방법 논문

마우스의 약물 투여 및 혈액 채취를 위한 복지 지향적 수동 보정법

21 조회수

⸱

DOI:

10.3791/72535

⸱

2026년 8월 25일

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Hematology, Oncology, and Tumor Immunology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 2Taskforce Refinement C3R, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 3Department of Hepatology and Gastroenterology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 4Julius Wolff Institute for Biomechanics and Musculoskeletal Regeneration, Berlin Institute of Health at Charité – Universitätsmedizin Berlin, 5Research Facilities of Experimental Medicine, Charité – Universitätsmedizin Berlin

이 논문에서

요약

본 프로토콜은 주사 또는 혈액 채취 시 마우스를 고정하기 위한 새로운 수동 보정 방법을 설명하며, 이를 통해 시술 중 스트레스를 줄이고 동물 복지를 향상시킵니다.

초록

동물 실험은 질병 기전을 이해하고 약물 및 화학 물질의 효능과 안전성을 평가하는 데 크게 기여하며, 생의학 연구에서 여전히 필수적인 요소이며, 그 중 설치류는 가장 빈번하게 사용되는 실험동물 중 하나입니다. 실험실 실무에서 가장 일반적인 처치로는 주사 및 혈액 채취와 같은 과정 중에 수행되는 핸들링과 보정(immobilizing restraint)이 있으며, 이는 통상적으로 진정제나 마취제 없이 의식이 있는 마우스에게 수행됩니다. 적절한 보정은 동물과 실험자 모두의 안전을 보장하기 위해 필요합니다. 그러나 손으로 고정하거나 보정 튜브를 사용하는 것과 같은 전통적인 보정 방법은 마우스에게 급성 스트레스 반응을 유발하는 것으로 알려져 있으며, 이는 동물 복지에 부정적인 영향을 미치고 잠재적으로 실험 결과에 영향을 줄 수 있습니다. 3R 원칙의 틀 안에서 개선(refinement)을 촉진하고 동물 복지를 향상시키기 위해, 본 프로토콜에서는 마우스의 주사 및 혈액 채취를 위해 새롭게 개발된 어플리케이션 터널의 사용법을 설명합니다. 이 터널은 기존 기술에 비해 덜 가혹하면서도 안전한 보정 방법을 제공합니다. 이러한 복지 지향적 보정 방법은 복강 내 및 정맥 내 주사, 혈액 채취와 같은 표준 처치에 쉽게 적용될 수 있으며, 동시에 실험용 마우스의 스트레스를 최소화하고 핸들링 조건을 개선할 수 있습니다.

서론

동물 실험은 생의학 연구에서 계속해서 핵심적인 역할을 수행하고 있으며, 질병 기전의 이해와 약물 및 화학 물질의 효능 및 안전성 평가에 크게 기여하고 있습니다. 설치류는 가장 흔하게 사용되는 실험동물 종입니다. 유럽 연합에서는 2023년에 약 350만 마리의 생쥐와 50만 마리의 쥐가 과학적 목적으로 사용되었습니다1. 실험 절차로 인해 발생하는 고통에 대한 사회적 인식이 높아지면서, 3R 원칙2,3에 따라 연구 연구 내 동물 복지를 개선해야 한다는 법적 요구 사항이 제기되었습니다. 동물 실험을 대체 방법으로 완전히 대체하는 것이 아직 불가능하기 때문에, 동물의 고통을 완화하기 위해 기존의 실험 절차를 최적화하는 것이 특히 중요합니다. 주사와 같은 처치 과정 중의 보정 장치를 이용한 고정법을 포함한 핸들링은 일상적인 관리와 실험 과정 모두에서 실험동물이 겪게 되는 가장 일반적인 개입 중 하나입니다.

복강 내 주사를 위한 전통적인 고정 억제 방식은 엄지와 검지로 목 부위의 피부와 털을 단단히 잡고 꼬리를 고정한 뒤, 동물을 돌려 주사를 위해 복부를 노출시키는 방식입니다. 이러한 자세는 부자연스럽고 호흡 곤란을 야기할 수 있으며, 이는 동물에게 공포심을 유발합니다4. 이미 다양한 개선된 억제 기법들이 기술되어 왔으며, 예를 들어 전형적인 목 잡기 기법에 비해 목 부위에 가해지는 압력을 줄인 이른바 3-핑거법(3-finger method) 등이 있습니다4. 또 다른 방법은 완전한 고정을 상당 부분 피하는 방식으로, 꼬리와 뒷다리를 억제하여 하복부에 주사할 수 있게 하면서 동물은 와이어 메시(wire mesh)를 잡고 있게 하는 것입니다5. 그럼에도 불구하고 두 절차 모두 한계가 있습니다. 3-핑거법의 경우, 동물을 여전히 들어 올려 부자연스러운 자세로 배치해야 하므로 잠재적으로 스트레스 반응을 유발할 수 있습니다. 반면, 대안 기법은 스트레스를 받거나 방어적인 동물의 물림에 대해 충분한 보호를 제공하지 못하며, 주사 시행에 사용할 수 있는 시간을 제한할 수 있습니다. 잠재적인 물림 부상 외에도, 부적절한 억제나 우발적인 바늘 찔림 사고의 위험도 증가합니다. 정맥 주사 또는 꼬리 정맥 채혈을 위한 고정은 손을 자유롭게 하여 시술할 수 있도록 동물을 잡지 않고도 고정하는 억제기(restrainer)의 사용을 필요로 합니다. 억제기는 일반적으로 투명 아크릴로 만들어진 튜브 형태로, 꼬리가 나올 수 있는 슬롯이나 구멍이 있는 폐쇄된 끝단과 쥐를 삽입하는 개방된 끝단으로 구성되며, 조절 가능한 플러그로 고정할 수 있습니다. 이 방식은 동물을 꼬리로 잡아 억제기의 뒷부분부터 밀어 넣어야 하며, 그래야 꼬리를 액세스 슬롯에 통과시킬 수 있습니다. 이는 시술 중 쥐가 몸을 돌리는 것을 방지하기 위해 필요한 억제기의 좁은 직경으로 인해 더욱 악화되는 스트레스성 절차이며, 결과적으로 부상을 초래할 수 있습니다6,7.

본 프로토콜은 마우스의 주사 및 채혈을 위해 새롭게 개발된 어플리케이션 터널의 사용법을 설명하며, 이는 덜 가혹하면서도 여전히 안정적인 고정을 가능하게 합니다. 이 터널은 단단한 외부 프레임과 제거 가능한 플러시 내부 안감으로 구성되어 있으며, 굴과 유사한 부드럽고 어두운 공간을 형성합니다. 기존의 보정기(restrainer)와 비교하여, 이 터널은 크기에 맞게 자른 Vetbed Isobed 삽입물을 수용할 수 있도록 의도적으로 더 크게 설계되었으며, 이를 통해 충분한 보정력을 유지하면서도 동물의 안정감을 높여주는 부드럽고 편안한 내부 안감을 제공합니다(그림 1A–B). 터널의 양 끝은 개방되어 있어, 마우스가 전면에서 단순히 걸어 들어가 후면으로 나갈 수 있습니다. 터널 내부에 진입하면 동물이 몸을 돌리는 것이 방지되며, 꼬리는 정맥 주사나 혈액 샘플링을 위해 접근 가능한 상태로 유지됩니다(그림 1C). 복강 내 주사의 경우, 터널을 비스듬하게 배치하고(그림 1D) 천골 부위에 가벼운 압력을 가해 마우스의 뒷부분을 위쪽으로 굽히면서 동물의 꼬리 기부를 잡음으로써 미측 복부 영역에 접근할 수 있습니다(그림 1C). 이 방법은 손으로 직접 고정할 필요가 없으므로 마우스와 실험자 모두에게 스트레스가 적습니다.

이전 연구에 따르면, 복강 내 주사 시 터널을 사용하는 것은 복강 내 주사를 빈번하게 실시하는 실험 모델에서도 스트레스 수치를 지속적으로 낮추고 마우스의 복지를 향상시키는 것으로 나타났습니다8. 본 연구에서는 암수 마우스 모두를 대상으로 정맥 주사 및 꼬리 정맥 혈액 채취에 대한 어플리케이션 터널의 적용 가능성을 성공적으로 테스트하였습니다.

프로토콜

이 프로토콜에 기술된 모든 절차는 관할 지역 당국(베를린 보건사회국(LAGeSo); 승인 번호 2022-077-G)의 검토 및 승인을 받았으며, ARRIVE 2.0 가이드라인에 따라 수행되었습니다. 본 연구에 사용된 모든 재료는 재료 표에 나열되어 있습니다.

1. 정맥 투여

참고: 이 방법은 생쥐의 정맥 투여를 위해 동물 복지를 고려한 수동 보정법을 설명합니다. 정맥 주사는 기관 가이드라인과 확립된 안전 및 위생 절차를 준수하여 숙련된 전문가만이 수행해야 합니다.

  1. 동물 준비
    주의: 동물 실험 시에는 반드시 소속 기관의 생물 안전 및 위생 요구 사항에 따라 필요한 개인 보호 장구(PPE)(예: 가운, 장갑, 모자, 마스크)를 착용하십시오.
    1. 혈관 확장을 촉진하고 꼬리 정맥의 가시성을 높이기 위해 홈 케이지를 적색등 아래에 10~15분 동안 둡니다.
  2. 작업 영역 준비
    1. 70% 에탄올로 도포 터널을 세척하십시오. 약 5분 동안 에탄올이 완전히 증발하도록 둡니다.
    2. 세척 및 오토클레이브 멸균을 거친 라이닝(Vetbed Isobed를 필요한 크기로 절단)을 말아서 터널 내부에 배치하십시오.그림 1B).
    3. 손가락을 사용하여 터널 입구의 라이닝을 남은 개구부의 너비가 인접한 두 손가락의 너비 정도가 될 때까지 부드럽게 압착합니다. 라이닝을 그 이상으로 압착하지 마십시오.
    4. 작업대 위에 도포 터널을 배치하고, 터널 입구 앞에 평면 라이닝 조각을 추가로 놓으십시오.
    5. 원하는 주입액이 담긴 27G 바늘이 장착된 주입용 주사기를 준비하여 터널 옆에 둡니다. 면봉과 소독 스프레이를 즉시 사용할 수 있도록 준비하십시오.
  3. 터널 내 복지 지향적 보정
    1. 핸들링 튜브를 사용하여 마우스를 홈 케이지에서 옮기십시오.
    2. 핸들링 터널을 터널 입구 바로 앞에 배치하여 마우스가 자발적으로 적용 터널로 들어가게 합니다.그림 1C).
      참고: 일부 마우스는 터널로 자발적으로 들어가기 전에 도포 터널 앞에 배치된 라이닝 위에 먼저 올라가는 것을 선호합니다. 꼬리 기저부를 살며시 잡아서 마우스가 터널 내부로 너무 깊숙이 들어가는 것을 방지할 수 있습니다.
    3. 내부에 진입한 후, 마우스는 일반적으로 몸을 돌리지 않고 말린 안감 내에 위치를 유지합니다.
      참고: 생쥐가 터널로 들어가지 않는 경우, 입구가 너무 좁은 것일 수 있으므로 터널 입구의 라이닝을 약간 압축하십시오. 생쥐가 너무 작아 안에서 몸을 돌리는 경향이 있다면, 말아놓은 라이닝을 조이거나 층을 추가하십시오.그림 1B).
  4. 정맥 주사
    참고: 정맥 주사는 잘 확립된 기존의 꼬리 정맥 주사 절차를 사용하여 수행합니다.
    1. 꼬리 끝부분을 잡고 조심스럽게 펴준 뒤, 주사 예정 부위를 소독하십시오. 꼬리를 약 ... 만큼 회전시키십시오. 90° 측면 꼬리 정맥이 등쪽으로 위치하도록 합니다.
    2. 필요시 더 근위부 지점에 추가 시도를 할 수 있도록 꼬리의 원위단부터 주사를 시작하십시오.
      중요 단계: 바늘을 약 15~ 의 각도로 삽입하십시오.20° 꼬리에 대하여 바늘을 꼬리와 거의 평행하게 유지하십시오. 꼬리 정맥은 표재성(superficial)이므로 바늘의 사면(bevel)을 약간만 지나치게 진입시키십시오. 바늘이 정확하게 배치되었는지는 주입 시 저항이 최소화되고 주입된 용액이 정맥을 통해 흐르는 것이 보임으로써 확인할 수 있습니다. 원하는 부피를 느리고 일정한 속도로(13초 동안 5 mL/kg 이하) 주입하십시오. 바늘을 뺀 후에는 출혈을 방지하기 위해 멸균 면봉으로 주입 부위를 가볍게 압박하십시오.
      주의: 사용한 바늘과 주사기는 즉시 뚫림 방지 및 누수 방지 기능이 있는 손상성 폐기물 전용 용기에 버리십시오. 바늘 찔림 사고를 예방하기 위해 주사기 캡을 다시 씌우지 마십시오.
  5. 방출 및 정적 강화
    1. 마우스가 들어 있는 터널을 홈 케이지로 되돌려 놓고, 동물이 터널의 반대편 끝으로 자발적으로 나오도록 합니다.그림 1C).
    2. 긍정적 강화와 실험 절차에 대한 순응을 돕기 위해 홈 케이지 내에 간식을 제공하십시오.
  6. 세척 및 유지 관리
    1. 도포 터널에서 내부 라이닝을 제거하십시오. 70% 에탄올로 도포 터널을 세척하십시오.
    2. 라이닝이 깨끗한 상태로 유지되었다면, 이후 실험에 재사용할 수 있습니다. 오염되었거나 눈에 띄게 더러워진 경우에는 세척 후 오토클레이브(autoclave) 멸균 과정을 거쳐 재사용하십시오.
      참고: 실험군당 하나의 깔짚을 사용하십시오. 서로 다른 실험 간, 수컷과 암컷 동물 간, 그리고 기관의 위생 지침에 따라 필요한 경우마다 깔짚을 교체하십시오.

2. 복강 내 투여

참고: 이 방법은 마우스의 복강 내 투여를 위한 동물 복지 중심의 수동 보정 방법을 설명합니다. 복강 내 주사는 기관의 가이드라인을 준수하고 확립된 안전 및 위생 절차에 따라 교육받은 인원만이 수행해야 합니다. 주사 부위에 더 쉽게 접근하기 위해, 마우스의 후반부를 위로 들어 올리는 경사 플랫폼(웨지)과 함께 적용 터널을 사용합니다.

  1. 작업 영역 준비
    1. 어플리케이션 터널과 웨지를 70% 에탄올로 세척합니다. 에탄올이 완전히 증발하도록 약 5분 동안 둡니다.
    2. 세척 및 오토클레이브 멸균한 라이닝(Vetbed Isobed를 필요한 크기로 절단)을 말아서 터널 내부에 배치합니다(그림 1B).
    3. 손가락을 사용하여 터널 입구의 라이닝을 가볍게 압착하여 남은 개구부의 너비가 인접한 두 손가락 너비 정도가 되도록 합니다. 라이닝을 더 과하게 압착하지 마십시오.
    4. 작업 표면 위에 있는 웨지(그림 1D) 상단에 어플리케이션 터널을 배치하고, 터널 입구 앞에 평평한 라이닝을 추가로 배치합니다.
    5. 원하는 주입액이 담긴 27G 바늘이 장착된 주사기를 준비하여 터널 옆에 둡니다.
  2. 터널 내 동물 복지 지향적 보정
    주의: 동물 실험 시에는 항상 기관의 생물 안전 및 위생 요구 사항(예: 가운, 장갑, 캡, 마스크)에 따라 필요한 개인 보호 장구(PPE)를 착용하십시오.
    1. 핸들링 튜브를 사용하여 마우스를 홈 케이지에서 이동시킵니다. 핸들링 터널을 터널 개구부 바로 앞에 배치하여 마우스가 자발적으로 어플리케이션 터널에 들어가게 합니다(그림 1C).
      참고: 일부 마우스는 터널에 자발적으로 들어가기 전에 어플리케이션 터널 앞에 놓인 라이닝 위에 먼저 올라가는 것을 선호합니다. 이 경우, 터널을 웨지 위에 올리기 전에 마우스가 먼저 터널에 들어가도록 하십시오.
    2. 마우스가 들어가면 꼬리 기부를 검지와 엄지 사이로 가볍게 잡아 마우스가 터널 안으로 너무 깊이 들어가는 것을 방지합니다. 마우스는 보통 몸을 돌리지 않고 말린 라이닝 내에 위치하게 됩니다.
      참고: 마우스가 터널에 들어가지 않는 경우 개구부가 너무 작을 수 있으므로, 터널 입구의 라이닝을 약간 덜 압착하십시오. 마우스가 너무 작아 몸을 돌리려는 경향이 있는 경우, 말린 라이닝을 더 조이거나 층을 추가하십시오(그림 1B).
  3. 복강 내 주사
    1. 한 손의 엄지와 검지로 꼬리 기부를 잡습니다(그림 1C). 같은 손의 중지를 사용하여 천골 부위에 가벼운 압력을 가하고 꼬리를 약간 위쪽으로 돌립니다. 이렇게 하면 동물이 안정되고 미측 복부 영역으로의 접근이 용이해집니다.
    2. 중요 단계: 주사기를 작업 표면과 평행하게 잡고, 명확하게 보이는 미측 복부 영역에 삽입하여 주사를 시행합니다.
    3. 주사 후, 가해졌던 압력을 천천히 제거하고 꼬리를 놓아줍니다.
      주의: 사용한 바늘/주사기는 즉시 천공 방지 및 누출 방지용 손상성 폐기물 전용 용기에 폐기하십시오. 바늘 찔림 사고를 방지하기 위해 주사기 캡을 다시 씌우지 마십시오.
  4. 방사 및 긍정적 강화
    1. 마우스가 들어 있는 터널을 홈 케이지로 되돌리고, 동물이 터널의 반대쪽 끝으로 자발적으로 나오게 합니다(그림 1C).
    2. 긍정적 강화와 절차에 대한 습관화를 돕기 위해 홈 케이지에 간식을 제공합니다.
  5. 세척 및 유지 관리
    1. 어플리케이션 터널에서 내부 라이닝을 제거합니다. 어플리케이션 터널과 웨지를 70% 에탄올로 세척합니다.
    2. 라이닝이 깨끗한 상태로 유지되었다면 후속 실험에 재사용할 수 있습니다. 오염되었거나 눈에 띄게 더러워진 경우, 재사용 전 세척 및 오토클레이브 멸균을 실시하십시오.
      참고: 실험군당 하나의 라이닝을 사용하십시오. 서로 다른 실험 사이, 수컷과 암컷 동물 사이, 그리고 기관의 위생 가이드라인에서 요구하는 경우마다 라이닝을 교체하십시오.

3. 꼬리 정맥 혈액 채취

참고: 이 방법은 생쥐의 꼬리 정맥 채혈을 위한 복지 중심의 수동 보정 방법을 설명합니다. 모든 절차는 기관 지침 및 확립된 안전 및 위생 프로토콜을 준수하여 교육받은 숙련자에 의해 수행되어야 합니다.

  1. 작업 구역 준비
    1. 70% ethanol로 어플리케이션 터널을 세척합니다. 약 5분 동안 ethanol을 완전히 증발시킵니다.
    2. 세척 및 오토클레이브 멸균한 라이닝(Vetbed Isobed를 필요한 크기로 절단)을 말아서 터널 내부에 배치합니다(그림 1B).
    3. 손가락을 사용하여 터널 입구의 라이닝을 부드럽게 압착하여 남은 개구부의 너비가 인접한 손가락 두 개 정도의 너비가 되도록 합니다. 라이닝을 더 이상 압착하지 마십시오.
    4. 어플리케이션 터널을 작업 표면에 배치하고 터널 입구 앞에 평평한 라이닝을 추가로 배치합니다.
    5. 란셋, 혈액 채취용 마이크로튜브, 면봉 및 소독 스프레이를 즉시 사용할 수 있도록 준비합니다.
  2. 터널 내 복지 지향적 보정
    주의: 동물과 작업할 때는 기관의 생물 안전 및 위생 요구 사항에 따라 필요한 개인 보호 장비(PPE)(예: 가운, 장갑, 모자, 마스크)를 항상 착용하십시오.
    1. 핸들링 튜브를 사용하여 마우스를 홈 케이지에서 이동시킵니다. 핸들링 터널을 터널 개구부 바로 앞에 배치하여 마우스가 자발적으로 어플리케이션 터널에 들어가게 합니다(그림 1C).
      참고: 일부 마우스는 자발적으로 터널에 들어가기 전, 어플리케이션 터널 앞에 놓인 라이닝 위로 먼저 올라가는 것을 선호합니다. 꼬리 기저부를 부드럽게 잡아 마우스가 터널 안으로 너무 깊이 들어가는 것을 방지할 수 있습니다.
    2. 일단 내부로 들어가면, 마우스는 일반적으로 몸을 돌리지 않고 말린 라이닝 안에 위치하게 됩니다.
      참고: 마우스가 터널에 들어가지 않는 경우 개구부가 너무 작을 수 있으므로 터널 입구의 라이닝을 약간 압착하십시오. 마우스가 너무 작아 몸을 돌리는 경향이 있다면 말린 라이닝을 조이거나 층을 추가하십시오(그림 1B).
  3. 혈액 채취
    1. 꼬리 끝을 잡아 꼬리를 부드럽게 펴고, 예정된 채취 부위를 소독합니다. 꼬리를 약 90° 회전시켜 외측 미정맥이 등쪽으로 오도록 배치합니다.
    2. 중요 단계: 란셋을 사용하여 외측 정맥을 천자합니다. 마이크로튜브나 모세관을 사용하여 혈액 방울을 채취합니다.
      주의: 사용한 란셋은 즉시 천자 방지 및 누출 방지용 날카로운 물건 전용 수거함에 폐기하십시오. 바늘 찔림 사고를 예방하기 위해 란셋 캡을 다시 씌우려 하지 마십시오.
    3. 채취 후, 멸균 면봉으로 천자 부위를 부드럽게 압박하여 지혈합니다.
  4. 방출 및 정적 강화
    1. 마우스가 들어있는 터널을 홈 케이지로 되돌려 보내고, 동물이 터널의 반대쪽 끝으로 자발적으로 나오게 합니다(그림 1C).
    2. 정적 강화와 절차에 대한 습관화를 돕기 위해 홈 케이지에 간식을 제공합니다.
  5. 세척 및 유지관리
    1. 어플리케이션 터널에서 내부 라이닝을 제거합니다. 70% ethanol로 어플리케이션 터널을 세척합니다.
    2. 라이닝이 깨끗하게 유지된 경우, 이후 실험에 재사용할 수 있습니다. 오염되었거나 눈에 띄게 더러워진 경우, 재사용 전 세척 후 오토클레이브 멸균하십시오.
      참고: 실험 군당 하나의 라이닝을 사용하십시오. 서로 다른 실험 간, 수컷과 암컷 동물 간, 그리고 기관의 위생 지침에서 요구하는 경우마다 라이닝을 교체하십시오.

결과

새로운 보정 기술이 마우스의 복지에 미치는 영향을 평가하기 위해, 기술된 프로토콜에 따라 꼬리 정맥 혈액 채취 및 정맥 주사를 수행하였다. 수컷 및 암컷 야생형 C57BL/6 마우스를 어플리케이션 터널 또는 기존 보정기에서 해당 절차에 노출시킨 후 통증 및 스트레스 징후를 평가하였다. 꼬리 정맥 혈액 채취 후 마우스의 스트레스 수준을 결정하기 위해 마우스 표정 척도(mouse grimace scale, MGS)를 사용하였다. MGS는 통증이나 스트레스 유발 절차에 대한 반응으로 안면 근육의 표정을 분석하는 널리 사용되는 평가 시스템이다9,10. 점수를 결정하기 위해 보정기 또는 터널에서 마우스를 방출시킨 직후 사진을 촬영하였다(대표 이미지는 그림 2에 표시됨). 마우스 행동 평가 경험이 있는 두 명의 관찰자가 세 가지 안면 표정 파라미터(그림 2C의 모식도 참조)를 평가하였다: 안와 수축(눈꺼풀이 닫히고 안와 영역이 좁아짐; 눈 주변에 주름이 보일 수 있음), 코 돌출(콧등이 돌출되고 코 옆면에 수직 주름이 나타날 수 있음), 그리고 귀 위치(귀가 얼굴에서 바깥쪽 및/또는 뒤쪽으로 회전하며 ‘뾰족한’ 모양으로 접힐 수 있음; 귀 사이의 간격이 넓어짐). 마우스의 털 색이 어두워 신뢰할 수 있는 평가가 어려웠기 때문에 수염 위치와 볼 돌출은 평가하지 않았다. 각 파라미터는 0에서 2까지의 3점 척도(0 = 나타나지 않음, 1 = 중간 정도로 나타남, 2 = 명확하게 나타남)를 사용하여 점수를 매겼으며, 세 가지 안면 파라미터의 평균을 내어 동물당 하나의 평균 MGS 점수를 얻었다. 신뢰성을 보장하기 위해 각 동물은 두 명의 관찰자가 독립적으로 맹검 상태에서 점수를 매겼으며, 이후 두 MGS 점수의 평균을 내어 각 동물의 최종 MGS 점수를 생성하였다. 암컷과 수컷 마우스 모두 기존 보정기에 비해 어플리케이션 터널에서 혈액 채취를 수행했을 때 MGS 점수가 유의하게 감소하였다(그림 2A–B).

별도의 마우스 그룹에 100 µL 0.9% 염화나트륨(NaCl)을 정맥 주사하였으며, 가청 발성 횟수와 구속 장치 내에서 몸을 돌리려는 시도를 기록하였습니다. 마우스는 특히 통증이나 공포를 느끼거나 방어 행동을 보일 때, 심한 고통의 신호로 가청 끽끽거림(squeaks)을 통해 발성합니다11,12,13. 또한, 마우스는 신체적 구속에 대해 본능적으로 패닉 반응을 보이며, 이는 갇힌 공간을 벗어나려는 도주 반응으로 이어집니다. 따라서 구속 장치 내에서 180도 회전하려는 시도는 공포의 징후로 간주되었습니다. 암수 마우스 모두에서 정맥 주사를 투입 터널(application tunnel)에서 수행했을 때보다 구속기 내에서 수행했을 때 가청 발성과 몸을 돌리려는 시도가 더 많이 관찰되었습니다(그림 3).

figure-results-1
그림 1: 새로운 적용 터널. (A) 기존의 보정기와 새로운 적용 터널 간의 크기 차이를 보여주는 대표 이미지. (B) 터널의 내부 안감은 적절한 크기로 절단된 롤 형태의 Vetbed로 구성되어 부드럽고 지지력이 있으며 어두운 환경을 제공한다. 마우스의 크기가 너무 작아 몸을 돌리는 경향이 있는 경우, 롤 안감을 조여 가용 공간을 줄일 수 있다. (C) 진입 및 진출, 안전하고 편안한 고정, 복부 및 꼬리 접근을 포함하여 적용 터널 내에서의 다양한 핸들링 단계. (D) 터널 내에서 복강 내 주사를 실시하기 위한 추가 웨지. 웨지는 핸들러에 대한 터널의 각도를 높여 복부 영역으로의 접근을 용이하게 한다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-2
그림 2꼬리 정맥 채혈 후 마우스 안면 표정 척도. 암수 생쥐를 대상으로 적용 터널 또는 일반적인 보정기 내에서 채혈을 수행하였다. 생쥐의 안면 표정 척도(mouse grimace scale)를 평가하기 위한 사진 촬영은 동물이 보정기나 터널에서 나온 직후에 이루어졌으며, 이후 생쥐의 그룹 할당 내용을 알지 못하는 두 명의 숙련된 실험자에 의해 독립적으로 채점되었다. 평가 항목은 안와 수축(orbital tightening), 코 팽창(nose bulge), 귀 위치(ear position)였다. 두 번의 채점 결과를 바탕으로 각 동물의 평균 점수를 산출하였다.A) 암컷 생쥐 (터널군 n = 5; 구속기군 n = 8). (B) 수컷 마우스 (터널 n = 11; 보정기 n = 11). 이 그래프는 Schlutt et al., 2026에서 인용하여 수정되었습니다. PLOS ONECC BY 4.0 라이선스로 막대그래프로 게시되었던 원본 데이터를 수정하여 여기에서는 상자-수염 그림(box-and-whisker plot)으로 다시 작성하였습니다. (C) ChatGPT Image 2(OpenAI; 이용 가능 경로:)를 사용하여 저자가 개발한 텍스트 프롬프트로 생성한 안면 동작 단위의 모식도 https://chatgpt.com/); 최종 이미지는 과학적 정확성을 위해 저자들의 검토 및 승인을 거쳤습니다. 데이터는 박스-위스커 플롯(최솟값에서 최댓값까지)으로 표시하였으며, 선은 평균을 나타냅니다. Mann-Whitney 검정, pp-값 < 0.05를 유의 수준으로 간주하였습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-3
그림 3정맥 주사 후 가청 발성과 몸을 돌리려는 시도. 암수 마우스에 다음을 정맥 주사하였다. 100 µL 0.9% NaCl을 도포 터널 내부 또는 일반적인 보정 장치 내에 투여하였다. 실험 과정 중 가청 발성 및 보정 장치 내에서 몸을 돌리려는 시도의 발생 여부를 기록하였다(예/아니오). 모든 그룹의 표본 수는 n = 10이었다. 데이터는 누적 막대 분할표(stacked bar contingency plots)로 제시하였다. 피셔의 정확 검정(Fisher’s exact test)을 통해, p-값 < 0.05 미만인 경우를 통계적으로 유의한 것으로 간주하였다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 1: 더 큰 버전의 적용 터널을 이용한 쥐의 복강 내 주사. 쥐의 복강 내 주사를 위해 직경 15 cm의 적용 터널이 사용되었습니다. 절차는 마우스에 대해 설명된 것과 동일한 프로토콜에 따라 수행되었습니다. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

토론

이 보정 기술은 동물 복지를 위한 최적의 실천 방안을 지원하기 위해 물질 투여 및 혈액 채취용으로 개발되었습니다. 일부 과학계에서는 특히 추가적인 시간과 노력이 필요한 경우, 오랫동안 확립된 표준 절차와 다른 개선된 핸들링 및 보정 방법을 도입하는 것에 여전히 소극적입니다. 그러나 실험 동물의 스트레스를 줄이는 것은 동물 복지 관점에서 바람직할 뿐만 아니라, 데이터 변동성을 줄이고 스트레스로 인한 생리적 변화를 최소화하며, 시도 실패 및 동물 탈락을 감소시킴으로써 실험의 성공에 크게 기여합니다. 본 프로토콜은 안전한 투여 및 채취 절차를 위해 안정적인 보정과 핸즈프리 접근성을 제공하면서도 동물 복지를 유의미하게 향상시킬 수 있는, 실행하기 쉬운 방법을 제시합니다.

이 프로토콜에서 중요한 단계는 어플리케이션 터널로의 성공적인 진입과 내부에서의 안정적인 위치 확보를 보장하는 것입니다. 자발적 진입을 위해 두 가지 가능한 접근 방식이 권장됩니다. 하나는 이송 튜브에서 터널로 직접 진입하는 것이며, 다른 하나는 이송 튜브에서 미리 배치된 소프트 라이닝 위에 마우스를 놓은 후 터널로 진입하게 하는 것입니다. 최적의 접근 방식은 동물의 행동에 따라 다르므로 두 방법 모두 평가해야 합니다. 가장 선호되는 방식은 마우스가 가장 빠르게, 그리고 가장 거부감 없이 진입하는 방식입니다. 마우스가 터널 진입을 망설이는 경우, 다음과 같은 몇 가지 요인을 고려해야 합니다. (1) 진입구가 너무 좁을 수 있으며, 이 경우 라이닝을 약간 압축하여 입구를 넓힐 수 있습니다. (2) 내부 라이닝의 냄새 단서가 수용도에 영향을 줄 수 있으므로, 라이닝은 가급적 친숙한 케이지 냄새를 유지해야 합니다. 동시에 실험 그룹, 케이지 및 성별 간의 분리를 보장하고, 혼란을 주는 냄새를 피하기 위해 오염된 재료는 교체해야 합니다. (3) 마우스는 자신의 털 색상과 유사한 색상의 표면에서 더 안전함을 느끼는 것으로 나타났으므로14, 라이닝 색상을 동물의 털 색상과 맞추는 것이 유익할 수 있습니다. (4) 터널 입구를 케이지 벽 쪽으로 향하게 하면 마우스가 홈 케이지와 케이지 동료를 계속 볼 수 있어 진입을 촉진할 수 있습니다. 어플리케이션 터널의 잠재적인 제한점은 동물의 자발적 진입에 의존한다는 것이며, 이는 처치나 샘플링 전 짧은 지연을 유발하는 것으로 인식될 수 있습니다. 그러나 본 연구에서 마우스는 일반적으로 2–10 s 이내에 빠르고 일관되게 터널에 진입하여, 좁고 재현 가능한 시간 창 내에서 절차를 수행할 수 있었습니다. 이 접근 방식이 기존의 목덜미 고정(scruff restraint)보다 약간 더 많은 시간이 소요될 수 있지만, 핸들링 시간의 약간의 증가는 핸들링 관련 스트레스를 줄임으로써 얻는 동물 복지의 상당한 개선과 비교하여 평가되어야 합니다. 더욱이, 기존 보정기에 넣는 과정 또한 마우스가 빈번하게 저항하여 핸들링 시간이 소요되므로, 결과적으로 유의미한 차이는 없습니다. 5% 미만의 사례에서 마우스가 자발적으로 터널에 진입하지 않았습니다. 위에서 설명한 조치들이 일반적으로 진입을 유도하는 데 충분했지만, 필요한 경우 동물을 터널 안으로 부드럽게 도와줄 수도 있습니다. 이러한 경우에도 소프트 내부 라이닝은 기존 보정기보다 복지 측면에서 유리합니다.

마우스가 터널 내부로 들어가면 내부 안감을 안정적으로 잡을 수 있습니다. 이는 동물 복지 관점에서 매우 유리한데, 핸들링 중에 표면을 잡을 수 있도록 했을 때 구속된 마우스의 스트레스 수준이 더 낮게 나타난다는 것이 입증되었기 때문입니다4. 동시에 실험자는 마우스가 몸을 돌리려고 시도하지 않는 상태에서 꼬리 기부를 안정적으로 잡을 수 있습니다. 이때 내부 안감이 동물을 단단히 감싸는 것이 중요합니다. 마우스의 크기가 너무 작아 터널 내에서 회전하는 경향이 있다면, 말아놓은 안감을 조이거나 층을 추가하여 빠르게 조정할 수 있습니다. 서로 다른 크기의 동물(예: 연령, 성별, 식이 차이로 인해)을 대상으로 하는 실험의 경우, 직경이 다양한 터널을 사용할 수 있습니다(인쇄 템플릿 참조8).

주사와 채혈은 항상 숙련된 인원이 수행해야 합니다. 그럼에도 불구하고, 어플리케이션 터널은 숙련도가 매우 높은 인원과 경험이 적은 사용자 모두에게 효과적이었습니다. 특히, 미숙련 인원의 경우 실패 횟수가 적었으며, 이를 통해 반복적인 핸들링과 시술 시간의 연장을 줄일 수 있었습니다. 또한 사용자들은 기존의 수동 고정법을 배우는 것보다 터널 내에서 마우스를 보정할 때 더 편안함과 안정감을 느낀다고 보고했습니다. 이는 방법의 도입이 쉽고 동물과 실험자 모두에게 이점이 되므로, 인력 교체가 빈번한 실험실에 상당한 장점이 됩니다. 이러한 관찰 결과는 터널 및 컵 핸들링과 같은 정교한 핸들링 기법과 관련된 핸들링 편의성 및 기술자의 자신감 향상에 대해 이전에 보고된 내용과 일치합니다15.

중요한 점은, 여기서 설명한 방법은 훈련되지 않은 마우스에서도 효과적이며, 제시된 모든 결과는 사전 순화 과정을 거치지 않은 동물을 사용하여 얻었다는 것입니다. 이전 연구들에 따르면, 동물에게 계획된 절차를 익히게 하는 순화 및 의료 훈련은 마우스의 스트레스 반응을 감소시킬 수 있는 것으로 나타났습니다16,17. 따라서 적용 터널을 포함하는 훈련 프로토콜을 도입하면, 특히 빈번한 처치가 필요할 때 스트레스 수준을 더욱 낮출 수 있으며, 그렇지 않을 경우 발생할 수 있는 터널에 대한 부정적인 연관성을 방지할 수 있습니다. 이러한 훈련 프로그램은 이전 연구에서 성공적으로 적용되었으며, 이를 통해 수주 동안 반복적인 복강 내 주사를 위해 터널을 사용할 수 있었습니다8. 특히 반복적인 주사가 필요한 연구에서 이 터널은 주요한 개선 방안이 될 수 있습니다. 전송 튜브를 이용한 정교한 핸들링 기술과 구속의 감소는, 반복적인 목덜미 고정이나 복강 내 주사 후에도 실험자와의 상호작용 의지 증가 및 표준 행동 테스트에서의 불안 유사 행동 감소와 같은 긍정적인 효과를 유지하는 것으로 나타났습니다18,19. 마찬가지로, 터널 내에서 수행된 반복적인 주사는 마우스의 스트레스 관련 파라미터를 증가시키지 않았습니다8.

이와 관련하여, 동물 훈련의 잘 정립된 원칙인 정적 강화를 통해 먹이 보상이 순응을 촉진한다는 것이 입증되었습니다. 따라서 각 핸들링 세션의 마지막에 보상으로 작은 간식을 제공하는 것이 권장됩니다. 터널을 테스트할 때는 오트밀 한 알과 같은 매우 적은 양으로도 충분하며, 이는 동물의 일반적인 식단에 영향을 줄 가능성이 낮습니다. 대사 연구 등에서 음식 섭취가 문제가 되는 경우에는 특수 식단(예: 케토제닉 식단)과 호환되는 향미 간식을 사용할 수 있습니다. 중요한 점은, 간식은 어플리케이션 터널의 성공적인 사용을 위한 필수 조건이라기보다 순응도를 높이는 추가적인 정교화(refinement) 조치로 간주해야 한다는 것입니다. 마우스는 시스템에 익숙해지면 먹이 보상 없이도 스스로 어플리케이션 터널에 반복적으로 진입하였습니다.

여기서 설명하는 방법은 특정 신체 부위의 접근성에 있어 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 정맥 주사와 혈액 채취를 위해 꼬리에 쉽고 안전하게 접근할 수 있고, 후복부 영역은 복강 내 주사에 적합하지만, 피하 적용을 위한 측면 신체 부위로의 접근은 제한적입니다. 경구 투여 또한 신중하게 고려해야 합니다. 필요한 목 신전을 달성할 수 없으므로 일반적인 경구 존데 투여(oral gavage)는 이 시스템과 호환되지 않습니다. 하지만 마우스가 피펫 팁(예: 연유와 혼합됨)으로부터 자발적으로 물질을 섭취하게 하는 더 정교한 경구 투여 방법20은 터널의 개방된 측면을 통해 가능할 수 있습니다. 이 경우, 물질의 완전한 섭취를 확인하기 위해 머리가 명확하게 보여야 하며 마우스가 라이닝이나 터널 내부에 너무 깊숙이 위치하지 않도록 해야 합니다.

기존의 보정 터널과 비교하여, 여기서 설명하는 적용 터널은 동물 복지 측면에서 분명한 장점을 제공합니다. 안전한 적용 및 샘플링 절차를 위해 보정이 종종 필요하지만, 이는 또한 설치류가 실험 절차 중에 겪는 가장 큰 스트레스 요인 중 하나로 인식됩니다7,21,22. 이전 연구들은 전통적인 꼬리 잡기 및 보정을 터널 또는 컵 핸들링과 같은 개선된 방법으로 대체하는 것이 동물 복지를 현저히 향상시킨다는 것을 이미 입증하였습니다. 이러한 개선된 접근 방식으로 핸들링된 마우스는 꼬리를 잡아 들어 올린 마우스보다 불안감이 낮고 핸들러와 상호작용하려는 의지가 더 큽니다23,24. 마우스가 자발적으로 들어가는 적용 터널을 사용하는 것은 터널 핸들링의 일관된 확장입니다. 적용 터널을 나오는 마우스의 안면 표정 척도(grimace scale)는 동물이 보정되었거나 갇혔다고 느끼지 않음을 나타냅니다. 마우스가 케이지 그리드를 잡고 있는 상태에서 진행하는 복강 내 주사 방법은 설명된 골반 부위 그립 리프팅과 유사하지만5, 전자는 동물이 탈출하려는 투쟁 반응에 기반합니다. 그리드 위에서 마우스는 발로 매달려 핸들러의 그립으로부터 멀어지려 앞으로 당기며, 이는 보정으로 이어져 결국 고통을 유발합니다. 또한, 이러한 유형의 보정은 복근의 긴장도를 높여 바늘 천자로 인한 통증을 촉진합니다. 반면, 적용 터널은 개선된 보정 방법을 나타내며, 결과는 더 낮은 안면 표정 점수, 더 적은 가청 발성, 핸들러와 상호작용하려는 의지 유지 등 스트레스 관련 파라미터의 감소를 나타냅니다811,12,13. 초음파 발성(USV)이 행동학적으로 유의미한 통신 신호로 점점 더 인식되고 있지만, USV는 맥락 의존성이 매우 높고 정상적인 생리적 행동 중에도 발생하므로 성체 마우스의 스트레스 마커로서의 사용은 여전히 연구 중입니다25.

그럼에도 불구하고, 최근의 증거에 따르면 초음파 발성(USV) 기록은 보정(restraint)에 대한 행동 반응을 평가하는 유망하고 비침습적이며 재현 가능한 방법이 될 수 있음을 시사합니다26. 따라서 향후 연구에 USV 기록을 포함함으로써 스트레스 및 정서적 반응을 더욱 세밀하게 특성화할 수 있는 추가적인 객관적 측정 지표를 제공할 수 있을 것입니다. 종합적으로, 이러한 결과는 어플리케이션 터널이 기존의 보정 기구와 비교하여 일상적인 처치 및 샘플링 시 더 안전하고 스트레스가 적은 보정 절차를 가능하게 함을 나타냅니다. 중요한 점은, 투명 아크릴 보정 기구와 달리 부드러운 내부 안감이 있어 마우스가 표면을 안정적으로 잡을 수 있으며, 이는 NC3Rs 권고 사항에 따라 중요한 복지 개선 사항으로 간주됩니다27. 터널 내부에서는 몸을 돌리려는 시도가 현저히 적게 관찰되어, 복지와 핸들링 안전성이 모두 향상되었습니다. 기존의 플라스틱 보정 기구에서는 몸을 돌리려는 시도가 종종 배뇨와 연관되며, 이로 인해 털이 젖어 안락함이 더욱 저해됩니다. 어플리케이션 터널을 사용함으로써 이러한 문제가 상당 부분 해결되었습니다.

이 방법의 잠재적 응용 분야는 매우 광범위합니다. 특히, 개선된 구속 방법은 생쥐에 국한되지 않으며, 더 큰 직경의 터널을 사용하면 쥐(rat)에게도 적용할 수 있습니다.부록 그림 1설치류는 여러 과학 분야에서 가장 널리 사용되는 실험 동물 종이며, 물질 투여 및 시료 채취를 위한 보정은 많은 실험실에서 일상적으로 수행되는 절차입니다. 하지만 보정 스트레스는 동물의 복지를 저해할 뿐만 아니라, 행동 반응을 포함하여 과학적 결과에 상당한 영향을 미치는 것으로 나타났습니다.28,29 및 면역 기능과 같은 생리학적 기전30따라서 스트레스 관련 변동성을 최소화하는 것은 동물 실험의 과학적 타당성과 윤리적 고려 사항 모두에 필수적입니다. 안전하고 실용적인 핸들링을 유지하면서 보정 관련 스트레스를 줄임으로써, 어플리케이션 터널(application tunnel)은 동물 복지를 향상시키는 동시에 실험의 질과 재현성을 실질적으로 개선할 수 있습니다.

공개 사항

A.S., J.K.U. 및 L.H.는 독일에서 주입 터널에 관한 실용신안권을 보유하고 있습니다 (등록 번호 20 2024 100 448). 그 외 모든 저자는 이해관계가 없음을 밝힙니다.

감사의 글

저희는 지원을 아끼지 않으신 Charité 동물 시설 직원분들과 동물 복지 담당자분들, 특히 André Dülsner 박사님께 감사드립니다. 또한 어플리케이션 터널의 보급을 위해 재정적 지원을 해주신 Charité 3R과 유익한 토론을 나누어 주신 Charité 3R Refinement Taskforce의 모든 구성원분께 감사드립니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
알레르기 란셋, 멸균됨Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH, 독일 함부르크1110106
선택적 웨지가 포함된 도포 터널자체 제작 3D 프린팅 터널인쇄 템플릿은 https://osf.io/vsjnb에서 이용 가능합니다.
혈액 채취관: Microvette 100 EDTA K3E, 100 µL SARSTEDT AG & Co. KG, Nü독일, 마브레히트20.1278.100
투명 핸들링 튜브Datesand Group, 영국 스톡포트GZCHTUBE-100크기: 50 x 3 x 100 mm
에탄올, ≥70%Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, GermanyT913.1
Inject-F 일회용 미세 용량 주사기 1 mL B.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, 독일9166017V
귀리Schapfen Mühle GmbH Co.KG, 독일 울름W100197고압 증기 멸균 처리된
Sanitas SIL 06 적외선 램프Beurer Europe GmbH, 독일 울름61424
부드러운 내부 안감: Original Vetbed Isobed SLVetbed Deutschland, 독일 무더스바흐1999981필요한 크기로 절단하십시오.
Softasept ISO 70% 소독 스프레이B.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, 독일19905
Sterican 27 G x ¾ 일회용 멸균 피하 주사 바늘B.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany4657705B크기: 0.40 mm x 20 mm
면봉: FIWA 앱 의료용 어플리케이터핑크 & Walter GmbH, 독일 메르크바일러329012

참고문헌

  1. Joint Research Center (JRC-ISPRA). Summary report on statistical information on the use of animals for scientific purposes in the Member States of the European Union and Norway in 2023. Luxembourg: Publications Office of the European Union; 2026.
  2. European Parliament and Council of the European Union. Directive 2010/63/EU of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Off J Eur Union. 2010;L276:33–79.
  3. Russell WMS, Burch RL. The principles of humane experimental technique. London: Methuen & Co. Ltd.; 1959.
  4. Labitt RN, Oxford EM, Davis AK, Butler SD, Daugherity EK. A validated smartphone-based electrocardiogram reveals severe bradyarrhythmias during immobilizing restraint in mice of both sexes and four strains. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2021;60(2):201–12.
  5. Baek JM, Kwak SC, Kim JY, Ahn SJ, Jun HY, Yoon KH, et al. Evaluation of a novel technique for intraperitoneal injections in mice. Lab Anim (NY). 2015;44(11):440–4.
  6. Turner PV, Pekow C, Vasbinder MA, Brabb T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2011;50(5):614–27.
  7. Meijer MK, Spruijt BM, van Zutphen LF, Baumans V. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 2006;40(4):382–91.
  8. Schlutt A, Riesner K, Kochan M, Mess AK, Jahn D, Lurje I, et al. A novel application tunnel in combination with medical training reduces stress induced by frequent intraperitoneal injections and blood draws in mice. PLoS One. 2026;21(5):e0341404.
  9. Onuma K, Watanabe M, Sasaki N. The grimace scale: a useful tool for assessing pain in laboratory animals. Exp Anim. 2024;73(3):234–45.
  10. Whittaker AL, Liu Y, Barker TH. Methods used and application of the mouse grimace scale in biomedical research 10 years on: a scoping review. Animals (Basel). 2021;11(3).
  11. Ruat J, Genewsky AJ, Heinz DE, Kaltwasser SF, Canteras NS, Czisch M, et al. Why do mice squeak. Toward a better understanding of defensive vocalization. iScience. 2022;25(7):104657.
  12. Ehret G. Schallsignale der Hausmaus (Mus musculus). Behaviour. 1974;52(1-2):38–56.
  13. Blanchard RJ, Hebert MA, Ferrari PF, Palanza P, Figueira R, Blanchard DC, et al. Defensive behaviors in wild and laboratory (Swiss) mice: the Mouse Defense Test Battery. Physiol Behav. 1998;65(2):201–9.
  14. Kawakami K, Xiao B, Ohno R, Ferdaus MZ, Tongu M, Yamada K, et al. Color preferences of laboratory mice for bedding materials: evaluation using radiotelemetry. Exp Anim. 2012;61(2):109–17.
  15. Davies JR, Purawijaya DA, Bartlett JM, Robinson ESJ. Impact of refinements to handling and restraint methods in mice. Animals (Basel). 2022;12(17).
  16. Leussis MP, Bolivar VJ. Habituation in rodents: a review of behavior, neurobiology, and genetics. Neurosci Biobehav Rev. 2006;30(7):1045–64.
  17. Ahlström T. Handling and training mice and rats: low stress procedures. London: National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs); 2023.
  18. Henderson LJ, Dani B, Serrano EMN, Smulders TV, Roughan JV. Benefits of tunnel handling persist after repeated restraint, injection, and anesthesia. Sci Rep. 2020;10(1):14562.
  19. Gouveia K, Hurst JL. Improving the practicality of using non-aversive handling methods to reduce background stress and anxiety in laboratory mice. Sci Rep. 2019;9(1):20305.
  20. Krzyzaniak O, Steiner S, Nilsson FAM, Dietrich M, Kampfen L, Johansen P, et al. Applicability of the micropipette-guided drug administration (MDA) method for assessing reward-related behaviors in mice. Physiol Behav. 2025;299:114967.
  21. Cinelli P, Rettich A, Seifert B, Burki K, Arras M. Comparative analysis and physiological impact of different tissue biopsy methodologies used for the genotyping of laboratory mice. Lab Anim. 2007;41(2):174–84.
  22. Pare WP, Glavin GB. Restraint stress in biomedical research: a review. Neurosci Biobehav Rev. 1986;10(3):339–70.
  23. Hurst JL, West RS. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 2010;7(10):825–6.
  24. Gouveia K, Hurst JL. Reducing mouse anxiety during handling: effect of experience with handling tunnels. PLoS One. 2013;8(6):e66401.
  25. Faure A, Pittaras E, Nosjean A, Chabout J, Cressant A, Granon S. Social behaviors and acoustic vocalizations in different strains of mice. Behav Brain Res. 2017;320:383–90.
  26. Yamauchi T, Yoshioka T, Yamada D, Hamano T, Ohashi M, Matsumoto M, et al. Cold-restraint stress-induced ultrasonic vocalization as a novel tool to measure anxiety in mice. Biol Pharm Bull. 2022;45(3):268–75.
  27. National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs). Handling and restraint: General principles. London: NC3Rs; https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/handling-and-restraint
  28. Lee EH, Park JY, Kwon HJ, Han PL. Repeated exposure to short-term behavioral stress resolves pre-existing stress-induced depressive-like behavior in mice. Nat Commun. 2021;12(1):6682.
  29. Mink D, Horvath D, Basler M. Protocol to study social transmission of stress in group-housed mice using restraint stress. STAR Protoc. 2025;6(4):104224.
  30. Ding JX, Rudak PT, Inoue W, Haeryfar SMM. Physical restraint of mouse models to assess immune responses under stress with or without habituation. STAR Protoc. 2021;2(4):100838.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

3R
동영상 곧 제공

관련 논문