Name: 칙 태아의 단일 세포 Transfection (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-25T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: 학습하세요 칙 태아의 체절이나 신경관 단일 세포에 미세주사 기법으로 형광 단백질 플라스미드를 도입하는 방법을. 이 기술은 발달생물학에서 유전자 발현 및 세포 계통 분리 연구에 활용됩니다.

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우리는 신경 튜브 이미지 Shlomi Krispin 감사합니다. 특히, 우리는 GFP의 transfection 기술을 시작을위한 Yuval 계피를 인정합니다. 이 작품은 CK하는 이스라엘 과학 재단, 협회 테크 프랑세즈 contre 레 Myopathies하고, 도이치의 Forschungsgemeinshaft, 공동 연구 센터 488에서 보조금에 의해 지원되었다

1. Micropipettes의 준비 우리는 13.5의 열 설정을 표준 Narishige PP - 83 피펫 끌어당기는에 우리 pipettes를 가져옵니다. 정확한 설정은 8시 사이에 10 미크론의 피펫 팁의 직경을 목표로, 보정해야합니다. 우리는 필라멘트 함유 1.0 mm와 0.75-0.78 mm의 내경의 외부 직경 borosilicate 유리 튜브를 사용합니다. pipettes은 결과적으로 접시의 가장자리에 접촉으로부터 보호 도움말과 플라스틱 그릇에 저장됩니다. 2. DNA 준비 관심 플라스미드는 DH5α E.으로 transfected 있습니다 표준 절차를 사용하여 대장균. 하나의 식민지에서 숙박 문화는 플라스미드를 사용 맥시 - 준비 키트 (상업적 키트해야) 정화하는 데 사용됩니다. 우리는 1.0의 플라스미드 농도 비 clonal 주사에 대한 μg / μL를 사용합니다. 높은 농도는 피펫 팁의 막히는을 향상시킬 수 있습니다. clonal 어플 리케이션의 경우, 플라스미드 농도는 훨씬 낮은 있으며 (아래 참조) 조정해야합니다. pCAGG - GFP 들어, clonal 결과를 생산 최적의 농도는 약 0.05-0.1 μg / μL로 발견되었습니다. 플라스미드 중 하나 2 μL는 일반적으로 실험마다 사용되며, 실험이 시작되기 전에 빨리 녹색 분말의 최소 금액 (건조하고 날카로운 유리 피펫의 팁을에 준수) 플라스미드에 추가됩니다. 플라스미드는 다음 최대한의 속도로 2 분 탁상 원심 분리기에 centrifuged 있습니다. 이 절차는 피펫 - 막히는 문제를 줄일 것으로 보인다. 3. 태아의 분사 배아 3.1 준비 우리는 주사에 대한 퀘일뿐만 아니라 닭고기 계란을 사용합니다. 달걀은 원하는 발달 단계까지 자신의 긴 축 위에 누워 incubated 수 있습니다. 달걀은 70 % 에탄올로 채취하고 건조 사용할 수 있습니다. 계란의 지적 끝 외과 가위 (이 밖에 닭고기 계란에 필요합니다) 1 ML (퀘일즈) 또는 10 ML 주사기 (19G 바늘)와 난자에서 그림이 그려진 횐자위 2 ML (여자)와 피어싱입니다. 구멍 그런 다음 따뜻한 파라핀과 함께 봉인하고 있습니다. 실제 주입하기 전에, 창이 수술 가위를 이용하여 알 껍질의 상단에 열립니다. 쉘을 통해 끈끈한 테이프를 배치하고 그것을 통해 절단하면 껍질에서 파편을 줄일 수 있습니다. 항생제를 포함하는 PBS 버퍼는 계란으로 즉시 pipetted입니다. 배아에 액세스하려면 vitelline 및 / 또는 amniotic 점막에 상처가 있으며 바늘 홀더에 장착된 0.14 mm 곤충 핀을 사용하여 전환. 무독성 잉크가 (펠리칸 # 17)를 사용, 배아를 시각화에 도움이되는 배반엽 아래 주입하는 흡인기에 탑재된 모세 화재를 뽑아. 3.2 micropipettes의 로딩과 장착 풀러 micropipettes은 흡인기에 탑재, 적절한 직경의 불꽃 뽑아 모세 혈관에 의해 플라스미드로 로드할 수 있습니다. 플라스미드의 최소 금액은 날카롭게 팁하기 위해 개방 반대에서 피펫으로 모세관과로드를 사용하고, 가능한 한 내부에서 팁을 접근 그려진 것입니다. 피펫은 따라서 인젝터가 micromanipulator에 탑재된 수동 공기 압력에로드됩니다. 최소 압력은 플라스미드 솔루션 피펫의 끝에 도달 수 있도록, 필요한 경우 적용됩니다. 3.3 플라스미드 주입 피펫 팁의 막히는 것을 방지하기 위해 공기 압력을 적용하는 동안 피펫은 계란의 액체 매체로 조작할 수 있습니다. 관련 조직 도메인에 피어싱입니다. 팁이 조직을 입력으로 압력의 변화는 종종 눈에 보이는 빠른 그린과 플라스미드 릴리스 충분하다. 이 경우가 아니라면 빠른 / 플라스미드 녹색이 나옵 때까지, 주사기에 약간의 압력을 적용합니다. 이 과정은 인접 somites 예를 또는 신경 튜브의 정도 함께 배아의 축을 따라 반복 수 있습니다. 주사 후, PBS를 추가할 수 있습니다. 창이 (parafilm 특히 퀘일에 대해 바람직하지 않습니다 계란 - 그것은 껍질을 통해 산소의 교환을 차단하여 아마도 배아 사망 속도 증가) 끈적끈적한 테이프를 사용하여 밀폐 있습니다. 치료 배아는 인큐베이터에 반환됩니다. 통풍을 피하십시오 그들이 수분과 증가 수확량을 유지로 인큐베이터에서 물을 작은 용기를 놓습니다. 4. 사출 매개 변수를 조정하고 성공 요금 모니터링 Asessing 다양한 사출 매개 변수를 보정하면 단일 세포 분석을 목표로 응용 프로그램에 중요합니다. 하지 않는 분사 이벤트는 단일 세포의 성공적인 레이블로 이어질 것입니다. 높은 장애 율이 매우 낮은 농도 결과를하면서 너무 높은 농도는 플라스미드가 아닌 clonal 라벨을 초래할 수 있습니다. 주입 플라스미드의 농도가 clonal 주사에 최적화된해야합니다. 우리는 미리 정해진 농도 개별 preps을 diluting보​​다는 전체를 정화 플라스미드 주식 희석하는 것이 좋습니다. 후자의순도의 변화와 같은 supercoiled 플라스미드의 비율과 같은 다른 매개 변수에 의한 아마도 성공 요금의 몇 가지 변화를 소개 수도 있습니다. 전체 마운트 관찰에 의해 평가 4.1 성공 요금 주입된 배아의 초기 평가는 형광등 아래에 전체 쌍안경 마운트 관찰하여 수행할 수 있습니다. 여섯 시간에서 여덟 시간 후 주사 pCAGG 향상된 GFP 구조와 성공 속도를 평가하기에 충분합니다. 이것은 대상 사이트 (예 등의 체절, 등의 신경 튜브, ectoderm 등은 그림 1A - C를 참조하십시오.) 쉽게 나타나지 정도로 표면입니다 제공됩니다. 이 단계는 너무 많은 레이블 셀 또는 다른 방법으로, 어떤 형광 세포를 부족 중 하나를 전시 실험 일련의 평가 특히 도움이됩니다. 추가 부화가 원하는 경우, 항생제 함유 PBS 솔루션은보고 후 계란에 추가되어야하며 씰링 테이프 교체해야합니다. 시리얼 - 섹션 분석하여 4.2 평가 clonality 성공적인 주사의 속도를 평가하기위한 가장 좋은 수단은 주입된 배아를 순차적 - sectioning와 라벨 세포를 시각화하는 immunohistochemistry를 사용하는 것입니다. 이러한 조건에서 배양 시간 4 시간 후 주사처럼 짧은 수 있습니다. 배아는 고정과 파라핀의 sectioning (또는 cryosectioning)에 대한 처리됩니다. 유리 장착 섹션 다음 드 paraffinized과 기자의 시각화를위한 단백질 묻은 있습니다. 이러한 비오틴 - streptavidin과 같은 증폭 방법은 바람직하지 수 있습니다. 마지막으로, 시리얼 섹션은 주입 세그먼트에 표시 세포를 감지하기 위해 스캔됩니다. 오히려 하나의 세포보다 여러가를 얻을 수있다 초기 실험에 따라면, 플라스미드 주식은 희석해야하며 충분한 결과를 얻을 때까지 프로세스를 반복했다. 플라스미드 주식 솔루션의 두 10 배 dilutions가 너무 높습되고 성공적인 요금의 경우에 필요할 수 있습니다. 각각의 플라스미드가 transfected하기 위해서는, clonality를 보장합니다 철저한 교정을 반복해야합니다. 5. 대표 결과 태아 1 2 당 6-12 세그먼트를 타겟으로하는 우리는 일반적으로 체절마다 pCAGG - GFP의 단일 주사를 수행합니다. 이 설정에서 확실한 신호는 열명 중에 한분 배아 중 하나 이상 구간에서 전체 마운트 관찰 8 시간 게시 주입에 의해 감지하실 수 있습니다. 이러한 조건에서 라벨이 추가 (그림 1B, C) clonal으로 확인되었다. 높은 DNA의 농도를 사용할 때, 대부분의 태아는 여러 세포 transfected되었다는 가능성을 높이는, 적어도 하나의 성공적인 주사를 발생할 수 있습니다. 시리얼 섹션 분석 성공률이 10 % 정도되었을 때 clonal transfections가 달성되었다 것으로 나타났다. 이것은 clonality를 달성하기 위해, 기법, 정의 당 매우 비효율적임을 의미합니다. 반면에, 이러한 조건에서 긍정적인 라벨링 이벤트 이상의 93%는 clonal 한 것으로 밝혀졌다. <img src="/files/ftp_upload/2133/2133fig1.jpg" alt="그림 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 1"> 그림 1. 신경 및 골격 progenitors에 pCAGGS - GFP의 Clonal 주사. 지느러미 신경 튜브 라벨 (NT) (A), dermomyotome (DM) (B)의 ventrolateral 도메인 또는 중앙 DM 시트 (C)를 ​​표시 (AC) 가로 섹션 , 단일 시조로 pCAGGS - GFP의 microinjection 후 6hr. (D) 진피 (D)뿐만 아니라 근육 (M) (심판을 참조하십시오. 자세한 내용은 1) 모두에서 파생을 생성한 중앙 DM, 단일 progenitors의 clonal transfection 다음 두 가지 일.

<ol><li>Ben-Yair, R., Kalcheim, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+analysis+of+the+avian+dermomyotome+sheet+reveals+the+existence+of+single+cells+with+both+dermal+and+muscle+progenitor+fates%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Lineage analysis of the avian dermomyotome sheet reveals the existence of single cells with both dermal and muscle progenitor fates.</a> Development. 132, 689-701 (2005).</li>
<li>Ben-Yair, R., Kalcheim, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+and+bone+morphogenetic+protein+differentially+act+on+dermomyotome+cells+to+generate+endothelium%2C+smooth%2C+and+striated+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Notch and bone morphogenetic protein differentially act on dermomyotome cells to generate endothelium, smooth, and striated muscle.</a> J Cell Biol. 180, 607-618 (2008).</li>
<li>Cinnamon, Y., Kahane, N., Kalcheim, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+early+development+of+specific+hypaxial+muscles+from+the+ventrolateral+myotome.+%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Characterization of the early development of specific hypaxial muscles from the ventrolateral myotome. </a> Development. 126, 4305-4315 (1999).</li>
<li>Stark, D. A., Kulesa, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoactivatable+green+fluorescent+protein+as+a+single-cell+marker+in+living+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Photoactivatable green fluorescent protein as a single-cell marker in living embryos.</a> Dev Dyn. 233, 983-992 (2005).</li>
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<li>Haas, K., Sin, W. C., Javaherian, A., Li, Z., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+electroporation+for+gene+transfer+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Single-cell electroporation for gene transfer in vivo.</a> Neuron. 29, 583-591 (2001).</li>
<li>Hewapathirane, D. S., Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+electroporation+in+vivo+within+the+intact+developing+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Single cell electroporation in vivo within the intact developing brain.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Nagai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+variant+of+yellow+fluorescent+protein+with+fast+and+efficient+maturation+for+cell-biological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A variant of yellow fluorescent protein with fast and efficient maturation for cell-biological applications.</a> Nat Biotechnol. 20, 87-90 (2002).</li>
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</ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

위에서 설명한 방법은 작은 세포 하위 집합 또는 단일 progenitors 3 lipophilic 염료를 전달하기위한 이전에 설명한 기법의 수정입니다. 이것은 표준 electroporation 기법을 통해 세 가지 주요 장점이 있습니다. 첫째, electroporation보다 훨씬 큰 공간 해상도 (C, 예를 들어 그림 1B에 대한 참조) 허용, 대상 조직에 대한 신뢰 개별 사이트로 라벨을위한 수단을 제공합니다. 둘째, 따라서 달리 정상적인 조건 1 2 (그림 1C, D)에 따라 - 생체내들의 혈통을 추적할 수 있도록, 단일 세포의 라벨링 수 있습니다. 셋째, 단일 세포 수준에서 유전자 미스 표현은 달리 정상을 배경으로 성장 요인이나 세포 행동에 다른 유전자의 역할을 공부에 대한 가계의 분리의 분자 메커니즘을 조사하기위한 도구를 제공, 등 그러므로,이 방법 보완 널리 적용 electroporation 기법, 그리고 더 이상은 spatio - temporally 규제 이득 ...

<table><tbody><tr><td>피펫 튜브</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>B100-75-10</td><td></td></tr><tr><td>모세관</td><td>Drummond Scientific</td><td>2-000-100</td><td></td></tr><tr><td>곤충용 바늘</td><td>Watkins Doncaster</td><td>E6871</td><td></td></tr><tr><td>Pen-Strep 용액</td><td>Biological Industries</td><td>03-031-1B</td><td></td></tr></tbody></table>

칙 태아의 단일 세포 transfection

Single Cell Transfection in Chick Embryos

발달 생물학의 중심 주제는 lineages의 다변화 및 ​​기본 분자 메커니즘의 해설입니다. 이것은 정상 및 실험 조건에서 단일 세포의 운명의 철저한 분석을 알아볼 수 있습니다. 이를 위해 하나의 progenitors를 대상으로 transfection 방법은 꼭 필요합니다. 우리는 여기에 유전자 조작뿐만 아니라 신뢰할 수있는 추적 혈통, - 비켜에서 닭 조직에서 단일 세포를 transfecting 수를위한 기술적 간단한 방법을 설명합니다. 특정 조직 도메인은 체절 또는 신경 튜브 내에 타겟으로하고 있으며, DNA가 단일 세포의 산발적 transfection 그 결과, 관심의 상피에 직접 주입합니다. 기자를 사용 clonal 인구는 따라서 3 일이에 추적될 수 있으며, 유전자 조작 clonal 인구의 동작은 컨트롤의와 비교할 수 있습니다. 이 방법은 유전자 조작을위한 새로운 도구와 함께 여자는 배아의 접근을 활용합니다. 우리는 비교하고 널리 사용되는 electroporation 방법을 통해 장점과 가능한 응용 프로그램을 토론하고 또한 제안 추가에서 - 생체내 모델에 사용합니다. 우리는 기존의 혈통 추적 및 유전자 간섭 도구 상당한 또한 및 보완이 방법의 사용을 옹호.

좋은 팁을 사용하면 우리가 닭 somites이나 신경 튜브의 하위 도메인에 플라스미드 DNA를 주입 micropipettes. 플라스미드의 농도는 단일 transfected 세포를 생성하기 위해 조정됩니다. 우리는 다음 세포가 clonal 인구로 발전 수 있습니다.

칙 태아의 단일 세포 Transfection

발달 생물학의 핵심 주제는 계통의 다양화와 그 기저에 있는 분자적 메커니즘의 규명입니다. 이는 ...

본 절차의 전반적인 목표는 닭 배아의 체절 또는 신경관의 단일 세포에 녹색 형광 단백질을 인코딩하는 플라스미드를 주입하는 것입니다. 이는 먼저 적절한 팁 개구 직경을 가진 미세주입 피펫을 제작함으로써 수행됩니다. 이 절차의 두 번째 단계는 주입을 위한 플라스미드 스탁을 준비하는 것입니다.절차의 세 번째 단계는 주입을 위해 배아를 준비하는 것입니다. 네 번째 단계는 마이크로 피펫에 플라스미드 DNA를 채우는 것입니다. 절차의 마지막 단계는 원하는 조직에 주입하는 것입니다.최종적으로, 면역형광 현미경 관찰을 통해 선택된 체절 및 신경관 하위 영역의 단일 표지 전구세포로부터 생성된 세포 수의 파생 범위에 관한 결과를 얻을 수 있습니다. 안녕하세요, 저는 예루살렘 히브리 대학교 의학 신경생물학과의 Heim 교수님 연구실 소속 Rael입니다. 오늘은 닭의 체절과 신경관에 단일 세포를 주입하는 절차를 보여드리겠습니다.본 실험실에서는 소마이트(somite) 및 신경관 세포의 계보 분리를 연구하기 위해 이 절차를 사용합니다. 이제 시작하겠습니다. 병아리 배아에서 단일 형질전환 세포를 생성하려면 마이크로 피펫 제작부터 시작하십시오. 표준 Naga PP 83 피펫 풀러(pipette puller)를 사용하여 열 설정을 13.5로 맞춘 후 피펫을 제작합니다.피펫 팁 직경을 8에서 10 µm 사이로 맞추기 위해 정밀한 설정 보정이 필요합니다. 본 실험에서는 외경 1 mm, 내경 0.75~0.78 mm의 붕규산 유리관이 포함된 필라멘트를 사용합니다. 외경 1 mm, 내경 0.75 mm의 필라멘트가 없는 시판 마이크로 피펫을 사용할 수도 있습니다.준비된 피펫은 팁이 용기 가장자리에 닿지 않도록 보호한 상태로 플라스틱 접시에 보관합니다. 미세주입용 DNA를 준비하기 위해, 목적 플라스미드를 DH5α E. coli에 형질전환합니다. 다음 날 표준 절차에 따라 Maxi prep 키트를 사용하여 플라스미드를 정제하며, 비클론성 주입의 경우 DNA 농도를 1 µg/µL로 사용합니다.개별 클론을 얻고자 하는 실험의 경우, 플라스미드 농도를 훨씬 낮게 설정하여 조정해야 합니다. P-C-A-G-G-F-P-A의 경우 0.05 to 0.1 µg/µL 농도가 적절합니다. 최적 농도가 결정되면, 매번 개별적으로 조제하기보다 정제된 플라스미드 스톡 전체를 미리 정해진 농도로 희석하여 사용하는 것을 권장합니다.후자는 순도 및 슈퍼코일 플라스미드의 비율과 같은 기타 파라미터의 차이로 인해 성공률에 어느 정도 변동을 일으킬 수 있습니다. 미세주입을 위해 준비할 닭의 알을 원하는 발달 단계까지 장축 방향으로 뉘어 배양한 후, 70% ethanol로 닦아내고 건조시킵니다. 다음으로, 수술용 가위로 알의 뾰족한 끝부분을 뚫습니다. 10 milliliter 주사기와 19 gauge 바늘을 사용하여 알에서 2 milliliters의 알부민을 뽑아내고, 주입 전에 구멍을 뜨거운 파라핀으로 밀봉합니다.수술용 가위를 사용하여 알껍데기 상단에 창을 만들어 이물질이 구멍으로 들어가는 것을 방지합니다. 창 위에 테이프 조각을 붙이고 그 위에 구멍을 뚫습니다. 배아를 시각화하기 위해, 흡입기에 장착된 화염 인발 모세관을 사용하여 blasted derm 아래에 pelican 17과 같은 무독성 잉크를 주입합니다.다음으로, 니들 홀더에 장착한 0.14 millimeter 곤충 핀을 사용하여 배아를 감싸고 있는 외배엽 또는 양막을 절개하고 젖혀 배아에 접근한 후, 풀드 피펫(pulled pipette) Eloqua에 DNA를 로딩하고 모세관을 사용하여 소량의 fast green 파우더를 첨가합니다. 적절한 직경의 모세관에 소량의 플라스미드를 올린 후 아스피레이터(aspirator)로 흡입합니다. 그런 다음, 뾰족한 팁의 반대편 피펫 끝에 모세관을 삽입하고 DNA를 뾰족한 끝부분에 최대한 가깝게 로딩합니다.다음으로, 마이크로 조작기에 장착된 수동 공기압 주입기에 피펫을 연결하십시오. 필요한 경우 최소한의 압력을 가하여 플라스미드 용액이 피펫 팁 끝까지 도달하게 합니다. 피펫 팁의 막힘을 방지하기 위해 적절한 공기압을 가하면서 피펫을 알의 액체 배지 내부로 조작하여 이동시키십시오.해당 조직 영역을 관통하면 압력 변화만으로도 가시적인 fast green이 포함된 플라스미드가 방출되는 경우가 많습니다. 방출되지 않을 경우, 플라스미드와 fast green 혼합물이 배출될 때까지 주사기에 약간의 압력을 가하십시오. 이 절차를 배아의 축을 따라 반복하며, 주입 후에는 PBS를 추가할 수 있습니다.마지막으로, 점착 테이프로 창을 밀봉하고 배아를 인큐베이터로 옮깁니다. 환기를 피하고, 습도를 유지하여 수율을 높이기 위해 인큐베이터 안에 작은 물 그릇을 함께 둡니다. 주입 대상 부위가 등쪽 체절의 신경관이나 외배엽 내와 같이 충분히 표면적이어서 쉽게 확인할 수 있는 경우, 형광 이안 현미경을 이용한 전체 마운트 관찰을 통해 실험 성공률을 측정할 수 있습니다.이 단계는 너무 많은 또는 너무 적은 수의 세포가 표지되었는지를 평가하는 데 특히 유용합니다. 추가 배양이 필요한 경우, 관찰 후 PBS 용액이 포함된 항생제를 난자에 첨가하고 실링 테이프를 교체하십시오. 또한, 배아를 연속 절편화하여 면역조직화학 염색을 수행함으로써 주입 성공률을 평가할 수 있습니다.주입 후 4시간 이상이 지나면 배아를 고정하고 파라핀 절편 제작 과정을 진행합니다. 유리 슬라이드에 부착된 절편의 탈파라핀화를 거친 후 면역염색을 통해 리포터를 시각화하며, 비오틴-스트렙타비딘과 같은 증폭 방법을 사용하는 것이 바람직할 수 있습니다. 마지막으로, 연속 절편을 스캔하여 주입된 분절 내의 표지된 세포를 검출합니다.초기 실험 시 단일 세포가 아닌 다수의 세포가 얻어진다면, 플라스미드 스톡을 희석하여 적절한 결과가 얻어질 때까지 과정을 반복해야 합니다. 당사는 일반적으로 배아당 6~12개의 분절을 대상으로 하며, 각 소마이트(somite)당 P-C-A-G-G-F-P를 1회 주입합니다. 이 설정 하에서, 주입 8시간 후 전체 마운트 관찰(whole mount observation)을 통해 10개의 배아 중 적어도 하나의 배아 내 최소 한 개 분절에서 명확한 신호를 검출할 수 있습니다.본 예시에서는 소마이트(somite)에 GFP 인코딩 플라스미드를 주입하였으며, 5시간 후 여기에 제시된 배아의 전체 마운트 뷰에서 단일 형광 세포가 관찰됩니다. 중앙 소마이트에 주입한 후 24시간이 지나 관찰하면, 클론 주입 2일 후 전체 마운트 배아에서 형광 세포 클론이 관찰됩니다. 해당 분절을 절편화하면 진피와 근육 모두에서 클론 후손이 나타나며, 이는 단일 전구세포가 두 가지 파생물을 모두 생성한다는 것을 입증합니다.체절과 마찬가지로, 여기 주입 5시간 후에 촬영한 횡단면 사진에서 보는 바와 같이 등쪽 신경관의 단일 신경 상피 전구세포 또한 관통될 수 있습니다. 연속 절편 분석 결과, 성공률이 약 10%일 때 클론성 형질전환이 달성된 것으로 나타났습니다. 이는 클론성을 확보하기 위해 이 기술이 정의상 매우 비효율적임을 의미합니다. 반면, 이러한 조건 하에서 양성 표지 이벤트의 93% 이상이 클론성인 것으로 밝혀졌습니다.지금까지 이 절차를 수행할 때 닭 배아의 단일 세포에 주입하는 방법을 보여드렸습니다. 대량의 스톡 플라스미드를 단일 세포 감염에 적합한 이상적인 농도로 희석하고, 이를 모든 실험 과정에서 사용하는 것이 중요합니다. 이것으로 모두 마치겠습니다.시청해 주셔서 감사합니다. 실험에 좋은 결과가 있기를 바랍니다.

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연구

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생물학

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이소성 표현은 두뇌 발달의 마이크로 RNA의 역할을 명료하게 한 기술이다. 그러나, 비켜 일렉트로에 사용하여 특정 영역을 대상으로하는 것은 도전이다. 여기, 우리는 효율적으로 선택적으로 electroporate 복부와 등쪽 중뇌 영역에 표시됩니다.

복부 병아리 중뇌에있는 마이크로 RNA의 오보, 식

배아 병아리 망막 세포 배양은 광 수용체 생물학의 연구에 유용한 도구를 구성한다. 우리는 이전에 배양 망막의 플라스미드 일렉트로 오보 EX에 기초한 효율적인 유전자 전달 기술을 개발했다. 이 기술은 상당히이 시스템에 대한 가능한 유전자 조작을하고, 현재 사용 가능한 프로토콜을 통해 형질 전환 효율을 증가시킨다.

차 세포 배양 연구 병아리 망막에 효율적인 유전자 전송 : 전 비켜 Electroporation에 접근

형광 라벨 tangentially 마이그레이션에 대 한 방법을 설명 셀 electroporation, 그리고 마이그레이션 시각화 하기 위해 플랫-마운트 문화에서 레이블이 지정 된 셀 이동의 시간 경과 영상 셀 개발 병아리 광섬유 tectum에 동작 .

개발 병아리 광섬유 Tectum에 접선 셀 이동의 시각화

우리는 ovo electroporation 및 Tol2 transposon 시스템을 사용하여 병아리 배아에 인공 마이크로 RNA 서열을 도입하고 게놈 통합하는 새로운 기능 상실 접근 방식을 개발했습니다. 이 기술은 개발 중 유전자 기능 연구를 위한 강력하고 안정적인 유전자 녹다운 방법론을 제공합니다.

인공 microRNA의 Tol2 Transposon-Mediated 형질전환 발현을 사용한 배아 병아리 망막의 기능 상실 접근법

이 논문의 전반적인 목표는 닭 배아에 외인성 물질의 난소 세포 내 주사를 수행하는 방법을 설명하는 것입니다. 이 접근법은 닭 배아의 발달 생물학을 연구하는 데 매우 유용합니다.

오보에서 닭 배아에 혈관 내 주사

병아리는 다양한 연구를 위해 비용 효율적이고 접근 가능하며 널리 이용 가능한 모델 유기체입니다. 여기에서는 조류 내이 발달 및 재생의 기초가되는 분자 메커니즘을 이해하기 위해 일련의 프로토콜이 자세히 설명되어 있습니다.

조류 내이 발달을 연구하는 Ovo 및 Ex Ovo 방법에서

학습하세요 칙 태아의 체절이나 신경관 단일 세포에 미세주사 기법으로 형광 단백질 플라스미드를 도입하는 방법을. 이 기술은 발달생물학에서 유전자 발현 및 세포 계통 분리 연구에 활용됩니다.

칙 태아의 단일 세포 Transfection

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