October 10th, 2010
이 프로토콜은 걱정 기반의 근접 분석을 사용하는 방법에 이미지 단백질 단백질 상호 작용을 설명합니다.
다음 실험의 전반적인 목표는 세포 표면에서 단백질 단백질 상호 작용의 존재를 평가하는 것입니다. 이는 두 번째 단계로 방출과 스펙트럼이 겹치는 두 개의 형광단에 대한 두 개의 관심 수용체(reductor of interestor, myo terminal)를 복제하여 달성됩니다. 두 벡터는 수용체 발현을 위해 동시에 내피 세포로 transfection됩니다.
이 시점에서 fluorophores는 수용체 국소화뿐만 아니라 전반적인 발현 범위를 평가하는 데 도움이 됩니다. 다음으로, 이미징 매개변수는 컨포칼 현미경의 control로 단일 transfect를 사용하여 설정됩니다. 개별적으로, transfection된 세포는 수용체 발현 및 국소화의 상대적 수준에 따라 선택됩니다.
그런 다음 이러한 세포 내의 영역을 이미지화하여 프렛 결과를 얻는 정도를 평가합니다. 그 쇼는 fre 및 confocal Microscopy를 기반으로 내피 세포 표면에서 1 및 2 개의 상호 작용을 묶습니다. 안녕하세요, 저는 버지니아 커먼웰스 대학교 생화학 및 분자생물학과 윌리엄 바튼 박사 연구실의 톰 시거입니다.
오늘은 프렛 기반 컨포칼 현미경을 통해 내피 세포의 단백질 단백질 상호 작용을 평가하는 절차를 보여드리겠습니다. 우리 연구실에서는 이를 사용하여 혈관 신생 중 수용체 상호 작용을 연구합니다. 시작하겠습니다.
프렛 기반 근접 분석을 사용하여 단백질 상호 작용을 이미지화하려면 먼저 관심 수용체를 단량체 CFP 또는 YFP를 포함하는 3.1 하이드로 또는 neo 벡터인 pcd의 NHE one eco R one 부위에 클로닝하는 것으로 시작합니다. 프렛의 결정은 경험적이며 막횡단 영역과 Fluor의 시작 사이의 링커의 길이에 결정적으로 의존합니다. 그러므로, 각각의 새로운 수용체 쌍에 대해 링커의 여러 다른 링크를 탐색해야 합니다.조사 중인 벡터는 수반되는 프로토콜에 따라 벡터를 형질전환 및 증폭합니다.
그런 다음 transfection grade DNA를 준비하고, 동반된 프로토콜에 따라 벡터를 형질전환 및 증폭합니다. 그런 다음 transfection grade DNA를 준비하고 마이크로리터당 1마이크로그램의 작업 농도로 희석하여 조직 배양 후드 아래에서 transfection을 위한 세포를 준비합니다: 완전한 DMEM에서 성장한 EAHY 92 6 세포를 2ml의 배지가 있는 커버 슬립 라인 35mm 접시로 분할합니다. 각 개별 수용체의 발현을 평가하기 위해 한 가지 요리와 각 수용체 쌍에 대해 한 가지 요리를 준비합니다.
세포가 다음 날 섭씨 95도에서 37% 이상의 이산화탄소 대기를 배양하도록 합니다. 배양은 transfection 당일 약 70-90%의 합류점이어야 합니다. 200마이크로리터의 예열 최적 수용체 쌍에 2마이크로그램의 키메라 수용체 벡터 DNA와 8마이크로그램의 Fuji N HD를 혼합하여 뉴클레오 지질 복합체를 준비하고, 각 수용체를 1마이크로그램씩 총 2마이크로그램으로 형질주입한 후 인버터에 의해 부드럽게 혼합하고 30분 동안 실온에서 배양합니다.
배양 기간 동안 transfection을 위해 세포를 준비하고, 새로운 배지를 흡입하고, 항생제 없이 2ml의 전쟁 전 완전 DMEM을 추가하기 전에 따뜻한 PBS로 각 플레이트를 부드럽고 짧게 세척합니다. 페니실린과 스트렙토마이신은 세포에 훨씬 더 독성이 있으므로 피하는 것이 중요합니다 FU 유전자 HD를 복합체에서 세포에 적가하고 추가로 20-24시간 동안 배양합니다. 24시간 후, 세포에서 배지를 조심스럽게 흡인하고 형질주입 후 항생제로 완전한 DMEM을 새로 피펫팅합니다.
세포 생존율은 상대적으로 높게 유지되어야 합니다. 떠 있는 세포가 거의 또는 전혀 관찰되지 않아야 합니다. 라이브 셀 이미징을 수행하기 위해 청색 다이오드 아르곤과 녹색, 주황색 및 빨간색 헬륨 네온 레이저, H-C-X-P-I-A-O 63 x 1.3 NA 글리세린 침지, 전동 XY 스테이지 및 온도, 습도 및 이산화탄소 제어 스테이지 인큐베이터가 장착된 A-T-C-S-P 2 A OBS 컨포칼 레이저 스캐닝 현미경을 사용합니다.
실험 제어는 방출 채널 간의 Fluor crosstalk를 제거하고 발현 문제 및 비특이적 Fluor 4 ization을 평가하는 데 중요합니다. 따라서 CFP와 YFP의 방출 채널 간 누화를 제거하기 위해 모든 이미지 세션을 설정하는 데 단일 fluoro four transfection이 사용됩니다. CFP Expression Control을 백색광을 사용하여 스테이지 인큐베이터에 놓습니다.
Z 플레이트를 조정하여 셀에 초점을 맞춥니다. CFP의 방출 감지를 위한 SP 창 설정을 465-505로, YFP를 525-600나노미터로 설정하면서 두 방출 채널을 모두 모니터링하면 CFP가 458나노미터에서 여기됩니다. A OTF를 사용하여 레이저 출력을 설정하여 YFP 방출 채널로의 CFP의 눈에 띄는 블리드 오버를 제거합니다.
이 설정을 저장합니다. 여기 전력을 514나노미터로 조정하여 CFP 채널에서 YFP 누화에 대해 동일한 제어를 수행합니다. YFP만 발현하는 셀은 이 설정을 저장합니다.
다음으로, CFP와 YFP를 발현하는 세포가 스테이지 인큐베이터로 COEX입니다. LICO 컨포칼 소프트웨어의 시퀀스 설정 사용. 소프트웨어 수용자 광 표백 프로그램을 제외한 LICO 소프트웨어를 사용하여 적절한 멤브레인 국소화로 유사한 수준의 CFP 및 YFP를 발현하는 세포를 찾습니다.
기부자 및 수락자 설정을 각각 저장된 CFP 및 YFP 설정으로 지정합니다. 세포를 확대하고, YFP의 광 파괴가 세포막에서 발생하는 관심 영역 또는 ROI를 강조 표시하고, 수용체의 광 파괴를 위한 프로그램을 시작합니다. A OTF를 514나노미터의 100%로 조정하고 YFP 방출의 70%가 고갈될 때까지 레이저 표백을 계속하도록 합니다.
표백을 가속화하기 위해 ROI는 일반적으로 광표백 중에 레이저의 래스터 축에서 선택됩니다. 세포의 움직임을 모니터링하고 XY 평면에서 눈에 띄는 움직임으로 얻은 측정값을 거부합니다. 이러한 측정은 잘못된 fret efficiency를 보고할 수 있으므로 donor와 acceptor 모두에 대해 사전 및 사후 표백제 이미지가 기록되고 fret efficiency는 fret efficiency가 open parent post에서 DLO 괄호를 뺀 값과 같을 때 D pre보다 큰 모든 depost에 대해 d, pre 및 D post는 각각 광표백 전후의 공여체 강도입니다.
JMP는 실험 변동성의 정도를 확인하는 데 사용됩니다. 개별 수용체는 다양한 길이의 병치막 서열로 CFP와 YFP 모두에 융합되어야 합니다. 가능한 최상의 수용체 프렛 파트너 쌍을 식별하기 위해 transfection 효율은 일반적으로 30-40%입니다. 다른 사람들의 이전 연구 결과에도 불구하고
우리는 한 벡터의 transfection과 발현이 다른 벡터의 transfection과 발현을 선호한다는 것을 못했습니다. 실제로, 우리는 하나의 식물상, 4 개의 KY 거울 또는 다른 식물의 독점적 인 발현을 자주 관찰합니다. 이러한 대표적인 이미지는 EAHY 9 26 세포에서 CFP와 YFP 사이에서 발생하는 프렛의 수용체 광표백 분석을 보여줍니다.
CFP 및 YFP 방출 채널은 광표백 광표백 전후에 별도로 모니터링되었으며 계산은 해당 지역으로 제한되었습니다. 빨간색 상자 내에서 프렛 효율은 T 수용체 시스템에 대한 방향 목적으로만 A-C-F-P-Y-F-P 병합 이미지의 확대 오버레이에서 1.0의 높은 색상의 빨간색에서 0의 낮은 색상의 보라색까지의 절대 범위로 표시됩니다. 일반적인 프렛 효율 값은 상피 세포의 경우 20-28%, 내피 세포의 경우 19-23%입니다.
따라서 일단 숙달되면 이 기술을 제대로 수행하면 일반적으로 3-4일이 걸립니다. 이 절차를 시도하는 동안 표적 단백질과 융합 형광 단백질 사이의 링커 길이, 발현 수준 및 세포 이동이 시술 후 프렛 측정에 직접적인 영향을 미친다는 점을 기억하는 것이 중요합니다. 또한, 신호 활성화에 관한 생화학적 분석을 수행하여 개발 후 신호 전달 경로에 대한 통찰력을 얻을 수 있습니다.
이 기술은 약하거나 일시적인 단백질 단백질 상호 작용을 연구할 수 있는 분석을 제공합니다. 이 동영상을 시청한 후에는 자체 프렛 기반 근접 분석 및 살아있는 세포를 수행하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다. 또한 조직 배양에서 세포를 대상으로 작업하는 동안 항상 적절한 안전 예방 조치를 따라야 한다는 점을 잊지 마십시오.
시청해 주셔서 감사드리며 앞으로의 프렛 실험에 행운을 빕니다.
이 프로토콜은 내피 세포에서 FRET 기반 근접 분석을 사용하여 단백질-단백질 상호작용을 이미지화하는 방법을 설명합니다. 이 실험은 복제된 수용체에 부착된 형광단을 활용하여 혈관생성 중 수용체 상호작용을 평가합니다.
Studying transient or weak protein-protein interactions on the cell surface is critical for target validation in early drug discovery, particularly for receptor-mediated signaling pathways. This FRET-based proximity assay enables direct visualization of such interactions in live endothelial cells, providing mechanistic insights that support de-risking of angiogenic targets. The method delivers quantitative, spatially resolved data that can inform lead identification and preclinical model selection by confirming target engagement in a disease-relevant system.
The assay fits within the discovery continuum from target validation through lead optimization, where confirmation of target engagement in a live-cell context informs go/no-go decisions before significant investment in medicinal chemistry.