What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

혈액 채취 I

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1. 복고풍 궤도 출혈

설비
1. 벨 항아리 또는 마취 유도 챔버를 준비하여 이소플루란과 같은 마취 가스를 투여하십시오. 종항아리를 사용하는 경우, 액체 마취제가 동물과 접촉하지 않고 피부를 통한 흡수를 피하는 것이 필수적입니다. 구멍이 작은 플랫폼을 사용할 수 있습니다.
2. 50-75 마이크로리터를 보유하는 미세 한 종크라이트 튜브가 바람직하다. 마일라 포장 튜브는 운전자의 손가락 사이에 파손 될 가능성이 적고 안전 조치로 간주되어야한다.
3. 여러 종이 타월 두께, 또는 기타 절연 재료는 절차 중에 동물의 체온을 유지하기 위해 작업 표면에 배치됩니다.
동물의 준비 및 위치
1. 동물은 벨 항아리 또는 가스 마취 유도 챔버에서 이소플루란과 같은 흡입 마취로 마취되어 효과가 있습니다.
2. 동물이 완전히 마취되면 제거되어 측면 의실에 놓입니다.
3. 눈은 머리 의 상단과 턱선을 따라 손가락을 배치하고 피부를 앞뒤로 당겨 튀어 나오게됩니다.
4. 질식에 의한 죽음을 일으키는 기도가 붕괴되거나 폐색될 수 있기 때문에 기관에 압력을 가하지 마십시오.
혈액 철수
1. 미세 한 종동은 눈의 내측 캔투스에 배치 하 고 코의 평면에서 30-45° 각도에서 caudally 지시.
2. 헤마토크튜브를 부드럽게 회전시키면서 압력을 가합니다. 이것은 결막막을 통해 절단하고 안구 신경병이 파열합니다.
3. 혈액은 모세관 작용에 의해 혈전관으로 흐를 것입니다.
4. 안구 구멍 의 뒷면에 뼈를 명중 너무 깊은 밀어 하지 마십시오.
5. 혈액이 흐르기 시작하면 눈을 돌출하기 위해 압력을 유지하십시오.
6. 혈액의 여러 튜브를 수집하기 위해, 혈액이 계속 흐르고 내측 캔투스에서 오는 대로 수집 될 수 있기 때문에, 안구 신경통에 다음 튜브를 배치 할 필요가 없습니다.
7. 출혈을 멈추려면 피부를 풀어 놓고 눈이 정상 위치로 돌아갈 수 있도록 하십시오. 배후를 보장하기 위해 궤도에 압력을 가하십시오.

그림 1. 마우스에서 복고풍 궤도 혈액 철수.

2. 꼬리 출혈 절차 : 꼬리 스니핑과 꼬리 닉

설비
1. 멸균 메스 블레이드는 바람직하게는 숫자 11 블레이드 또는 단면 면도날, 꼬리 스니핑 방법에 대한 초기 절단을 하는 데 사용된다. 가위가 분쇄되어 응고를 촉진하고 혈류를 감소시키기 때문에 가위를 사용해서는 안됩니다. 꼬리 닉 절차의 경우, 숫자 11 또는 15 메스 블레이드가 절단을 하는 데 사용됩니다.
2. 마우스의 꼬리에 접근할 수 있는 구속 튜브가 준비되어 있습니다.
3. 흡수성 종이 타월 이나 거즈는 꼬리 스니핑을 수행 하기 위한 기판으로 사용 됩니다.
4. 수집 튜브 또는 헤마토크릿 튜브도 필요합니다.
5. 스티피틱 파우더는 혈청을 돕기 위해 사용할 수 있어야합니다.
구속
1. 동물은 꼬리에 접근 할 수 있도록 튜브에 배치됩니다. 브룸 형 제지제의 경우, 동물은 먼저 튜브에 엉덩이를 당긴다. 다른 튜브의 경우, 동물은 먼저 머리를 배치합니다.
2. 동물은 꼬리를 돌리거나 철회할 수 없도록 튜브에 고정됩니다.
3. 일부 마우스는 거친 표면을 잡을 수 있다면 최소한의 수동 구속으로 꼬리 스니핑과 혈액 수집을 허용합니다.
4. 몇몇 쥐는 혈액 수집의 이 방법에 대한 흡입 마취를 요구할 것입니다.
혈액 철수
1. 꼬리는 이물질을 제거하고 약간의 혈관 확장을 일으키는 따뜻한 물로 닦아냅니다. 뜨거운 물을 사용하지 마십시오.
2. 꼬리 스니핑의 경우 꼬리가 확장되고 꼬리의 맨 끝 (쥐의 경우 0.5-1 mm 및 쥐의 경우 최대 2mm)이 메스 블레이드로 절단됩니다.
3. 꼬리 닉의 경우 꼬리가 확장되고, 컷은 말살 꼬리 정맥 바로 위에, 엉덩이에서 약 2/3 거리 메스 블레이드로 만들어집니다.
4. 꼬리는 혈류를 장려하기 위해 엉덩이에서 팁으로 쓰다듬을 수 있습니다. 그러나, 이것은 견본의 질을 감소시다.
5. 혈액은 혈중 경구를 사용하여 팁이나 닉에서 수집하거나 수집 유리병에 물방울을 허용합니다.

3. 심장 혈액 수집

설비
1. 마우스의 경우 22-25 게이지 x 1"바늘이 있는 3cc 주사기가 바람직하다. 더 작은 주사기는 동일한 배압을 가지고 있지 않으며 혈액 철수를 더 어렵게 만들 수 있습니다. 25 게이지보다 작은 바늘은 혈액의 흐름을 제한하여 혈액 세포에 응고 및 손상을 증가시합니다. 1 이하의 바늘은 다이어프램에서 접근할 때 심장의 수준에 도달하지 못할 수 있습니다.
2. 쥐의 경우, 18 게이지 x 1.5"바늘을 가진 10-12 cc 주사기를 선호합니다. 쥐의 크기에 따라, 더 작은 주사기는 수집될 전체 혈액 양을 보유하지 않을 수 있습니다, 따라서 주사기는 절차 도중 변경되어야 할 것이다. 20 게이지보다 작은 바늘은 혈액의 흐름을 제한하여 응고가 증가합니다. 1.5"보다 짧은 바늘은 다이어프램에서 접근할 때 심장의 수준에 도달하지 않을 수 있습니다.
3. 충분한 크기의 혈액 수집 튜브는 수집 된 혈액을 보유하는 데 사용됩니다.
구속
1. 적절한 구속은이 방법의 성공에 필수적이다. 동물은 몸이 수직으로 매달려 있는 스크러프에 의해 유지됩니다. 몸이 심장의 편향이나 가슴의 비틀림을 방지하기 위해 똑바로하는 것이 중요합니다.
2. 대체 위치는 동물의 왼쪽에 갈비뼈 사이에 바늘을 배치 할 때 등쪽 침전이다. 이것은 매우 큰 쥐 또는 여러 동물이 피를 흘릴 때 특히 유용합니다.

그림 2. 마우스가 수직으로 유지와 심장 혈액 철수.

혈액 철수
1. 마우스 또는 쥐가 스크러프에 의해 수직으로 유지될 때 후방 양상에서, 다이어프램을 뚫는 접근은 더 쉽게 달성된다.
  1. 바늘은 동물의 xiphoid의 왼쪽에 있는 노치에서 진행됩니다.
  2. 바늘은 척추와 평행해야하며 갈비뼈 바로 아래에 놓아야합니다.
  3. 심장은 팔꿈치 의 수준에 대략 위치합니다.
  4. 바늘을 놓고, 구부리고, 가슴에 넣고, 심장에 구멍을 뚫습니다.
  5. 주사기로 약간의 허리 압력을 가하십시오. 바늘이 심장에 있으면 혈액이 주사기로 흘러 들어갑니다.
  6. 주사기에 추가 적인 허리 압력을 추가 하기 전에 혈액 주사기를 가득 때까지 기다립니다.
2. 동물의 왼쪽에서 측면 접근은 등쪽 의 재시간에 동물을 배치해야합니다.
  1. 진입점은 가슴 벽에 있는 팔꿈치의 지점에 대해 측정됩니다. 심장은 팔꿈치 의 수준에 대략 위치합니다.
  2. 바늘은 흉벽의 중간 지점에서 테이블의 평면에 수직으로 삽입됩니다.
  3. 바늘을 놓고, 구부리고, 가슴에 넣고, 심장에 구멍을 뚫습니다.
  4. 주사기로 약간의 허리 압력을 가하십시오. 바늘이 심장에 있으면 혈액이 주사기로 흘러 들어갑니다.
  5. 주사기에 추가 배압을 추가하기 전에 혈액이 주사기를 채울 때까지 기다립니다.

그림 3. 등대 반수 위치에 마우스와 심장 혈액 철수.

기술 팁
1. 정상적인 심장은 왼쪽을 가리키는 정점과 함께 위치하고 있습니다. 드문 경우에, 심장은 심장을 천공에 있는 어려움귀착되었던 반전될 수 있습니다.
2. 주사기에 과도한 역압은 심장을 붕괴시킬 수 있으며, 바늘 벨을 가리고 주사기로의 혈류를 막을 수 있습니다.
3. 백 압력을 적용하고 반복적으로 방출하면 주사기에 응고가 시작됩니다.
4. 간경에 부드럽게 압력을 가하면 순환 계통에 추가 혈액량을 강제할 수 있으므로 철수할 수 있습니다.

4. 후방 베나 카바 혈액 철수

설비
1. 25-29 게이지 바늘을 가진 결핵 주사기는 마우스에 있는 혈액 수집에 이용됩니다. 쥐의 경우 22-25 게이지 x 1"바늘이있는 10-12 cc 주사기가 필요합니다.
2. 동물을 보호하기 위해 외과 플랫폼, 해부 트레이 또는 기타 표면이 필요하며, 사지를 제자리에 부착하기 위해 넥타이, 테이프 또는 핀이 필요합니다.
3. 주사용 마취 또는 흡입 마취가 필요합니다. 흡입 마취를 사용하는 경우, 마취가 코 콘을 가진 정밀 기화기를 통해 전달되는 것이 바람직하다. 절차 길이는 추가 마취 가스 전달없이 유도 챔버를 사용하면 동물이 부활하기 전에 혈액 배출을 완료하기에 충분한 시간을 제공하지 않습니다.
4. 쥐용 아이리스 가위 또는 쥐용 날카로운 무딘 가위 수술실이 필요하며, 작은 외상성 엄지 집게와 2"x 2" 거즈 스폰지가 필요합니다.
구속
1. 동물이 발가락 꼬집거나 꼬리 꼬집어 결정된 대로 완전히 마취되면 동물은 등갈에 배치됩니다.
2. 팔다리는 테이프 나 핀으로 플랫폼에 고정됩니다. 사지는 몸에서 멀리 확장되어야한다.
출금
1. 피부가 들어 올려지고 작은 횡방향 컷은 여성의 골반 바로 위 또는 남성의 프레덕트 바로 위에 있는 피부를 통해 만들어집니다.
2. 가위의 점은 컷에 배치되고, 중간 선절절은 골반 / 프레추에서 xiphoid에 피부를 통해 이루어집니다.
3. 피부는 양쪽에 측면으로 반사됩니다. 무딘 해부는 기본 근육에서 그것을 느슨하게 할 필요가 있을 수 있습니다.
4. 근육이 들어 올려지고, 작은 횡방향 절단은 피부 절단 바로 위의 근육을 통해 만들어집니다.
5. 가위의 포인트는 복부에 배치되고 중간 선 절개는 xiphoid에 근육을 통해 이루어집니다. 장기를 자르지 않도록 가위 의 점을 위쪽으로 각도로 조정하십시오.
6. 양쪽의 갈비뼈 곡선을 따라 횡적으로 자른다. 간을 뚫지 않도록 주의하십시오.
7. 창자를 동물의 왼쪽으로 부드럽게 움직이면 후방 베나 카바를 노출시니다.
8. 간장에 거즈 패드를 놓고, 간위에 검지와 가운데 손가락을 놓습니다.
9. 다른 한편으로, 바늘을 삽입, 위쪽으로 bevel, 신장 혈관의 접합과 장골 분열 사이의 중간 베나 카바에.
10. 간에서 압력을 가하면서 혈액을 천천히 철회하십시오.

그림 4. 후방 베나 카바에서 혈액 철수.

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

출처: 케이 스튜어트, RVT, RLATG, CMAR; 발레리 A. 슈뢰더, RVT, RLATG. 노틀담 대학교, IN

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