023;9(22):eadg0478.
  16. Li S, et al. Targeted inhibition of PTPN22 is a novel approach to alleviate osteogenic responses in aortic valve interstitial cells and aortic valve lesions in mice. BMC Med. 2023;21(1):252.
  17. Niepmann ST, et al. The graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics the human functional and morphological disease phenotype. Clin Res Cardiol. 2019;108(8):847–856.
  18. Qian N, et al. A novel mouse model of calcific aortic valve stenosis. Anim Models Exp Med. 2024;7(4):523–532.
  19. Iqbal F, et al. Sortilin enhances fibrosis and calcification in aortic valve disease by inducing interstitial cell heterogeneity. Eur Heart J. 2023;44(10):885–898.
  20. Billig H, et al. Aortic valve stenosis and osteoporosis: insights from a mouse model. BMC Cardiovasc Disord. 2025;25(1):562.
  21. Artiach G, et al. Omega-3 polyunsaturated fatty acids reduce aortic valve disease via the resolvin E1-ChemR23 axis. Circulation. 2020;142(8):776–789.
  22. Clayton JA, Collins FS. NIH to balance sex in cell and animal studies. Nature. 2014;509(7500):282–283.
  23. Li B, et al. IGF1-mediated mesenchymal-endothelial transition as a potential regulatory target in calcific aortic valve disease. BMC Med. 2025;23(1):600.

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