방법 논문

Langendorff 관류 마우스 심장의 심방 및 심실 역학 평가를 위한 광학 시스템

DOI:

10.3791/72264

⸱

2026년 8월 14일

 , 
1Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Monterrey

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 프로토콜은 마우스 심장 적출 및 캐뉼라 삽입 절차와 랑겐도르프(Langendorff) 역행성 관류 시스템의 준비 및 구성 방법을 설명합니다. 실험 설정은 심방과 심실의 자연스러운 동역학을 유지하면서 기계적 반응을 평가하도록 설계된 고해상도 광학 시스템과 결합되어 있습니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

마우스 심장은 공학 기술의 발전에 힘입어 심혈관 연구에서 널리 사용되는 모델로 활용되고 있습니다. 하지만 마우스 심장의 크기가 매우 작기 때문에 심방과 심실의 수축력을 평가하는 것은 여전히 어려운 과제로 남아 있습니다. 본 연구에서는 분리된 온전한 심장에서 수축력과 심박수를 평가하기 위한 새로운 방법론을 소개합니다. Langendorff 관류 마우스 심장과 고해상도 광학 시스템을 결합하여 사용함으로써 심방 및 심실의 수축력을 평가할 수 있습니다. 이러한 실험 설정은 고해상도 신호를 획득하는 동시에 작은 심장 크기와 빠른 수축 속도로 인해 발생하는 문제들을 해결합니다. 420에서 660 beats per minute (bpm) 범위 내에서 자극 빈도와 심장 수축 빈도 간의 동기화는 auxotonic법의 결과와 일치하였습니다. 또한, 심실 단축 및 심방 동적 신호 측정을 통해 심방심실 수축을 결정할 수 있습니다. 이 방법은 약리학적 또는 전신적 영향 없이 분리된 온전한 심장의 수축력과 심박수를 평가하는 데 적합합니다. 이러한 결과는 광학 시스템을 통해 심실 및 심방의 단축 반응을 측정할 수 있음을 보여줍니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

심장 생리학에는 발견해야 할 것이 많습니다. 심장 박동 조절 및 흥분-수축 결합과 같은 핵심 과정은 지속적으로 연구되고 있는 중심 원칙입니다1. 생물학적 노이즈가 심장 수축력2 및 박동 조절 활동에 미치는 영향은 여전히 충분히 이해되지 않았으나1, 새로운 광학 이미징 방법들을 통해 새로운 패러다임이 제시되었습니다3,4.

Langendorff 시스템을 이용한 두 가지 실험 방법론은 심장 기능 측정에 매우 귀중한 기여를 해왔습니다. 첫 번째는 좌심실에 삽입된 작은 풍선으로부터 신호를 얻는 등용적 수축법(isovolumic contraction method)입니다5,6,7. 두 번째는 실의 한쪽 끝을 심장 심첨부에, 다른 쪽 끝을 기계적 기록 장치에 봉합하여 심장 축을 따라 발생하는 보조장력 수축(auxotonic contractions)을 측정하는 보조장력 기록법(auxotonic recording method)입니다2,8. 그럼에도 불구하고, 생쥐 심장은 크기가 매우 작기 때문에 심방과 심실의 수축력을 평가하는 것은 매우 까다롭습니다. 또한, 심장은 손상되기 쉽기 때문에 표본 제작 시 상당한 주의와 세심함이 필요합니다9,10,11,12,13.

마우스 심장의 기계적 역학을 평가하기 위한 이 광학 시스템은 몇 가지 새로운 특징과 장점을 가지고 있습니다. 첫째, 이 방법은 약리학적 또는 전신적 영향이 없는 상태에서 분리된 온전한 심장의 수축력과 심박수를 평가하는 데 적합합니다. 또한, 이 프로토콜은 약물 치료, 세포 재생 또는 산소 요법 기반의 치료법을 조사하는 허혈-재관류 손상 평가 실험에도 효과적으로 활용될 수 있습니다.

본 논문에서는 고해상도 광학 시스템을 사용하여 마우스 심장 수축 기능의 생물물리학적 파라미터를 기록하는 프로토콜을 제시합니다. 이 방법은 분리된 온전한 심장의 수축력과 심박수를 평가하는 데 도움이 됩니다. 또한, 심방 및 심실의 수축력 평가가 가능합니다. Langendorff 마우스 심장 준비법은 근육 수축을 저해하지 않으면서 관류액 온도의 손실과 움직임으로 인한 아티팩트를 최소화하기 위한 약간의 수정을 포함한 개선된 방식을 제시합니다.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

모든 동물 실험 절차는 동물 실험 및 관리에 관한 연방 규정을 준수하여 수행되었으며, CINVESTAV 동물 관리 위원회(멕시코 D.F., CINVESTAV Zacatenco)의 승인을 받았습니다. 본 연구에서는 체중 28–34 g, 연령 8–14주의 C57BL/6J 수컷 마우스를 사용하였습니다. 프로토콜에 사용된 모든 재료와 장비는 재료 표에 나열되어 있습니다. 보충 파일 1–11에서는 프로토콜을 위한 지원 도표, 소프트웨어 가이드, 분석 프로그램, 페이싱 데이터 및 애플리케이션 파일을 제공합니다.

1. 스톡 준비

  1. 다음 두 가지 스톡 용액을 미리 준비하여 4 °C 냉장고에 보관하십시오: (1) Stock I, 1 L (탈이온수 사용; g/L 기준: 76.13 NaCl, 4.02 KCl, 1 MgCl2(6H2O), 0.4 NaH2PO4) 및 (2) Stock II, 0.1 L (탈이온수 사용; g/L 기준: 73.5 CaCl2(2H2O)).
    참고: 용액은 준비 후 최대 30일 동안 사용할 수 있습니다. 4 °C에서 보관하십시오.

2. Langendorff 시스템 연결 및 세척

  1. 그림 1A에 표시된 대로 리저버 (1), 리저버 항온수조 (2), 관류 펌프 (3), 서펜타인 (4), 서펜타인 재순환기 (5), 모니터링 시스템 (6) 및 배수 시스템 (8)을 연결하십시오.
    참고: 모니터링 시스템과 배수 시스템 간의 연결은 보충 파일 1에 더 자세히 나와 있습니다.
  2. Langendorff 시스템을 50 °C의 탈이온수로 1 L 채운 다음, 관류 및 배수 펌프를 가동하십시오(보충 파일 1, 배수 시스템). 약 20–30분 후, 시스템에서 액체를 제거하고 다음 단계로 진행하십시오.
    참고: 시스템에 누출이나 압력 강하가 없는지 확인하십시오. 이러한 현상이 발생하면 실험을 진행하지 마십시오.
  3. 시스템을 1% 아세트산(탈이온수에 용해됨) 1 L로 채운 다음, 관류 및 배수 펌프를 끄고 60분 동안 기다린 후, 펌프를 켜서 액체를 제거하십시오.
  4. 단계 2.2를 두 번 반복하십시오.
  5. 용액 성분의 부착을 방지하기 위해 시스템을 70% 에탄올(탈이온수에 용해됨)로 채우십시오.
    참고: Langendorff 관류 시스템은 실험 10회마다 또는 매달 세척해야 합니다. 실험 전 세척 프로토콜은 섹션 4에 설명되어 있으며, 실험 후 세척 프로토콜은 섹션 8에 자세히 나와 있습니다.

3. 실험 중 Tyrode 용액 조제

  1. 다음 농도의 1 L 용액(mM)을 준비한다: 130.25 NaCl, 5.4 KCl, 0.53 MgCl2(6H2O), 0.33 NaH2PO4, 1.8 CaCl2(2H2O), 10 D-glucose, 10 HEPES. 이후 NaOH를 사용하여 pH를 7.35 ± 0.05로 조정한다.
    1. Stock I 100 mL와 탈이온수 700 mL를 지속적으로 교반하며 혼합한 다음, 용액의 온도를 37 °C로 올린다. 그림 1A (1)에 표시된 대로 에어스톤에 O2 탱크를 연결하여 용액의 산소 공급 상태를 유지한다.
    2. Stock II 3.6 mL와 탈이온수 96.4 mL를 첨가하여 1.8 mM CaCl2(2H2O) 농도를 맞춘 후, NaOH를 첨가하여 pH를 7.35 ± 0.05로 조정한다.
    3. 탈이온수를 채워 최종 부피 1 L의 Tyrode 용액을 만든다.
      참고: 용액 중 100 mL를 4 °C 냉장고에 보관하는 것을 권장하며, 이 분량은 이후 단계 6에서 사용된다.

4. Langendorff 시스템 준비

주의: 실험 당일에 Langendorff 시스템이 에탄올로 채워져 있지 않은 경우, 절차를 진행하지 말고 섹션 2를 반복하는 것을 권장합니다.

  1. 관류 및 배수 펌프를 켭니다. 관류 펌프 유량을 3 mL/min으로, 배수 펌프 유량을 10 mL/min으로 설정합니다. 시스템의 액체를 배수합니다.
  2. 시스템에 37 °C의 탈이온수를 1 L 채운 후, 물을 배수합니다.
  3. 단계 3에서 준비한 Tyrode 용액을 시스템에 채우고, 용액을 생리학적 온도와 일정한 산소 공급 상태로 유지합니다.
  4. 저장조 항온 수조와 서펜타인 재순환기를 켭니다. 생리학적 조건에서 용액을 유지하기 위해 저장조 온도(그림 1A (2))를 38 °C로 설정합니다. 서펜타인(그림 1A (5))의 온도를 40 °C로 설정합니다. 이는 Langendorff 시스템 용액의 온도 손실을 보완하기 위함입니다.
    참고: 시스템 배출구의 Tyrode 용액 온도가 생리학적 범위(37 ± 0.5 °C)가 아닌 경우, 서펜타인 재순환기 온도를 조절하십시오. 온도가 적정 값으로 안정화될 때까지 단계 6으로 진행하는 것은 권장되지 않습니다.
  5. 압력 모니터(보충 파일 1, 모니터링 시스템)를 켜고 0–200 mmHg 범위에서 보정합니다. 시스템 보정을 위해 모니터링 및 페이싱 애플리케이션을 사용할 수 있습니다(보충 파일 3 및 보충 파일 11).
    참고: 시스템 내에 압력 손실이나 기포가 없는지 확인하는 것이 필수적입니다. 시스템에 기포가 있는 경우, 서펜타인의 하단 배출구를 일시적으로 차단하고 상단 밸브를 엽니다. 이렇게 하면 컬럼이 채워지면서 기포가 외부로 방출됩니다. 이 조건이 확인될 때까지 실험을 진행하는 것은 권장되지 않습니다.

5. 광학 시스템14

  1. CMOS 카메라를 조립하십시오 (그림 1A, 10), 조절 가능한 카메라 렌즈(LC) 및 조명 시스템.
    참고: 조명 시스템은 두 개의 LED로 구성됩니다.그림 1A, 9), 두 개의 평볼록 조명 렌즈(LI), 조명 제어 장치(그림 1A, 11), 데이터 수집 카드 (보충 파일 1, 모니터링 시스템), 및 3D 설계 지지대(보충 파일 1).
  2. 부피가 약 1,000 mm³인 참조물을 배치하십시오.3 카메라 렌즈로부터 100~200mm 거리에서 (중심의 그림 1A).
    참고: 대상물은 랑겐도르프(Langendorff) 시스템의 심장 위치에 배치해야 합니다. 이 위치는 다음에서 확인할 수 있습니다. 그림 1B, 특히 광선이 충돌하는 이미지의 중앙 부분에서.
  3. 카메라 획득 소프트웨어를 실행한 다음, 서브샘플링을 4x(4픽셀 = 1서브픽셀)로 설정하십시오. 관심 영역(ROI)을 200 x 200 서브픽셀로 설정하십시오.보충 파일 2).
    참고: 이 설정을 통해 초당 750프레임(fps)의 시간 분해능을 구현할 수 있습니다.
  4. 조명 시스템을 켭니다 (보충 자료 1), 광선을 조정하여 기준 물체에 초점을 맞추고, 균일한 조명을 구현합니다 (그림 1B).
  5. 이미지의 과노출을 방지하기 위해 기준 물체의 광도를 조절하십시오.
    참고: 이미지는 다음과 같아야 합니다. 그림 2A (또는 그림 1C, 제어용 PC). 객체(심장) 표면의 반사는 윤곽의 선명도를 손실하지 않는 범위 내에서 최대한 줄여야 합니다. 이는 조명 제어 전력을 조정하거나 카메라 설정에서 노출 시간을 줄여 수행할 수 있습니다.
  6. 기준 물체의 선명한 이미지를 얻을 수 있도록 카메라 렌즈의 초점을 맞춥니다(그림 1C, 컨트롤러 PC). 기준 객체가 시야의 80%를 차지하도록 합니다(그림 2A) 약 \_\_\_\_의 변환 척도를 얻기 위해 61 µm 서브픽셀당.
    참고: 카메라가 획득 모드로 설정되면 광학 시스템이 조명 시스템을 자동으로 활성화합니다.그림 1A 및 보충 파일 2과열을 방지하기 위해 카메라를 대기 모드로 유지하여 조명 시스템을 꺼두고, 실험 데이터 수집 기간에만 활성화하는 것을 권장합니다.

6. 수술 및 캐뉼라 삽입 절차

  1. 헤파린 처리 및 마취
    1. tiletamine-zolazepam (마우스 체중 kg당 40 mg)과 xylazine (마우스 체중 kg당 10 mg)을 포함하는 마취 혼합액을 준비한 후, 식염수로 200 µL까지 희석한다.
    2. 27 G 바늘을 사용하여 마취 혼합액을 복강 내로 주사한다. 마우스가 깊은 마취 상태에 도달할 때까지 기다린다.
      참고: 사지나 꼬리의 자극에 대한 반사가 없는지 확인한다 (보통 10분이면 충분하다).
    3. 27 G 바늘을 사용하여 비분획 헤파린 200 UI를 복강 내로 주사하고, 실험을 계속하기 위해 약 5분간 대기한다.
  2. 적출 및 캐뉼라 삽입
    1. 마우스를 앙와위로 배치하고, 수술용 가위로 흉부 부위의 털과 피부를 제거한다.
    2. 횡격막의 무결성을 유지하면서 횡격막 아래에 복부 절개를 가한다.
    3. 횡격막에 횡절개를 가하고, 갈비뼈를 통해 양측 상행 흉곽 절개술을 신속히 수행한 다음 늑골벽을 제거한다.
      참고: 심장이 손상되지 않도록 주의한다. 절차 중 심장이 압박되거나 손상된 경우, 실험을 진행하지 않는 것을 권장한다.
    4. 미세 핀셋을 사용하여 대동맥궁과 인접 혈관 등 심장의 상부 구조를 부드럽게 잡는다. 부드럽게 들어 올려 아래에서 위쪽으로 절개한 후, 심장과 폐를 함께 제거한다.
    5. 초기 세척을 위해 4 °C의 Tyrode 용액 50 mL가 담긴 페트리 접시에 심장을 신속하게 옮긴다.
      참고: 횡격막을 절개하는 순간부터 동물은 호흡 곤란을 겪기 시작하며, 이 시점부터 단계 6.2.3–6.2.6을 수행하는 데 60초의 시간 제한이 있다. 이 시간 제한을 초과하면 허혈성 손상이 유발될 수 있다.
    6. 실체 현미경과 미세 가위를 사용하여 폐와 과도한 지방 조직을 제거함으로써 대동맥궁을 노출시킨다.
      참고: 조직을 세척할 때 대동맥궁이 손상되지 않도록 주의한다. 완두동맥 아래에서 대동맥이 절단되면 캐뉼라 삽입이 어려워져 압력 누출이 발생할 가능성이 있다.
    7. 4 °C의 Tyrode 완충액 50 mL가 담긴 맞춤형 캐뉼라 삽입 베이스로 심장을 옮기고, 20 G 바늘로 맞춤 제작한 캐뉼라(Supplementary File 1)에 대동맥 끝부분을 삽입한다.
      참고: 대동맥 판막이 손상되지 않도록 주의한다. 판막이 손상되면 심장이 부어오르고 관상동맥 순환을 통한 세척이 제대로 이루어지지 않는다.
    8. 4/0 실크 봉합사를 사용하여 두 개의 캐뉼라 매듭을 묶는다. 첫 번째는 캐뉼라 팁 원위부의 함몰 부위에, 두 번째는 완두동맥가지 전단에 묶는다(Supplementary File 1).
    9. 실온의 완충액을 채운 1 mL 주사기를 사용하여 Tyrode 용액을 천천히 주입한다. 관상동맥 조직이 맑아지는 것을 확인하여 캐뉼라 삽입이 잘 되었는지 검증한다.
    10. 심실과 심방에 접근할 수 있도록 지방 조직을 제거한다.
      참고: 심장의 생존력을 유지하기 위해 캐뉼라 삽입 시간을 5분 이내로 제한한다.
    11. 심장을 Langendorff 시스템으로 옮기고 30분 동안 안정화시킨다.
      참고: 심장은 시스템의 중앙(Figure 1A,B)에 수직으로 매달아 배치한다. 심장을 매달 때 기포가 형성되지 않도록 각별히 주의한다. 기포가 발생하면 압력이 140 mmHg 이상으로 상승하여 심장이 붓기 시작하고 더 이상 생존할 수 없게 된다.
      참고: 심장이 기계적으로 안정적인 반응을 보이고, 자연 진동 빈도가 분당 약 360회(BPM)이며, 관류압이 60에서 110 mmHg 사이일 때 Langendorff 설치가 완료된 것이다.

7. 페이싱 프로토콜 및 비디오 녹화

  1. 심장 생존력 확인
    1. 3 mL/min 관류 펌프를 사용하여 관상동맥압이 60–110 mmHg 범위에 있는지 확인하십시오. 관상동맥 관류압이 60 mmHg 미만으로 떨어지면 관류 펌프 유량을 약간 증가시키십시오(압력이 낮으면 심장이 창백해지고 흐물흐물해집니다). 반대로, 압력이 110 mmHg를 초과하면 펌프 유량을 약간 감소시키십시오(과도한 압력은 조직 부종을 유발하며, 심정지가 발생할 때까지 압력이 점진적으로 증가하게 됩니다).}
      참고: 앞서 언급한 최적 범위를 벗어난 관류압을 장기간 유지하면 심장 생존력이 되돌릴 수 없을 정도로 손상됩니다.
    2. 카메라에서 전면 뷰가 완전히 확보되도록 심장을 정면 위치에 배치하십시오. 두 심방이 모두 카메라에 보이도록 위치를 조정하십시오(그림 2A).
    3. 백메이커 결절이 있는 우심방 상단 표면에 백금 전극을 조심스럽게 배치하십시오. 카메라 피드를 가이드로 사용하여 전극을 시야 내로 가져오십시오. 전극이 우심방을 가리지 않도록 배치하십시오. 카메라 라이브 뷰를 모니터링하면서, 전극이 심방 조직에 닿을 때까지 천천히 전진시키되, 과도한 압박을 가하지 않도록 주의하십시오(과도한 압박 시 영상에서 우심방이 납작해집니다).
      참고: 올바르게 수행되었다면 카메라 뷰는 그림 2A와 유사하게 보일 것입니다.
    4. 모니터링 및 페이싱 애플리케이션(보충 파일 11)을 실행하고 획득 카드(그림 1A (6))를 켜십시오. 자극 파라미터 값을 설정하십시오: 진폭은 2 V, 주파수는 420, 540, 720 pulses per minute (PPM), 7 ms 듀티 사이클의 사각 펄스를 사용합니다(그림 2A 삽입도).
    5. 가장 낮은 주파수부터 시작하여 생존력 자극을 가하며, 자극 지속 시간은 20 s, 각 이벤트 사이의 회복 기간(휴지 시간)은 20 s로 설정하십시오.
      참고: 카메라 모니터링을 통해 심장 생존력을 평가하십시오. 장기가 생리학적으로 기능하는 경우, 인가된 자극과 심장 반응 사이의 동기화가 관찰되며, 심장 챔버 간의 적절한 협응이 동반됩니다. 반대로, 생존력이 없는 경우에는 챔버 간의 협응 상실이나 단독적인 심방 수축만이 나타납니다.
    6. 실험이 실내 조명과 온도 변화에 민감하므로 챔버 도어를 닫으십시오(그림 1C).
      참고: 실험 시간 동안 챔버 도어는 닫혀 있어야 합니다. 카메라와 관류압을 통해 심장 생존력을 모니터링하십시오.
  2. 데이터 기록
    1. 30 s 지속 시간의 사각 펄스 트레인과 이어지는 30 s의 신호 없는 구간으로 구성된 페이싱 프로토콜을 적용하십시오. 각 페이싱 트레인의 자극 파라미터 값을 설정하십시오: 진폭 2 V, 7 ms 듀티 사이클, 주파수 범위 360~720 PPM.
      참고: 페이싱 프로토콜은 360 PPM에서 시작하여 각 시점마다 60 PPM씩 증가합니다(그림 2A 삽입도).
    2. 카메라 획득 소프트웨어(보충 파일 2)를 사용하여 심장 전면 뷰의 동역학 영상을 .avi 형식으로 연속 기록하십시오. 각 페이싱 트레인에 대해 20 s의 비디오 녹화를 수행하십시오. 페이싱 시작 5 s 후부터 시작되는 20 s 구간을 기록하십시오. 대표적인 원시 기록 영상은 보충 동영상 1에 제공되어 있습니다.
      참고: 컴퓨터는 모니터링 및 페이싱 애플리케이션과 카메라 획득 소프트웨어에 의해 각각 생성된 각 기록 비디오(.avi)에 적용된 페이싱 트레인(.xls, 보충 파일 9)을 동시에 기록합니다(보충 파일 2 및 보충 파일 3).
    3. 자극 프로토콜 시작 전에 기록한 첫 번째 비디오와 프로토콜 적용 후 기록한 두 번째 비디오를 비교하여 심장 생존력을 확인하십시오(그림 2B).

8. Langendorff 관류 시스템 실험 후 세척

  1. 자극 장치와 ECG 백금 전극을 제거하십시오. 시스템에서 심장을 꺼내고 남아 있는 모든 Tyrode 용액을 배출하십시오.
  2. 광학 시스템의 전원을 끄고 O2 밸브를 닫으십시오.
  3. 37 °C의 탈이온수 1 L로 시스템을 헹구고, 시스템 내부의 액체를 배출하십시오.
  4. 단계 2.4와 2.5를 반복하십시오.
  5. 모든 시스템과 장비의 전원을 끄십시오.

9. 비디오 처리

  1. 각 비디오를 계산 소프트웨어로 가져온 후 비디오 정규화 함수를 적용하는 것으로 시작하십시오.15.
  2. 심장 부위를 포함하는 관심 영역(ROI)을 선택하십시오. 배경 노이즈, 전극 및 캐뉼라를 제거하기 위해 이미지 분할을 수행하십시오.보충 파일 4).
    참고제거할 이미지 영역을 정확하게 선택하려면 다음을 참조하십시오. 보충 파일 10.
  3. 전역 기계 역학 분석을 수행하십시오 (보충 파일 5). 변동성 및 신호 예시를 뒷받침하는 자료는 다음에서 확인할 수 있습니다. 보충 그림 S1, 보충 그림 S2, 그리고 보충 그림 S3.
    1. 각 비디오 프레임에 형태학적 연산자를 적용하여 심장 외곽선을 검출한 다음, 채우기 프레임 알고리즘을 적용하여 마스크를 생성하십시오.15.
    2. 각 프레임의 분할된 영역 내 픽셀 수를 측정한 다음, 이를 이미지의 전체 픽셀 수로 정규화하여 동적 신호를 생성합니다.삽입도 그림 2B 그리고 보충 그림 S3).
    3. 고주파 노이즈와 관류 점적 아티팩트를 억제하기 위해, 획득한 신호에 3~100 Hz 범위의 5차 양방향 버터워스 필터(Butterworth filter)를 적용하십시오.15.
    4. 기록된 최대값과 최소값을 사용하여 모든 비디오의 신호를 정규화하십시오.
    5. 각 동적 신호 및 자극 신호에 대하여 두 최대 진폭 값 사이의 간격(IAA (s))을 계산하여 심박수를 결정하십시오.
    6. 다음 공식을 사용하여 BPM 단위의 주파수를 구합니다:
      figure-protocol-1
    7. IAA 데이터로부터 푸앵카레 맵을 생성하여 단기 및 장기 기간의 변동성을 시각화함16,17,18 (보충 그림 S1 그리고 보충 그림 S2).
      참고: 더 자세한 정보는 다음을 참조하십시오. 보충 파일 10.
  4. 심실 기계적 역학의 분절 분석을 수행하십시오(보충 파일 6).
    1. 이미지 이진화를 적용합니다. 모폴로지 연산자를 사용하여 뇌실 영역을 구분하고, ROI를 손상시키지 않는 범위 내에서 이를 타원형 기하 구조로 조정합니다.15.
    2. 각 프레임의 심실 영역에 최소 타원을 맞춥니다. 프레임 내의 원위점 집합의 좌표를 추출합니다. Y축을 따라 각 극단에 10~20개의 점 집합을 사용합니다.그림 3A). 대표적인 타원 추정 결과물이 다음의 곳에 제공됩니다. 보충 동영상 2.
    3. 각 비디오에서 Y축을 따라 극점으로 설정된 지점들 사이의 평균 거리로 심실 단축(ventricular shortening)을 계산한다.19.
    4. 고주파 노이즈와 관류 드롭핑 아티팩트(perfusion dripping artifacts)를 억제하기 위해, 획득한 신호에 3~100Hz 범위의 5차 양방향 버터워스 필터(bidirectional Butterworth filter)를 적용합니다.15.
    5. 각 페이싱에 대해 획득한 모든 비디오를 기준으로 심실 단축 신호를 정규화하고, 단계 9.3.5–9.3.6에서와 같이 심박수와 지연 시간을 계산하십시오.
      참고: 심실 주기 지속 시간(DVE), 이완 지속 시간(DVW), 심실 간 간격(IVV) 및 심실 진폭(VA)과 같은 매개변수를 측정합니다(그림 3A).
      참고: 더 자세한 정보는 다음을 참조하십시오. 보충 파일 10.
  5. 심방의 기계적 역학에 대한 분절 분석을 수행합니다 (보충 파일 7).
    1. 두 개의 관심 영역(ROI)을 사용하여 심방을 구분하십시오 (그림 3C).
    2. 각 심방을 개별적으로 분석하십시오.
      1. ROI를 손상시키지 않으면서 조정하여 심방의 경계를 정하는 데 형태학적 연산자를 사용하십시오.15대비 증가 알고리즘을 사용하여 각 심방의 경계를 설정하십시오.20,21.
      2. 이미지 이진화를 적용하고 프레임당 0이 아닌 픽셀의 수를 정량화하여 심방 동적 신호를 얻습니다.
      3. 고주파 노이즈와 관류 액적 아티팩트를 억제하기 위해, 얻은 신호에 3~100Hz 범위의 5차 양방향 버터워스 필터(Butterworth filter)를 적용하십시오.15.
      4. 두 심방 신호의 평균을 계산합니다 (그림 3D).
    3. 각 페이싱에 대해 얻은 모든 비디오를 기준으로 심방 단축 신호를 정규화하고, 단계 9.3.5~9.3.6과 같이 심박수와 지연 시간을 계산하십시오.
      참고: 심방 주기 시간(DAE), 심방-심방 간격(IAT) 및 심방 진폭(AA)과 같은 파라미터는 (그림 3D). 더 자세한 정보는 보충 파일 10을 참조하십시오.
  6. 전기-기계적 분석을 수행하십시오.13,22 (보충 파일 8).
    1. 페이싱 데이터를 심방 및 심실 신호와 비교하십시오 (그림 3D).
    2. 심장 전도 시스템의 전파 시간을 계산하여 심방과 심실 사건 사이의 지연 시간을 구합니다 (AVD), 인가된 자극을 기준으로 삼아.

결과

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

심장 기계적 기능 실험은 다음 그림에 표시된 바와 같이 Langendorff 장치를 사용하여 수행합니다. 그림 1A (상단)모니터링 및 광학 시스템을 통해 조명 제어가 트리거될 때 비디오 녹화가 가능하며, 이는 다음에서 확인할 수 있습니다. 그림 1A (하단). 그림 1C 주변의 온도 변화와 빛으로부터 심장을 격리하여 유지하도록 설계된 항온 제어 캐비닛의 외관을 보여줍니다. 다음에서 묘사된 바와 같이 그림 1B분리된 심장은 Langendorff 장치, 광학 시스템 및 자극 시스템으로 구성된 실험 설정에서 기준 객체로 배치됩니다.

~에서 보여지는 바와 같이 그림 2A분리된 심장은 역행성 관류 상태에서 심방과 심실의 정면 모습이 명확하게 보이도록 배치되었습니다. 배수 베이스(drainage base)를 사용하면보충 파일 1, 배수 시스템)은 누출되는 관류액으로 인해 발생하는 움직임 아티팩트를 감쇄시키고 획득된 신호를 안정화하는 데 필수적이었습니다. 자극 프로토콜은 360에서 720 bpm 범위의 주파수로 30초 동안 지속되는 펄스 트레인(2 V, 7 ms)으로 구성되었습니다.

광학 시스템은 심장 영역(HA)의 변화를 기록합니다. 이 동적 신호를 통해 피크 간 시간 간격(IAA)을 얻을 수 있습니다(그림 2B의 삽입도). n = 6개의 심장 코호트를 대상으로 자극 프로토콜 전(Start)과 후(End)의 평균 심박수를 비교하여 모델의 생존력을 평가했습니다. 평균 심박수에서 유의미한 차이가 없었으며(Start: 385 ± 38 BPM vs. End: 372 ± 18 BPM, Student’s t-test P > 0.05), 이는 실험 절차가 심장 기능에 영향을 미치지 않았음을 나타냅니다(그림 2B).

그림 2C는 7가지 서로 다른 자극 빈도에 따른 심장의 주파수 응답을 나타내며, 명확한 선형 관계를 보여줍니다2 (R2 = 0.98 ± 0.01, 1:1 모드). 최소 페이싱 값은 마우스의 생리학적 특성(360 bpm)에 의해 제한됩니다22,23. Langendorff 관류 심장은 빈맥 프로파일을 나타냅니다. 대표적인 페이싱 자극과 그에 따른 응답은 그림 2C의 삽입도에 묘사되어 있습니다.

이어서 심장 챔버의 역동성을 평가하기 위해 특정 분할 기법을 적용합니다. 심실 단축 파라미터는 광학 기록을 통해 얻었습니다(그림 3A). 그림 3A의 삽입도는 정규화된 심실 단축을 보여줍니다. 이 역동적 신호로부터 네 가지 파라미터를 얻습니다: 심실 단축 진폭(VA), 심실 수축 간 시간 간격(IVV), 심실 수축 지속 시간(DVE) 및 심실 이완 지속 시간(DVW)입니다.

그림 3B 는 일곱 가지 페이싱 값에 따른 심실 단축 진폭을 보여줍니다. 파란색 막대는 본 연구의 데이터를 나타냅니다. 주황색 막대는 보조토닉(auxotonic) 기록 방법2을 통해 얻은 데이터에 해당합니다. 통계 분석은 이원 분산 분석(two-way ANOVA) 후 Sidak 검정을 사용하여 수행되었습니다. 페이싱 값이 더 높은 600 PPM 및 660 PPM에서 심실 단축 진폭(VA)은 각각 유의하게 증가하였습니다 (P < 0.05*, P < 0.005**). VA (ref. 15 vs. 360 P > 0.05, ref. 15 vs. 420 P > 0.05, ref. 15 vs. 480 P > 0.05, ref. 15 vs. 540 P > 0.05, ref. 15 vs. 600 P < 0.005, ref. 15 vs. 660 P < 0.05, ref. 15 vs. 720 P > 0.05).

심방 영역을 얻기 위해 특정한 분할 기술이 적용됩니다(그림 3C). 각 심방에서 ROI가 정의됩니다. 그림 3D는 심방 평균 신호와 심실 단축을 보여줍니다. 이 동적 신호로부터 두 가지 파라미터인 심방 진폭(AA)과 심방 수축 간 시간 간격(IAT)을 얻습니다. 심실 및 심방 신호를 비교함으로써 심방과 심실 사건 사이의 지연 시간(AVD)을 구합니다.

figure-results-1
그림 1. 캐비닛에 장착된 Langendorff 고립 심장 및 광학 시스템의 실험 설정. (A) 광학 시스템과 연결된 정유량 역행 Langendorff 관류 시스템의 모식도. Langendorff 시스템(상단)은 다음을 포함한다: (1) 지속적으로 산소화된 Tyrode 용액이 들어 있는 저장조. 관류액 온도는 (2) 항온수조 저장조와 (5) 서펜타인 재순환기로 37 °C로 유지된다. (3) 연동 관류 펌프는 3 mL/min의 일정 유량을 보장한다. (8) 배수 시스템은 용액을 제거한다. (4) 냉각 코일은 열 교환기와 기포 트랩 역할을 모두 수행한다. 압력 모니터링 및 전기적 페이싱 적용은 (6) 모니터링 시스템에 의해 제어된다. 광학 시스템(하단)은 (11) 조명 제어, (10) 텔레센트릭 렌즈가 장착된 고속 카메라, 그리고 두 개의 광원(LED) 간의 동기화를 포함한다. 카메라 렌즈는 100–200 mm 범위에서 수동 초점 조절이 가능하다. (9) 평볼록 렌즈(LI)와 결합된 두 개의 LED가 심장을 균일하게 조사한다. 페이싱 데이터는 모니터링 및 자극 애플리케이션(보충 파일 11)을 사용하여 기록된다. (7) 컨트롤러 PC는 카메라 및 모니터링/자극 애플리케이션에 연결되어 데이터(비디오 및 전기적 페이싱)를 동시에 기록한다. (B) 캐비닛 내부 모습. 기준 물체를 통해 심장의 수직 위치가 표시되어 있다. Langendorff 장치의 다른 구성 요소들이 나타나 있다. (C) 캐비닛 외부 모습. 캐비닛은 단열 처리되었으며, 검은색 내부 및 외부 벽면은 반사와 주변광을 최소화한다. 모니터링 및 비디오 획득 애플리케이션이 실행 중인 컴퓨터가 표시되어 있다. 약어: LC = 텔레센트릭 렌즈; LEDs = 발광 다이오드; LI = 조사 렌즈; PC = 개인용 컴퓨터. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-2
그림 2. 마우스 심장 고정 및 광학 시스템 검증. (A) 심방, 심실, 페이싱 및 ECG 전극을 보여주는 심장의 정면도. 이미지는 420 bpm 페이싱 시의 프레임에 해당함 (보충 영상 1). 삽입도는 적용된 페이싱을 보여줌. 비디오는 자극 프로토콜의 5초에서 25초 사이에 획득됨. (B) 심장 생존력 테스트. 진동 주파수를 얻기 위해 페이싱 프로토콜 적용 전과 후에 각각 하나씩 두 개의 비디오를 기록함. 반응 주파수를 계산함. Student’s t-test를 적용함 (P > 0.05). 그룹 간의 차이는 유의하지 않음. 데이터는 평균값 ± 표준편차로 표시됨 (n = 6). 삽입도는 프로토콜 단계 9.3에서 얻은 심장 영역(HA)과 적용된 페이싱을 보여줌. (C) 적용된 페이싱에 대한 심박수 반응. 파란색 막대는 7가지 페이싱 값에 대한 심장 반응을 나타냄 (R2 = 0.98 ± 0.01). 주황색 막대는 Peña-Romo2에 의해 보고된 데이터에 해당함. 삽입도는 전형적인 반응 트레이스를 보여줌. 통계 분석은 two-way ANOVA 후 Sidak test를 사용하여 수행됨. 그룹 간의 차이는 유의하지 않음 (P > 0.05). 데이터는 평균값 ± 표준편차로 표시됨 (n = 6). 약어: ANOVA = 분산 분석; BPM = 분당 박동수; ECG = 심전도; HA = 심장 영역; PPM = 분당 펄스수. 여기를 클릭하여 이 그림의 더 큰 버전을 확인하십시오.

figure-results-3
그림 3. 심방 및 심실의 기계적 반응 분석. (A) 심실 단축. 이미지는 420 bpm 페이싱 시의 프레임에 해당함(Supplementary Movie 1). 빨간색 타원을 통해 심실 단축(VS)을 추정할 수 있음(Supplementary Movie 2). VS는 장축을 따라 설정된 10–20개 선(NV; 주황색 선)의 최대값과 최소값의 평균을 내어 계산함. 정규화된 심실 단축은 삽입도에 표시됨. 단축 지속 시간(DVE), 이완 지속 시간(DVW), 심실 수축 간 시간 간격(IVV) 및 심실 단축 진폭(VA)의 파라미터 세트를 얻을 수 있음. (B) 페이싱 함수로서의 심장 반응 진폭 VA가 표시됨. 파란색 막대는 본 연구를 나타냄. 주황색 막대는 auxotonic 기록법2으로 얻은 데이터에 해당함. Sidak 테스트에 이은 이원 분산 분석(two-way ANOVA)을 사용하여 통계 분석을 수행함. 더 높은 페이싱 값인 600 PPM 및 660 PPM에서 심실 단축 진폭(VA)이 각각 유의하게 증가함(P < 0.05*, P < 0.005**). VA (ref. 15 vs. 360 P > 0.05, ref. 15 vs. 420 P > 0.05, ref. 15 vs. 480 P > 0.05, ref. 15 vs. 540 P > 0.05, ref. 15 vs. 600 P < 0.005, ref. 15 vs. 660 P < 0.05, ref. 15 vs. 720 P > 0.05). 데이터는 평균값 ± 표준편차(n = 6)로 표시됨. (C) 심방 분할. 이미지는 420 bpm 페이싱 시의 프레임에 해당함(Supplementary Movie 1). 이미지는 우심방(노란색 원)과 좌심방(파란색 원)에 적용된 관심 영역을 보여줌. 심방 기계적 신호는 두 ROI의 평균을 내어 얻음. (D) 심방 및 심실 역학. 평균 심방 면적(검은색 선), 정규화된 심실 단축 반응(파란색 선), 420 bpm에서의 페이싱(빨간색 선)이 표시됨. 심방 수축 간 시간 간격(IAT), 평균 심방 진폭(AA) 및 심방-심실 지연(AVD)의 파라미터 세트를 얻을 수 있음. 약어: AA = 심방 진폭; ANOVA = 분산 분석; AVD = 심방-심실 지연; DVE = 심실 단축 지속 시간; DVW = 심실 이완 지속 시간; IAT = 심방-심방 간격; IVV = 심실 간 간격; NV = 심실 선 수; PPM = 분당 펄스 수; ROI = 관심 영역; VA = 심실 단축 진폭; VS = 심실 단축. 여기를 클릭하여 이 그림의 확대 버전을 확인하십시오.

보충 영상 1. 420 PPM 자극 하에서의 비디오. 200 x 200 서브픽셀의 공간 해상도와 750 fps의 시간 해상도로 캡처한 분리된 생쥐 심장의 기록. 약어: fps = 초당 프레임 수; PPM = 분당 펄스 수.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 영상 2. 심실 단축을 위한 타원 추정의 대표 영상. 보충 영상 1의 녹화본을 75 fps로 리샘플링하여 세그멘테이션 알고리즘을 시연함. 약어: fps = 초당 프레임 수.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 S1. 심장 면적 간격의 변동성 분석. (A) 자극이 없는 기저 상태, (B) 360 PPM, (C) 420 PPM, (D) 480 PPM. 단기 및 장기 변동성은 빨간색 타원으로 표시된 데이터 평균에 대한 분산으로 계산되었습니다. 약어: IAA = 심장 면적 간격; PPM = 분당 맥박 수; SD1 = 단기 변동성; SD2 = 장기 변동성.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 S2. 심장 면적 간격의 변동성 분석. (A>) 540 PPM, (B>) 600 PPM, (C>) 660 PPM, 및 (D>) 720 PPM. 단기 및 장기 변동성은 빨간색 타원이 나타내는 것과 같이 데이터 평균에 대한 분산으로 계산되었습니다. 약어: IAA = 심장 면적 간격; PPM = 분당 맥박 수; SD1 = 단기 변동성; SD2 = 장기 변동성.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 S3. 수축 역학에서 얻은 정규화된 신호의 시간 그래프. 적용된 자극은 420 PPM (빨간색)였으며, 응답에는 전체 심장 영역 (검은색), 심실 단축 (파란색), 심방 영역 역학 (노란색)이 포함됩니다. 약어: PPM = pulses per minute.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 파일 1–11. 알고리즘 및 기술 문서. 다음 내용을 포함하는 압축 폴더: 1) 3D 프린팅 부품의 이미지 및 사양. 2) 카메라 획득 소프트웨어에 대한 상세 가이드. 3) 모니터링 및 페이싱 애플리케이션에 대한 상세 가이드. 4) 비디오 정규화 및 분할을 위한 계산 프로그램 (단계 9.1–9.2). 5) 심장의 전역 역학을 계산하기 위한 계산 프로그램 (단계 9.3). 6) 심실 역학의 분할 계산을 위한 계산 프로그램 (단계 9.4). 7) 심방 역학 분할을 위한 계산 프로그램 (단계 9.5). 8) 방실 지연 시간을 계산하기 위한 계산 프로그램 (단계 9.6). 9) 보충 영상 1에 적용된 전기적 페이싱. 10) 계산 프로그램(파일 4–7) 작동에 관한 상세 가이드. 11) 모니터링 및 페이싱 애플리케이션. 또한, 계산 프로그램 작동에 필요한 5개의 외부 함수(AumCont, filterPeaks, FucCordenada, FucMaskIm, FucPoincare)가 포함되어 있습니다.이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

마우스 심장은 온도 변화에 매우 민감합니다2,9,10,11,22. 본 실험에서는 관류 심장을 수직으로 배치하였습니다. 저희는 Langendorff 관류법에서 관류액의 온도 손실과 움직임에 의한 아티팩트를 최소화하기 위해 약간의 수정을 가했습니다. 관류액 온도를 37 ± 0.5 °C로 일정하게 유지하여 온도 손실을 최소화하기 위해 서펜타인(serpentine)에 재순환 펌프를 추가하였고, 움직임 아티팩트를 최소화하기 위해 배수 베이스를 추가하였습니다. 또한, 그림 1에 표시된 바와 같이, 광학 시스템과 심장 조직을 균일하게 조사하기 위해 양측에 배치된 두 개의 강도 조절 가능 LED 광원이 장착된 단열 캐비닛을 사용하였습니다.

실험적 장착의 가능성을 조사하기 위해, 서로 다른 페이싱 조건 하에서 심장 면적 변화를 추적하는 일련의 실험을 수행하였습니다. 페이싱과 심장의 주파수 응답 사이의 동기화 범위가 도출되었으며, 이는 보조등장성(auxotonic) 기록법8을 사용한 Peña-Romo2가 보고한 동기화 영역과 일치하였습니다. 이를 통해 광학적 실험 설정이 심실 단축에 대한 추가적인 실험 연구를 지원하기에 충분하다는 결론을 내릴 수 있습니다(그림 2).

우리는 심실 단축 및 심방 면적 역학 신호가 심장의 전기기계적 결합 분석을 가능하게 하는지 추가로 조사하였습니다. 심실 및 심방 신호를 통해 방실 수축 지연 시간(AVD)을 결정할 수 있습니다. 420 PPM의 페이싱 주파수에서 53 ± 14 ms(평균 ± 표준편차)의 값이 얻어졌습니다. 이 결과는 심전도(ECG)로 측정한 PR 간격이 44 ± 6 ms라고 보고한 VanderBrink24의 결과와 일치합니다.

이 방법에는 몇 가지 제한점도 있습니다. 그림 3B에 나타난 바와 같이, ECG 기법과 비교했을 때의 방실 지연(atrioventricular delay)의 부정확함과 auxotonic 기록법으로 얻은 결과와 비교했을 때의 심실 진폭(ventricular amplitude)의 부정확함은 외부 운동 아티팩트로 인한 것일 수 있습니다.

이 방법은 약리학적 또는 전신적 영향이 없는 온전한 분리 심장에서 수축력과 심박수를 평가하는 데 기여합니다. 이러한 결과는 광학 시스템을 통해 심장의 심실 및 심방 단축 반응 측정이 가능하다는 것을 보여주며, 이는 방실 협응을 손상시키는 부정맥 연구나 약리학적 효과 평가에 유용함을 강조합니다.

이 방법에는 몇 가지 한계점도 있습니다. 첫째, 2D 근사치이기 때문에 옥소토닉(auxotonic) 방법에서와 같이 수축력을 측정하는 것은 불가능합니다. 또한 이 방법은 용액 방울로 인한 움직임 아티팩트를 줄이고 용액 온도를 조절하는 데 유리합니다. 둘째, 마우스 모델의 성별 차이는 생의학 연구의 타당성, 재현성 및 안전성에 상당한 영향을 미칩니다. 역사적으로 연구자들은 암컷의 발정 주기로 인해 발생하는 데이터 변동성을 피하기 위해 수컷 마우스를 선호해 왔으나, 이러한 전제는 이후 상당 부분 잘못된 것으로 밝혀졌습니다25,26. 연구 유형에 따라 본 프로토콜은 수컷 또는 암컷 마우스를 대상으로 하는 연구에 적용될 수 있습니다.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자들은 선언할 이해상충 관계가 없습니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 연구는 과학·인문학·기술 및 혁신 사무국(SECIHTI)의 지원금 No. LN-2025-C-23의 지원을 받아 수행되었습니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
1 mL 주사기BD Plastipak302485외과적 수술 절차
20 G 바늘NIPROAH-2032대동맥 캐뉼라
8x-100x 배율의 25 mm 조절식 렌즈GenericN/A광학 시스템 카메라 렌즈; 일반적으로 조절식 카메라 렌즈로 언급됨
27 G 바늘BD PrecisionGlide302358외과적 수술 절차
3D 설계 지지 부품CINVESTAVN/A맞춤형 3D 설계 지지 부품
4-0 실크 봉합사AMERICAN SUTURETGSN0901대동맥 캐뉼라
40-A 전원 공급 장치STERENPRL-25LED 전원 공급 장치
에어 스톤N/AN/ATyrode 용액 산소 공급
CaCl2 (2H2O)Sigma-AldrichC3306Tyrode 용액
D-GlucoseJ.T. Baker1916-01Tyrode 용액
배수 펌프CINVESTAVN/A맞춤형 배수 펌프; 일반적으로 배수 펌프로 언급됨
F = 25.4 mm, 평볼록 렌즈THORLABSLA1951-A광학 시스템 조명 렌즈; 일반적으로 평볼록 조명 렌즈로 언급됨
빙초산Sigma-Aldrich695092Langendorff 시스템 세척
헤파린PiSA060M91항응고제
HEPESSigma-AldrichH3375Tyrode 용액
고출력 LEDLuminiusCBT-90-G-L11-C12LED 광원
조명 시스템CINVESTAVN/A맞춤형 조명 시스템; 일반적으로 조명 시스템으로 언급됨
KClCTR SCIENTIFICCTR02196Tyrode 용액
LabVIEW 소프트웨어 버전 2018NATIONAL INSTRUMENTSN/A모니터링 및 페이싱 애플리케이션 실행에 사용되는 소프트웨어; 일반적으로 모니터링 및 페이싱 애플리케이션으로 언급됨
MATLAB 소프트웨어The MathWorksN/A비디오 정규화, 세그멘테이션 및 분석 프로그램을 위한 계산 소프트웨어; 일반적으로 계산 소프트웨어로 언급됨
의료용 산소GRUPO INFRAN/ATyrode 용액 산소 공급
MgCl2 (6H2O)CTR SCIENTIFICCTR02104Tyrode 용액
가변 유량 미니 펌프CONTROL COMPANY3385관류 펌프
마우스 수술 키트Kent ScientificINSMOUSEKIT외과적 수술 절차
NaClSigma-AldrichS5886Tyrode 용액
NaH2PO4DEQDEQF290400250Tyrode 용액
NaOHCTR SCIENTIFICCTR03108pH 조절
NI USB-6009NATIONAL INSTRUMENTS779026-01데이터 수집 카드
백금 전극, 직경 0.25 mmSigma-Aldrich349402전기 자극 전극
전원 공급 장치 (12 V, 30 A)KarnickPTA-12V30A재순환기 전원 공급 장치
압력 모니터CINVESTAVN/A맞춤형 압력 모니터; 일반적으로 압력 모니터로 언급됨
압력 트랜스듀서LA BOUVETB17295Langendorff 시스템 압력 모니터
순수 에틸 알코올Sigma-Aldrich493511시스템 세척용 에탄올
재순환 항온 수조 (LXC)PolyScienceL113A0412저장조 재순환기
식염수PiSA1118480.9% 염화나트륨 (NaCl) 용액
서펜타인 항온 수조CINVESTAVN/A맞춤형 서펜타인 재순환기/항온 수조
실체 현미경N/AN/A외과적 수술 절차
실체 현미경 조명N/AN/A외과적 수술 절차
uEye Cockpit 소프트웨어IDS Imaging Development System GmBHN/A카메라 수집 소프트웨어; 일반적으로 카메라 수집 소프트웨어로 언급됨
UI-3360CP-NIR-GL Rev.2IDSAB00624고속 CMOS 카메라; 일반적으로 CMOS 카메라로 언급됨
자일라진PiSA4001211마취제
Zoletil 100Virbac83048907틸레타민-졸레마존 마취제; 일반적으로 마취제 혼합물로 언급됨

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