September 29th, 2013
이 프로토콜은 제브라 피쉬의 차 기자로 기본 기자와 GFP / RFP로 인 Gal4-VP16을 사용하여 유전자 트랩 insertional 돌연변이 유발의 방법을 설명합니다. 약 한 고 표현 F0 물고기 수익률 유전자 트랩 자손을 GFP 및 RFP를 공동으로 표현하는 10 명 중. 심사 절차는 쉽게 insertional 돌연변이 화면을 수행하는 실험실의 크기에 적응하기 위해 확장 할 수 있습니다.
이 절차의 전반적인 목표는 GAL 4, VP 16을 주요 유전자 트랩 리포터로 하는 벡터에서 유전자 파괴 전치를 사용하여 돌연변이 물고기를 생산하는 것입니다. 이것은 먼저 제브라피시 배아에 키가 큰 두 개의 전치와 함께 유전자 트랩 벡터를 공동 주입함으로써 달성됩니다. 주입된 배아는 수정 후 3일 후에 GFP 형광을 선별하고 가장 밝은 배아의 약 30%를 선택하여 F zero pool을 설정합니다.
다음으로, F zero fish는 유전자 트랩 이벤트의 생식세포 전달을 스크리닝하기 위해 U-A-S-M-R-F-P 테스터 라인으로 교차됩니다. 마지막 단계는 F1을 능가하여 F 2 세대를 확립하고 역 PCR 및 5 프라임 레이스에 의한 유전자 트랩 이벤트의 분자 특성화를 위한 배아를 생성하는 것입니다. 궁극적으로 선별된 F zero 물고기 10마리 중 약 1마리는 유전자 트랩 자손을 생산해야 합니다.
유전자 파괴 전이(transpos)는 단백질 코딩 유전자의 입구에 통합될 때 돌연변이를 생성하지 않도록 설계되었습니다. 당사의 GBT 벡터는 G four P 16을 primary gene trap reporter로 사용합니다. 이러한 변형은 낮은 수준에서 발현되는 유전자에 대한 민감도를 증가시키고, 다른 전이유전자의 조직 특이적 발현을 위한 G 4 동인으로서 표현형을 과도하게 회피하지 않고 유전자 트랩 돌연변이를 사용할 수 있게 합니다.
우리는 우리 방법의 주요 병목 현상이 F zero fish의 생식계에서 충분히 높은 유전자 트랩 통합 속도를 달성하는 것이라고 믿습니다. 이 시연에서는 DNA 준비, MICROINJECTION 및 F 제로 스크리닝과 같은 몇 가지 중요한 단계를 다룹니다. GBTB one gene trap 벡터는 GAL four VP 16을 primary gene trap reporter로 사용합니다.
끝단에 최소한의 키가 큰 두 개의 전치가 유전자 트랩 통합에 사용됩니다. 유전자 트랩 이벤트는 14 X GAL 4 UAS의 제어 하에 EGFP 리포터에 의해 직접 감지됩니다. 전체 유전자 트랩 카세트 측면에는 직접 잠금 P 부위가 있습니다.
이것은 특정 유전자 트랩 통합과 관찰된 표현형 사이의 인과 관계에 대한 증거를 확립하기 위해 Cree 빗의 발현에 의해 유전자 트랩 이벤트를 되돌릴 수 있도록 합니다. 또한 U-A-S-E-G-F-P 카세트는 직접 FRT 사이트가 측면에 있습니다. 플립 빗 mRNA의 주입은 U-A-S-E-G-F-P 카세트의 절제로 이어지며, 유전자 트랩 돌연변이는 EGFP 형광에 의해 표시되지 않고 마이크로 주입 전에 GFP 형광에 의해 특정 조직 또는 발달 이벤트를 표시하는 형질전환 라인에 사용할 수 있습니다.
DNA에 전치를 준비하고 mRNA를 전치합니다. GBTB one gene trap vector DNA를 준비합니다. 표준 미니 준비 키트를 사용하고 제조업체의 프로토콜에 따라 DNA를 준비할 때 PB 세척 단계를 포함하는 것이 필수적입니다.
그렇지 않으면, 미니 프렙 DNA는 RNA에 의해 오염되고, A는 전치 Mr.NA 의 분해로 이어지며, RNA의 자유수 DNA를 마이크로리터당 10나노그램으로 희석합니다. xbo one을 사용하여 tall 2 transposes mRNA를 먼저 선형화 PT 3 TS T 2를 준비합니다. 다음으로, 한 번의 변형으로 M 메시지 기계 T 3 in vitro transcription kit를 사용하여 Linearized DNA를 전사합니다.
DNA의 처리 단계 후에 0.5 마이크로리터의 늑골 자물쇠 RNA 억제제를 추가하고, 표준 키트를 사용하여 mRNA를 정제하고, agros gel 전기영동에 의해 in vitro 전사된 mRNA의 품질을 평가합니다. RNA 자유수의 mRNA를 마이크로리터당 40나노그램으로 희석하고 마이크로 주입 직전에 섭씨 마이너스 80도에서 2마이크로리터 분취량으로 보관합니다. 2마이크로리터의 전치 mRNA에 DNA에 8마이크로리터의 희석된 전치를 추가하여 주입 혼합물을 준비합니다.
난황 신성모독 계면을 목표로 하는 표준 미세주입 기술을 사용하여 1세포 얼룩말 물고기 배아의 노른자에 D-N-A-R-N-A 혼합물 3나노리터를 주입하고, 주입 후 품질 관리를 위해 1% aros 겔에 남은 주입 용액 5마이크로리터를 실행하여 전치 mRNA가 주입 후 약 6-8시간 후에 분해되지 않았는지 확인합니다. 수정되지 않은 배아와 죽은 배아를 제거하고 100mm 페트리 접시당 60-80개의 배아를 분배합니다. 비정상 배아와 죽은 배아는 수정 후 1일, 수정 2일 후, 수정 후 3일 후에 수정 3일 후에 형광 또는 정립 현미경이 장착된 실체 현미경으로 제거합니다.
배아를 선별하고 비정상적인 배아를 제거합니다. 명백한 결함이 없는 나머지 배아를 스크리닝합니다. GFP 형광의 경우, 가장 밝은 F zero 배아를 선택하고 이 실험실에서 표준 얼룩말 제브라피시 사육 절차를 사용하여 배아를 키웁니다.
GBT는 일반적으로 야생형 또는 표범 색소 패턴이 있는 라인에 주입됩니다. 양육을 위해 선택된 주입된 배아의 20-30%가 성인이 될 때까지 생존할 것으로 예상하는 것이 합리적입니다. GBTB one gene trap 벡터의 통합은 두 가지 다른 메커니즘에 의해 EGFP 발현을 유도할 수 있습니다.
첫 번째는 진정한 유전자 트랩 이벤트입니다. 벡터는 내인성 유전자 전사체의 5 프라임과 GAL 4 VP 16 사이의 융합 전사체를 유전자에 통합하고 단백질의 말단 말단을 포함하는 융합 단백질로 만들어지고 번역 및 삽입 돌연변이 유전자 및 GAL 4, VP 16에 의해 코팅됩니다. 이 융합 단백질은 14 XUAS에 결합하여 EGFP의 전사를 활성화합니다.
두 번째로 덜 바람직한 이벤트는 인핸서 트랩입니다. EGFP 앞의 최소 프로모터는 통합 부위 근처의 인핸서(enhancer)의 통제하에 있으며, GAL 4, VP 16이 없는 상태에서 EGFP를 생산할 수 있습니다. 이 두 가지 종류의 이벤트를 구별하기 위해 렌즈 특이적 감마 결정질 GFP로 표시된 14 X-U-A-S-M-R-F-P 형질전환 라인이 만들어졌습니다.
유전자 트랩 이벤트는 GBT를 주입한 물고기와 동형접합 U-A-S-M-R-F-P 물고기를 교배하고 GFP와 RFP의 동시 발현을 스크리닝하여 검증되며, 이는 GAL 4, VP 16이 만들어지고 트랜스에서 U-A-S-M-R-F-P를 활성화하여 F zero 물고기와 동형접합 U-A-S-M-R-F-P 물고기를 선별하는 절차를 시작하는 경우에만 가능합니다. GBT를 주입한 물고기는 야생형 또는 표범 색소 패턴을 가지고 있고 동형접합 U-A-S-M-R-F-P 라인이 황동 배경에 있기 때문에 F zero 물고기는 U-A-S-M-R-F-P 물고기와 쉽게 구별할 수 있으므로 선별되는 F zero가 수컷인지 암컷인지 기록할 필요가 없을 뿐만 아니라 각 물고기의 성별을 기록 및/또는 결정하는 오류로 인해 발생할 수 있는 오류가 발생할 수 있습니다. 다음 날에.
황동 U-A-S-M-R-F-P 물고기를 수조로 되돌립니다. 배아를 제공한 F zero 물고기를 개별 정적 탱크에 넣고, 배아를 채취하여 선별하고, 청소하고, 수집된 배아를 0일차 오후에 새로운 페트리 접시로 옮깁니다. GFP 및 RFP 형광을 위해 수정 후 1일과 수정 후 3일 후에 배아를 스크리닝합니다.
GFP와 RFP 모두에 대해 양성인 배아를 뽑아내고, G-F-P-R-F-P 발현 패턴에 따라 정렬합니다. 클러치에서 하나 이상의 패턴이 관찰되면 F1 세대를 설정하기 위해 들어 올립니다. GFP에는 양성이지만 RFP에는 양성이 아닌 3D PF 배아는 인핸서 트랩 이벤트를 나타내기 때문에 추출되지 않습니다.
G-F-P-R-F-P 양성 자손을 생산한 F 제로 물고기를 다시 교차시켜 두 번째 양성 배치를 얻습니다. F1 물고기를 스크리닝하여 F 두 과를 확립하고, 유전자 트랩 발현 패턴을 문서화하고, 유전자 트랩 자리의 분자 식별을 위해 배아 배치를 동결합니다. 배아를 제공한 F1 물고기를 개별 정적 수조에 넣고, 배아는 수정 후 하루 동안 스크리닝을 위해 수집됩니다.
RFP 라벨링이 아직 나타나지 않았을 수 있으므로 배아에서 GFP 형광을 검사하고 수정 후 3일 후에 GFP 및 RFP 형광 선별 검사에서 GFP 양성 배아를 추출한 다음 이중 양성을 추출합니다. 그런 다음 수정 후 5일 후에 GFP 및 RFP 모두에 대해 양성인 배아를 촬영하고, 20개의 G-F-P-R-F-P 양성 및 20개의 G-F-P-R-F-P 음성 배아를 동결하여 역 PCR 및 5개의 프라임 레이스에 의한 삽입 돌연변이 유전자를 식별합니다. 남은 G-F-P-R-F-P 양성 배아를 올려 F 2세대를 성공적으로 주입합니다.
유전자 트랩 DNA 키가 큰 두 전치 mRNA 혼합물이 주입된 배아의 최소 80%는 어느 정도의 GFP 형광을 나타냅니다. 낮은 GFP 발현은 RNA 오염으로 인한 전치 RNA의 주입 실패 또는 분해를 나타냅니다. F zero pool을 확립하기 위해 가장 밝은 GFP 양성 배아를 선택하면, 선별된 F zero 물고기 10마리 중 약 1마리가 유전자 트랩 이벤트가 회수되는 F zero 물고기 중에서 유전자 트랩 자손을 산출합니다.
대부분은 통합에 대한 여러 가지 비발현 전치 외에도 단일 유전자 트랩 이벤트를 전달합니다. 전체 유전자 트랩 카세트(gene trap cassette)는 직접 잠금 P 부위(direct locks P site)에 의해 측면에 있기 때문에, 돌연변이된 유전자의 엑손(exon)을 나타내는 파란색 상자로 표시된 이 다이어그램에 표시된 모든 유전자 트랩 돌연변이는 CRE 빗의 발현에 의해 가역적일 수 있습니다. 이 이미지는 NSF TP 6 유전자 트랩 라인의 신경계에서 GFP와 RFP의 동시 발현을 보여주며, Cree RNA를 N SF TP 6 배아에 주입하면 GFP 및 RFP 발현이 손실됩니다.
예상대로 렌즈에서 GFP 발현의 감소는 없습니다. 여기에 설명된 대부분의 절차는 다른 유전자 트랩 스크리닝뿐만 아니라 TOL 2 및 기타 트랜스포존을 사용한 일반 형질전환 실험에도 적용할 수 있습니다. 일주일에 20-30°F의 제로 아웃 크로스를 설정하면 일주일에 하나의 유전자 트랩을 회수할 수 있습니다.
그러나 절차는 쉽게 확장할 수 있습니다.
본 프로토콜은 Gal4-VP16을 주 보고체로, GFP/RFP를 이차 보고체로 사용하여 제브라피쉬에서 유전자 트랩 삽입 돌연변이 유발에 대한 방법을 설명합니다. 이 절차는 GFP와 RFP를 함께 발현하는 유전자 트랩 자손을 식별할 수 있으며, 실험실 규모에 따라 조정할 수 있는 스크리닝 프로세스를 포함합니다.
Gene trap insertional mutagenesis in zebrafish enables high-throughput functional annotation of genes in a vertebrate system, supporting target validation and mechanistic de-risking in early discovery. The use of Gal4-VP16 as a primary reporter enhances sensitivity for low-abundance transcripts and allows converted trap lines to serve as tissue-specific drivers for transgene expression, facilitating pathway interrogation and phenotypic screening. This approach improves predictive confidence by linking genotype to tissue-specific phenotypes without relying on overt developmental defects, particularly valuable for genes with redundant or non-essential functions.
The method integrates into the discovery continuum from early mutagenesis through lead identification, where gene trap lines serve as both mutant alleles and Gal4 drivers for pathway-specific transgene expression, supporting iterative target validation and assay refinement.