Name: 쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min
Description: 학습하세요 쥐의 심각한 척수 손상 타박상 모델 수술 기법을 통해 신경과학 연구에서 재현 가능한 실험 환경을 구축하는 방법을 배우세요. 이 프로토콜은 수술 전후 관리와 표준화된 절차를 포함합니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

저자는 박사 N. Banik이 모델의 개발에 자신의 지침 박사 D. 미첼에게 감사합니다.

1. 척수 손상 전 준비 이 절차에 필요한 수술 도구, 치아, hemostats, 자체 유지 견인기, 좋은 팁 rongeurs, 바늘 드라이버, 흡수성 봉합, 피부 클립 도포와와없는 픽업 메스입니다. 필요한 다른 수술 용품 수술 커튼, 수술 필드 멸균 시트, 거즈 스폰지, 면봉 도포 및 금속 호일입니다. 수술하기 전에 수술 장비 및 소모품을 압력솥. 하나의 동물에 대한 장비 및 소모품의 개별 집합을 사용합니다. 외과 영역 및 알코올 잎사귀와 장치 (충격기, 광원, 정위 프레임, 유리 구슬 살균 및 가열 패드) 청소합니다. 수술 커튼을 열고 조심스럽게 오염을 방지 수술 필드를 드레이프 멸균 장갑을 사용한다. 무균 개별 악기를 열고 조심스럽게 수술 분야의 사람들을 배치합니다. 일의 손잡이와 핸들 커버전자 장치는 가능성 멸균 금속 호일 절차를 수행하는 동안 필요합니다. 스위치에 유리 구슬 살균기 절차를 수행하는 동안 사용하기 위해 준비합니다. 2. 동물의 준비 실제 절차 전에 실험실 영역 몇 시간에 쥐를 가져옵니다. 앞으로 기대 절차 (일반적으로 0.006 밀리그램 / ML 피하의 buprinorphine 1.5 ml)에 적어도 하나의 시간 진통제를 관리 할 수​​ 있습니다. 수술 전 항생제 (일반적으로 Baytril 4 ㎎ / kg 피하) 관리 할 수​​ 있습니다. 90 ㎎ / 케타민의 kg을 사용하여 쥐를 마취하고 아무 발가락 핀치 응답이 없을 때까지 기다립니다. 흉추에서 가장 눈에 띄는 극돌기를 만져. 이 수준은 일반적으로 T10 극돌기에 해당합니다. T10과 관련하여 구성 수준의 위치를​​ 표시합니다. 우리가 실험실에서 우리는 T10 상해를 수행합니다. 다음 이야기는 T10 SCI의 기술을 설명합니다. 길이 방향 3cm x 6 센티미터 사각형을 면도 T10 수준을 중심으로. 피부를 세 번 위스콘신 청소번째 베타 딘 용액. 각 눈에 안과 윤활제를 적용합니다. 주의 깊게 오염을 방지 수술 필드에 편안한 위치에 쥐를 전송합니다. 코어 온도를 모니터링하고 주변 정상 (~ 37.5 ° C) 가능한에 관해서는 동물의 온도를 유지하기 위해 적절하게 난방을 조정하는 직장​​ 온도 프로브를 삽입합니다. 수술 부위 위의 창 수술 장식 주름 쥐를 다룹니다. 3. 수술 T10 마크를 중심으로 # 10 블레이드를 사용하여 대략 4cm 절개로 시작합니다. 참을성 멀리 T9-T11 극돌기 프로세스와 엽층의 근막과 근육 레이어를 해부를 진행합니다. 뼈 근육과 근막을 멀리 철회 견인기를 놓습니다. T9의 극돌기를 안정화하는 동안 크게 고급 가위를 사용하여 T9와 T10 사이의 극간 인대를 나눕니다. 마찬가지로 T10 극돌기를 안정시키고 T10-T11 사이의 극간 인대를 나눕니다. 보완하기 위해 루프 배율을 사용인대 flavum (그림 1)를 통해 테 인대의 부분은 모든 방법. 인대 flavum가 연결되면 thecal 낭은 명백하다. 주의 T10에서 양측 조각 - 식사 후궁을 수행하기 위해 좋은 팁 rongeurs를 사용합니다. 정성이 rongeur 끝에서 thecal 주머니 및 부주의 부상에 하향 압력을 방지하기 위해 수행됩니다. 라미와 T10의 극돌기가 완전히 제거됩니다. 안정화 플랫폼의 위치로 동물을 이동합니다. T9 척추의 측면 측면 뒤에 T11 척추의 측면 측면을 체결하여 척추를 고정시키기 위해 안정 클램프를 사용합니다. 이 호흡 운동을위한 공간을 제한하고 원치 않는 스트레스에게 동물을 추가로 안정화 클램프 플랫폼에 쥐를 압축하지 않도록주의하십시오. 확보 한 후 컴퓨터 제어 충격기에 척추 설정이 확인됩니다. 우리는 일반적으로 SP에 3.0 mm의 임팩터 팁을 사용하여2mm의 깊이와 0.3 초​​ 드웰 시간에 4cm / S의 EED. 임팩터 팁을 확장하고 그냥 코드 표면에 닿을 때까지 내립니다. 끝을 철회하고 척수 표면을 향해 장치 2mm를 내립니다. 심한 타박상 척수 손상을 일으킬 4cm / s의 속도로 피스톤을 해제합니다. 코드에 불필요한 압력을 생성하지 않도록주의 대신에면 끝 도포를 유지하기 위해 충분한 압력을 사용하여 지혈을 달성. 그림 - 8 스티치가 조심로 봉합 근육과 근막 층은 흡수성 봉합사를 사용하여 너무 꽉 당겨하지. 2 개의 작은 스테이플의 최소 피부를 닫습니다, 절개 부분은 첫 번째 2 또는 3 스테이플 후 열려있는 경우 최대 4 ~ 5 스테이플을 사용할 수있다. 3. 시술 후 관리 24 시간 후 수술에 대해 33 ~ 35 ° C의 따뜻한 환경에서 장소 쥐. 그들이 움직이기 시작되면이 인큐베이터 (그들은 의식이있는 동안) 및 가열 케이지 공간을 수반한다. 일단 쥐가 완전히 아입니다아케는 식염수의 피하 buprinorphine의 1.5 ML (0.006 밀리그램 / ML) 및 Baytril 0.1 mL를 5ml를 관리. 칠일 동안 하루에 한 번 첫 24-48 시간 및 Baytril 위해 피하 하루에 두 번 buprinorphine를 계속합니다. 방광은 수동으로 방광 기능의 반환 (3 일 연속 이른 아침 식 소변 &lt;2 ㎖)까지 하루에 세 번 표현해야한다. 동물도 감염이 시간 (소변에 혈액, 흰 색, 악취) 중에 선택해야 신체 활동 또는 상처 치유 문제를 감소. 감염의 존재는 지역 수의사와 상담 항생제의 증가 용량 (또는 다시 시작)를 반대해야한다. 매일 자신의 회복을 평가하기 위해 수술 다음날부터 쥐 무게.

<ol><li>Blesch, A., Tuszynski, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+plasticity%2C+regeneration+and+the+challenge+of+translational+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: plasticity, regeneration and the challenge of translational drug development.</a> Trends Neurosci. 32, 41-47 (2009).</li>
<li>Dobkin, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Curiosity+and+cure%3A+translational+research+strategies+for+neural+repair-mediated+rehabilitation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Curiosity and cure: translational research strategies for neural repair-mediated rehabilitation.</a> Dev. Neurobiol. 67, 1133-1147 (2007).</li>
<li>Fehlings, M. G., Cadotte, D. W., Fehlings, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+systematic+reviews+on+the+treatment+of+acute+spinal+cord+injury%3A+a+foundation+for+best+medical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A series of systematic reviews on the treatment of acute spinal cord injury: a foundation for best medical practice.</a> J. Neurotrauma. 28, 1329-1333 (2011).</li>
<li>Iseda, T., Okuda, T., Kane-Goldsmith, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single%2C+high-dose+intraspinal+injection+of+chondroitinase+reduces+glycosaminoglycans+in+injured+spinal+cord+and+promotes+corticospinal+axonal+regrowth+after+hemisection+but+not+contusion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Single, high-dose intraspinal injection of chondroitinase reduces glycosaminoglycans in injured spinal cord and promotes corticospinal axonal regrowth after hemisection but not contusion.</a> J. Neurotrauma. 25, 334-349 (2008).</li>
<li>Khan, T., Havey, R. M., Sayers, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+contusion+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord contusion injuries.</a> Laboratory Animal Science. 49, 161-172 (1999).</li>
<li>Kim, B. G., Kang, Y. M., Phi, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+polymer+scaffolds+seeded+with+neural+stem+cells+in+a+canine+spinal+cord+injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotherapy%22%5BJournal%5D)">Implantation of polymer scaffolds seeded with neural stem cells in a canine spinal cord injury model.</a> Cytotherapy. 12, 841-845 (2010).</li>
<li>Kim, J. H., Tu, T. W., Bayly, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+speed+does+not+determine+severity+of+spinal+cord+injury+in+mice+with+fixed+impact+displacement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Impact speed does not determine severity of spinal cord injury in mice with fixed impact displacement.</a> Journal of Neurotrauma. 26, 1395-1404 (2009).</li>
<li>Kwon, B. K., Hillyer, J., Tetzlaff, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+research+in+spinal+cord+injury%3A+a+survey+of+opinion+from+the+SCI+community%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Translational research in spinal cord injury: a survey of opinion from the SCI community.</a> J. Neurotrauma. 27, 21-33 (2010).</li>
<li>Kwon, B. K., Okon, E. B., Tsai, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+grading+system+to+evaluate+objectively+the+strength+of+pre-clinical+data+of+acute+neuroprotective+therapies+for+clinical+translation+in+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A grading system to evaluate objectively the strength of pre-clinical data of acute neuroprotective therapies for clinical translation in spinal cord injury.</a> J. Neurotrauma. 28, 1525-1543 (2011).</li>
<li>Norenberg, M. D., Smith, J., Marcillo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathology+of+human+spinal+cord+injury%3A+defining+the+problems%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">The pathology of human spinal cord injury: defining the problems.</a> J. Neurotrauma. 21, 429-440 (2004).</li>
<li>Siegenthaler, M. M., Tu, M. K., Keirstead, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extent+of+myelin+pathology+differs+following+contusion+and+transection+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">The extent of myelin pathology differs following contusion and transection spinal cord injury.</a> J. Neurotrauma. 24, 1631-1646 (2007).</li>
<li>Talac, R., Friedman, J. A., Moore, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury+for+evaluation+of+tissue+engineering+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies.</a> Biomaterials. 25, 1505-1510 (2004).</li>
<li>Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+treatment+trials+in+human+spinal+cord+injury%3A+issues%2C+difficulties%2C+and+recommendations%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Review of treatment trials in human spinal cord injury: issues, difficulties, and recommendations.</a> Neurosurgery. 59, 957-982 (2006).</li>
</ol>

재정 공시 없음 자금 유출 없음.

여러 가지 새로운 치료는 최근 SCI 연구 분야의 초기 약속을 보여 주었다. 이러한 치료 3주의 평가는 최대 번역 가능성 전략을 선택하는 SCI의 임상 적 모델에 필수적입니다. 등급의 계획은 최근 전임상 연구의 강도를 평가하기 위해 개발되었다. 9이 제도는 심각한 SCI의 타박상 모델을 활용의 중요성을 강조했다. 여기에 우리가 절개 모델들을 닮은 일관된 병변 볼륨 및 기능 점수가 심한 SCI의 그런 타박상 모델을 설명합니다. 이 모델은 신경 보호 및 neuroregeneration 전략 모두에 치료 효능을 설정하는 &#39;개념의 증거&#39;로 활용 될 수 있습니다. 균일 contusive SCI의 생성은 도전 남아있다. 재현성을 위해, 그것은 부상으로 균일 가능한 수행하는 것이 필수적이다. 척수의 목표 수준은 지속적으로 FR 식별해야동물의 OM 동물입니다. 후궁 동안 뼈의 제거가 더 뼈 조각이 척추 운하에 남아되지 않습니다 보장하기 ...

적절한 손상 모델의 선택은 척수 손상에 대한 새로운 치료법 (SCI)의 전임상 평가에 매우 중요합니다. 의사와 neurotrauma 타박상 모델 분야의 과학자의 최근 조사에 1,2,13, hemisection 또는 전체 절개 모델에 반대 보편적으로 임상 적으로 받아 들여졌다. 8이 견해는 인간의 척수 손상의 대부분은 자연 contusive 것을 관찰을 기반으로합니다. 10 타박상의 생물학은 hemisection 또는 절개 모델에서 다른 것으로 보인다. 11 Iseda, 등이 알이. hemisection 및 타박상 모델에서 별도 neuroregeneration에 intraspinal chondroitinase ABC 주입의 효과를 비교 하였다. 4 축삭 재생이 hemisection에 신경 다리에서 관찰하지만, 타박상 SCI 그룹되지 않았습니다. hemisection 또는 전체 절개 모델은 또한 CL의 단지 아주 작은 하위 집합에 존재하는 것으로 알려진 조건을 만들inical 상황. 예를 들어, 몇몇 연구자들은 hemisection 또는 재생을 촉진하는 완전 절개 후 병변 캐비티에 주입을위한 발판 기반의 개입을 고용했다. 6 손상된 척수 내에서 공동의 생성은 비실용적이고 아마 비 윤리적이기 때문에이 방법은 임상 적으로 관련이됩니다. 기능 회복의 변화는 타박상 모델의 주요 과제 남아있다. 5,12이 변화는 척수 볼륨에 걸쳐 균일 한 힘의 전달에 영향을 미치는 특히 ventrally있는 모터 경로 전에 컴퓨터 제어 충격기와 척추 안정화의 사용으로 최소화 할 수있다 . 그것은 생존 축삭에서 소성 및 담보 비중이 척수 손상 후 회복의 주된 메커니즘 주목해야합니다. 타박상 기술 1 따라서도 약간의 변동이 크게 다른 결과를 얻을 수 있습니다. 이를 위해 우리는 개발일관성 타박상 볼륨과 절개 모델과 비교 기능 회복을 산출 심각한 척수 손상 모델. 이 모델은 치료 효과에 대한 개념의 증거로 신경 보호 및 neuroregeneration 전략을 모두 조사에 활용 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>컴퓨터 제어 임팩터</td><td>Leica 또는 Infinite Horizons (이전 OSU) 임팩터</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Surgical Instrument </td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14094-11 또는 14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11006-12 및 11027-12 또는 11506-12</td><td></td></tr><tr><td>지혈</td> Fine <td>Science Tools Inc</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>견인기</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>17011-10</td><td></td></tr><tr><td>Rongeurs</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>16020-14</td><td></td></tr><tr><td>니들 드라이버</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>정위 프레임</td><td>Leica 또는 RWD Life Science Co. 또는 TSE 시스템</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprinorphine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Baytril</td><td>바이엘</td><td></td><td></td></tr><tr><td>케타민</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

새로운 치료의 번역 가능성은 심각한 척수 손상 (SCI) 타박상 모델에서 조사해야한다. 자세한 방법론은 심각한 SCI의 일관된 모델을 얻기 위해 설명되어 있습니다. 정위 구조 및 컴퓨터 제어 충격기의 사용은 재현성 부상을 생성 할 수 있습니다. 저체온증과 요로 감염은 수술 후 기간에 상당한 도전을 제기. 일일 체중 기록 및 방광 식 동물의주의 깊은 모니터링이 수술 후 합병증의 조기 발견 할 수 있습니다. 이 타박상 모델의 기능적 결과를 절개 모델과 동일합니다. 타박상 모델은 신경과 neuroregenerative 방법 모두의 효능을 평가하기 위하여 이용 될 수있다.

병변 볼륨 우리는 기술은 위에 설명에 따라 크고 일관된 병변 볼륨을 얻을 수있다. 2.04 mm 3 (1.9-2.18 CI 95 %) (N = 5 동물)를 얻었다의 평균 병변 볼륨을 염색 Luxol 빠른 파란색. 그림 2를 사용하여 병변 진원지를 통해 Luxol 빠른 블루를 사용하는 대표적인 염색 병변 볼륨을 의미합니다. 기능 점수 바소, 비티, 브레스 (BBB) ​​규모로 측정 한 행동 점수는 그림 3에 나와 있습니다. 12주에서 대조군 쥐가 2.2 ± 1.1 (n은 = 10 동물)의 평균 BBB 점수를 달성했다. 다른 매개 변수 32 동물 수술과 함께 가장 최근의 경험을 바탕으로이 기술의 생존율은 93.4...

심각한 척수 손상의 타박상 모델이 설명되어 있습니다. 자세한 수술 전, 수술 및 수술 후 단계는 일관된 모델을 얻기 위해 설명되어 있습니다.

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

이 영상의 공동 저자는 사우스캐롤라이나 의과대학교 신경과학과 신경외과 분과 수석 레지던트 의사인 VOR Krishna 박사, 사우스캐롤라이나 의과대학교 신경과학과 교수이자 사우스캐롤라이나 VA 의료 센터의 상임 연구원인 Mark Kendi 박사, 그리고 사우스캐롤라이나 의과대학교 의과대학 2학년 학생인 Hampton Andrews입니다. 이 영상에서는 수술을 위해 무균 구역에서 동물을 준비하는 과정, 수술 절차 및 수술 후 관리 방법을 보여드릴 것입니다. 먼저, 수술 구역을 설정하기 전에 모든 수술 도구와 소모품을 오토클레이브로 멸균해야 합니다.두 가지 이상의 시술을 수행하는 경우, 동물마다 추가적인 기구 세트를 고압 증기 멸균기로 멸균하십시오. 다음으로, 수술 부위와 모든 구성 요소를 알코올 솜으로 닦아 청결하게 합니다. 수술 영역 준비가 완료되면, 멸균 드레이프 위에 모든 수술 기구를 배치하십시오.오늘은 성체 암컷 Sprague Dawley 랫드를 사용하여 실험 절차를 시연하겠습니다. 실험 시작 몇 시간 전에 랫드를 실험실로 옮겨 주십시오.마취 직전, 시술 최소 1시간 전에 0.006 mg/mL 농도의 buprenorphine 1.5 mL를 피하 투여하십시오. 그다음 4 mg/kg 농도의 arol 0.1 mL를 피하 투여합니다. 이후 90 mg/kg의 ketamine을 복강 내 주사하여 동물 모델을 마취시키고, 동물이 잠들 때까지 기다리십시오.흉추의 돌출된 T 10 극돌기를 촉진하여 표시합니다. 표시한 주변 부위를 전기 면도기로 제모합니다. 그런 다음 Betadine 용액으로 해당 부위를 세 번 멸균하고, 쥐를 수술 영역에 편안하게 배치한 후 가열 패드 위에 놓였는지 확인합니다.꼬리 꼬집기 검사로 마취 상태를 확인합니다. T 10 표시를 중심으로 10번 메스 날을 사용하여 약 4cm 길이로 절개하여 견인력을 유지합니다. 하부의 느슨한 결합 조직을 제거하여 척추 주변의 근육과 인대를 노출시킵니다.리트랙터를 사용하여 피부와 느슨한 결합 조직을 분리합니다. 이를 통해 근육과 인대를 노출시킵니다. T9에서 T11까지의 극돌기와 척추궁판(lamina)으로부터 근막과 근육층을 조심스럽고 인내심 있게 박리합니다.리트랙터를 사용하여 근육과 근막을 뼈에서 분리하여 척주를 노출시키는 동안 T9의 극돌기를 단단히 고정합니다. 작은 가위를 사용하여 T9와 T10 사이의 극간인대를 절개합니다. T10와 T11 사이의 극간인대에 대

a-contusion-model-of-severe-spinal-cord-injury-in-rats

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

무한 호라이즌 임팩터를 사용하여 자궁 경부 일방적 척수 부상을 생산하기위한 안정적이고 반복 가능한 방법이 설명되어 있습니다. 방법은 사용자 정의 설계된 프레임을 활용하고 척추를 고정 클램프. 표준화된 절차와 충분하고 지속적인 부상의 biomechanical 부상 매개 변수 결과.

무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

척추 안정화, 변동성을 최소화하기위한 일관된 실험 척수 손상을 제조하는 것이 필요하다. NYU / MASCIS 임팩터 장치와 함께 사용자 정의 안정 장치를 사용하여, 우리는 성인 쥐에서 재현 헤미 contusive 자궁 경부 (C5) 척수 손상을 발생 여기에 적절한 장비 및 절차를 설명했다.

Contusive 척수 손상의 제조 소설 척추 안정화 방법

척수 손상은 심각한 이환율과 사망률이 높은 원인 외상 조건이다. 본 연구에서 우리는 구체적으로 신경 줄기 세포를 이식 하였다 마우스 척수 손상의 타박상 모델을 설명한다.

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

척수 손상 모델은 재현성이 높아야 합니다. 우리는 척수 손상의 보정된 겸자 압박 모델이 쥐의 척수에 재현 가능한 손상을 생성하기 위해 사용하기 쉬운 수술 방법임을 보여줍니다.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

이 기사에서는 신생아 마우스에서 재현 가능한 척수 압박 손상(SCI)을 생성하는 방법에 대해 설명합니다. 이 모델은 자발적인 기능 회복의 기초가 되는 적응 가소성의 메커니즘을 연구하는 데 유리한 플랫폼을 제공합니다.

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

우리는 성인 생쥐에서 일관된 contusive 척수 손상을 일으킬 수있는 조직 변위 기반 논란 척수 손상 모델을 소개합니다.

마우스의 조직 변위에 근거한 척수 손상 모델

쥐 흉부 척추 절제술은 운동 성 회복 및 치료 효능의 신경 메커니즘을 조사하기 위해 일방적 인 척수 손상의 귀중하고 재현 가능한 모델입니다. 이 문서에는 hemisection 절차를 수행하고 오픈 필드 경기장에서 운동 성능을 평가하기 위한 자세한 단계별 가이드가 포함되어 있습니다.

쥐의 흉척 척수 위축 수술 및 개방운동 운동 평가

여기에서는 후궁 절제술을 제거하는 쥐의 개방성 척수 손상을 모델링하는 새롭고 빠른 기술에 대해 설명합니다. 측면 반절부는 현미경을 통해 보면서 수행됩니다. 이 기술은 다재다능하며 다른 동물의 척수의 경추, 흉부 및 요추 영역에도 사용할 수 있습니다.

쥐의 개방성 척수 손상 모델링을 위한 최소 침습적이고 빠른 척수 측면 반절제 기술

최소 침습 기술과 간단한 실험실 장치는 실험 동물에 대한 수술 손상을 줄이고 해부학적 형태 유지를 허용하여 척수 손상 모델의 재현성을 향상시킵니다. 이 방법은 신뢰할 수있는 결과와 재현 가능한 절차가 질병 배상 메커니즘의 조사를 용이하게하기 때문에 가치가 있습니다.

최소 침습 기술을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 설정

여기에 제시된 것은 다양한 정도의 척수 손상 타박상 모델을 정확하게 생성할 수 있는 마우스용 새로운 자동 척수 손상 타박상 장치입니다.

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

학습하세요 쥐의 심각한 척수 손상 타박상 모델 수술 기법을 통해 신경과학 연구에서 재현 가능한 실험 환경을 구축하는 방법을 배우세요. 이 프로토콜은 수술 전후 관리와 표준화된 절차를 포함합니다.

쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델

더 많은 동영상 탐색