Name: 종합 달팽이 프로테옴을 확인하는 상향식 (bottom-up)과 샷건 단백질 체학 (Proteomics) (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-07T14:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 23 s
Description: 배우세요 생쥐 달팽이 감각 상피에서 다양한 프로테오믹스 기법을 활용한 단백질 동정 방법을. 고해상도 질량분석기로 막 단백질과 가용성 단백질을 효과적으로 식별하여 청각 연구에 기여합니다.

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저자는 박사 켄트 실리,이 기능의 사용에 대한 사우스 플로리다 대학의 약 발견과 혁신을위한 센터 (CDDI) 프로테오믹스 핵심 시설의 이사 감사합니다. 이 작품은 BHAS에 NIH / NIDCD 보조금 R01 DC004295에 의해 지원되었다

윤리 정책 건강의 국립 연구소의 지침에 따라 명시된 마우스 조직을 사용하여 실험은 사우스 플로리다 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회 (프로토콜 3931R, 3482R)에 의해 승인되었다. 1. 단백질 추출 <ol><li> C. ° -80 16 30 일 이전 (P30) CBA / J 마우스 및 저장소에서 인공 감각 상피를 분리 </li><li> 실험 당일, 1X 인산 완충 생리 식염수 (PBS) 500 μL와 조직을 세척 하였다. 1,000 XG에 3 분 동안 원심 분리하고, 상층 액을 제거합니다. 총 3 회 세척을 반복합니다. </li><li> 에 50 mM Tris-HCl, pH 8.0, 120 mM의 NaCl을, 50 mM의 불화 나트륨, 5 mM의 EDTA, 500 ㎍ / ㎖의 AEBSF, 10 ㎍ / ㎖의 류 펩틴, 100 μg을 / 포함 용해 버퍼 100 μL에서 얼음에 30 초 동안 초음파 처리 조직 소닉 dismembrator (; 써모 피셔 모델 100)를 사용하여 펩 스타틴 ㎖, 2 ㎍ / ㎖의 아프로 티닌, 0.5 ㎍ / ㎖의 microcystin. 얼음 시원한 해물각 초음파 사이에 1 분. 배의 총 초음파 처리. </li><li> 2 분 동안 4 ° C에서 750 XG에서 추출물을 원심 분리기 새로운 마이크로 튜브에 뜨는을 제거합니다. 얼음에 30 초 동안 초음파 처리에 의해 용해 완충액 50 μL에 펠렛을 추출합니다. 2 분 동안 4 ° C에서 750 XG에서 추출물을 원심 분리기. 60 분 동안 4 ° C에서 28,600 XG에 해물과 원심 분리기를 모두 결합합니다. 새로운 마이크로 튜브에 뜨는을 제거하고 펠릿에 0.1 % ASB-14를 포함하는 20 ㎕의 용해 버퍼를 추가합니다. 소용돌이 1 분, 4 ℃에서 60 분 동안 배양 </li><li> 60 분 동안 4 ° C에서 냉각 한 후, 5 분 동안 95 ° C에서 샘플을 가열한다. 10 분 동안 25 ° C에서 16,000 XG에서 원심 분리에 따릅니다. 상층 액을 수집하고 새로운 튜브로 전송할 수 있습니다. </li><li> 5 분 동안 4 ° C에서 16,000 XG에 현탁액을 원심 분리기와 소화에 뜨는을 유지합니다. </li></ol> 2. FASP를 사용하여 전체 해물 더블 트립 틱 단백질 소화 <ol><li> 30 μ 추가4 % 도데 실 황산나트륨 (SDS)를 포함하는 인공 단백질 추출물,의 (400μg의 ≤) L 나누어지는, 100 MM 트리스 - 염산, 직접 30K 스핀 필터의 pH 7.6와 0.1 M 디티 오 트레이 톨 (DTT)과 8의 200 μL와 혼합 트리스 - 염산에있는 M의 요소. 15 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기. </li><li> 15 분 동안 14,000 XG에 8 M의 요소 솔루션 및 원심 분리기 200 μL로 농축 물을 희석. </li><li> 1 분에 대한 필터와 소용돌이에 집중할 8 M 요소 용액에 10 배 요오도 아세트 아미드 (IAA)의 10 μl를 추가합니다. 10 분 동안 14,000 XG에서 원심 분리 어두운 실온 (RT)에서 20 분 동안 스핀 필터를 배양한다. </li><li> 15 분 동안 14,000 XG에 필터 부 및 원심 분리기에서 농축에 8 M 우레아 용액 100 μl를 추가. 이 단계의 2 배를 반복합니다. 50 mM의 중탄산 암모늄 10 분 동안 14,000 XG에 필터 장치와 원심 분리기 (ABC) 용액 100 μl를 추가합니다. 이 단계의 2 배를 반복합니다. </li><li> 1:100에서 트립신의 0.4 ㎍ / ㎕의 추가 (W / W) 효소에단백질 비율이 37 ℃에서 하룻밤 (O / N)를 배양 </li><li> 배양 한 다음, 10 분 동안 14,000 XG에 장치와 원심 분리기를 필터링하는 50 mM의 ABC 솔루션의 40 μl를 추가합니다. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 스핀 필터와 원심 분리기에 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다. 새로운 마이크로 튜브에 트립신 펩티드를 포함하는 여과 액을 전송하고 소화를 중지 1.0 % 포름산 (FA)로 산성화. </li><li> 8 M 요소의 40 μL와 필터 장치를 세척 한 후 40 ㎕의 18 MΩ 물에 배를 세척한다. </li><li> 50 mM의 ABC 용액 100 μL와 필터 유닛의 3 배를 씻으십시오. 최종 세척은 1:100 (w / w) 효소로 단백질의 비율로 트립신 0.4 ㎍ / μL를 추가하고 37 ℃에서 O / N을 배양 한 후 </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 필터 부 및 원심 분리기에 50 mM의 ABC 용액 40 μl를 첨가하여 다이제스트 번째부터 트립신 펩티드를 용출. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다10 분 동안 14,000 XG에 필터 장치와 원심 분리기. 새로운 마이크로 튜브에 트립신 펩티드를 포함하는 여과 액을 전송하고 1.0 %에 FA로 산성화. </li><li> 샘플을 표준으로 BSA를 사용하여 마이크로 비색 분석을 사용하여 정량 할 수있다. </li></ol> 3. FASP를 사용하여 전체 해물 엔도의 lysC 및 트립 틱 단백질 소화 <ol><li> 직접 30K 스핀 필터 4 % SDS, 100 MM 트리스 - 염산, pH를 7.6 및 0.1 M DTT를 포함하는 인공 단백질 추출물의 30 μL 나누어지는 (400μg의 ≤)를 추가하고 트리스 - 염산 8 M 요소의 200 μL와 혼합 . 15 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기. </li><li> 15 분 동안 14,000 XG에 8 M의 요소 솔루션 및 원심 분리기 200 μL로 농축 물을 희석. </li><li> 1 분에 대한 필터와 소용돌이에 집중할 8 M 우레아 용액에 10 배 IAA의 10 μl를 추가합니다. 어둠 속에서 실온에서 20 분 동안 스핀 필터를 부화 후 10 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기. </li><li> 8 M의 요소 졸 100 μl를 추가합니다15 분 동안 14,000 XG에 필터 부 및 원심 분리기에 집중의 ution. 이 단계의 2 배를 반복합니다. 10 분 동안 14,000 XG에 필터 장치와 원심 분리기에 100 ㎜ ABC 용액 100 μl를 추가합니다. 이 단계의 2 배를 반복합니다. </li><li> 1:50 (W / W) 효소로 단백질의 비율로 엔도의 lysC 0.1 ㎍ / μl를 추가하고 30 ℃에서 O / N을 품다 </li><li> 배양 한 다음, 10 분 동안 14,000 XG에 필터 장치와 원심 분리기에 100 ㎜ ABC 솔루션의 40 μl를 추가합니다. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 스핀 필터와 원심 분리기에 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다. 신선한 모세관에의 lysC 펩타이드를 포함하는 여과 액을 전송하고 소화를 중지 1.0 %에 FA로 산성화. </li><li> 8 M 요소의 40 μL와 필터 장치를 세척 한 후 40 ㎕의 18 MΩ 물에 배를 세척한다. </li><li> 50 mM의 ABC 용액 100 μL와 필터 유닛의 3 배를 씻으십시오. 최종 세척에 트립신의 0.4 ㎍ / μl를 추가 한 후 1:100 효소 - 투 - 프로TEIN 비율과 37 ℃에서 O / N을 품다 </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 필터 부 및 원심 분리기에 50 mM의 ABC 용액 40 μl를 첨가함으로써 트립신 펩티드를 용출. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 필터 장치와 원심 분리기에 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다. 새로운 마이크로 튜브에 트립신 펩티드를 포함하는 여과 액을 전송하고 1.0 % FA로 산성화. </li><li> 샘플은 표준으로 BSA를 가진 마이크로 비색 분석을 사용하여 정량 할 수있다. </li></ol> 4. 스핀의 열을 사용하여 탈염 펩티드 <ol><li> 1 분 1,100 XG에서 아세토 니트릴 (ACN) 및 원심 분리기 500 μl를 추가하여 C 18 MacroSpin 열을 활성화합니다. 원심 분리 후 흐름을 통해 폐기하십시오. </li><li> 1 분 1,100 XG에서 0.1 % FA 원심 분리기 500 μL에 열을 평형. 흐름을 통해 폐기하고이 단계 1X를 반복합니다. </li><li> 펩티드의 500 μL를 추가 열을 소화1 분 1,100 XG에 D 원심 분리기. 샘플 부피는 500 μL보다 큰 경우,이 단계를 반복한다. </li><li> 1 분 1,100 XG에서 500 0.1 % FA ㎕의 원심 분리기와 열을 씻으십시오. 흐름을 통해 폐기하십시오. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 1 분 1,100 XG에 열 및 원심 분리기 90:10 ACN - 투 - 물 비율을 250 μl를 추가합니다. 탈염 펩타이드를 포함하는 용출액을 수집하고 새로운 마이크로 튜브로 전송할 수 있습니다. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 진공 원심 분리기의 탈염 펩타이드 샘플을 건조 완전히 샘플 건조시키는 마십시오. </li></ol> 5. 이온 교환 크로마토 그래피 <ol><li> 펩티드를 분리하는 200 X 2.1 mm, 5 μm의의 SCX 칼럼 (Polysulfoethyl A)에 소화 된 단백질 시료의 50 ~ 100 μg을 주입한다. </li><li> 250 μL / 분의 유속으로 50 분에 걸쳐 2-40%의 B의 구배를 사용한다. 솔벤트는 5 MM의 암모늄 포름산, 25 % 아세토 니트릴의 pH 3.0 및 75 %의 DDH 2 O입니다 용매 B는 500 MM의 암모늄 포름산, 산도입니다6.0 25 %의 ACN 75 %의 DDH 2 O. </li><li> 280 nm에서 펩티드 분수를 모니터링하고 일부 컬렉터를 사용하여 2 분 간격으로 분수를 수집합니다. </li><li> 염 제거를 지원하기 위해 5 % FA를 포함 DDH 2 O의 50 % 아세토 니트릴 500 μL에서 진공 농축기와에 resuspend 드라이 분수. </li><li> -80 ° C에서 Redry 분수 및 저장 나노 LC-MS/MS 분석을 위해 사용할 준비가 될 때까지. </li></ol> 6. 아세톤 강수량 이전 GELFrEE 분리에 인공 단백질 상층 액을 탈염해야합니다. 아세톤 침전 단백질을 탈염 및 농축 할 수있다. <ol><li> 인공 상층 액에 얼음처럼 차가운 아세톤의 세 볼륨을 추가합니다. 부드럽게 와동 -20 ° CO / N. 부화 </li><li> 4 ° C에서 15 분 동안 15,000 XG에서 샘플 혼합물을 원심 분리기 및 뜨는을 제거합니다. </li><li> 4에서 5 분 동안 14,000 XG에서 냉장 아세톤 및 원심 분리기와 단백질 펠릿의 3 배를 세척° C. </li><li> 펠렛을 건조시킨 18 MΩ 물 112 μL에 용해. </li><li> 마이크로 비색 분석을 사용하여 단백질 농도를 결정한다. </li></ol> 7. 달팽이 감각 상피의 GELFrEE 분별 <ol><li> 5 배 샘플 버퍼 30 μl를 추가 (0.25 M 트리스 - 염산의 pH 6.8, 10 % (W / V) SDS, 50 % 글리세롤, 0.5 % (W / V) 브롬 페놀 블루) 18 MΩ 112 μL에 현탁 탈염 단백질 물. </li><li> 단백질 이황화 결합을 줄이기 위해 5 분 동안 95 ° C에서 8 개월 DTT ㎕의 열을 추가합니다. 가열 한 후 실온으로 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 양극 저수지에 버퍼를 실행하는 8 ㎖, 수집 챔버를 샘플 버퍼를 실행 150 μL 및 음극 저수지에 버퍼를 실행 6 ㎖를 추가합니다. </li><li> 피펫을 사용하여 샘​​플 로딩 챔버로 유입 된 수있는 버퍼를 제거합니다. </li><li> 인공 단백질 혼합물의 하중 150 μL (≤ 1 ㎎)을, 샘플 로딩 챔버로 8 % TR을 사용3.5-150 kDa의의 질량 범위 카트리지 - 아세테이트이다. </li><li> 실행을 시작하는 하부 전극 주변 기기의 뚜껑. </li><li> 악기의 첫 번째 일시 정지시에 음극 저수지에 버퍼를 실행 2 ㎖를 추가하고 실행을 다시 시작합니다. </li><li> 기기의 각 일시 정지 구간에서 피펫을 사용하여 시료 채취 실에서 샘플을 수집하고 갓 표시된 마이크로 튜브에 추가합니다. 버퍼를 실행 150 μL로 수집 챔버의 2 배를 씻어 버린다. </li><li> 시료 채취 실에 신선한 실행 버퍼 150 μl를 추가하고 실행을 다시 시작합니다. 150 μL / 분획의 총 부피에서 2.6 시간의 기간 동안 단백질 분획을 수집한다. </li></ol> 8. GELFrEE 분수의 1 차원 젤 전기 1D 겔 전기 영동 전에 효소 소화와 MS 분석에 GELFrEE 분획으로부터 결과를 시각화 할 수있다. GELFrEE 단백질 분획 4-15% 트리스 - 염산 겔상에서 분리 될 수있다. </p&gt; <ol><li> (샘플 버퍼에 350 mM의 DTT) 샘플 희석 버퍼의 5 μl를 각 GELFrEE 분율의 5 μL 나누어지는 혼합. </li><li> 3 분 동안 95 ° C에서 샘플을 가열한다. </li><li> 실온으로 냉각 샘플. </li><li> 개인 겔 레인과 마지막되지 않는 차선의 분자량 표준의 부하 5 μL의 각 GELFrEE 분율의 부하 10 μL. </li><li> 염료 전면 겔의 바닥에 도달 할 때까지 1.5 시간 동안 125 V에서 젤을 실행하거나. </li><li> 조심스럽게 젤을 제거하고 단백질 분리를 시각화하는 실버 스테인 플러스와 얼룩. </li></ol> 9. FASP 사용 GELFrEE 분획의 단백질 소화 변성 FASP 절차 GELFrEE 분획 세제 제거 및 분해하는 데 사용된다. <ol><li> 8 M 트리스 - 염산의 요소와 25 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기 200 μL와 혼합, 직접 30K 필터 장치에 각각의 부분을 추가합니다. </li><li> 요소 용액 200 μL로 농축 물을 희석12 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 각 필터 유닛, 1 분 동안 소용돌이에 집중하는 요소 용액에 10 배 IAA의 10 μl를 추가하고, 어둠 속에서 실온에서 30 분 동안 배양한다. </li><li> 15 분 동안 14,000 XG에 필터 유닛 및 원심 분리기에서 농축에 우레아 용액 100 μl를 추가. 이 단계의 2 배를 반복합니다. 필터 유닛과 10 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기에 100 ㎜ ABC 용액 100 μl를 추가합니다. 이 단계의 2 배를 반복합니다. </li><li> 필터 유닛에 1:50 (W / W) 효소에 단백질 비율로하여 lysC 0.1 ㎍ / μl를 추가하고 30 ℃에서 O / N을 품다 </li><li> 배양 한 다음, 10 분 동안 14,000 XG에 스핀 필터와 원심 분리기에 100 ㎜ ABC 솔루션의 40 μl를 추가합니다. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 스핀 필터와 원심 분리기에 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다. 새로운 마이크로 튜브에 각 스핀 필터에서의 lysC 펩타이드를 포함하는 여과 액을 전송하고 trifluoroac으로 산성화ETIC 산 (TFA). </li><li> 8 M 요소의 40 μL와 스핀 필터를 세척 한 후 40 ㎕의 18 MΩ 물에 배를 세척한다. </li><li> 스핀 필터는 50 mM의 ABC 용액 100 ㎕ 씩 3 배 씻으십시오. 최종 세척은 1:100 (w / w) 효소로 단백질의 비율로 트립신 0.4 ㎍ / μL를 추가하고 37 ℃에서 O / N을 배양 한 후 </li><li> 10 분 동안 14,000 XG에 50 mM의 ABC 솔루션 및 원심 분리기의 40 μl를 추가하여 각각의 필터 유닛에서 트립신 펩티드를 용출한다. 이 단계의 1X를 반복합니다. </li><li> 필터 유닛과 10 분 동안 14,000 XG에 원심 분리기에 0.5 M NaCl 용액 50 μl를 추가합니다. 신선한 모세관에 각 필터 유닛에서 트립신 펩티드를 함유하는 여액을 전송하고 TFA로 산성화. </li><li> 진공 농축기에서 모두 소화 건조. </li></ol> 10. LC-MS/MS의 샘플 준비 <ol><li> 재구성 건조의 lysC 및 트립 틱 펩타이드는 0.1 % FA와 소용돌이 20 ㎕에 분수를 소화. </li><li> 10 20,000 XG에 원심 분리기 샘플분하고 새로운 샘플의 유리 병에 시료의 최고 95 %를 제거합니다. </li><li> 염 및 오염 물질을 제거하고 75 μm의 × 10cm의 C 18 컬럼 크로마토 그래피 분리를 수행하기 위해 100 μm의 X 25mm 샘플 트랩에 펩타이드 분획의 5 μl를 주입한다. </li><li> 200 NL / 분의 유속으로 100 분에 걸쳐 2-40%의 B의 구배를 사용한다. 용매는 95 % ddH2O 0.1 % FA를 함유 5 % 아세토 니트릴이다. 용매 B는 80 % ACN 0.1 % FA를 포함하는 20 % ddH2O입니다. </li><li> 각 MS는 고해상도 질량 분석기에 스캔 열 텐덤 질량 스펙트럼을 수집한다. LTQ Orbitrap 질량 분석기는이 실험에 사용 하였다. </li></ol> 11. 단백질 확인 <ol><li> 포워드 포함 UniProt의 마우스 데이터베이스를 사용하여 단백질을 확인하고 단백질 서열 및 일반 오염 물질을 역. 마스코트의 검색 엔진 MaxQuant 소프트웨어는 단백질 데이터베이스를 검색하는 데 사용됩니다. </li><li> 사용할 수있는 검색 매개 변수를 포함, 고정 modific시스테인의 carbamidomethyl의 ATION는 메티오닌 산화 변수 수정, 단백질의 N-말단 아세틸 화, 2의 최대 분열을 놓쳤다. 식별을 위해 고려해야 할 최소 펩타이드 길이는 6 아미노산이다. ± 13 ppm으로 1.2 다 (질량 오류가 질량 분석기가 사용되는에 따라 달라집니다)의 조각 대량 관용의 펩티드 질량 농도의 오류를 입력합니다. </li><li> MaxQuant 소프트웨어에서, 펩타이드 및 단백질 식별을위한 1 %의 거짓 발견 속도 (FDR)를 사용합니다. 단백질 식별은 유사한 펩티드 %의 단백질 서열에 따르면, 펩티드 서열의 개수와 함께 나열된다. </li></ol>

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</ol>

저자는 더 경쟁 이익을 선언하지 않습니다.

<html> 인공 감각 상피 세포에서 단백질 식별을 극대화하는 핵심 단계는 다음과 같습니다 소화 여러 endoproteinases의 1) 사용, 여러 분리 기술의 2) 사용 및 고해상도 질량 분석기의 3) 이용. 여러 효소의 적용은 펩티드의 수를 증가시키고, 단백질 서열 커버리지를 향상 따라서 인공 조직으로부터 확인 된 단백질의 수를 향상시킬 수있다. 트립신, 가장 일반적으로 사용되는 단백질 분해 효소는 MS의 이온화 및 분열에 좋은 펩타이드를 생성, 단백질을 효율적으로 특정 분열을 제공합니다. 그러나, 더 효율적 펩티드 절단을 제공 리신 잔기에서 절단하여도, lysC 내 등 종래 트립신 또 다른 효소를 사용. 그것은의 lysC / 트립신 소화로부터 생성 단백질의 서열 커버리지 트립신 / 트립신 다이제스트에서 단백질 서열 커버리지 단백질 서열 따르면 상대적 증가를 보여 주었다 관찰되었다. &quot;ove_content&gt; 이전의 MS에 대한 다차원 분리의 구현은 샷건 프로테오믹스 접근 방식에 높은 인공 샘플의 복잡성...

단백질 체학은 단백질 발현, 기능, 수정 및 상호 작용 1을 분석하여 복잡한 생물학적 시스템의 연구이다. 여러 가지 방법 항체 마이크로 어레이 2, 이차원 전기 영동 3-5 및 DIGE 6 등의 내이 (内耳)의 프로테옴 분석에 이용되어왔다. 그러나, 단백질의 단지 제한된 수의 확인 된 및 내이 11,12에서 식별 10,000 이상의 유전자 발현 서열 태그 (EST를)에 비해 2,7-10을 특징으로, MS는 가장 일반적으로 사용되는 기술이다 포괄적 단백질 특성 분석을위한 단백질 체학에서. 같은 달팽이관과 같은 복잡한 단백질체 시료의 분석, 도전하실 수 있습니다. 그러나, MS와 여러 분리 기술의 조합으로 인해 증가 된 동적 농도 범위 및 최대 용량 (13)에, 펩티드 및 단백질의 더 큰 개수의 식별을 가능하게한다. 다차원 chromatograPHY는 상이한 흡착 메카니즘의 사용을 허용하여 매우 복잡한 단백질 혼합물을 감소시킨다. 두 일반적으로 사용되는 MS 프로테옴 분석 방법, 산탄 총과 상향식 (bottom-up) 단백질 체학이 있습니다. 샷건 프로테오믹스에서 그대로 단백질의 혼합물 효소 소화 강한 양이온 교환 크로마토 그래피 역상 액체 크로마토 그래피 (RPLC) 14, 15 다음에 (SCX)와 다차원 크로마토 그래피를 이용하여 분리된다. 분리 된 펩티드는 탠덤 MS의 대상 및 데이터베이스 (15)를 찾고 있습니다. 이 기술의 주요 이점은 단백질 수천 번의 분석으로 식별 될 수 있고, 기술은 막 단백질에 더 적합하다는 것이다. 상향식 접근법에서, 단백질 혼합물은 보통 하나 또는 이차원 전기 영동으로 분리하고, 각각의 단백질 밴드 또는 스폿은 대개 여러 펩티드의 결과, 트립신과 같은 효소로 잘라 소화. 그러나, 또 다른 최근의LY는 상향식 (bottom-up) 단백질 체학에 사용, 전기 접근 방식을 개발, GELFrEE입니다. 이 기술은 액상 단백질 샘플을 fractionates 전에 분석하기가 덜 복잡합니다. 이 기술은, 재현성 높은 단백질 복구를 제공하고, 복합 단백질 시료 (16)에서 높은 풍부한 단백질의 분포를 감소시킨다. 분리 된 단백질로부터 생성 된 펩티드, 데이터베이스는 17-19을 검색하기위한 태그 서열을 생성하기 위해, 펩티드 질량 지문 또는 탠덤 MS (MS / MS)를 사용하여, MS에 의해 분석된다. 상향식 접근법을 사용의 주요 이점 중 일부는 고해상도 분리 및 단백질의 광범위한 커버리지를 획득 할 수있는 능력이다. 상향식 (bottom-up) 단백질 체학은 단백질 체학 (20)에서 가장 널리 사용되는 기술이다, 따라서, 여러 생물 정보학 도구를 사용할 수 있습니다. 또한, 단백질은 소화 전에 복잡한 혼합물에서 분리 될 수 있으므로, 식별 큰 기회가있다. 주요 과제 중 하나프로테오믹스 분석 내이 (内耳)를 사용하여 작은 크기, 제한된 접근성, 세포 유형의 다양성 (21)이다. 또, 이온 채널, 전송기 및 수용체로서의 기능을 구별 키 단백질은, (22)을 분리하기 어려울 수 멤브레인 단백질이다. 따라서, 필터 원조 샘플 준비 (FASP)은 단백질 추출을 위해 제한됩니다 조직의 단백체 분석에 유리하고 막 (23)을 용해하기 위해 세제를 필요로하는. 이러한 필터링은 막과 용해성 단백질의 MS 분석 및 저 분자량 오염물 23,24로부터 펩티드를 분리 할 수있는 능력을 허용한다. 본 프로토콜은 합하고 수용성 및 멤브레인 단백질 모두를 분석하여 인공 와우 감각 상피에서 단백질 ID의 수를 최대화하기 위해 수정되고 일반적으로 사용 프로테오믹스 방법을 설명한다. 우리는 FASP 멀티 소화와 샷건 프로테오믹스를 사용하여 설명합니다이온, 이온 교환 크로마토 그래피, 고해상 MS 및 데이터 분석. 또, GELFrEE, FASP 멀티 소화 고해상도 MS, 데이터 분석 상향식 프로테오믹스 설명한다.

<table><tbody><tr><td>8% Tris-acetate 카트리지&nbsp;</td><td>단백질 발견</td><td>42103</td><td></td></tr><tr><td>아세톤</td><td>시그마-알드리치</td><td>179124</td><td></td></tr><tr><td>아세토니트릴</td><td>허니웰</td><td>015-1L</td><td></td></tr><tr><td>AEBSF</td><td>Calbiochem</td><td>101500</td><td></td></tr><tr><td>암모늄 포름</td><td>피셔 사이언티픽</td><td>AC16861</td><td></td></tr><tr><td>아프로티닌</td><td>Calbiochem</td><td>616370</td><td></td></tr><tr><td>ASB-14&nbsp;</td><td>Calbiochem</td><td>182750-5GM</td><td></td></tr><tr><td>소 혈청 알부민</td><td>BioRad</td><td>500-0112</td><td></td></tr><tr><td>C18 열&nbsp;</td><td>새로운 목표</td><td>A25112</td><td>75 &mu; m x 10cm&nbsp;</td></tr><tr><td>DC 단백질 분석</td><td>BioRad</td><td>500-0116</td><td>마이크로플레이트 분석 프로토콜</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9884</td><td></td></tr><tr><td>Endoproteinase Lys-C</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3428</td><td></td></tr><tr><td>FASP 단백질 소화 키트</td><td>단백질 발견</td><td>44250</td><td></td></tr><tr><td>포름산&nbsp;</td><td>Fluka</td><td>94318</td><td></td></tr><tr><td>GELFrEE 분획 시스템</td><td>단백질 디스커버</td>리 <td>42001</td><td>GELFrEE 8100</td></tr><tr><td>류펩틴</td><td>Calbiochem</td><td>108975</td><td></td></tr><tr><td>MacroSpin 컬럼</td><td>The Nest Group</td><td>SMM SS18V</td><td>실리카 C18</td></tr><tr><td>Microcystin</td><td>Calbiochem</td><td>475815</td><td></td></tr><tr><td>펩스타틴</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5318</td><td></td></tr><tr><td>Polysulfoethyl A 컬럼</td><td>The Nest Group</td><td>202SE0503</td><td></td></tr><tr><td>소듐 도데실 설페이트 (SDS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3771</td><td></td></tr><tr><td>Sonic Dismembrator&nbsp;</td><td>Thermo Fisher</td><td>15-338-53</td><td>모델 100</td></tr><tr><td>트립신</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6567</td><td>단백질체학 등급</td></tr></tbody></table>

종합 달팽이 프로테옴을 확인하는 상향식 (bottom-up)과 샷건 단백질 체학 (proteomics)

Bottom-up and Shotgun Proteomics to Identify a Comprehensive Cochlear Proteome

단백질 체학은 복잡한 생물학적 시스템에 대한 통찰력을 제공 할 수 있습니다 일반적으로 사용되는 방법입니다. 인공 감각 상피 세포는 말초 및 중추 신경 시스템에 의해 처리 전기 화학 에너지로 소리의 기계적 에너지를 형질 도입 수용체가 포함되어 있습니다. 여러 프로테오믹스 기술은 두 가지 차원의 차이 겔 전기 영동 (2D-DIGE), 항체 마이크로 어레이 및 질량 분석 (MS)와 같은 인공 내이 (内耳)를 연구하기 위해 개발되었다. MS는 단백질 체학에서 가장 포괄적이고 다양한 도구와 분리 방법과 함께 생체 시료에 대한 심층적 인 프로테옴을 제공 할 수 있습니다. MS와 결합 분리 방법은, 단백질 시료를 농축 저분자 및 소수성 단백질을 검출하고 프로테옴 동적 범위를 감소시킴으로써 낮은 풍부한 단백질을 식별 할 능력이있다. 다른 소화 전략은 펩티드 및 단백질 바로 전체 용해질 또는 분획 된 단백질 용 해물을 적용 할 수있다시퀀스 범위. 강한 양이온 교환 (SCX), 역상 (RP) 및 겔 용출 액체 분획 포착 전기 영동 (GELFrEE) 등 다른 분리 기술의 이용은 단백질 식별 전에 MS 분석으로 샘플의 복잡성을 줄이기 위해 적용될 수있다.

인공 감각 상피의 가장 포괄적 인 프로테옴를 얻으려면 빠른 조직 절개 전에 단백질 추출 및 샘플 준비에 필요합니다. 두 프로테옴 기법, 산탄 및 상향식 프로테오믹스를 사용할 수있다. 도 1에 도시 된 바와 같이 샷건 프로테오믹스를위한 샘플을 준비하기 위해 FASP 분해 절차가 사용되었다. FASP 방법은 단백질의 농도, 세제의 제거, 여러 효소를 사용하여 단백질의 소화를 할 수 있습니다. 첫 번째는, 합동 18 분수에 SCX 칼럼에 분획 나노 LC-MS/MS 분석 하였다 트립신 두 번째 소화, 다음에 트립신 소화했다 사용되는 두 배의 소화 과정이 있었다. 본 실험 방법을 사용하여 단일 실행 LC-MS/MS를 수행 할 때 1,485 단백질의 총 1 % FDR로 확인되었다. 확인 된 단백질 중, 329 및 258 단백질 (그림 각각 미토콘드리아 플라즈마 막에 분류되었다2A). 두 번째 더블 소화 절차는 트립신 소화 다음의 lysC 소화으로 구성되었다. 각 다이제스트 개별...

막 단백질을 분리하고 식별하기 어렵 기 때문에 인공 감각 상피 세포의 프로테옴 분석 인해 작은 크기와에 도전하실 수 있습니다. 막과 용해성 단백질 모두 고해상도 질량 분석법과 함께 체류 분취 방법 및 분리 기술을 조합하여 식별 될 수있다.

종합 달팽이 프로테옴을 확인하는 상향식 (bottom-up)과 샷건 단백질 체학 (Proteomics)

Proteomics is a commonly used approach that can provide insights into complex biological systems. The cochlear sensory epithelium contains receptors that ...

다음 실험의 전반적인 목표는 다양한 프로테오믹스 기술을 사용하여 와우 감각 상피에서 최대 수의 단백질 식별을 달성하는 것입니다. 이를 위해 성체 마우스에서 와우와 감각 상피를 분리한 후, 두 번째 단계로 용해 버퍼에서 초음파 처리하여 단백질을 얻습니다. 펩타이드 및 단백질 서열 커버리지를 높이기 위해 전체 용해물 또는 분획된 단백질 용해물에 다양한 소화 전략을 적용합니다.다음으로, 질량 분석 전 샘플의 복잡성을 줄이기 위해 강양이온 교환 및 역상 크로마토그래피를 포함한 다양한 분리 기술이 활용됩니다. 그 결과, 다중 프로테오믹스 접근 방식과 고해상도 질량 분석기를 사용하여 생쥐 와우 감각 상피의 수많은 막 단백질 및 수용성 단백질을 식별하였습니다. 항체 마이크로어레이 및 2차원 젤 전기영동과 같은 기존 방법과 비교하여 이 기술의 주요 장점은 수용성 단백질과 막 단백질 모두를 대량으로 식별함으로써 와우 프로테옴 데이터를 확장할 수 있다는 점입니다.이 방법은 청각 및 누액 장애와 관련된 바이오마커에 대한 통찰을 제공할 수 있을 뿐만 아니라, 연령 관련 바이오마커나 유방암 또는 폐암 관련 바이오마커의 식별과 같은 다른 시스템에도 적용될 수 있습니다. 또한, 이 방법은 혈액과 같은 다른 생물학적 시료를 연구하는 데에도 적용 가능합니다. 저희는 포유류 내이에서 얻을 수 있는 단백질체 데이터셋이 제한적이며, 특히 이 절차를 시작하기 전까지 식별된 막 단백질의 수가 매우 적다는 점을 관찰했을 때 처음으로 이 방법에 대한 아이디어를 얻었습니다.생후 30일 된 마우스에서 와우 감각 상피를 분리합니다. 조직을 1x 인산 완충액으로 세척한 후, 조직에 100 µL의 용해 완충액을 첨가하고 소니케이터를 사용하여 얼음 위에서 30초 동안 혼합물을 초음파 처리합니다. 각 초음파 처리 사이에 용해물을 얼음 위에서 1분 동안 냉각시키며, 샘플을 총 3회 초음파 처리합니다.현탁액을 4 °C에서 16,000 ×g로 5분 동안 원심분리합니다. 완료 후, 소화를 위해 상층액을 보관합니다. 그 다음, 30 µL의 와우 단백질 추출물을 30 K 스핀 필터에 직접 넣고 Riss HCL 원심분리기에 있는 8 M urea 200 µL와 혼합합니다.혼합물을 14,000 ×g에서 15분 동안 원심분리합니다. 완료되면, 농축액을 200 µL의 8 M urea 용액으로 희석하고 이전과 동일한 조건으로 원심분리를 반복합니다. 다음으로, 필터 내의 농축액에 10 µL의 10 XI oto acetamide와 90 µL의 8 M urea 용액을 첨가하고 1분 동안 볼텍싱합니다.스핀 필터를 마이크로 원심분리기 랙에 넣은 후, 효소 대 단백질 비율 1:50로 0.1 µg/µL의 endo protease ly C를 첨가하여 14,000 ×g에서 10분간 원심분리하고, 암실 내 상온에서 20분간 배양한 뒤, 혼합물을 30 °C에서 하룻밤 동안 배양합니다. 완료되면 필터 유닛에 100 mM 중탄산암모늄 용액 40 µL를 첨가하고 14,000 ×g에서 10분간 원심분리합니다. 이전 단계를 반복한 후, 8 M 요소 40 µL로 필터 유닛을 세척합니다. 그런 다음 Milli-Q water 40 µL로 필터 유닛을 2회 세척합니다.필터 유닛을 50 millimolar 중탄산암모늄 용액 100 µL로 3회 세척한 후, 효소 대 단백질 비율을 1:100로 하여 0.4 µg/µL의 trypsin을 첨가하고 혼합물을 37 °C에서 하룻밤 동안 배양합니다. 배양이 끝나면 필터 유닛에 50 millimolar 중탄산암모늄 용액 40 µL를 첨가하여 트립신 분해 펩타이드를 용출시키고, 혼합물을 14,000 ×g에서 10분간 원심분리합니다. 그런 다음 이 단계를 한 번 더 반복합니다.이 단계에서, 소화된 단백질 샘플 50 to 100 µg을 200 by 2.1 mm, 5 µm 강 양이온 교환 컬럼에 주입합니다. 펩타이드를 분리하기 위해 280 nm에서 펩타이드 분획을 모니터링하고, 2분 간격으로 분획을 수집합니다. 분획 수집기를 사용하여 수집한 후, 진공 농축기에서 분획들을 건조시킵니다. 완료되면, 액체 크로마토그래피에 사용할 때까지 건조된 분획들을 -80 °C에서 보관합니다.탠덤 질량 분석법. 또 다른 접근 방식으로는 단백질 혼합물을 분리하기 위해 젤 프리 분획법을 사용하였습니다. 아세톤 침전법으로 달팽이관 단백질 상층액을 탈염한 후, 112 µL의 Milli Q water에 미리 현탁해 둔 탈염 단백질에 5x 샘플 버퍼 30 µL를 첨가합니다.다음으로, 1 M DTT 8 µL를 첨가하고 혼합물을 95 °C에서 5분 동안 가열하여 단백질 이황화 결합을 환원시킵니다. 가열 후 혼합물을 냉각시킵니다. 양극 저장조에 running buffer 8 mL를, 시료 수집 챔버에 running buffer 150 µL를, 그리고 음극 저장조에 running buffer 6 mL를 첨가합니다.이후 3.5에서 150 kilodaltons의 질량 범위를 가진 8% tris acetate 카트리지를 사용하여, 와우 단백질 혼합물 150 microliters를 시료 로딩 챔버에 로딩합니다. 런을 시작한 후, 기기에서 지정된 각 일시 정지 간격마다 피펫을 사용하여 시료 수집 챔버에서 시료를 수집하고 새로 라벨링한 마이크로 튜브에 넣습니다. 그런 다음 수집 챔버를 150 microliters의 런 버퍼로 두 번 세척하고 이를 폐기합니다.젤 프리 분획의 1D 젤 전기영동 후, 각 개별 분획을 30 K 필터 유닛에 직접 첨가합니다. 그런 다음 각 분획을 8 M urea가 포함된 tris HCL 200 µL와 혼합합니다. 14,000 ×g에서 25분간 원심분리한 후, 각 필터 유닛의 농축액에 10 × urea 용액 내의 10 µL oto acetamide를 첨가하고 1분간 볼텍싱합니다.스핀 필터를 마이크로 원심분리기 랙에 넣은 후, 상온의 암소에서 샘플을 30분 동안 배양합니다. 다음으로, 효소 대 단백질 비율이 1:50이 되도록 0.1 µg/µL의 LY C를 필터 유닛에 첨가하여 30 °C에서 하룻밤 동안 배양합니다. 그 후 100 mM 탄산수소암모늄 용액 40 µL를 스핀 필터에 넣고 14,000 ×g에서 10분 동안 원심분리합니다. 이전 단계를 한 번 더 반복한 후, 50 mM 탄산수소암모늄 용액 100 µL로 스핀 필터를 3회 세척합니다. 마지막 세척이 끝나면 효소 대 단백질 비율이 1:100이 되도록 0.4 µg/µL의 trypsin을 첨가합니다. 샘플을 37 °C에서 하룻밤 동안 배양한 후, 각 필터 유닛에 50 mM 탄산수소암모늄 용액 40 µL를 첨가하여 트립신 분해 펩타이드를 용출시키고 14,000 ×g에서 10분 동안 원심분리합니다.이 단계를 한 번 더 반복한 후, 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법으로 시료를 분석합니다. 두 가지의 이중 소화 절차가 사용되었습니다. 첫 번째는 triptych 소화였으며, 이어서 trypsin으로 두 번째 소화를 진행하였습니다. 이렇게 수집된 분획물은 강 양이온 교환 컬럼을 통해 18개 분획으로 나누어 분리되었으며, 나노 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법으로 분석되었습니다.단일 실행 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법을 수행하여 1% FDR 수준에서 총 1,485개의 단백질이 확인되었습니다. 이 실험적 접근 방식을 사용하여 확인된 단백질 중 324개는 미토콘드리아로, 258개는 세포막으로 분류되었습니다.두 번째 이중 소화 과정은 lys C 소화 후 trypsin 소화를 순차적으로 진행하였습니다. 각 소화물은 강 양이온 교환 컬럼에 개별적으로 로딩되어 18개의 분획으로 분리되었으며, 나노 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법으로 분석되었습니다. Lys C 및 trypsin 소화 결과, 1% FDR 기준 총 3,503개의 단백질이 검출되었습니다.또한, 605개와 617개의 단백질이 각각 미토콘드리아와 세포막으로 분류되었습니다. 이 접근 방식은 가장 많은 수의 막 결합 단백질 ID를 제공하였습니다. LY C 및 트립신에 대한 중복 분석을 수행하였습니다.분획 분석 결과, 확인된 단백질의 65% 이상이 실험 간에 공통적으로 나타났습니다. 하지만 반복 분석에서 새롭게 확인된 단백질들도 있었습니다. 이러한 추가 펩타이드와 단백질들은 크로마토그래피의 미세한 변화로 인해 서로 다른 펩타이드가 조각화되면서 확인된 것입니다.그림과 같이 겔 프리 분획 결과를 시각화하기 위해 실버 염색 겔을 준비하였습니다. 여기서 겔은 연속적인 각 분획에 따라 분자량이 증가하며 단백질이 분리되었음을 보여주었습니다. 따라서 12개의 겔 프리 액체 분획을 두 가지 서로 다른 다면적 소화법(multifacet digestion approaches)으로 소화시킨 후, 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법으로 분석하였습니다.첫 번째 소화 방식은 이중 트립신 소화(double trypsin digestion)를 통해 수행되었으며, 단일 런 액체 크로마토그래피 탠덤 질량 분석법(liquid chromatography tandem mass spectrometry)을 실시했을 때 1% FDR 기준 2,165개의 단백질이 식별되었습니다. 이 실험에서 516개와 399개의 단백질이 각각 미토콘드리아와 세포막으로 분류되었습니다. 두 번째 소화 방식은 endo proteinase ly C 처리 후 트립신 소화와 단일 런 액체 크로마토그래피를 통해 수행되었습니다.탠덤 질량 분석법(Tandem mass spectrometry analysis)을 통해 1% FDR에서 2,211개의 단백질을 식별했습니다. 이 접근 방식은 트립신(trypsin) 방식을 사용했을 때와 유사한 수의 막 관련 단백질을 보여주었으며, 질량 분석 프로테오믹스 데이터는 데이터셋 식별 번호 PXD 0 0 0 2 3 1로 Proteome Exchange Consortium에 저장되었습니다. 이 절차를 수행할 때는 모든 단계에서 오염을 방지하는 것이 중요하며, 단백질 분해를 막기 위해 단백질 추출 시 조직을 얼음 위에 유지해야 함을 유의하십시오.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

일차 섬모는 다양한 신호 경로에 영향을 미칩니다. 포유류 달팽이관은 평면 세포 극성(PCP) 신호 전달을 검사하는 데 이상적입니다. 섬모 기능 장애는 달팽이관 성장, 세포 패터닝 및 유모 세포 방향, PCP 판독에 영향을 미칩니다. 우리의 목표는 표현형 분석, 면역조직화학 및 주사 전자 현미경을 통해 마우스 달팽이관의 PCP 신호 전달을 분석하는 것입니다.

Ciliopathy 마우스 돌연변이 달팽이관의 평면 셀 극성 표현형의 평가

시냅스 가소성과 기억을 제어하는 분자와 경로를 식별하는 것은 여전히 신경 과학의 주요 과제입니다. 여기에서는 청각 학습 패러다임에서 학습 및 기억 통합 중 시냅스의 분자 재편성에 관여하는 것으로 추정되는 시냅스 단백질의 상대적 정량화를 다루는 워크플로우에 대해 설명합니다.

청각 차별 학습 한 후 마우스 뇌 영역의 높은 해상도 양적 시냅틱 프로테옴 프로파일

우리는 정확 하 게 액체 크로마토그래피 고해상도 질량 분석기에 인터페이스와 isobaric 라벨, 광범위 한 분류, 생물 정보학 도구, 그리고 품질 관리 단계에에서는 단백질을 quantitate 프로토콜을 제시.

깊은 프로테옴 Isobaric 라벨, 광범위 한 액체 크로마토그래피, 질량 분석 및 소프트웨어 기반 정량화 하 여 프로 파일링

여기 선물이 polysome 끼얹는다 절연된 마우스 마음에 프로 파일링을 수행 하는 프로토콜. 우리 심장 관류, 프로 파일링, polysome polysome 분수 mRNAs, miRNAs, 및 polysome 프로테옴의 분석에 대 한 방법을 설명 합니다.

동적 Proteomic 그리고 미르 Langendorff 관류 후 절연 마우스 마음에서에서 Polysomes의 분석

자세한 프로토콜 분리, 식별 및 모 세관 지역 전기 이동 법-분무 이온화 탠덤 질량 분석 (CZE-ESI-MS/MS)를 사용 하 여 단백질 샘플에서 proteoforms의 특성에 대 한 설명 합니다. 프로토콜은 단순 단백질 샘플에서 proteoforms의 고해상도 특성화 및 복잡 한 프로테옴 샘플에서 proteoforms의 대규모 식별에 사용할 수 있습니다.

모 세관 지역 전기 이동 법 탠덤 질량 분석을 사용 하 여 대규모 하향식 단백질

이 원고는 정상 마우스에서 리본 시냅스의 형태학적 특성 및 기능 상태를 평가하기 위한 실험 프로토콜을 설명합니다. 본 모델은 또한 소음 유발 및 노화 관련 달팽이관 시냅토병 제한 모델에 적합합니다. 이전 마우스 연구의 상관 결과 또한 논의.

마우스 달팽이관의 특정 주파수 영역에서 리본 시냅스의 형태학적 및 기능적 평가

설명된 프로토콜은 라벨 기반 및 라벨 자유 양수의 두 가지 접근법을 사용하여 조직 샘플의 최적화된 정량 적 프로테오믹스 분석을 제공합니다. 라벨 기반 접근법은 단백질의 보다 정확한 양을 얻을 수 있는 장점이 있으며, 라벨없는 접근법은 비용 효율적이며 코호트의 수백 가지 샘플을 분석하는 데 사용됩니다.

조직 샘플의 질량 분광계 기반 산탄총 프로테오믹스의 포괄적인 워크플로우

상세한 프로토콜과 3개의 Python 스크립트는 광원 로봇 액체 처리 시스템을 운영하여 세제 제거, 단백질 소화 및 펩타이드 탈염 단계를 포함하는 대량 분광 실험에 대한 반자동 단백질 샘플 준비를 수행하기 위해 제공됩니다.

오픈 소스 실험실 로봇에 의해 자동화 된 산탄총 프로테오믹스 샘플 처리

여기에서 우리는 척추동물 Xenopus laevis 배아에서 알려진 조직 운명을 가진 세포 계통의 질량 분석 기반 단백질체 특성 분석을 설명합니다.

발달 중인 (개구리) 배아의 세포 계통 유도 질량 분석법 단백질체학

우리는 개발하는 동안 중요한 조혈 기관으로 태반을 확인했습니다. 우리는 조혈 줄기 세포 (HSCs)이 생성되는 독특한 microenvironmental 틈새의 태반에서 확장 둘 발견했습니다. 여기, 우리는 마우스 태반에 HSCs의 격리 및 시각화에 필요한 실험 기법을 설명합니다.

태반에서 조혈 줄기 세포의 분리 및 분석

배우세요 생쥐 달팽이 감각 상피에서 다양한 프로테오믹스 기법을 활용한 단백질 동정 방법을. 고해상도 질량분석기로 막 단백질과 가용성 단백질을 효과적으로 식별하여 청각 연구에 기여합니다.

종합 달팽이 프로테옴을 확인하는 상향식 (bottom-up)과 샷건 단백질 체학 (Proteomics)

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