Name: 로컬 또는 전신 약물 개입 후 마우스의 휘발성 전신 마취 감도의 변화를 평가 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-16T21:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: 학습하세요 마우스에서 약물 개입 후 휘발성 마취 감도 변화를 평가하는 방법을. 바로잡기 반사를 이용하여 무의식 상태를 측정하고 다양한 흡입 치료제 연구에 적용할 수 있습니다.

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이 작품은 R01 GM088156 및 T32 HL007713-18에 의해 지원되었다. 우리는 우리의 바로 잡는 반​​사 장치를 조립하는 데 도움을 준 펜실베니아 연구 계측 숍의 대학에서 빌 페니와 마이클 전차 승무원에게 감사의 말씀을 전합니다.

여기에 설명 된 동물과 관련된 모든 절차는 펜실베니아의 기관 동물 관리 및 사용위원회의 대학에 의해 승인되었습니다. 1. 시험 장치의 개요 <ol><li> 시험 장치는 24 투명 아크릴 원통형 챔버 길이 10 ㎝, 직경 5 ㎝ (200 ML의 총 부피)로 구성되어 있습니다. 이 크기는 일반적인 25g 성인 마우스에 적합합니다. 챔버 가스 입구와 출구 각 끝 포트가 있습니다. 동물 쉽게 챔버 내로 로딩 될 수 있도록 출구 단부는 제외. 고무 O-링 가스켓은 원통형 챔버의 탈착 단부를 밀봉하기 위해 사용되는 동안 가스 측 포트 개구 신중 테플론 테이프로 밀봉된다. </li><li> 각 챔버는 수조 안에 앉는 선반에 장착된다. (기체 입구 아래)의 챔버 만 하부가 침수되도록 랙 장착된다. 안정성을 위해, 챔버의 뒤끝은 지지체 상에 걸쳐 지도록 전체 chamb어 수평 앉아있다. 이 욕실 전체 챔버의 연락도 보장합니다. </li><li> 폴리에틸렌 튜브 마취 기화기에 산소 탱크를 연결 한 후 10 L / 분 유량계를 통과한다. 튜브 같은 흐름이 24 각 챔버와 에이전트 분석기에 전달하기 위해 동일한 길이의 25 작은 직경의 저항으로 분할합니다. </li><li> 진공 라인은 가스 유입구의 대향 단부에서 각 챔버를 종료. 이 호기 이산화탄소 재 호흡을 제거 단방향 흐름을 촉진합니다. 진공 라인은 내부 흡입 라인에 연결하는 매니 폴드에 결합한다. 주 진공 라인을 따라 팝업 차단 밸브는 각 챔버 내의 기압의 조건을 보장합니다. </li><li> 목욕은 완전히 각 실의 바닥을 문의하기에 충분한 물이 가득합니다. 물은 펌프에 의해 일정하게 37 ℃로 목욕을 통해 순환 및 유지됩니다. </li></ol> 2. 이전 노출에 시스템을 확인 <ol><li> C여하튼 그 수조의 온도는 욕 걸쳐 37 입출력 C이다. </li><li> 5 L / min의 속도 (실 + 에이전트 분석기 당 200 ㎖ / 분)에 산소 흐름. 물 속에서 각 실 잠수함 누출을 나타내는 둘 중 기포 나 챔버에 물 항목을 찾습니다. 실험을 시작하기 전에 누출을 밀봉. </li><li> 각 실의 경우, 흐름이 25 가스 라인의 각을 통해 균형 된 ㄴ다는 것을 확인하기 위하여 챔버 후 라인에 500 ㎖ / 분 유량계를 연결합니다. 이것은 각 챔버는 200 ㎖ / 분의 유량을받을 수 있도록 입력 5 L / min의 흐름이 균일하게 분포 할 것이라는 점을 보증한다. 예상 흐름을 수신되지 않은 챔버의 유입과 장애물을 검사 유출 관이 있어야합니다. </li><li> 100 % 산소가 흐르는 0.00 %의 이소 플루 란의 판독을 보장하기 위해 에이전트 분석기를 보정합니다. </li></ol> 3. 임플란트 온도 트랜스 폰더 <ol><li> 일주일 전에 습관에, 2 % 이소 플루 란 각 마우스를 마취. </li><li> 베타 딘과 지느러미 목 부분을 소독. </li><li> 멸균, 사전 패키지 된 인젝터 바늘을 사용하여 어깨 뼈 사이의 온도 트랜스 폰더 피하 주사. </li><li> 감염 및 트랜스 폰더의 마이그레이션 매일 주사 부위를 모니터링합니다. </li></ol> 4. 시험 챔버에 동물을 길들 <ol><li> 나흘 처음 평가하기 전에, 100 % 산소가 흐르는 2 시간 동안 각각의 챔버에 마우스를 모두 배치합니다. </li><li> 이전으로 인해 새로운 환경에 스트레스의 혼란 함을 주죠 효과를 방지 할 수있는 평가에 4 일간 매일 4.1 단계를 반복합니다. </li></ol> 5. 당신은 마취 감도에 미치는 영향에 대해 테스트 할 약물 중재를 수행 <ol><li> 이러한 개입은 캐 뉼러 (26)을 통해 뇌 24, 정맥 내 또는 복강 내 주사 (25) 또는 특정 뇌 영역에 대한 약물의 전달의 특정 부분에 정위 주사 수도. </li><li> 이러한 절차 자체 나이브 동물에 비해 마취 감도를 변경하는 경우가 있기 때문에, 적절한 대조군 차량 주사와 같은 절차를 거쳐야한다. </li><li> 단계 아래 6과 같이 마취 감도의 결정을 증가 및 / 또는 감소를 단계적으로 할 계획하는 경우 약물의 개입 조치의 적절하게 긴 시간이 있는지 확인하고, 그렇지 않으면 7 단계로 이동합니다. </li></ol> 6. 단계별 EC (50) 유도에 대한 결정 및 출현을 사용하여 마취 감도를 평가 <ol><li> 100 % 산소가 흐르는 개별 챔버로 각 동물을 놓습니다. </li><li> 15 분 동안 0.4 % *로 이소 플루 란의 농도를 설정합니다. 이 기간의 마지막 2 분 동안 마우스의 뒷면에 배치 될 때까지 가볍게 실을 압연하여 각 동물의 된 직립 반사를 평가합니다. 바로 잡는 반​​사가 마우스를 모두 복원 할 수있는 경우에만, 그대로로 간주됩니다2 분 내에 실의 바닥에 그것의 발의. <ol><li> * 0.4 % 이소 플루 란이 C57BL/6J 마우스의 subhypnotic 복용량합니다. 모든 마우스는 첫 번째 단계에서 자신의 복원력 휘어진를 잃는 경우, 초기 용량은 너무 커서 후속 기간을 감소시켜야한다. </li></ol></li><li> 각 마우스에 대한 반사 보상하기의 상태를 기록하고 온도 데이터를 각 마우스를 스캔 할 수 있습니다. 템플릿 레코드를 표 1에 나타낸다. </li><li> 15 분 동안 0.05 % ~에 의해 이소 플루 란의 농도를 증가 단계 7.2를 반복합니다. 모든 동물은 자신의 복원력 반사 손실 될 때까지이 작업을 수행하는 것을 계속한다. </li><li> 선택 사항 : (단계 6.3 참조) 모든 동물은 자신의 복원력 반사을 회복 할 때까지 단계별 이소 플루 란 복용량을 감소에 대해 동일한 절차를 반복합니다. </li><li> 실험을 종료 이소 플루 란을 끄고 15 분 동안 100 % 산소로 시스템 전체를 세척합니다. 이 마우스는 자신의 홈 케이지에 반환되기 전에 복구로 저산소증을 방지하는 데 도움이 될 것입니다 및 experime을 보호 할 것어떤 마취 노출 NTER. </li><li> 선택 사항 : 동물이나 마취 농도의 수의 수에 의한 자원이나 시간의 제약으로 제한하는 경우, 곡선 적합 매개 변수 추정, 특히 언덕의 경사가 - 수 과소 거짓으로 낮은 오류 추정이있다. 그러한 경우에, 그것은 완전히 진정한 힐 슬로프의 파라미터와 대응하는 에러 추정을 얻기 위해 최대 두 개의 추가 실험 일에 단계 6.1-6.6에서 설명 마취제 감도 측정을 반복 할 필요가있을 수있다. </li></ol> 7. 출현에 시간과 마취 감도의 단기 변화를 평가 <ol><li> 100 % 산소가 흐르는 개별 챔버로 각 동물을 놓습니다. </li><li> 야생형 C57BL/6J 마우스 (20)에 대한 유도 ED 99에 해당하는 1.2 % 이소 플루 란으로 농도를 설정한다. 급성 개입 조치의 예상 지속 기간에 따라 30 ~ 60 분 동안 유지한다. </li><li> 에 LORR 확인부드럽게 마우스까지 각 실 롤링 모든 동물은 자신의 허리에 배치됩니다. </li><li> 이소 플루 란을 끄고 100 % 산소를 흐른다. 각 동물의 복원력 반사를 회복 할 때까지의 시간을 측정한다. 이 챔버의 바닥에 네 발의 배치에 의해 정의 그대로 복원력 반사와 세 개의 연속적인 시험의 존재에 의해 확인된다. </li></ol>

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하나의 마우스에 LORR의 평가는 겉으로는 간단한 작업이지만, 동물의 그룹에서 신뢰할 수있는 데이터를 수집하기 위해 주체 사이의 동일한 생리적 조건을 유지하기 위해 그럼에도 불구하고 필수적이다. 여기에 제시된 밀접 규제 고용량 LORR 장치 실험을 표준화하고 효율을 최대화하는 방법을 제공한다. 체온 조절과 같은 흐름 분배의 기본 원칙에 따라,이 시스템은 쉽게 다시 개별 실험자의 요구에 맞게 사용자 정의 할 수 있습니다. 챔버의 크기는 쥐와 같은 다른 종에 대한 확장 할 수 있으며, 추가 챔버는 유입 및 진공에 더 많은 분기점을 연결하여 수용 할 수있다. 모든 과목은 가능한 결과의 차 사후 확인을위한 영상 기록 실험에 만드는, 투명 아크릴 실을 통해 쉽게 볼 수 있습니다. 아크릴로는 온도를 모니터링하는 데 사용될 수 라디오 주파수 원격 측정 시스템과 호환진짜야, 혈압, 및 biopotentials. 우리는 약물 개입 다음 마취 민감도를 평가하기위한 두 가지 방법을 제시한다. 출...

일반 마취제는 종의 다양한, 아직 약물 등 다양한 클래스가 모두 단일 엔드 포인트가 애매 남아 유도 할 수있는 방법에 대해서 설명 최면의 가역적 인 상태를 야기 할 수있는 능력에 의해 정의된다. 이론의 숫자는 최면 1,2의 기초로 일반 멤브레인 중단을 제안 마취 힘과 지질 용해도 사이의 마이어 - 오 버튼의 상관 관계로 시작, 수년에 걸쳐 상정되었다. 최근의 증거는 신경 세포의 신호 전달에 영향을 미치는 단백질 표적이 마취 효과에 기여하는 것이 좋습니다. 쥐 때문에 쥐와 인간의 마취 응답 사이의 상 동성이 이론을 탐구하기위한 필수 불가결 한 모델이 입증되었다. 마우스는 전신 마취의 주관적인 인식에 대해 질문 할 수 있지만, 특정 원시 반사는 설치류 최면의 유용한 지표로 봉사한다. 출생 후 첫 몇 일 동안, 마우스는 반사 복원력 RESP 개발온세 그 수동적 앙와위 3에 배치되는 것을 방지 할 수 있습니다. 마우스는 복원력 반사 손실되는 마취의 용량은 인간의 최면 용량 4과 잘 상관 관계. 바로 잡는 반사 (LORR)의 손실의 평가는 생쥐에서 마취 감도를 테스트뿐만 아니라 쥐, 기니피그, 토끼, 흰 족제비, 양, 강아지 5-8 등 다른 종의 다양한 널리 사용되는 실험실의 표준이되었습니다. LORR이 종의 구성원에 대해 발생하는 특정 마취제 투여 량은 매우 일관이지만, 환경 요인에 의해 크게 시프트 될 수있다. 예를 들어, 수면 박탈 쥐 휘발성 및 정맥 마취제 9 높은 유산소 능력을 가진 쥐 모두에 더 민감 이소 플루 란 (10)에 덜 민감하다. 저체온증은 11 ~ 14 종의 큰 스펙트럼에서 최면에 필요한 다양한 마취제의 용량을 줄이기 위해 표시되었습니다. 순서대로안정적 LORR는 실험 동물의 그룹에서 발생하는 마취제 투여 량을 파악하기 위해서는 평가 환경은 신중, 스트레스를 최소화 euthermia를 유지하고, 모든 피험자에게 약물의 동등한 양을 전달하도록 제어하는​​ 것이 중요하다. 당연히 유전 적 요인은 마취 감도 15-18을 변경하는 것으로 알려져있다. 따라서 신중하게 고려도 유전 배경 (19)에 대한 제어를 제공해야한다. 우리는 일정하게 37 오 C 환경을 유지하면서 24 생쥐의 각 동일한 기체 마취의 배달을 보장하는 장치를 개발했다. 우리의 노출 챔버의 투명한 원통형 디자인은 빠른 LORR 평가 및 원격 측정 생리 학적 측정을 쉽게 통합 할 수 있습니다. 이 시스템은 정확하게 야생형 마우스 (20)의 출현으로 이소 플루 란, 할로 탄, 및 sevoflurane 유도 EC (50) 및 시간을 측정하는 것으로 나타났다. 우리는 또한 사용했다유전자 변이와 대상 시상 하부 병변 21-23 생쥐에 마취 감도의 변화를 관찰하는이 시스템. 여기에서 우리는 마취 감도가 우리의 통제 된 환경 장치를 이용하여 약물의 개입 후 평가 될 수있는 두 가지 방법을 설명합니다. 휘발성 마취 유도 및 출현 감도의 정상 상태 표현형 8 ~ 10 시간이 필요하고 결과적으로 가장 만성 또는 지속 형 약물 개입에 같은 실험 조건이 변경되지 않는 한 연구에 맞게 조정됩니다. 그러나 그 효과가 시간이 지남에 따라 크게 분산 속효성 치료를 위해 우리는 또한 정위 타겟 microinjections 또는 크게 마취 출현에 영향을 정맥 주사 약물 치료 다음과 같은 반사 보상하기의 변화를 평가하는 간단한 절차를 제시한다. 이 테스트는 피사체의 수에 적용 할 수있는이 통제 된 환경 시스템에 대한 잠재적 인 응용 프로그램의 작은 부분 집합을 나타냅니다종의 다양한 ECTS는 흡입 치료의 모든 유형을받을 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>시약명</td><td>회사</td><td>카탈로그 번호</td><td>코멘트</td></tr><tr><td>산소</td><td>에어가스</td><td>OX300</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Butler Schein</td><td></td><td>관심 있는 휘발성 마취제는 대체할 수 있습니다</td></tr><tr><td>재료 이름</td><td>회사</td><td>카탈로그 번호</td><td>코멘트</td></tr><tr><td>질량 유량계- 10 SLPM</td><td>Omega Engineering</td><td>FMA-A2309</td><td></td></tr><tr><td>질량 유량계- 500 SCCM</td><td>Omega Engineering</td><td>FMA-A2305</td><td></td></tr><tr><td>마취제 분석기/가스 표시기</td><td>AM Bickford</td><td>FI-21 Riken</td><td></td></tr><tr><td>가열 워터 펌프</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-175</td><td></td></tr><tr><td>온도 트랜스폰더</td><td>BMDS</td><td>IPTT-300</td><td></td></tr><tr><td>RF 온도 판독기</td><td>BMDS</td><td>DAS-6007</td><td></td></tr></tbody></table>

로컬 또는 전신 약물 개입 후 마우스의 휘발성 전신 마취 감도의 변화를 평가

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

전신 마취의 하나의 바람직한 엔드 포인트는 최면으로 알려진, 무의식의 상태입니다. 동물 최면 상태를 정의하는 것은 인간의 환자에서보다 덜 간단합니다. 설치류에 최면을위한 널리 사용되는 행동 대리는 반사 (LORR), 또는 동물이 더 이상 지느러미 드러 누움의 취약점을 방지하기 위해 자신의 타고난 본능에 반응하는 지점을 보상하기의 손실이다. 우리는 신중하게 온도 변화 등의 가스 흐름을 변화 잠재적 인 혼동을위한 제어하면서 동시에 24 생쥐의 LORR을 평가하는 시스템을 개발했습니다. 고정 마취 노출 다음과 같은 복원력 반사 (RORR)의 반환 지연에 의해 측정이 챔버 마취 감도의 신뢰성 평가를 허용한다. 에 의해 측정되는 선택적으로, 마취제 농도가 단계적으로 증가 (또는 감소)를 사용하여, 챔버는 유도 (또는 출현)에 인구의 감도의 결정을 가능하게EC 50과 힐 슬로프입니다. 마지막으로, 여기에 설명 된 제어 환경 챔버는 흡입은 다른 약물의 전달, 독성 연구 및 생체 신호의 동시 실시간 모니터링을 포함하여 다른 용도의 다양한 적용 할 수 있습니다.

그림 1은 약리학 적 개입의 장기적 효과를 결정하기위한 단계별 LORR 분석의 유용성을 보여줍니다. Ibotenic 산 (IBA)는 종종 영구적 인 신경 병변을 일으키는 excitotoxin로서 사용되는 글루타메이트 N 메틸 D Asparate (NMDA) 수용체의 작용제이다. 여기에서 우리는 양자 C57BL/6J 마우스의 v​​entrolateral preoptic 지역 (VLPO) 일주 시험을하기 전에에 1 % IBA의 10 NL을 주입했다. 이 핵에있는 신경 세포의 대부분은 깨어있는 동안 소성 낮은 가격을 전시하고 특히 비 급속 안구 운동 수면, 빠른 안구 운동 수면, 일반 ​​마취제 23,27-29의 최면 용량에 노출하는 동안 자신의 활동을 증가. VLPO 성공적인 병변은 이소 플루 란 유도 최면에 저항을 야기한다. 이소 플루 란 각각 증가 수준에서 복원력 반사를 잃은 마우스의 비율은 로그 (10) 규모의 마취 농도에 대해 도시 하였다. 데이터생쥐 군...

복원력 반사 손실이 긴 동물 실험에서, 또한 최면이라는 의식을위한 표준 행동 대리 역임했다. 약리학 적 개입으로 인한 휘발성 마취제 감도의 변화는 흡입 치료제의 전달을 위해 적응 될 수있다 신중하게 제어 높은 처리량 평가 시스템으로 검출 될 수있다.

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

이 절차의 전반적인 목적은 약물학적 중재 후 마취 민감도의 변화를 평가하는 것입니다. 이는 먼저 노출 챔버를 세심하게 점검하여 가스 흐름과 온도가 균일한지 확인함으로써 수행됩니다. 두 번째 단계는 동물을 챔버에 적응시키는 것입니다.다음으로, 관심 대상인 약리학적 처치를 수행합니다. 마지막 단계는 마취제 노출에 대한 동물의 righting reflex(정위 반사)를 평가하여 마취 민감도의 변화를 측정하는 것입니다. 최종적으로, righting reflex 분석을 통해 작용 시간이 길거나 짧은 약리학적 처치로 인해 발생하는 마취 민감도의 차이를 확인합니다.이 시스템은 생쥐의 마취 민감도 변화에 대한 통찰력을 제공할 수 있을 뿐만 아니라, 다양한 종을 대상으로 하여 모든 흡입 치료제의 효과를 연구하는 데 사용될 수 있습니다. 테스트 장치는 길이 10cm, 직경 5cm의 투명 아크릴 원통형 챔버 24개로 구성되어 있습니다. 이 크기는 일반적인 25g 성체 생쥐에게 적합합니다.각 챔버의 양 끝에는 가스 유입 및 유출을 위한 포트가 있습니다. 유출구 끝부분은 제거가 용이하도록 고무 가스켓으로 밀봉되어 있습니다. 동물을 삽입하려면, 워터배스 내부에 거치된 랙에 각 챔버를 장착하십시오.챔버의 하단부만 잠기도록 랙을 배치합니다. 챔버 뒷부분의 지지대는 안정성을 제공하고 챔버를 수평으로 유지하여 각 챔버가 배스(bath)와 고르게 접촉하도록 합니다. 산소 탱크를 폴리에틸렌 튜브를 이용해 기화기 및 유량계에 연결한 후, 튜브를 동일한 길이의 소구경 저항기 25개로 분할합니다.이렇게 함으로써 연결 시 각 챔버에 동일한 유량이 전달되도록 합니다. 다음으로, 가스 입구의 반대편 끝에서 각 챔버 외부로 나오는 진공 라인을 연결하십시오. 진공 라인은 매니폴드에서 하나로 합쳐져 내부 흡입 라인에 연결됩니다.메인 진공 라인을 따라 설치된 팝-오프 밸브(pop-off valve)는 각 챔버 내부가 대기압 상태가 되도록 보장합니다. 모든 연결이 완료되면, 각 챔버의 바닥면이 완전히 닿을 정도로 배스(bath)에 물을 채웁니다. 펌프를 켜서 물을 순환시키고 37 °C의 일정한 온도를 유지하십시오.테스트를 진행하기 전에 챔버의 누출 여부와 적절한 공기 흐름을 검사합니다. 먼저, 산소 유량을 분당 5L로 설정하십시오. 각 챔버를 물속에 담가 기포가 발생하는지 또는 물이 유입되는지 확인하며, 두 경우 모두 누출이 있음을 나타냅니다.실험을 시작하기 전, 누수가 있는 챔버는 모두 교체하십시오. 각 챔버에 대해, 각 라인의 유량이 균형 있게 유지되는지 확인하기 위해 챔버 전단에 500 milliliter per minute 유량계를 연결하십시오. 예상 유량이 공급되지 않는 챔버는 튜빙에 폐쇄가 있는지 확인해야 합니다.마지막으로, 습관화 일주일 전에 100% 산소가 흐를 때 불소 수치가 0.0%로 읽히는지 확인하여 약물 분석기를 교정하십시오. 테스트 중 체온을 추적하기 위해 트랜스폰더를 이식합니다. 적절한 마취 깊이에 도달하면 Betadine으로 목 등쪽 부위를 소독하십시오.다음으로, 멸균 바늘을 사용하여 온도 트랜스폰더를 양쪽 견갑골 사이의 피하에 주입합니다. 매일 주입 부위를 관찰하여 감염 여부와 트랜스폰더의 이동 여부를 확인합니다. 첫 번째 평가 4일 전, 모든 실험 동물은 새로운 환경으로 인한 스트레스 영향을 줄이기 위해 챔버에 적응 과정을 거칩니다.이를 위해, 100% oxygen이 공급되는 각 챔버에 동물을 넣고 2시간 동안 유지합니다. 테스트 전까지 매일 이 노출 과정을 반복합니다. 4일간의 적응 기간 후, 테스트 당일에는 관심 대상인 약물 개입 노출과 함께 시작합니다.이 중재법은 약물학적 중재를 위해 특정 뇌 부위에 대한 정위 고정 주입, 정맥 주입 또는 복강 내 주입이 될 수 있습니다. 작용 시간이 긴 경우, 마취 민감도를 단계적으로 결정합니다. 모든 동물이 배치되면 각 동물을 100% oxygen이 흐르는 개별 챔버에 넣어 테스트를 시작하십시오.이소플루란 농도를 0.4%로 설정하여 15분 동안 유지합니다. 이 기간의 마지막 2분 동안, 챔버를 부드럽게 굴려 마우스가 등 쪽으로 눕게 하여 각 동물의 정위 반사(righting reflex)를 평가합니다. 마우스가 모든 발을 다시 챔버 바닥으로 되돌릴 수 있다면 정위 반사가 유지된 것으로 간주합니다.2분 이내에 각 마우스의 righting reflex 상태를 기록하고 각 마우스의 온도 데이터를 스캔하십시오. 다음으로, isof fluorine 농도를 약 0.05%씩 15분 동안 증가시키고, 앞서 시연한 대로 righting reflex를 평가하십시오. 모든 동물이 righting reflex를 소실할 때까지 마취제 농도를 계속해서 높이십시오.선택적으로, 마취 농도를 점진적으로 낮추면서 단계적 쓰기 반사 평가를 반복하여 마취 회복 정도를 측정할 수 있습니다. 실험을 종료하려면 isof fluorine을 끄고, 기간이 짧은 처치의 경우 100% oxygen으로 전체 시스템을 15분 동안 세척하십시오. 이후 회복 시간 테스트를 수행합니다.각 동물을 100% 산소가 흐르는 개별 챔버에 넣은 후, isof fluorine 농도를 1.2%로 설정합니다. 수 분 동안 마취제에 노출시킨 후, 각 마우스가 등으로 누운 상태가 될 때까지 챔버를 부드럽게 굴립니다. righting reflex의 소실을 확인한 후, 급성 처치의 예상 작용 시간에 따라 isof fluorine 농도를 1.2%로 30분에서 1시간 동안 유지합니다. isof fluorine 흐름을 끄고 100% 산소를 공급하며, 각 동물이 네 발을 모두 바닥에 디딜 때까지의 시간을 측정합니다.동물이 연속 세 번 모두 네 발을 바닥에 딛을 수 있을 때 쓰기 반사(writing reflex)가 온전한 것으로 간주합니다. 본 실험에서는 복측 외측 전시각핵(ventral lateral preop nucleus)에 보툴리늄 톡신(botulinum acid)을 주입한 일주일 후에 쓰기 반사를 테스트하였습니다. 이 뇌 영역의 손상은 마취 민감도를 감소시킬 것으로 예측되었습니다.그러나 도입 또는 회복 시 단계별 마취 감수성에서는 유의미한 차이가 발견되지 않았습니다. 이 실험 예시에서 회복 시간 테스트는 양측 I botanic acid 미세주입 직후에 수행되었습니다. VLPO에 주입했을 때, 인접한 내측 중격(medial septum)에 주입한 경우나 용매 주입 대조군과 비교하여 최면 상태가 현저히 연장되었습니다.이 영상을 시청한 후, 모든 동물이 동일한 가스 유량과 온도에 노출되도록 보장하면서 단계적 도입 검사(stepwise induction test) 또는 회복 시간 검사(time to emergence test)를 통해 마취 민감도를 평가하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

Electronic von Frey 측정은 염증 사건 전후에 지속적으로 가해지는 압력 자극에 대한 설치류의 기계적 인출 임계값의 변화를 빠르고 정확하게 측정할 수 있기 때문에 고전적인 von Frey 필라멘트에 대한 효과적이고 개선된 대안입니다.

전자 폰 프레이 장치를 사용하여 생쥐의 뒷발에서 촉각 감도의 변화를 측정합니다.

우리는 아편 유발 통각 과민과 생쥐의 관용의 개발을 검토하는 프로토콜을 설명합니다. 순진과 모르핀 처리 된 동물의 열 및 기계적 통각 반응의 측정을 바탕으로, 그것은 고통의 감도 (통각 과민)의 증가를 정량화 및 만성 아편 관리와 관련된 진통제 (허용 오차)이 감소 할 수 있습니다.

열 및 기계를 침해 수용성 모달리티를 사용하여 마우스의 모르핀에 의한 통각 과민과 진통 공차의 평가

비만 세포와 호염기구의 활성화를 특징으로 알레르기 반응은, IgE 항체의 가교 및 염증 매개 물질의 방출에 의해 구동된다. 알레르기 반응의 정량적 인 평가는 알레르겐 공격 후 혈관 투과성의 변화를 모니터하는 에반스 블루 염료를 사용함으로써 달성 될 수있다.

마우스에 현지 아나필락시스 측정

이 프로토콜은 연구자들이 조건화된 장소 선호 및 운동 행동 민감성 분석을 사용하여 중독의 이러한 측면을 테스트하기 위해 고안된 실험을 수행할 수 있도록 하기 위한 것입니다.

코카인 유발 행동 과민성 및 마우스의 조건 장소 선호도 평가

여기에서는 주사기 구동 직접 분사 기화기를 사용하는 디지털 저유량 마취 시스템을 사용하여 마우스에 마취 가스를 보다 안전하고 효율적으로 투여하는 프로토콜을 제시합니다.

마우스 및 쥐에 대한 낮은 흐름 디지털 마취 시스템의 사용

미주신경 자극은 말초 염증을 감소시키는 데 강력한 효능이 있는 것으로 입증되었습니다. 여기에서는 제한된 염증 반응에서 콜린성 항염증 기전을 추가로 검사할 수 있는 수정된 미주신경 자극 프로토콜을 제시합니다.

복구 시간 증가 및 제한 염증 반응에서 미주 신경 자극 메커니즘을 연구에 LPS 관리를 감소

우리는 전신 마 취를 사용 하 여 프로시저 동안 쥐에 복지를 평가 하기 위해 프로토콜을 개발. 복지의 수준 뿐만 아니라 glucocorticoid 대사 산물 분석 했다 나타내는 행동 매개 변수의 시리즈. 프로토콜은 과학, 동물 중심 방식에서 심각도의 정도 추정 하는 일반적인 보조로 사용할 수 있습니다.

일반 마 취 기계를 사용 하 여 프로시저에 대 한 마우스에 웰빙의 체계적인 평가

생체 외 뇌 조각은 구 심성 입력에 대한 유발 반응에 대한 휘발성 마취제의 효과를 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 광유전학은 시상피질 및 피질 피질 구심성을 비원발성 신피질에 독립적으로 활성화하는 데 사용되며 시냅스 및 네트워크 반응은 이소플루란으로 조절됩니다.

뇌 조각에서 구 심성 경로의 광유전 적 활성화 및 휘발성 마취제에 의한 반응의 조절

이 논문은 마우스에서 암 절제 수술 중 총 정맥 마취 (TIVA)를 모델링하는 방법을 설명합니다. 목표는 암 환자에게 마취 전달의 주요 기능을 복제하는 것입니다. 이 방법을 사용하면 마취 기술이 절제 수술 후 암 재발에 어떤 영향을 미치는지 조사 할 수 있습니다.

암 절제 수술 중 전체 정맥 마취의 생체 내 마우스 모델

초파리(Drosophila melanogaster)는 생물학 및 독성 연구에 널리 사용됩니다. 파리의 유용성을 확장하기 위해 우리는 여러 파리 샘플을 휘발성 전신 마취제(VGA)에 동시에 노출시키는 기기인 직렬 마취 어레이를 개발하여 VGA의 부수적 효과(독성 및 보호)를 조사할 수 있도록 했습니다.

Drosophila melanogaster를 사용한 휘발성 물질의 고처리량 조사를 위한 직렬 마취 어레이

학습하세요 마우스에서 약물 개입 후 휘발성 마취 감도 변화를 평가하는 방법을. 바로잡기 반사를 이용하여 무의식 상태를 측정하고 다양한 흡입 치료제 연구에 적용할 수 있습니다.

로컬 또는 전신 약물 개입 후 마우스의 휘발성 전신 마취 감도의 변화를 평가

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