Name: 손쥐 심방과 심실 Cardiomyocytes의 절연 및 KV 채널 레코딩 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 33 s
Description: 학습하세요 유전자 변형 손쥐 심방 및 심실 심근세포 분리와 KV 채널 전기생리학 기록 방법. 이 기법은 심장 부정맥 메커니즘 연구와 약물 스크리닝에 활용됩니다.

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이 작품은 독일 Forschungsgemeinschaft (DFG), 프리츠 - 티센 (Thyssen) - Stiftung 및 Charité / MDC에서 교부금의 지원을받는되었다.

1. 동물 마취 및 장기 수확 <ol><li> 케타민 (200 밀리그램 / kg BW)과 Xylazine (20 MG / kg BW)의 intraperitoneal (IP) 주입하여 마우스를 마취시키다. </li><li> 혈액 응고와 혈전 형성을 방지하기 위해 250 IU 헤파린의 IP를 삽입 anticoagulate 할 수 있습니다. </li><li> 깊은 마취법은 areflexia 특징으로하는,에 도달 할 때까지 기다립니다. 부드럽게 꼬리 곤란에 의한 각막이나 시험 비행 반사을 터치하여 areflexia, 테스트 각막 반사를 확인합니다. </li><li> 운영 테이블에 마우스를 전송하고 나태한 위치에서 문제를 해결. </li><li> 피부와 검상 돌기 아래의 복부 벽을 절개하고 탄두 thoracotomy를 수행 늑골 아치를 따라 양쪽으로 컷을 연장하고 이후 중간 겨드랑 선에서 갈비를 잘라, 갈비 위쪽으로 편향. </li><li> , 심낭을 엽니 다 큰 혈관을 찾습니다. 부드럽게 잘 대동맥을 표시 할 심장 꼬리를 누르십시오. 집게를 사용하여 대동맥을 고정. </li><li> s의 쌍 오목에 마음을 놓으십시오<html> cissors 한 싱글 컷 모든 연결 혈관을 해부. Langendorff의 cannulation에 대한 오름차순 대동맥의 큰 부족 부분을 보존해야합니다. </li><li> 얼음 추위와 사전 oxygenized 솔루션 1 (솔루션, 표 1 참조)로 가득 찬 페트리 접시에 즉시 excised 마음을 전송합니다. </li></ol> 2. 마음을 Langendorff 살포의 작성 <ol><li> 1.8F 강철 캐뉼라과 대동맥을 Cannulate. 공기 색전증을 방지해야합니다. </li><li> 솔루션 1 개 중 1 ML과 수술 봉합 및 수세식 coronaries와 캐뉼라에 대동맥을 흥분시키는. </li><li> Langendorff 장치와 캐뉼라를 연결합니다. </li><li> thoracotomy에서 Langendorff의 cannulation 할 시간이 있는지 확인 심근에 확장 국소 빈혈 / reperfusion 부상을 방지하기 위해 120 초를 초과하지 않습니다. </li><li> 칼슘이 10 ML과 Perfuse 마음 + 무료 솔루션이 (4 ML ​​/ 분). </li><li> 8 분 (4 ML / 분)에 대한 collagenase 솔루션 3 Perfuse 마음. </li></ol>심장 챔버 르 &quot;&gt; 3. Microsurgical 분리 <ol><li> 낮은 칼슘 2 + 솔루션 4를 포함하는 미리 예열 100 mm 페트리 접시에 전송 심장. </li><li> 조심스럽게 가위로 대동맥 및 기타 비 심장 조직을 제거하고 폐기합니다. </li><li> 별도의 심방과 심실하여 따로 챔버를 계속합니다. 해결 방법 4에 익숙해 세포세요. 작은 볼륨을 (이하 5 ML)을 사용합니다. </li></ol> 4. Cardiomyocytes의 추가 분리 <ol><li> 심방 cardiomyocytes : <ol><li> 심방 cardiomyocytes은 별도의 사전 예열 100-mm 배양 접시에 심방를 전송하고 부드럽게 고급 집게로 떨어져 당기는를 통해 조직을 떼어 놓다 개별화합니다. 조직의 거의 완전한 분리를 확인하십시오. </li><li> 5 분을위한 솔루션을 5 단계 중 1 ML에있는 세포를 일시 중지 할 수 확대 화재 광택 플라스틱 피펫 팁으로 1 ML의 피펫을 사용합니다. </li><li> 셀 필터 (200 μm의 메쉬 크기)를 사용하여 쓰레기들로부터 세포를 분리합니다. </li> &lt;리&gt; 5 ML의 세포 현탁액에 대한 솔루션 5 실내 온도 16 XG에서 2 분을위한 원심 분리기를 추가합니다. </li><li> 다음 단계는 세포 배양 후드 아래 운영하고 있습니다. 솔루션 6 5 ML의 표면에 뜨는하고 다시 일시 중지 펠릿을 폐기하십시오. </li><li> 15 ML 튜브에 10 분에 중력에 의해 침강 후, 상온 16 XG에서 1 분 동안 원심 분리기. 표면에 뜨는을 제거합니다. 솔루션 6 1-5 ML에서 자신의 양에 따라 세포를 다시 일시 중지합니다. </li></ol></li><li> 심실 cardiomyocytes : <ol><li> 해결 방법 4 5 ML에서 고급 집게와 관심의 왼쪽 심실 지역을 해부. </li><li> 세포의 대부분이 분리 될 때까지 부드럽게 pipetting하여 세포를 일시 중지합니다. 50 ML 튜브에 (200 μm의 메쉬 크기) 필터링 한 후 셀 솔루션을 전송 25 ML의 볼륨을 추가 할 수 있습니다. </li><li> 실내 온도 16 XG에서 2 분 동안 원심 분리기. </li><li> 다음 단계는 세포 배양 후드 아래 운영하고 있습니다. 표면에 뜨는 제거의 25 ML에있는 펠릿을 다시 일시 중지솔루션 6 10 분의 세포의 침강 할 수 있습니다. </li><li> 세포를 계산하고 표면에 뜨는을 제거, 25를 추가 - 50 ML 솔루션 6 셀에. </li></ol></li></ol> 5. 생물 세포 전기 생리학, 또는 연구 IF Cardiomyocytes의 작성 <ol><li> 전기 생리학 연구를 들어, 50 ML 튜브에 솔루션 6 근세포를 유지하고 침전을 억제. </li><li> 에 대한 생화학 연구, 예를 들어 칼슘 이미징, laminin 코팅 세포 배양 접시에 판 근세포 (최종 농도 20 μg / PBS에 ML laminin). </li><li> immunofluorescence 얼룩은 유리 커버 용지로 세포 배양 접시 판을 준비하고 laminin 솔루션 (최종 농도 50 μg / PBS에 ML laminin)으로 코팅하십시오. <ol><li> 도금 근세포 전에 솔루션을 제거합니다. 플레이트 세포를과 현미경을 사용하여 세포 밀도를 제어합니다. </li><li> 2퍼센트 CO 2에 37 번 1 시간에 슬립 ° C를 충당하기 위해 근세포가 준수 가자, 솔루션을 제거및 표준 착색 절차 프로토콜 즉시 시작합니다. </li><li> 실온에서 10 분 동안 PBS의 정착액, 예를 4퍼센트 PFA (산도 7.5)으로 배양하고 5 분마다 세 PBS 세척 단계를 따르십시오. </li><li> 세포를 permeabilize하고 바인딩 불특정 항체가 10 % 혈청, 0.3 % 트리톤, 실온에서 30 분을위한 PBS에 0.​​2 % BSA와 근세포을 길러 억제 할 수 있습니다. </li><li> 37 1 시간에 대한 기본 항체와 함께 배양 ° C와 같은 이전에 설명 씻는다. </li><li> 상온에서 1 시간을위한 차 항체를 품다. 핵을 counterstain 및 α-actinin 사용 DAPI와 fluorochrome 복합 phalloidin (알렉사 형석 488, Invitrogen)합니다. </li><li> 세척 후, 유리 커버 형광 장착 매체에 실란 처리 현미경 슬라이드와 소스 세포에 조심스럽게 미끄러 전송할 수 있습니다. </li></ol></li></ol> 6. 세포 전기 생리학 <ol><li> fre에 전체 세포 패치 - 클램프 녹음을 수행shly 실온에서 심방과 심실 cardiomyocytes을 분리. </li><li> 세포 목욕 솔루션의 정의 볼륨 가득 재관류 챔버에 건강 나타나지 cardiomyocytes을 전송합니다. 117 MM NaCl, 4 MM KCl, 1 ㎜ KH 2 PO 4, 4 MM NaHCO 3, 1.7 MM MgCl 2, 3 MM CoCl 2, 10 밀리미터 HEPES, 10 MM 포도당과 0.02 밀리미터 테트로도톡신 (TTX), (산도 7.4) . 산도 값 조정 NaOH를 사용하십시오. </li><li> (예 : IX71 역 현미경, Multiclamp 700B 앰프, pClamp10.3 소프트웨어 (분자 ​​장치)와 Digidata 1440A 수집 시스템 및 PC) 적절한 패치 클램프 장비를 사용합니다. </li><li> 이 CP 없음 130 MM KCl, 2 MM MgCl 2, 11 MM HEPES, 11 MM EGTA, 5 MM 그렇단이 ATP, 0.4 MM 그렇단이 GTP, 5 MM를 포함하는 세포 솔루션으로 가득 할 때 MΩ 3-5의 저항과 패치 피펫을 사용하여 및 4.9 MM CaCl 2 (산도 7.2). 산도 값 조정 코를 사용하십시오. </li><li> 외부 K + 전류 뒤를 그대로 보여주고 있습니다링 4.5 초 전압 단계는 -60와 20 밀리 초는 -40 뮤직 비디오에 prepulse 후 -70 mV의 개최 가능성에서 10-MV 단위 50 MV 사이의 잠재력을 테스트합니다. </li><li> 누설 전류는 항상 &lt;100 PA되어 있는지 확인합니다. </li><li> , Heteropodatoxin 2 (HpTx2, Alomone) 또는 Tetraethylammonium (차, 시그마), 다른 K의 해부를 들어 + 전류는 4 aminopyridine (ICN의 Biomedicals, 어바인, CA, USA 4 AP) 등의 특정 억제제를 사용합니다. 증권 솔루션은 세포 목욕 용액에 준비하고, &quot;기준&quot;녹음 후 microtip을 통해 세포의 가장 가까운 가능한 주변에 직접 적용해야합니다. 평균은 &quot;약물&quot;녹음하기 전에 2-3 분 동안 허용해야합니다. </li><li> 분석을 위해 셀 크기에 개별 셀 (전체 세포 막 커패시턴스)의 현재 진폭을 정상화. pClamp10.3 소프트웨어 (분자 장치) 또는 유사한 소프트웨어를 사용하여 오프라인 데이터를 분석합니다. </li></ol>

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</ol>

우리는 공개 할 아무 것도 없습니다.

유전자 삭제와 관련된 심장 기능 및 심장 병리학을 연구하는 유전자 변형 마우스 변종의 증가 개발 체외에서 특정 유전자 삭제 효과를 공부하는 전문 방법에 증가 관심도 있습니다. 저희 연구실에서는 심장 repolarization에 KV 채널 보조의 subunits의 가족의 역할을 공부합니다. KCNE 유전자는 KCNEs 자신에 대한 칼륨 전류를 전달할 수 없습니다 하나의 transmembrane 도메인 KV 채널 부수적 인 subunits 수 있습니다. 인간의 심실과 심방 repolarization 11, 15 중요한 역할을 다섯 유전자 (KCNE1-5)의 가족을 포함하지만, 수 KV 채널 알파 subunits로 단지를 형성하고 크게 같은 세포 내 게이팅, 전도성, 약리학 및 트래픽 관리 등의 기능 속성을 조절. 예를 들어, 변이 및 KCNE2의 일반적인 polymorphisms는 상속 및 인수 형태의 O와 연결되어 있습니다F 롱 ...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td></tr><tr><td> 테트로도톡신 </td><td> Alomone </td></tr><tr><td> 4 aminopyridine </td><td> ICN의 Biomedicals </td></tr><tr><td> Heteropodatoxin 2 </td><td> Alomone </td></tr><tr><td> Tetraethylammonium </td><td> 시그마 화학 물질 </td></tr><tr><td> Collagenase의 제 2 형 </td><td> 워싱턴 </td></tr></tbody></table>

손쥐 심방과 심실 cardiomyocytes의 절연 및 kv 채널 레코딩

Isolation and Kv Channel Recordings in Murine Atrial and Ventricular Cardiomyocytes

KCNE 유전자는 기능적 속성을 수정할 수 KV 채널 알파 subunits로 heteromeric 단지를 형성 KV 채널 보조의 subunits의 작은 가족 인코딩합니다. KCNE 유전자의 변이는 같은 긴 QT 증후군 및 / 또는 심방 세동 등의 심장 arrhythmias 환자에서 발견되었습니다. 그러나, 이러한 질병에 이르게 정확한 분자 pathophysiology은 어려운 남아 있습니다. 이전 연구에서이 유전자에 변이를 일으키는 질병의 electrophysiological 속성은 대부분 heterologous 표현 시스템에서 공부하고 있으며보고 된 효과가 직접 네이티브 cardiomyocytes로 번역 할 수 있다면 우리는 확신 할 수 없습니다. 저희 연구실에서는 따라서 다른 방법을 사용합니다. 우리가 시각화 실험의 저널이 문제에 대해 설명하는 고유 한 기술 - 우리가 직접 세포 전기 생리학의 녹아웃 마우스에서 분리 된 cardiomyocytes에 KCNE 유전자 삭제의 효과를 공부합니다. genetica에서 마음베드로 설계 KCNE 마우스는 빠르게 excised과 대동맥 cannulation로 Langendorff 장치에 장착되어 있습니다. 심근에서의 자유 칼슘 2 +는 EGTA에 의해 구속되고, 심장 근세포의 분리는 다음 전문 낮은 칼슘 2 + 버퍼를 포함하는 collagenase와 관상 동맥의 역행 재관류에 의해 달성된다. 심방, 무료 오른쪽 심실 벽과 왼쪽 심실 그런 다음 microsurgical 기법으로 구분 될 수있다. 칼슘은 천천히 세척 절차를 포함하는 여러 단계에서 분리 된 cardiomyocytes으로 추가됩니다. 더 자연 수축과 건강한 모양의 심방과 심실 cardiomyocytes는 다음 즉시 분리 후 첫 6 시간 내에 패치 클램프 기술 또는 다른 생화학 분석하여 electrophysiological 분석의 대상이됩니다.

체외에 대한 관심의 특정 유전자의 기능을 연구하기 위해 유전자 변형 생쥐에서 성인용 손쥐 cardiomyocytes의 절연은 또한 심장 pathophysiology을 이해 할 수있는 강력한 도구가되었습니다. 이 방법은 현재 전 세계적으로 기초 과학 연구소 만 작지만 증가에 의해 사용됩니다. 그러나, 성인 심실 손쥐 cardiomyocytes의 격리하지 않냐는 경험이 풍부한 손으로 철저하고 반복적으로 수행해야 할 수 있습니다. 그림 1은 신선한 격리 된 표본 심방과 심실 cardiomyocytes을 보여줍니다. 심실 cardiomyocytes를 들어 우리는 더 자연 수축과 함께 건강한 모습의 막대 모양, 줄무늬 심실 근세포를 사용하는 것이 좋습니다. 심실 근세포에 비해 심방 근세포는 짧고 얇은 있습니다. 심실 cardiomyocytes의 특성 결과 막대 모양은 성인 심방 손쥐 cardiomyocytes에서 누락되어 있습니다. 심실 cardiomyocytes에 대한 수율은 격리1x10...

KV 채널 장애는 심장 arrhythmias과 연결되어 있습니다. 우리가 KV 채널 보조의 subunit의 녹아웃 마우스에서 심방과 심실 cardiomyocytes의 분리에 대한 체계적인 프로토콜을 활용 이러한 arrhythmias로 이어질 분자 메커니즘을 연구하기 위해. 절연 cardiomyocytes는 다음 즉시 세포 electrophysiological 연구, 생화학 또는 immunofluorescence (IF) assays에 사용하실 수 있습니다.

손쥐 심방과 심실 Cardiomyocytes의 절연 및 KV 채널 레코딩

KCNE genes encode for a small family of Kv channel ancillary subunits that form heteromeric complexes with Kv channel alpha subunits to modify their ...

본 절차의 전반적인 목적은 유전자 변형 마우스로부터 살아있는 심방 및 심실 심근세포를 추출하여 전세포 패치 클램프 기록 및 기타 실험에 사용하는 것입니다. 이는 먼저 마취된 동물의 심장을 조심스럽지만 신속하게 적출함으로써 수행됩니다. 두 번째 단계는 적출하여 캐뉼라를 삽입한 심장을 LOR 장치에 연결하는 것입니다.다음으로, 결합 조직을 느슨하게 하기 위해 심장에 콜라게나제 용액을 역방향으로 충분히 관류합니다. 마지막 단계로, 미세 핀셋을 이용해 조직을 부드럽게 잡아당겨 분리한 후, 화염 연마된 대형 플라스틱 피펫 팁을 사용하여 세포를 부유시킵니다. 그 후, 칼슘이 풍부한 용액으로 세포를 단계별로 재부유시킵니다. 최종적으로, 전압 개폐성 칼륨 채널 전류의 차이를 나타내기 위해 전체 세포 패치 클램프 기술을 사용합니다.이 방법의 주요 장점은 후속 실험에 적합한 우수한 특성을 가진 충분한 양의 HL 및 심실 심근세포를 얻을 수 있다는 점입니다. 일반적으로 이 방법에 익숙하지 않은 연구자들은 이 절차를 정밀하게 수행하여 정말 좋은 결과를 얻기까지 많은 연습이 필요하기 때문에 어려움을 겪을 수 있습니다. 저는 마취제와 250 IU 헤파린을 주입한 후, 꼬리를 집어 회피 반사를 확인함으로써 마우스가 깊게 마취되었는지 확인합니다.다음으로, 마우스를 수술대 위에 배와 닿는 면이 위로 오도록 눕힙니다. 그 후 검상돌기 아래의 피부와 복벽을 절개하여 클램쉘 흉강 절개술(clamshell thoracotomy)을 수행합니다.늑골궁을 따라 양측으로 절개를 확장합니다. 이어서 내측 액와선에서 갈비뼈를 절단하고 흉곽을 위쪽으로 젖힙니다. 그 후, 심낭을 열고 대혈관들의 위치를 확인합니다.대동맥이 더 잘 보이도록 코들 하트를 살짝 누릅니다. 그런 다음 포셉을 사용하여 대동맥을 고정합니다. 심장을 조심스럽게 들어 올린 후, 심장 아래에 가위를 놓고 연결된 모든 혈관을 한 번에 절개합니다.Lor 캐뉼라 삽입을 위해 상행 대동맥의 충분한 부분을 보존하십시오. 다음으로, 적출한 심장을 얼음, cold 및 pre 솔루션 1이 채워진 페트리 접시로 즉시 옮깁니다. 이 과정에서 1.8 French 스틸 캐뉼라를 사용하여 대동맥에 캐뉼라를 삽입하고 공기 색전증이 발생하지 않도록 주의하십시오.다음으로, 외과용 봉합사를 사용하여 대동맥을 캐뉼라에 고정하십시오. 그 후, 1 mL의 용액으로 관상동맥을 세척하십시오. 캐뉼라를 랑게르달(Langendorff) 장치에 연결하여 심근에 과도한 허혈 재관류 손상이 발생하는 것을 방지하십시오.흉강 절개부터 L endorf 캐뉼라 삽입까지의 모든 절차를 120초 이내에 완료하십시오. 그 후, L endorf 시스템의 가온 코일을 칼슘 제거 용액으로 미리 채운 다음, 이 용액 10 milliliters를 분당 4 milliliters의 속도로 심장에 관류시키십시오.그 다음, 심장에 콜라게나제 용액을 관류합니다. 4 mL/min의 속도로 8분 동안 관류하십시오. 이제 심장을 저칼슘 용액이 담긴 예열된 100 mm 페트리 접시로 옮깁니다.가위로 대동맥 및 기타 비심장 조직을 조심스럽게 제거합니다. 그런 다음 심방과 심실을 분리하고, 심방 및 심실 조직을 소량의 용액에 담가 둡니다. 넷째, 심방 심근세포를 분리하기 위해 심방을 별도로 예열된 100 millimeter 배양 접시로 옮깁니다.미세 핀셋으로 조직을 부드럽게 당겨 분리하고, 조직이 거의 완전히 분리되었는지 확인하십시오. 다음으로, 끝부분을 가열 연마하여 확장시킨 1mL 플라스틱 피펫 팁이 장착된 1mL 피펫을 사용하여 세포를 1mL의 용액에 현탁하십시오. 심방 세포의 경우 4mL, 그리고 5mL의 용액을 사용합니다.심실 세포의 경우 5분 동안 처리합니다. 그 후, 200 micron 메쉬 크기의 세포 필터를 사용하여 세포를 잔해물로부터 분리합니다. 심방 세포는 1분 동안, 심실 세포는 2분 동안 용액 4 내에서 세포를 원심분리합니다. 세포 배양 후드 내 실온에서 16 ×g로 원심분리한 후, 상층액을 제거하고 펠릿을 5 mL의 용액에 재현탁합니다.심방 세포의 경우 5mL, 심실 세포의 경우 약 20~25mL를 사용합니다. 심실 세포는 튜브를 부드럽게 흔들어 세포 펠렛을 풀어준 뒤, 상온에서 16 ×g로 1분 동안 다시 원심분리합니다. 두 번째 원심분리가 끝나면 상층액을 다시 제거하고 펠렛을 5mL의 용액에 재현탁합니다. 심방 세포에는 용액 6, 심실 세포에는 약 20~25mL를 사용합니다.그다음 세포를 10분 동안 침전시킵니다. 세포 배양 후드 내에서 상층액을 제거한 후, 이어서 세포 수를 측정합니다. 전기생리학 연구의 경우, 전기생리학 연구를 위해 세포에 용액 6을 25~50 milliliters 첨가합니다.근세포를 50 mL 튜브의 용액 6에 담아 침전을 방지하며 유지합니다. 면역형광 염색을 위해, 최종 농도가 50 µg/mL가 되도록 라미네이트 용액을 코팅한 유리 커버슬립이 포함된 세포 배양 접시를 준비합니다.PBS에 희석된 Laminin으로 세포 배양 접시를 37 °C에서 2시간 동안 배양합니다. 다음으로, 라미닌 용액을 제거합니다. 현미경 하에서 근세포를 플레이팅하기 전, 세포를 분주하고 세포 밀도를 조절합니다.근세포를 37 °C, 2% CO2 조건에서 1시간 동안 커버슬립에 부착시킵니다. 1시간 후, 용액을 제거하고 즉시 표준 염색 절차 프로토콜을 시작합니다. 그런 다음 근세포를 고정액과 함께 배양합니다.예를 들어, pH 7.5의 PBS에 포함된 4% PFA를 사용하여 실온에서 10분 동안 고정합니다. 그 다음, 세포를 투과시키고 비특이적 항체 결합을 억제하기 위해 PBS로 5분씩 3회 세척 단계를 수행합니다. 근세포를 10% serum, 0.3% Triton, 0.2% BSA가 포함된 PBS에 넣고 실온에서 30분 동안 배양합니다.그 후, 1차 항체와 함께 37°C에서 1시간 동안 배양하고 앞서 설명한 대로 세척합니다. 이어서 핵과 alpha actinin을 대조 염색하기 위해 2차 항체와 함께 실온에서 1시간 동안 배양합니다. 2차 항체를 DPI 및 형광색소 접합 phin과 함께 실온에서 1시간 동안 배양합니다.세척 후, 유리 커버 슬립을 식염수 처리된 현미경 슬라이드 위에 조심스럽게 옮깁니다. 그다음 전세포 패치 클램프 기록을 위해 세포를 형광 마운팅 매질에 매립합니다. 건강해 보이는 심근세포를 정해진 부피의 세포외 용액이 채워진 관류 챔버로 옮깁니다.세포 내 용액을 채웠을 때 저항이 3~5 MΩ인 적절한 패치 클램프 장비와 패치 피펫을 사용하십시오. 표준 패치 클램프 기록의 경우, 세포를 패치하고 기가 씰(giga seal)이 형성되면, -60 mV에서 50 mV까지 10 mV 간격으로 4.5초 동안 전압 단계(voltage steps)를 가하여 외향성 칼륨 전류를 유도함으로써 칼륨 전류를 측정하는 표준 프로토콜을 사용하십시오. 누설 전류(leak currents)가 항상 100 pA보다 작은지 확인하십시오.서로 다른 칼륨 전류를 구분하기 위해 four amino paridine, hetero potto, toin 또는 tetraethyl ammonium과 같은 특이적 억제제를 사용하십시오. 스톡 용액은 세포 외 배스 용액으로 준비하여 마이크로 팁을 통해 세포의 가장 가까운 인접 부위에 직접 도포해야 합니다. 이는 기선 기록 후에 수행합니다.약물 투여 후 기록을 시작하기 전에 2~3분 동안 평형 상태가 유지되도록 해야 합니다. 마지막으로, P clamp 10.3 소프트웨어 또는 이에 상응하는 소프트웨어를 사용하여 데이터를 오프라인으로 분석하십시오. 이 그림은 DPI와 LOR 4 88 Phin으로 염색된 전형적인 심실 심근세포를 보여줍니다. 그리고 여기 전세포 패치 클램프 기록의 전형적인 트레이스가 있습니다.이 그림은 DPI와 형광색소 접합 phin으로 염색된 전형적인 심방 심근세포를 보여줍니다. 그리고 여기 전세포 패치 클램프 기록의 전형적인 트레이스가 있습니다. 이 기술을 숙달하면, 적절히 수행될 경우 거의 1시간 반 정도 만에 완료할 수 있습니다. 이 영상을 시청한 후에는 유전자 변형 마우스의 심방 및 심실 심근세포를 분리하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

우리는 세포 내 칼슘에 사용할 수있는 인간의 심방 근육 세포의 분리를...

칼슘의 동시 측정을위한 인간의 심방 근육 세포의 분리<sup&gt; 2 +</sup&gt; 과도하고 막 전류

여기서 우리는 랑겐 관류 시스템을 사용하여 성인 마우스 된 심근의 분리에 대해 설명합니다. 얻어진 세포 + 내성 전기적 무부하 외 Ca2이며 배양 및 아데노 - 또는 유전자 발현을 조작하기 lentiviruses로 형질 감염 될 수있다. 그 기능 또한 MMSYS 시스템 및 패치 클램프 기술을 이용하여 분석 될 수있다.

절연, 문화, 그리고 성인 마우스 된 심근의 기능적 특성

야생형 마우스와 돌연변이 마우스의 개별 심근세포는 수축성과 칼슘 과도 상태를 연구하기 위해 심장에서 분리할 수 있습니다. 이를 통해 모든 원인에서 심장 기능 장애에 대한 세포 기능 장애의 기여도를 특성화할 수 있습니다.

마우스 심근의 분리 및 생리 학적 분석

심장 질환의 세포 기준으로 현재의 지식은 주로 동물 모델에 대한 연구에 의존한다. 여기에서 우리는 기술과 인간의 심실의 심근의 작은 수술 샘플에서 하나의 실행 가능한 심근을 얻기 위해 새로운 방법을 확인합니다. 인간 심실 근세포은 전기 생리학 연구와 약물 검사를 위해 사용될 수있다.

신선한 수술 샘플에서 분리 및 인간의 심실 심근 기능 특성

여기, 우리가 보존된 방출 분수와 함께 대사 증후군 관련 심장 마비의 쥐 모델에서 단일 셀 심 방 cardiomyocytes의 격리에 대 한 최적화, Langendorff 기반 절차를 설명합니다. 심장 구멍의 intraluminal 압력의 수동 조절 기능 그대로 myocytes 흥분-수축-결합 연구에 대 한 적합 한를 구현 됩니다.

심 방 Cardiomyocytes 보존된 방출 분수와 함께 대사 증후군 관련 심장 마비의 쥐 모델에서의 격리

이 프로토콜은 청크 소화 접근법을 사용하여 성인 마우스 심장으로부터 단일 심방 심근세포를 분리하는 데 사용됩니다. 이 접근법은 패치 클램프 연구에서 심방 근세포 전기 생리학을 특성화하는 데 사용할 수 있는 우측 또는 좌심방 근세포를 분리하는 데 사용됩니다.

성인 마우스에서 심방 근세포의 격리

제시는 진동기 절단 심근 조각에서 인간과 동물 심실 심근 세포의 격리를위한 프로토콜이다. 칼슘 내성 세포의 높은 수율 (최대 200 세포/mg) 조직의 소량에서 얻을 수 있습니다 (&amp;50 mg). 프로토콜은 감기 허혈에 노출된 심근에 최대 36시간 동안 적용됩니다.

진동절단 심근슬라이스에서 인간 심실 심근세포의 분리

단일 성인 마우스 심장의 심실과 심실 모두에서 심근세포 및 비근구의 동시 절연을 위한 방법이 설명된다. 이 프로토콜은 매우 실행 가능한 심장 심근세포 및 비 근구세포의 일관된 수율을 초래하고 페노티핑 및 체외 분석을 위한 최적의 세포 별 배양 조건을 자세히 설명합니다.

성인용 마우스 심장에서 심방 심근 세포, 심실 심근 세포 및 비근구의 동시 격리 및 문화

마우스 모델을 사용하면 부정맥 발생의 주요 메커니즘을 연구 할 수 있습니다. 이를 위해 패치 클램프 측정을 수행하기 위해 고품질 심근 세포가 필요합니다. 여기에서는 역행 효소 기반 Langendorff 관류를 통해 쥐 심방 및 심실 근세포를 분리하는 방법을 설명하며, 이를 통해 칼슘 과도 현상과 L형 칼슘 전류를 동시에 측정할 수 있습니다.

Ca2+ 과도 현상 및 L형 칼슘 전류의 동시 측정을 위한 고품질 쥐 심방 및 심실 근세포의 분리

이 프로토콜은 성인 마우스에서 심방 및 심실 근세포의 동시 격리를 위한 대동맥 통조림의 깊이를 포함하는 Langendorff 방법의 변형을 설명합니다.

성인 마우스에서 심방 및 심실 근세포의 동시 격리를위한 랑엔도르프 방법의 수정

학습하세요 유전자 변형 손쥐 심방 및 심실 심근세포 분리와 KV 채널 전기생리학 기록 방법. 이 기법은 심장 부정맥 메커니즘 연구와 약물 스크리닝에 활용됩니다.

손쥐 심방과 심실 Cardiomyocytes의 절연 및 KV 채널 레코딩

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