Name: 미세 채널에서 세포의 이동에 관한 연구 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: 배우세요 미세 채널을 이용한 세포 이동 정량 분석법을 통해 수지상 세포의 이동 속도를 측정하고 약물 처리 효과를 평가하는 방법입니다. 이 기술은 제한된 환경에서 세포 역학을 정밀하게 연구할 수 있습니다.

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저자는 크게 문화원 퀴리 (CNRS UMR144)에서 PICT IBiSA 플랫폼을 인정합니다. 이 작품은에서 교부금에 의해 투자되었다 : AM.LD에 유럽 연구위원회 (Strapacemi 243103), 협회 국립 라 공들인 (ANR-09-PIRI-0027-PCVI), InnaBiosanté 재단 (Micemico가) MP40으로하고 오전을 붓는다. AM.LD.에 LD 및 ERC Strapacemi 젊은 수사관 부여

중요 사항 :이 프로토콜은 원하는 마이크로의 형태를 포함하는 형이 이미 만들어진 것으로 가정합니다. 금형의 준비에 대한 자세한 정보가 이미 10을 발표했습니다. 이 프로토콜은 또한 골수 DC의 문화를 알고 있다고 가정합니다. 1. 칩 제조 <ol><li> 플라스틱 컵의 중량비 10:1 PDMS 오일 및 경화제를 혼합한다. 철저하게 두 화합물을 혼합. </li><li> 금형 베어링 마이크로에 믹스를 캐스팅합니다. 총 높이가 0.​​5 cm 사이 여야합니다. </li><li> 1 시간 동안 진공 항아리 종에 공기 방울을 제거합니다. </li><li> 65 ℃에서 2 시간 동안 오븐에서 후자를 배치하여 금형 강화 PDMS </li><li> PDMS는 실온에서되면, 수술 칼날 구조의 주위에 큰 조각을 잘라 금형 (그림 1A)에서 벗긴다. </li><li> 세포가 주입 할 구멍 (일반적으로 2mm)를 드릴 PDMS에게 크기를 조정마이그레이션 (그림 1B)를 평가한다있는 유리 바닥 요리에 크기에 맞게 수술 블레이드. 계속 진행하기 전에 용지를 청소 렌즈를 사용하여 요리에서 잔여 먼지를 제거합니다. 이 단계 1.10에 설명 된 유리에 PDMS의 바인딩을 선호한다. </li><li> 구조 측면에 접착 테이프를 부착 박리하여 채널을 포함하는 크기를 조정 PDMS 칩을 청소합니다. </li><li> 먼지와 작은 PDMS 입자를 제거하기 위해 70 % 에탄올에 PDMS 조각 30 초 초음파 처리. 깨끗한 공기를 불어 빨리 나중에 그들을 건조. </li><li> 300 mTorr로 30 초 동안 공기 (산소)에 의해 (위쪽 구조) PDMS와 배양 접시를 활성화 플라즈마 처리. </li><li> 영구적으로 기판에 PDMS를 고집 접촉을 모두 활성화 된 표면을 놓습니다. 필요한 경우, 폴리머 및 접시 (그림 1C)의 유리 사이의 접촉을 강제로 PDMS의 상단에 약간 눌러 금속 집게를 사용합니다. </li><li> 65 ° C에서 FO​​ 오븐에서 칩을 품어바인딩을 강화하기 위해 R 1 시간. </li></ol> 2. 마이크로 채널의 코팅 <ol><li> 1 분 동안 300 mTorr의에서 공기 플라즈마에 의해 전체 구조를 활성화합니다. 이것은 다음 단계에서 채널로의 액체의 침입을 촉진 할 것이다. </li><li> 물에 10 ㎍ / ml로 빠르게 피브로넥틴과 칩의 항목 구멍을 채우십시오. 예컨대 PEG와 같은 다른 기판은 상기 채널 벽에 세포 부착을 수정하기 위해 사용될 수있다. 액체가 전체 구조에 걸쳐 펼쳐지는주의를 기울이십시오. 이것은 쉽게 일반 조명 아래 또는 일반 밝은 필드 현미경을 사용하여 눈으로 확인할 수 있습니다. 참고 : 확산이 어렵게되는 매우 작은 구조에서 채널에있는 액체의 항목은 적어도 15 분 동안 진공 항아리 종의 구조를 배치하여 강제 할 수 있습니다. 형광 기질이 사용될 수 코팅 효율 (도 2)를 확인하기 위해. </li><li> 피브로넥틴의 흡착 또는 기타 코팅 SUBST을 허용하도록, 실온에서 1 시간 부화채널의 벽에 속도. </li><li> 구조는 nonbound 기판을 제거하는 PBS로 3 배 씻으십시오. </li><li> 세탁 후, 프로토콜 3로 이동하거나 나중에 사용하기 (24 시간 최대)에 4 ° C에서 칩을 저장합니다. </li></ol> 3. 셀 로딩 <ol><li> 플레이트에서 PBS를 제거하고 세포 매체로 마이크로를 입력합니다. 매체와 채널이 포화에 1 시간 동안 품어 보자. 참고 : 분자 억제제와 같은 약물을 포함하는 실험을 위해, 그것은 오른쪽 농도로 약물을 포함하는 매체 채널을 preinc​​ubate하는 것이 좋습니다. 또한, 일부 약물의 유효 농도를 감소 PDMS 구조에 용해하는 경향이있다. 일부 솔루션은이 문제 11-12 대응하기 위해 제안되었다. </li><li> 부동의 DC를 제거하고 배지로 세척하여 반 부착 세포를 복구 할 수 있습니다. 혈구를 사용하여 세포를 계산합니다. 참고 : 핵 영상의 경우, 훽스트 33342 염색에 사전에 달성 될 수있다완전 배지에서 200 겨 / ㎖에서 염료로 30 분 동안 2 × 10 6 세포를 cubating. 프로토콜을 계속하기 전에 색소의 과잉을 제거하는 원심 분리하여 두 번 씻으십시오. </li><li> 5 분 (시간 및 속도는 세포 유형에 따라 상이 할 수 있음) 동안 300 XG에서 세포를 원심 분리하고 배지를 폐기. 20 × 106 세포 / ml의 농도에 도달하는 펠릿을 희석. </li><li> 플레이트로부터 배지를 제거하고 과량의 마이크로 피펫을 이용하여 PDMS 구조 진입 구멍을 비우. 각 항목의 구멍에 1 × 10 5 세포의 양에 도달하는 세포 용액 5 μL가있는 항목을 입력합니다. 참고 : 높은 세포 밀도가 채널 세포의 접촉을 선호하는 데 필요합니다. 낮은 세포 밀도는 채널과 실험의 실패 세포 내부의 낮은 숫자가 발생할 수 있습니다. </li><li> 인큐베이터에서 37 ° C에서 30 분 동안 마이크로 칩을 품어. 실험 접시에 완전 배지 2 ㎖를 추가합니다. 참고 : 전체 PDMS 구조는 ㄱ합니다E 실험 기간 동안 셀의 건조를 방지하기 위해 덮여있다. 2 ㎖가 충분하지 않다면, 완전히 PDMS 구조를 덮도록 더 배지를 추가한다. </li></ol> 4. 영상 <ol><li> 현미경으로 번호판을하기 전에 렌즈 청소 조직과 요리의 외부 바닥면을 청소합니다. </li><li> 세포의 많은 수의 이동을 분석하기 위해, CO 2 및 온도 갖춘 비디오 현미경 10X 확대와 폭 넓은 분야의 조명 (그림 3)를 사용합니다. 세포의 추적을 용이하게하기 위해, 훽스트 염색 및 UV 광 (단계 3.2 참조) 사용할 수있다. 마이그레이션 또한 이송시 세포 구조의 높은 해상도를 얻기 위해 공 초점 현미경을 사용하여 분석 할 수있다. </li><li> 10 배의 시간 경과 현미경의 경우, 예상되는 셀 속도 (5 μm의 / 분의 속도로 마이그레이션하는 수지상 세포에 대한 일반적으로 2 분)에 따라 시간 주파수를 선택합니다. 참고 : 여기에 설명 된 프로토콜은 N을 수행구약은 세포 이동 파라미터들의 분석을 포함한다. 몇 가지 포인트는 시간 경과 영화에서 정보를 추출하기 위해 진행하는 방법에 대한 독자 조언을 토론에 나와 있습니다. </li></ol>

<ol><li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration%3A+a+physically+integrated+molecular+process%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li>
<li>Lämmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres%3A+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li>
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</ol>

저자가 공개하는 게 없다.

여기에서 우리는 하나의 실험에서 세포의 많은 수의 철새 특성을 연구하기위한 방법으로 마이크로 구성 장치에 대해 설명합니다. 이 실험 시스템은 내생 철새 세포 조직에서 발견되는 좁은 환경의 제약을 모방. 그러나, 하나의 차원에서 이주를 강요함으로써, 자동 세포 추적 및 measurables의 추출 (그림 5)을 용이하게한다. 우리는 또한 우리의 장치는 형광 현미경과 호환되며, 따라서 세포 운동성의 다른 단계 (그림 4) 동안 세포 기관의 위치를 공부하기에 적합 할 수 있음을 보여준다. 프로토콜 내에서 중요한 단계는 채널의 품질이다. 이것은 유리 표면에 PDMS의 양호한 점착을 제어하는​​ 것이 중요하다. 고집의 문제가 나타날 때 확인하는 최초의 것들 모두 표면의 청결과 플라즈마 청소기의 하나입니다. 중요 할 수있는 또 다른 매개 변수는 일입니다로드 세포의 전자 밀도. 자발적 이동은 튜브의 진입을 용이하게하는 채널을 셀...

마이그레이션 개발, 면역 반응 및 조직 재생 등의 다세포 생물의 많은 생리적 과정에 대한 중요한 복잡한 세포 기능입니다. 또, 종양의 침윤과 전이 같은 특정한 병리학 적 상황은 세포 운동성 하나에 의존한다. 이러한 이유로, 세포의 이동은 기본 및 번역 두 연구의 맥락에서 연구의 주요 분야가되고있다. 생체 내 대부분의 조직이 풍부한 세포 외 기질 (extracellular matrix)과 높은 세포 밀도를 특징으로하고 있습니다. 세포의 이동, 따라서 생리적 인 조건 하에서, 복잡한 제한 환경에서 발생합니다. 고전적으로, 가장으로 인해 역사적인 이유와 기술적 한계와 가능성, 세포의 이동은 제한 등의 조직에서 발견되는 환경의 여러 속성을 복제하지 않는 평면 2D 시스템에서 연구되고있다. 또한, 2 차원 운동에 필수적인 세포 부착과 같은 요인은 최근 necessa하지에 보여 주었다되었습니다RILY 2D와 다른 환경에서 세포의 운동을 지배하는 메커니즘이 2 별개 것을 제안, 생체 내에서 또는 젤 내부의 마이그레이션이 필요합니다. 몇몇 시스템은 세포 외 매트릭스 조성물 (3)의 특성을 recapitulating 목표 조직, 가장 유명한 존재 콜라겐 겔의 복잡한 특성을 모방하기 위해 개발되었다. 여기에서 우리는 제한된 환경에서 한 차원에서 연구 세포 이동을 할 수있는 간단한 상호 보완적인 방법으로 마이크로을 제안한다. 이 시스템에서 세포가 자발적으로 입력 할 수로 마이크로를 따라 이동한다. 이동성 세포는 대부분 그들의 극성을 강화 관형 형상을 채용하는, 채널의 형상을 취득. 채널에있는 세포의 선형 이동은 자동 세포 추적 및 실험으로부터 정량적 파라미터의 추출을 허용한다. 기술적 인 관점에서 볼 때이 시스템은 간단하고 유연합니다. 코팅 된채널 벽의 g는 채널의 크기 및 형상이 적용될 수있다, 조작 될 수 있고, 다수의 셀은 하나의 실험에서 분석 될 수있다. 이 시스템은 또한 스케일 업 할 수있다 세포 운동성에 관련된 분자의 중거리 화면 분석을 수행. 여기에 설명 된 프로토콜은 셀룰러 모델로서 수지상 세포 (DC)를 이용하여 표준화되었다. 그들은 4. 시험관, DC가 자발적으로 제한된 환경에서 마이그레이션하는 것으로 나타났다 특정 면역 반응의 개시 및 유지 보수에 참여하고, 따라서 마이크로 5,6에서 세포 운동성을 연구하는 좋은 모델이기 때문에이 세포는 면역 체계의 핵심이다 . 중요한 것은,이 시스템은 T 림프구, 호중구, 또는 종양 세포 7-9과 같은 다른 세포 운동성 분류 마이그레이션을 분석하기 위해 확장 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>폴리디메틸실록산(PDMS)</td><td>GE 실리콘</td><td>RTV615</td><td>90% 실리콘 베이스 및 10% 경화제 패키지</td></tr><tr><td>코어 샘플 커터</td><td>Ted Pella Int.</td><td>Harris Uni-Core</td><td>직경 2.5mm</td></tr><tr><td>유리 바닥 접시</td><td>WPI</td><td>불소 FD 35-100</td><td></td></tr><tr><td>초음파 세척기</td><td>Branson 초음파</td><td>Branson 200</td><td></td></tr><tr><td>플라즈마 세척제</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC 32G</td><td>작은 샘플(35개 접시)용. 더 큰 버전도 사용할 수 있습니다:</td></tr><tr><td>소 혈장에서 추출한 피브로넥틴</td>: <td>Sigma Aldrich</td><td>F0895</td><td></td></tr>, <tr><td>PolyLysine grafted PEG(Pll-g-PEG)</td><td>Susos</td><td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5),</td><td></td></tr> <tr><td>Hoechst 33342</td>, <td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr>, <tr><td>Y27632</td>, <td>TOCRIS</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

미세 채널에서 세포의 이동에 관한 연구

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

여기에 설명 된 방법은 하나의 차원에 감금에서 세포 이동의 연구를 할 수 있습니다. 그것은 물리적 제약에 의해 세포에 편광 표현형을 부과 미세 채널의 사용에 기초한다. 앞으로 또는 뒤로 이동 : 내부 채널되면, 세포는 두 가지 가능성이있다. 방향성이 제한되어있는이 지연 마이그레이션 세포의 자동 추적 및 세포의 움직임을 설명하기 위해 정량적 파라미터의 추출을 용이하게한다. 이러한 매개 변수는 이동 중에 휴대 속도, 방향 변경 및 일시 정지 (가) 있습니다. 마이크로 채널은 형광 마커의 사용과 호환이 가능하며 높은 해상도의 세포 이동하는 동안 세포 내 소기관과 구조의 현지화를 연구하는 것이 적합하다. 마지막으로, 채널의 표면은 채널 또는 haptotaxis의 연구의 접착 특성의 조절을 허용하는 다른 기판으로 작용 될 수있다. 요약하면, 시스템 H설명 감수는 독립적 인 실험의 정규화 및 재현성을 용이 기하학과 환경의 생화학 적 성질 양쪽이 제어 된 상태에서 대 세포 수의 마이그레이션을 분석하기위한 것이다.

각 실험에서 PDMS의 표면이 연구의 관심에 적응 분자로 코팅된다. 전에 (단계 2.4)으로 세척 한 후에 형광 분자, PLL-g-PEG로 코팅이 방송 채널 도표. 이러한 실험은 채널의 코팅의 균일 성을 제어 할 수 있습니다. 셀 로딩 후, 비디오 현미경은 세포 이동을 따라 수행 될 수있다.도 3a는 DC가 세포를 추적하기 위해 적절한 밀도로 마이크로 채널 마이그레이션의 일례를 나타낸다. , 위상차 및 훽스트 염색 모두 (설명 참조) 이러한 목적을 위해 사용될 수있다. 기술은 또한 더 높은 해상도에서 형광 공 초점 현미경과 호환 가능하며,.도 4b는 LifeActGFP 발현 수지상 마이그레이션 중합 액틴의 동적의 예를 도시 소기관 또는 셀룰러 구조를 추적하는 데 사용될 수있다. 세포의 정량의 예이주의 DC...

일차원 국한 미세 환경에서 세포의 자발적인 이동을 연구하는 정량적 방법이 설명된다. 이 방법은 미세 채널을 활용하고 번의 실험에서 서로 다른 조건 하에서 세포의 다수의 이동을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

다음 실험의 전반적인 목표는 자발적인 제한적 세포 이동을 연구하기 위해 미세 가공 채널을 제작하는 것입니다. 우선 채널이 포함된 polymethyl SUBOXANE 또는 PDMS 칩을 준비함으로써 이를 수행합니다. 두 번째 단계로, 채널을 피브로넥틴 또는 다른 코팅 기질로 코팅하여 장치를 기능화합니다.여러 번의 세척 과정을 거친 후, 세포 이동을 연구하기 위해 수지상 세포를 마이크로시스템에 로딩합니다. 현미경 관찰 및 이미지 분석을 통해 서로 다른 세포 유형이나 처리 조건에 따른 속도 차이를 보여주는 결과를 얻습니다. 기존의 고전적인 2차원 이동 방식과 같은 방법들에 비해 이 기술이 갖는 주요 장점은 세포의 기하학적 구조와 제한 환경을 직접적으로 다룰 수 있다는 점입니다.일반적으로 이 방법이 처음인 연구자는 각 단계에 요구되는 정밀함으로 인해 어려움을 겪을 수 있습니다. 먼저 플라스틱 컵에 PDMS 오일과 경화제를 10:1의 중량비로 넣어 혼합하고, 두 화합물을 충분히 섞은 후 마이크로 채널이 있는 몰드 위에 캐스팅합니다. 이때 전체 높이는 0.5에서 1 cm 사이여야 합니다.진공 벨 자(vacuum bell jar)에서 1시간 동안 기포를 제거한 후, 65 °C의 오븐에 2시간 동안 두어 몰드 내의 PDMS를 경화시킵니다. PDMS가 상온으로 식으면, 수술용 칼로 구조물 주변을 크게 절단하여 몰드에서 떼어냅니다. 그다음 세포가 주입될 위치에 구멍을 뚫고, 이동성을 평가할 글라스 바텀 디쉬(glass bottom dishes)에 맞게 수술용 칼로 PDMS의 크기를 조절한 후 세척합니다.구조물 측면에 접착 테이프를 붙였다 떼어내어 채널이 포함된 PDMS 칩의 크기를 조정한 후, PDMS 조각들을 초음파 세척합니다. 다음 단계로 진행하기 전, 먼지와 작은 PDMS 입자를 제거하기 위해 70% ethanol에서 30초 동안 세척하십시오. 렌즈 세정지를 사용하여 디쉬에 남아 있는 먼지를 제거합니다.300 Milit에서 30초 동안 공기 플라스마 처리하여 PDMS와 배양 접시를 활성화하고, 필요한 경우 활성화된 두 표면을 접촉시켜 PDMS를 기판에 영구적으로 부착합니다. 금속 핀셋을 사용하여 PDMS 상단을 가볍게 눌러 폴리머와 접시의 유리 사이의 접촉을 유도합니다. 칩을 65 °C 오븐에서 1시간 동안 배양합니다.결합력을 강화하기 위해, 300 millitorr의 공기 플라스마로 전체 구조를 1분 동안 활성화합니다. 이는 다음 단계에서 채널 내부로 액체가 유입되는 것을 촉진합니다. 그다음, 10 µg/mL 농도로 증류수에 희석된 fibronectin을 칩의 유입구에 빠르게 채웁니다.채널 벽에 대한 세포 부착성을 조절하기 위해 폴리에틸렌 글리콜과 같은 다른 기질을 사용할 수 있습니다. 액체가 전체 구조에 걸쳐 고르게 퍼지는지 확인하십시오. 이는 일반 조명 하에서 육안으로 확인하거나, 일반 명시야 현미경을 사용하여 쉽게 확인할 수 있습니다.그 다음, 피브로넥틴 또는 다른 코팅 기질이 채널 벽에 흡수될 수 있도록 상온에서 1시간 동안 구조물을 배양합니다. 마지막으로, 채널과 디쉬에서 모든 액체를 제거한 후 신선한 인산염 완충 식염수(PBS)에 5분 동안 담가 결합되지 않은 기질을 제거하기 위해 구조물을 세척합니다. 플레이트에서 PBS를 제거하고 마이크로시스템을 세포 배양액으로 채웁니다.이미징을 위해 세포를 수집할 수 있도록 배지로 채널을 포화시키기 위해 플레이트를 1시간 동안 배양합니다. 배양액으로 플레이트를 세척하여 부유하는 수지상 세포를 제거하고 반부착 세포를 회수합니다. 세포 수를 측정하기 전에 수행하십시오.hemo cytometer를 사용하여 세포를 300 ×g에서 5분 동안 원심 분리하고 배지를 제거합니다. 펠렛을 희석하여 mL당 2,000만 개의 세포 농도가 되도록 합니다. 플레이트에서 과잉 배지를 제거하고 PDMS 구조의 유입구를 비웁니다.마이크로 피펫을 사용합니다. 그다음, 각 진입 홀의 세포 수가 1 × 10⁵ cells가 되도록 세포 용액 5 µL를 채웁니다. 인큐베이터에서 마이크로칩을 37 °C로 30분 동안 배양한 후, 이미징을 위해 실험 접시에 완전 배지 2 mL를 추가합니다.먼저, 플레이트를 현미경 아래에 놓기 전 렌즈 세척 티슈로 디쉬의 외부 바닥 표면을 닦아냅니다. 다수의 세포에서 이동을 분석하려면, 세포 추적을 용이하게 하기 위해 CO2 및 온도 조절 기능이 갖춰진 비디오 현미경에서 10배 배율과 광시야 조명을 사용하십시오. 10배 배율의 타임랩스 현미경 관찰을 위해 텍스트 프로토콜에서 설명한 대로 Hirsch 염색과 UV 광원을 사용할 수 있습니다.예상되는 세포 속도에 따라 시간 빈도를 선택하십시오. 분당 5 µm의 속도로 이동하는 수지상 세포의 경우, 일반적으로 2분으로 설정합니다. 각 실험에서 PDMS 표면은 연구 목적에 적합한 분자로 코팅됩니다.이 그림에서 채널은 형광 분자로 코팅되어 있습니다. 세척 전후의 폴리라이신(Polylysine) 접합 폴리에틸렌 글리콜(polyethylene glycol)의 모습입니다. 이러한 실험을 통해 채널 내 코팅의 균질성을 제어할 수 있으며, 세포 로딩 후 비디오 현미경 관찰을 통해 세포 이동을 추적할 수 있습니다.다음은 세포 추적이 가능하도록 적절한 밀도로 마이크로 채널 내에서 이동하는 수지상 세포의 예시입니다. 이 목적을 위해 위상차 현미경 관찰과 Hersch 염색법을 모두 사용할 수 있습니다. 이 기술은 더 높은 해상도의 형광 공초점 현미경과도 호환되며, Lifeact GFP를 발현하는 이동성 수지상 세포 내 중합된 액틴의 역동성에서 보여지는 것처럼 소기관이나 세포 구조를 추적하는 데 사용할 수 있습니다.이동하는 수지상 세포에서 분석한 세포 운동성 정량화의 예가 여기에 제시되어 있습니다. 야생형 또는 Y 27 632 dihydrochloride 처리 수지상 세포에서 생성된 Kraft는 해당 약물이 세포 수축력 및 이동의 잘 알려진 억제제임을 보여주며, 이는 속도 변화를 감지하는 시스템의 능력을 검증하는 데 사용되었습니다. kog를 추가로 분석하여 시간에 따른 세포의 위치와 크기를 추출할 수 있으며, 이를 통해 세포 이동을 설명하는 다양한 파라미터를 연구할 수 있습니다.자체 제작한 소프트웨어를 사용하여 핵의 위치를 이미징함으로써 이동 속도를 추적하였습니다. 수지상세포의 평균 속도는 분당 약 6 µm입니다. 약물 처리 시 이들의 속도가 유의미하게 감소합니다.이 예시는 단일 실험에서 다수의 세포를 정량화할 수 있게 해주는 이 기술의 강력함과 약물 처리에 의해 유도된 차이를 검출하는 시스템의 유용성을 보여줍니다. 일단 숙달되면, 여기에 제시된 기술은 적절한 개발 과정을 거친 후 제대로 수행했을 때 3시간 이내에 완료할 수 있습니다. 이 기술은 이동 분야의 연구자들이 제어된 제한적 환경에서 세포 이동을 연구할 수 있는 길을 열어주었습니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Bioengineering

생명공학

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미세 채널에서 세포의 이동에 관한 연구

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