Name: 마우스에있는 자기 공명 현미경 영상으로 실험자가 면역 심근염에있는 심장의 이상 유무 비 침습적 평가 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: 배우세요 마우스 자기 공명 현미경 영상 기술로 자가면역 심근염의 심장 기능 이상을 비침습적으로 평가하는 방법을. 이 기법은 심장 질환 진행 과정을 실시간 모니터링하여 치료 전략 개선에 활용됩니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

이 연구는 미국 국립보건원(National Institutes of Health, HL114669)의 지원을 받았습니다. CM은 뉴저지주 심근염 재단(Myocarditis Foundation)에서 수여하는 박사후 연구 펠로우십 보조금을 받았습니다.

윤리 선언문 : 모든 동물의 절차는 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 지침에 따라 실시 및 네브래스카 링컨, 링컨, 네브래스카의 대학에 의해 승인되었습니다. 실험자가 면역 심근염 1. 유도 <ol><li> 이 mg/1.5 ml의 최종 농도 1X 인산 완충 식염수에 Myhc-α 334-352 용해시켜 펩티드 용액을 준비한다. </li><li> 50 NG / μL의 스톡 농도를 구하는 동결 건조 PT 50 μg을 함유하는 바이알에 무균 1X PBS 1 ㎖를 첨가하여, 백일해 독소 (PT)을 준비한다. 멸균 1.5 ML 튜브에 주식의 20 μl를 타고 1 NG / μL의 작업 농도를 얻기 위해 멸균 1X PBS 980 μl를 추가합니다. </li><li> 결핵균 H37Rv 40 밀리그램을 추가하여 완전한 프로 인트 보조제 (CFA)를 준비 (MTB)의 최종 농도를 얻기 위해 CFA 10 ㎖로 추출5 ㎎ / ㎖. </li><li> 펩티드-CFA 에멀젼을 준비합니다. 참고 : EAM 유도를 들어, 펩티드 CFA 에멀젼 Myhc-α 동물 당 334-352의 100 μg을 함유하는 150 ㎕를 투여했다. 예를 들어, 열 마우스 Myhc-α 334-352 1 ㎎을 함유하는 펩티드-CFA 에멀젼의 1.5 ML를 사용하여 면역합니다. <ol><li> 에멀젼의 1.5 ML를 준비하려면, 나누어지는 750 개의 1.5 ML 튜브에 334-352 펩타이드 솔루션을 Myhc가-α의 μL 및 CFA는 또 다른 1.5 ML 튜브에 MTB 보충. 3 ㎖의 루어-LOK 주사기를 사용하여, CFA / MTB 엑기스이어서 제 펩티드 용액을 그린다. </li><li> 3 방향 꼭지에 주사기를 연결하고 빈 3 ML의 주사기에 꼭지의 다른 콘센트에 연결합니다. 그래서 펩타이드 CFA 혼합물을 합리적으로 좋은 저항과 다른 하나의 주사기에서 흘러 크레인의 개통을 조정합니다. </li><li> ~ 1 분 동안 반복하여 다른 하나의 주사기에서 내용을 추진 한 다음 2 ~ 3 분 동안 얼음에 전체 어셈블리를 배치하여 혼합. 이 과정을 반복합니다10 배의 절차에 최소. </li><li> 주의 깊게 100 ㎖ 유리 비커에 아직도 물에 작은 방울을 배치하여 에멀젼의 일관성을 확인합니다. 방울은 물에 분산 할 것으로 예상되지 않습니다. 만약 그렇다면, 원하는 농도가 달성 될 때까지 계속 혼합한다. </li><li> 1 mL의 주사기와 마개에 부착 된 두 개의 3-ML 주사기 중 하나를 교체하여 1 ㎖ 루어 코리아 주사기로 3 ㎖ 주사기에서 에멀젼의 내용을 전송하고 1 ML의 주사기에 27 ½ G 바늘을 연결합니다. </li></ol></li><li> 6 년에서 8 주 된 여성 A / J 마우스 (~ 75 μL 각)의 두 사타구니 지역에 분할 복용 피하에있는 펩티드-CFA 에멀젼 150 μl를 주입한다. </li><li> 0 일 및 2 일 postimmunization에 복강 내 각 동물에 PT 서스펜션 (100 NG)의 100 μl를 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 피하 t의 양쪽에 분할 복용 펩타이드 CFA 에멀젼 150 μl를 투여하여 7 일째에 예방 접종 절차를 반복그는 흉골 (~ 75 μL 각). 신선한 등의 이상이 에멀젼을 준비합니다. 그 후, 21 일에, MRM 영상에 동물을 대상 3 단계를 참조하십시오. </li></ol> 2. 동물 취급 <ol><li> 따뜻함을 유지하기 위해 아래에 배치 된 가열 패드 2 % 이소 플루 란 - 공기 혼합물을 포함하는 마취 유도 챔버 각 마우스를 배치하고 특별히 디자인 된 동물 홀더 (그림 1)에 동물을 전송합니다. </li><li> 동물 홀더에 발생하기 쉬운 위치에 동물을 무력화 그래서 주둥이는 마취 (그림 1)를 유지하기 위해 코 콘에 맞는. 마우스의 앞니에 부착 된 물린 바로 마우스의 머리를 고정합니다. </li><li> 실험 기간 동안 동물의 체온을 유지하기 위해 스캐너의 수직 구멍에 삽입의 출구 호스에 공기를 불어 히터의 전원을 켭니다. </li><li> 촬상 전체 세션 동안 2 ㎖ / 분의 유속으로 0.5 내지 2 %의 이소 플루 란으로 마취를 유지한다. 확인발가락 핀치 방법을 사용하여 마취, 아무 움직임이 예상. </li><li> 압축 공기를 넣은 베개 센서, 마우스 꼬리 / 발목 광섬유 맥박 산소 센서, 각각 호흡, 심장 박동과 체온, (그림 1)를 모니터링하는 직장 온도 프로브를 설정합니다. 참고 : 심장 게이팅이 동맥혈 산소 포화도의 비 침습적 모니터링을 허용 맥박 산소 측정기를 통해 수행된다. 산소 포화도 센서는 좌측 발목에 부착되어야하고, 다리 실 루프로 고정하고 센서의 발목을 유지하기 위해 녹화한다. MRM 촬상 어떤 조영제를 사용하지 않고 호흡과 심장 신호를 게이팅함으로써 달성된다. </li></ol> 3. 이미지 획득 <ol><li> 동물 (도 1)를 제조 한 후, 자기장의 균질성이 최대가 시야 (FOV)의 중앙에 위치 마음 MRM 스캐너의 중심에 마우스를 배치. 참고 : 와이드 보어(89mm) 트리플 100 G / cm의 축 그라디언트 및 4cm의 무선 주파수 (RF) 촬상 코일 탑재 9.4 T 수직 보어 자석 고해상도 3 차원 (3D) 이미지를 얻기 위해 사용한다. 주 : MRI 스캐너를 사용하는 경우 비자로 제공해야합니다. </li><li> 영상 인터페이스를 실행하고 &quot;연구 옵션&quot;메뉴에서 &quot;새로운 연구&quot;를 선택합니다. 명령 줄에서 &quot;mtune&quot;를 입력하고 &quot;조정 GUI&quot;를 끌어 실행합니다. &quot;시작 프로브 조정&quot;을 선택하고 &quot;자동 스케일&quot;버튼을 클릭합니다. 조정 GUI는 RFsignal를 표시하도록 변경됩니다. 튜닝 프로톤 공명 주파수 RF 코​​일 (400 MHz 이상)에서 코일의 단부에서 원격 튜닝 / 매치 노브를 사용. &quot;시작&quot;탭에서 관련 버튼을 클릭하여 주파수 및 전력 보정을 실행하려면 &quot;설치 전&quot;페이지로 이동합니다. shimming 페이지를 끌어 탭 &#39;연구 심 &quot;탭&quot;&#39;에 XYZ (빠른) 버튼을 누르십시오., 심 페이지로 이동 모든 반복을 선택하고 자동 shimming을 수행하기 위해 심 버튼을 누르십시오. </li><li> 마우스 마음을 집중하는 영상 인터페이스의 &quot;연구&quot;탭에서 스카우트 순서를 선택합니다. &quot;획득&quot;탭에서 35mm 2 FOV를 변경하고 컴퓨터의 기본 설정을 유지합니다. 순서를 실행하려면 시작을 클릭하고 심장은 FOV의 중심에 있지 않은 경우, 동물 홀더의 위치를​​ 조정할 RF 코​​일 리튠 다시 정찰 이미지를 얻는다. </li><li> &quot;연구&quot;탭에서 &quot;GEMS&quot;순서 버튼을 클릭 한 후 단축과 ​​마음 (20, 21)의 긴 축을 따라 두 개의 직교 평면을 얻기 위해 해당 &quot;획득&quot;탭을 획득 매개 변수를 입력합니다. 참고 : 그라데이션 에코 검사에 대한 일반적인 인수 매개 변수는 다음과 같습니다 슬라이스 두께 1 ㎜, 반복 시간 (TR), 200 밀리 초; 에코 시간 (TE), 2.67 밀리 초 (최소); 플립 각도 25 °; 면내 매트릭스 크기 128 x 128의; FOV, 22mm2; 인수의 수, 4; 1 분 30 초 대략 획득 시간. </li><li> &quot;전진&quot;탭에서 LV 해부학 및 기능 매개 변수를 측정하기 위해 맥박 산소 측정기 - 게이트 짧은 축 시네 MR 이미지를 수집하기 위해 &quot;CINE&quot;순서를 선택합니다. 마우스를 가져 가면 및 드래그하여 심장의 긴 축보기를 기반으로 영상 조각의 위치와 각도를 조정합니다. 그라데이션 에코 시네 순서 얻기 위해 &quot;획득&quot;탭에서 다음과 같은 이미지 매개 변수를 입력 : TR, 500 밀리 초; TE, 5 밀리 초; FOV, 22mm 2; 인수 매트릭스, 256 X 256; 슬라이스 두께 1mm; 인수의 수, 8; 프레임 수, 10; 17 분 ~의 획득 시간. 획득을 시작하려면 시작을 클릭합니다. </li><li> 이미징 소프트웨어의 &quot;I / O&quot;탭을 사용 DICOM 형식으로 획득 된 영상을 변환하고 처리를 위해 데이터 센터에 대응하는 파일을 전송. </li><li> 촬상 과정의 끝에서, 모든오우 마우스는 필터 탑 케이지 내에서 마취에서 복구 할 수 있습니다. 그들은 흉골 드러 누움을 유지하고 필요에 따라 추가 연구를 위해 그들을 유지하기 위해 충분한 의식을 되 찾을 때까지 무인 쥐를 두지 마십시오. </li></ol> 심장 자기 공명 현미경 이미징의 4. 데이터 분석 <ol><li> LV (19)의 해부학 적 및 기능적 매개 변수를 분석하는 세그먼트의 소프트웨어를 사용합니다. &quot;열기 이미지 파일 (들)&quot; &quot;파일&quot;메뉴의 하위 메뉴를 사용하여 소프트웨어에 DICOM 형식 시네 이미지를로드하여. GUI의 이미지 타입과 이미지 뷰 평면으로 &#39;짧은 축 중반 심실&#39;와 영상 기술, &#39;씨네&#39;로 &#39;MRGE&#39;를 선택합니다. </li><li> 를 통해 최종 심장 확장 및 최종 수축기에 사용되는 시간 프레임을 지정하는 &quot;다이 애스 털리을 끝으로 현재 기간을 설정&quot;을 각각 &quot;편집&quot;메뉴의 하위 메뉴 &quot;수축기을 끝으로 현재 기간을 설정합니다.&quot; </li><li>먼저 &quot;LV&quot;명령 단추를 클릭 한 다음 &quot;엔도&quot;과 오른쪽 하단 패널에 &quot;EPI&quot;명령 버튼을 수동으로 각각 좌심실 내막과 외막을 그립니다. 계산의 정확도를 증가시키기 위해 대응하는 커맨드 버튼을 눌렀을하여 유두근을 제거한다. </li><li> 이러한 이완기 볼륨, 수축기 볼륨, 뇌졸중 볼륨, 그리고 오른쪽 상단 패널의 방출 분율로 정량화 된 LV 매개 변수를 참조하십시오. 같은 두께, 및 심실 직경 22로 LV 매개 변수를 측정하는 &quot;기타&quot;명령 버튼을 누른 다음, &quot;측정 캘리퍼스&quot;명령 단추를 클릭하십시오. </li><li> 필요에 따라 이미지를 재 처리 &#39;. 매트&#39;형식의 세분화를 포함하여 이미지를 저장하기 위해 &quot;파일&quot;메뉴의 &quot;이미지 스택 및 분할 모두 저장&quot;메뉴를 클릭합니다. </li></ol>

<ol><li>Heidenreich, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forecasting+the+future+of+cardiovascular+disease+in+the+United+States%3A+a+policy+statement+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: a policy statement from the American Heart Association.</a> Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).</li>
<li>Fujinami, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mimicry%2C+bystander+activation%2C+or+viral+persistence%3A+infections+and+autoimmune+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Molecular mimicry, bystander activation, or viral persistence: infections and autoimmune disease.</a> Clin Microbiol Rev. 19 (1), 80-94 (2006).</li>
<li>Cihakova, D., Rose, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+myocarditis+and+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Immunol%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of myocarditis and dilated cardiomyopathy.</a> Adv Immunol. 99, 95-114 (2008).</li>
<li>Donermeyer, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocarditis-inducing+epitope+of+myosin+binds+constitutively+and+stably+to+I-Ak+on+antigen-presenting+cells+in+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Myocarditis-inducing epitope of myosin binds constitutively and stably to I-Ak on antigen-presenting cells in the heart.</a> J Exp Med. 182 (5), 1291-1300 (1995).</li>
<li>Gangaplara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coxsackievirus+B3+infection+leads+to+the+generation+of+cardiac+myosin+heavy+chain-alpha-reactive+CD4+T+cells+in+A%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Coxsackievirus B3 infection leads to the generation of cardiac myosin heavy chain-alpha-reactive CD4 T cells in A/J mice.</a> Clin Immunol. 144 (3), 237-249 (2012).</li>
<li>Huber, S. A., Lodge, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coxsackievirus+B-3+myocarditis+in+Balb%2Fc+mice.+Evidence+for+autoimmunity+to+myocyte+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Coxsackievirus B-3 myocarditis in Balb/c mice. Evidence for autoimmunity to myocyte antigens.</a> Am J Pathol. 116 (1), 21-29 (1984).</li>
<li>Massilamany, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+novel+mimicry+epitopes+for+cardiac+myosin+heavy+chain-alpha+that+induce+autoimmune+myocarditis+in+A%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Immunol%22%5BJournal%5D)">Identification of novel mimicry epitopes for cardiac myosin heavy chain-alpha that induce autoimmune myocarditis in A/J mice.</a> Cell Immunol. 271, 438-449 (2011).</li>
<li>Pummerer, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+cardiac+myosin+peptides+capable+of+inducing+autoimmune+myocarditis+in+BALB%2Fc+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Identification of cardiac myosin peptides capable of inducing autoimmune myocarditis in BALB/c mice.</a> J Clin Invest. 97 (9), 2057-2062 (1996).</li>
<li>Rose, N. R., Hill, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathogenesis+of+postinfectious+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Immunol+Immunopathol%22%5BJournal%5D)">The pathogenesis of postinfectious myocarditis.</a> Clin Immunol Immunopathol. 80, (1996).</li>
<li>Saraste, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+flow+reserve+and+heart+failure+in+experimental+coxsackievirus+myocarditis.+A+transthoracic+Doppler+echocardiography+study%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Coronary flow reserve and heart failure in experimental coxsackievirus myocarditis. A transthoracic Doppler echocardiography study.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, (2006).</li>
<li>Altes, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperpolarized+3He+MR+lung+ventilation+imaging+in+asthmatics%3A+preliminary+findings%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">Hyperpolarized 3He MR lung ventilation imaging in asthmatics: preliminary findings.</a> J Magn Reson Imaging. 13 (3), 378-384 (2001).</li>
<li>Driehuys, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+imaging+with+magnetic+resonance+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Small animal imaging with magnetic resonance microscopy.</a> ILAR J. 49 (1), 35-53 (2008).</li>
<li>Smith, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+microscopy+with+cardiovascular+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance microscopy with cardiovascular applications.</a> Trends Cardiovasc Med. 6 (8), 247-254 (1996).</li>
<li>Potter, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+microscopy+approaches+to+molecular+imaging%3A+sensitivity+vs+specificity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biochem+Suppl%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance microscopy approaches to molecular imaging: sensitivity vs specificity.</a> J Cell Biochem Suppl. 39, 147-153 (2002).</li>
<li>Benveniste, H., Blackband, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+microscopy+and+high+resolution+small+animal+MRI%3A+applications+in+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">MR microscopy and high resolution small animal MRI: applications in neuroscience research.</a> Prog Neurobiol. 67, 393-420 (2002).</li>
<li>Epstein, F. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+tagging+early+after+myocardial+infarction+in+mice+demonstrates+contractile+dysfunction+in+adjacent+and+remote+regions%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">MR tagging early after myocardial infarction in mice demonstrates contractile dysfunction in adjacent and remote regions.</a> Magn Reson Med. 48 (2), 399-403 (2002).</li>
<li>Gewalt, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+microscopy+of+the+rat+lung+using+projection+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">MR microscopy of the rat lung using projection reconstruction.</a> Magn Reson Med. 29 (1), 99-106 (1993).</li>
<li>Kern, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKern%2C+MJ+%22The+cardiac+catheterization+handbook.%2C+Edn+5th%22">The cardiac catheterization handbook., Edn 5th</a>. , (2011).</li>
<li>Heiberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+validation+of+Segment--freely+available+software+for+cardiovascular+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Med+Imaging%22%5BJournal%5D)">Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis.</a> BMC Med Imaging. 10, (2010).</li>
<li>Cranney, G. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+using+cardiac+axis+nuclear+magnetic+resonance+imaging.+Validation+by+calibrated+ventricular+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement using cardiac axis nuclear magnetic resonance imaging. Validation by calibrated ventricular angiography.</a> Circulation. 82 (1), 154-163 (1990).</li>
<li>Hiba, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+and+respiratory+double+self-gated+cine+MRI+in+the+mouse+at+7+T%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiac and respiratory double self-gated cine MRI in the mouse at 7 T.</a> Magn Reson Med. 55 (3), 506-513 (2006).</li>
<li>Bryant, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+failure+in+transgenic+mice+with+myocardial+expression+of+tumor+necrosis+factor-alpha%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac failure in transgenic mice with myocardial expression of tumor necrosis factor-alpha.</a> Circulation. 97 (14), 1375-1381 (1998).</li>
<li>Neu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+myosin-induced+myocarditis+as+a+model+of+postinfectious+autoimmunity%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">Cardiac myosin-induced myocarditis as a model of postinfectious autoimmunity.</a> Eur Heart J. 12 Suppl D, 117-120 (1991).</li>
<li>Neumann, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+multiple+heart+autoantibodies+in+mice+with+coxsackievirus+B3-+and+cardiac+myosin-induced+autoimmune+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Induction of multiple heart autoantibodies in mice with coxsackievirus B3- and cardiac myosin-induced autoimmune myocarditis.</a> J Immunol. 152 (1), 343-350 (1994).</li>
<li>Rose, N. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postinfectious+autoimmunity%3A+two+distinct+phases+of+coxsackievirus+B3-induced+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Postinfectious autoimmunity: two distinct phases of coxsackievirus B3-induced myocarditis.</a> Ann N Y Acad Sci. 475, 146-156 (1986).</li>
<li>Farmer, J. B., Levy, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+recording+the+electrocardiogram+and+heart+rate+from+conscious+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol+Chemother%22%5BJournal%5D)">A simple method for recording the electrocardiogram and heart rate from conscious animals.</a> Br J Pharmacol Chemother. 32 (1), 193-200 (1968).</li>
</ol>

이해 상충은 선언되지 않았습니다.

이 연구는자가 면역 심근염으로 영향을받는 생쥐의 심장 이상을 확인할 수있는 비 침습적 인 도구로 MRM 절차 및 유틸리티를 설명합니다. EAM의 조직 학적 특징은 인간의 후 사구체 심근염과 유사하기 때문에, 마우스 모델은 일반적으로 심근 부상 23-25의 면역 메커니즘을 묘사하기 위해 사용된다. 그러나, 심근염 영향 동물은 임상 적으로 정상 나타나고, 진단은 실험 7의 종단에서 조직학을 기반으로 이루어진다. 동물은 일반적으로 21 일 postimmunization에 희생된다. 한 번에 이러한 방식으로 질병 과정을 평가하여 치료에 응답하여 질병의 진행의 모니터링이 중요한 요건이다 한계, 특히 제약 연구에서, 이러한 모델의 사용 포인트. 살아있는 동물에서 심장 이상을 확인하기 위해 MRM과 같은 비 침습 양식의 사용이 도움이됩니다. 여기에 설명 된 MRM 기술조영제를 사용할 필요없이 마음의 구조적 및 기능적 특성을 얻는 장점을 제공한다. 그...

심장 마비가 사망의 주요 원인이며, 심근염 젊은 청소년 1 심장 마비의 하나의 주된 원인이다. 심근염으로 영향을받는 대부분의 환자는 증상이 남아 있고 질병은 저절로 2 해결됩니다. 그러나, 영향을받는 사람들의 10 ~ 20 %는 확장 성 심근증 (DCM) 3로 이어지는, 만성 질환을 개발할 수 있습니다. 다양한 동물 모델은 심근염의 면역 기전을 연구하기 위해 개발되었다. 질병은 심장 마이 오신 중쇄 (Myhc)-α 또는 immunodominant 펩티드 조각 또는 콕 사키 바이러스의 B3 4-9와 같은 병원체 감염에 의해 동물을 면역에 의해 심근염에 민감한 A / J와의 Balb / C 마우스에서 유도 할 수있다. 이 연구는 A / J 생쥐 334-352 유도 심근염을 Myhc가-α 포함한다. 심근 침입을 보여주는에도 불구하고, 심근염 영향을받는 동물은 임상 적으로 정상 표시; 진단은 염증 7에 대한 마음의 조직 학적 평가를 기반으로ND 심 초음파 10. 자기 공명 현미경 (MRM)을 분 혈관의 레벨 (최대 10 μm의 직경)에 기능적 세부의 평가를 허용하는, 고해상도 입체 평면 심혈관 이미징을 얻기 위해 일반적으로 사용되는 방법이지만, 해상력이 수준은 해상도는 일반적으로 1mm 11-14까지 수득되는 루틴 자기 공명 영상 (MRI) 스캔 절차로 달성하지. 이 질병 과정 (14)의 초기 시점에 성능 파라미터를 도출하는 것도 고해상도 이미지의 획득을 허용하는 상태로 MRM는 이점을 제공한다. 임상 적으로, MRM 영상은 광범위하게 병에 걸린 심장, 폐, 뇌 15-17의 기능 매개 변수를 연구에 적용하고있다. 본 연구에서는 면역 심근염으로 영향을받는 A / J 생쥐의 심장 이상을 확인할 수있는 비 침습적 인 도구로 MRM 기술의 사용이 표시됩니다. 특히, T그는 MRM 영상은 허용 등 합리적인 정확도 (18)와 좌심실 이완 기말 용적 및 박출계수 (EF) 등의 기능 매개 변수의 정량화. 각 파라미터의 정의는 : LV 단부 이완기 볼륨 이완기 사이클의 끝에서 좌심실에서 혈액의 양 및 박출계수, 행정 용적 / 이완 기말 볼륨. 데이터 분석은 자기 공명 스캐너 (19)에 의해 취득 처리 DICOM 호환 심장 혈관 이미지를 위해 개발 된 자유롭게 사용할 세그먼트 소프트웨어를 사용하여 수행됩니다. 데이터는 건강한 쥐에서 이러한 기능 매개 변수와 비교하여, 좌심실 이완 기말 용적, 뇌졸중 볼륨과 구혈률의 감소에 해당하는 myocarditic 동물의 좌심실 벽의 두께 증가를 공개했다.

<table><tbody><tr><td>Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK)</td><td>네오펩타이드, 케임브리지, 매사추세츠</td><td></td><td>4 &#176 스토어; C</td></tr><tr><td>CFA</td><td>Sigma Aldrich, St Louis, MO</td><td>5881</td><td>4 &#176 매장; C</td></tr><tr><td>MTB H37Rv 추출물</td><td>Difco Laboratories, Detroit, MI</td><td>231141</td><td>Store at 4 &#176; C</td></tr><tr><td>PT</td><td>목록 Biologicals Laboratories, Campbell, CA</td><td>181</td><td>Store at 4 &#176; C</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Corning, Manassas, VA</td><td>21-040-CV</td><td>Store at 4 &#176; C</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare, 뭄바이, 인도</td><td>NDC66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>암컷 A / J 마우스</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME</td><td>646</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterile 1 ml syrringe</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterile 3 ml syrringe</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>멸균 바늘, 18 G</td><td>BD, 프랭클린 레이크, NJ</td><td></td><td></td>305195</tr><tr><td>멸균 바늘, 27 1/2 G</td><td>BD, 프랭클린 레이크, 뉴저지</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>3방향 스토콕</td><td>Smiths Medical ASD, Inc. 더블린, 오하이오</td><td>MX5311L</td><td></td></tr><tr><td>Kerlix 거즈 붕대 롤</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>6720</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Protouch Stockinette</td><td>Medline Industries, Mundelein, IL</td><td>30-1001</td><td></td></tr><tr><td>멸균 수술용 가위 및 집게</td><td>INOX 도구 주식회사</td><td></td><td></td></tr><tr><td>마이크로 오븐</td><td>GE Healthcare,&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ThermiPAQ 온찜질 및 저온 요법 시스템&nbsp;</td><td>Theramics Corporation, Springfield, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>파충류 난방 램프</td><td>Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3M Transpore 테이프</td><td>Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Up and Up Polymyxin B sulfate/Bacitracin/Neomycin sulfate 항생제 연고</td><td>Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>North Safety DeciDamp-2PVC 폼 귀마개</td><td>North Safety Products, 스미스필드, RI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>코튼 팁 애플리케이터, 6' &rsquo; 나무 줄기&nbsp;</td><td>Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>마취 유도 챔버&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Summit 마취 흐름 조절을 위한 지원 시스템&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>특별히 설계된 동물 홀더</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bickford&nbsp; 옴니콘 F/Air&nbsp; 마취 가스 필터 장치&nbsp;</td><td>A.M. Bickford, Inc. 웨일즈 센터, 뉴욕</td><td></td><td></td></tr><tr><td>맥박 산소 측정기 모듈, MR 호환 소형 동물 모니터링 및 게이팅 시스템&nbsp;</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>산소 실린더&nbsp;</td><td>Matheson-Tri Gas, North-Central Zone, Lincoln, NE</td><td></td><td></td></tr><tr><td>가스 조절기&nbsp;</td><td>Western Medica, West Lake, OH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>신호 차단 모듈, MR 호환 소형 동물 모니터링 및 게이팅 시스템</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>9.4 T (400 MHz) 89 mm 수직 코어 보어 MR 스캐너</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4 cm 노래기 마이크로 이미징 RF 코일</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SAM PC 모니터</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>정량적 의료 이미지 분석 소프트웨어</td><td>http://segment.heiberg.se; &nbsp; 세그먼트 v1.8 R1430,&nbsp; Medviso, Oresunds 지역, 스웨덴</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab 소프트웨어</td><td>The Mathworks, Inc.&nbsp; Natick, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer-Unix 운영 체제</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

마우스에있는 자기 공명 현미경 영상으로 실험자가 면역 심근염에있는 심장의 이상 유무 비 침습적 평가

Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse

심근염 심근의 염증이지만, 질병의 그러한 영향 쇼 임상 증상 만 ~ 10 %. 심근 손상의 면역 이벤트를 연구하기 위해, 심근염의 다양한 마우스 모델이 널리 사용되어왔다. 이 연구는 심장 마이 오신 중쇄 (Myhc)-α A / J 생쥐에서 334-352로 유발 된 면역 심근염 (EAM)를 포함; 영향을받는 동물은 림프 구성 심근염을 개발하지만 뚜렷한 임상 증상과 함께. 이 모델에서, 비 침습 양상으로 자기 공명 현미경 (MRM)의 유틸리티가 표시됩니다 Myhc-α 334-352으로 예방 접종을 동물의 심장 구조 및 기능 변화를 확인합니다. EAM 건강한 마우스는 9.4 T (400 메가 헤르츠) 4cm 노래기 무선 주파수 이미징 프로브와 100 G / cm 트리플 축 그라데이션을 갖춘 89mm 수직 코어 구멍 스캐너를 사용하여 몇 군데 있었다. 심장 이미지는 애니보기 구배 에코 기반 시네 펄스 시퀀스를 사용하여 마취 된 동물로부터 취득하고 있었다LS는 호흡과 맥박 산소 측정기에 의해 감시했다. 분석은 건강한 쥐에 비해 심실의 내부 직경에 상응하는 감소로, EAM 마우스의 심실 벽의 두께 증가를 공개했다. 데이터는 염증이 마음에 형태 학적 및 기능적 변화는 살아있는 동물에서 비 침습적 모니터링 MRM으로 할 수있는 것이 좋습니다. 결론적으로, MRM은 진행과 회귀 병원체에 의한 질병에 심근 부상뿐만 아니라 치료에 반응을 평가하는 이점을 제공한다.

이 보고서에서, EAM으로 영향을받는 동물의 마음의 구조와 기능의 변화를 결정하는 비 침습 양상으로 MRM 기술의 유틸리티가 표시됩니다. 심근염은 CFA 7 Myhc-α 334-352으로 동물을 면역에 의해 A / J 생쥐에서 유도하고, 동물은 21 일 후 예방 접종에 MRM 실험을 실시 하였다. MRM 영상은 트리플 축 기울기 (최대 강도 100 G / cm)가 장착 된 89mm 수직 구멍 자석을 사용하여 9.4 T (양성자 400 메가 헤르츠)에서 이소 플루 란 마취 살아있는 동물에서 수행 하였다. 스카우트의 이미지는 긴 축 4 실보기를 얻기 위해 축 이미지 뒤에 FOV의 중앙에 마우스 마음을 찾아 위치를 획득했다. 마음이 2 실보기 위해 몇 군데되는 각도는 그림 (a)에 표시됩니다. 심장 이미지는 구배 에코 기반 시네 펄스 시퀀스로 4cm 노래기 RF 이미징 프로브를 사용하여 획득 하였다. 심장 기능의 MEASurements (영상 : LV 두께, 출력 : 좌심실 이완 기...

이 연구는 자가면역 심근염에 걸린 쥐의 심장 이상을 평가하기 위한 비침습적 도구로서 자기 공명 현미경 이미징의 성공적인 확립을 보여줍니다. 이 데이터는 이 기술이 살아있는 동물의 질병 진행을 모니터링하는 데 사용될 수 있음을 나타냅니다.

Myocarditis is an inflammation of the myocardium, but only ~10% of those affected show clinical manifestations of the disease. To study the immune events ...

이 절차의 전반적인 목표는 염증성 심장 질환에 걸린 살아있는 동물의 심장을 영상화하여 심장 기능 이상을 확인하는 것입니다. 이는 우선 심근염과 같은 질병을 유도함으로써 수행됩니다. 두 번째 단계는 동물 모델을 자기공명현미경 영상 촬영에 맞게 준비하고 동물 홀더에 배치하는 것입니다.다음으로, 심장 영상을 획득하기 위해 마우스를 자석 내부에 배치합니다. 마지막 단계는 segment 소프트웨어를 사용하여 심장 기능 파라미터를 분석하는 것입니다. 궁극적으로, 이 기술은 자가면역성 심근염이 유발된 마우스의 이완기말 용적과 박출률을 계산하는 데 사용됩니다.조직병리학과 같은 기존 방법과 비교했을 때 이 기술의 주요 장점은 비침습적이며 심장의 3차원 고해상도 뷰를 제공한다는 점입니다. 이 방법은 염증성 심장 질환의 진단과 관련된 심장학 분야의 핵심 질문들에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 일반적으로 이 방법에 익숙하지 않은 연구자들은 자기공명 미세영상 획득을 위한 동물 준비 과정이 생소하여 어려움을 겪을 수 있습니다.따라서 이 방법의 시각적 시연이 매우 중요합니다. 이 프로토콜을 시작하기 위해 먼저 자가면역성 심근염을 유도하기 위한 펩타이드 용액을 준비하십시오. cardiac myosin heavy chain alpha peptide 3 34 to 3 52를 인산염 완충 식염수에 녹여 최종 농도가 2 mg/1.5 mL가 되도록 합니다. 다음으로, 50 µg의 동결건조된 pertussis toxin이 들어 있는 바이알에 멸균된 1x 인산염 완충 식염수 1 mL를 첨가하여 pertussis toxin을 준비하십시오.50 ng/µL의 스톡 농도를 확보하십시오. 그런 다음 스톡 20 µL를 멸균된 1.5 mL 튜브에 취하고 멸균된 1x phosphate buffered saline 980 µL를 첨가하여 1 ng/µL의 작동 농도를 맞추십시오. 또한, mycobacterial tuberculosis H 37 RV 또는 MTB 추출물 40 mg을 CFA 10 mL에 첨가하여 최종 농도가 5 mg/mL가 되도록 완전 프론스 보조제(complete frons adjuvant) 또는 CFA를 준비하십시오.이제 펩타이드 CFA 에멀션을 준비합니다. 1.5 mL의 에멀션 분주액을 만들기 위해, 1.5 mL 튜브 하나에 750 µL의 cardiac myosin heavy chain alpha peptide 3 34 to 3 52 펩타이드 용액을 넣고, 다른 1.5 mL 튜브에 MTB 추출물이 보충된 CFA를 동일한 부피로 분주합니다. 그 다음 3 mL 루어 락(lure lock) 주사기를 사용하여 펩타이드 용액을 먼저 흡입하고, 이어서 CFA-MTB 추출물을 흡입합니다. 주사기를 3방향 콕(three-way stop cock)에 부착하고, 콕의 다른 배출구를 빈 3 mL 주사기에 연결합니다.스톱콕의 개방도를 조절하십시오. 펩타이드-CFA 혼합물이 적절한 저항을 유지하며 한 주사기에서 다른 주사기로 흐르도록 합니다. 약 1분 동안 내용을 한 주사기에서 다른 주사기로 반복해서 밀어 넣어 혼합한 다음, 전체 어셈블리를 얼음 위에 약 3분 동안 둡니다.이 절차를 최소 10회 반복하십시오. 100 milliliter 유리 비커의 정지된 물 위에 아주 작은 방울을 조심스럽게 떨어뜨려 에멀션의 일관성을 확인하십시오. 방울이 물속에서 분산되지 않아야 하며, 그렇지 않을 경우 원하는 일관성이 확보될 때까지 계속 혼합하십시오.3 mL 주사기에 들어 있는 에멀젼 내용을 1 mL 루어락(Lure lock) 주사기로 옮깁니다. 스톱콕에 연결된 두 개의 3 mL 주사기 중 하나를 1 mL 주사기로 교체한 다음, 27.5 게이지 바늘을 연결합니다.6~8주령의 암컷 aj. 마우스의 양쪽 서혜부 두 곳에 펩타이드 CFA 에멀젼 150 µL를 분할하여 피하 주사합니다. 그 후 면역 후 0일째와 2일째에 각 동물에게 백일해 독소 현탁액 100 µL를 복강 내 투여합니다. 7일째에 펩타이드 CFA 에멀젼 150 µL를 흉골 양측에 분할하여 피하 주사함으로써 면역 절차를 반복합니다.설명된 대로 이 에멀젼을 신선하게 준비하십시오. 그런 다음 21일 차에 동물들을 MRM 영상 촬영에 처치합니다. 영상 촬영 준비를 위해, 먼저 각 마우스를 온도를 유지하기 위한 가열 패드가 있는 2% ISO fluorine 공기 혼합물이 포함된 마취 유도 챔버에 넣으십시오.그 다음 동물을 특수하게 설계된 동물 홀더로 옮깁니다. 바이트 바(bite bar)로 머리를 고정하여 동물을 복와위(prone position) 상태로 움직이지 않게 합니다. 마취 상태를 유지하기 위해 주둥이가 노즈 콘(nose cone)에 맞게 위치해야 합니다.실험 중 동물의 체온을 유지하기 위해 스캐너의 수직 보드에 배출 호스를 삽입한 상태에서 에어 블로우 히터를 켭니다. 전체 영상 촬영 세션 동안 2 mL/min의 유량으로 1~2% isof fluorine을 사용하여 마취 상태를 유지합니다. 발가락 꼬집기 테스트를 통해 마취 상태를 확인합니다.다음으로, 영상 촬영 세션 전반에 걸쳐 호흡과 체온을 모니터링하기 위해 공압식 필로우 센서와 직장 온도 프로브를 설치합니다. 섬유 광학 펄스 옥시미터 센서를 왼쪽 발목에 부착하고, 실 루프로 발을 고정한 뒤 테이프로 붙여 위치를 유지합니다. 영상 촬영은 조영제를 사용하지 않고 호흡 및 심장 신호를 게이팅하여 수행합니다.고해상도 3차원 자기공명현미경 영상을 얻기 위해서는 광경통 9.4 Tesla 수직 보어 마그넷을 사용해야 합니다. 동물 준비를 마친 후, 심장이 시야 중심에 위치하도록 마우스를 스캐너에 배치합니다. 그런 다음 이미징 인터페이스를 실행하고 커맨드 바에서 새로운 연구 유형 메뉴를 선택하여 튜닝 페이지를 띄운 후, 시작 프로브, 튜닝 및 자동 스케일을 선택합니다.코일 끝에 있는 원격 튜닝 및 매칭 노브를 사용하여 RF 코일을 400 megahertz의 양성자 공명 주파수에 맞게 튜닝하십시오. 다음으로, 프리스캔 페이지로 이동하십시오. 주파수 및 전력 보정을 실행하려면 x, Y, Z 퀵 버튼을 눌러 시밍 페이지를 띄우십시오.그 다음 모든 반복 횟수를 선택하고 자동 시밍(auto shimming)을 수행합니다. 스카우트 시퀀스(scout sequence)를 선택합니다. 시야(field of view)를 35 millimeters로 변경합니다.다른 기본 설정은 그대로 유지하고 시퀀스를 실행합니다. 심장이 시야 중심에 있지 않은 경우, 동물 홀더의 위치를 조정하고 RF 코일을 다시 튜닝한 후 스카우트 영상을 다시 획득합니다. 그 다음 gem 시퀀스를 선택합니다.심장의 단축 및 장축을 따라 두 개의 직교 평면을 얻기 위해 여기의 획득(acquire) 탭에 표시된 획득 파라미터를 입력하십시오. 다음으로, 펄스 옥시미터 게이지 단축 시네 영상을 수집하기 위해 시네 시퀀스를 선택하고 좌심실의 해부학적 및 기능적 파라미터를 측정하십시오. 그라디언트 에코 시네 시퀀스를 얻으려면 여기에 표시된 파라미터를 입력하십시오.심장의 장축 뷰를 바탕으로 영상 슬라이스의 위치와 각도를 조정합니다. 그런 다음 시퀀스를 실행합니다. 영상 촬영이 완료되면.IO 탭을 사용하여 획득한 이미지를 DICOM 형식으로 변환하고, 해당 파일들을 처리를 위해 데이터 센터로 전송하십시오. 영상 촬영 절차가 끝난 후, 동물은 필터 톱 케이지 내에서 마취로부터 회복되도록 합니다. 마우스가 흉곽 기립 자세를 유지할 수 있을 만큼 충분히 의식을 회복할 때까지 마우스를 방치하지 마십시오.여기서는 segment 소프트웨어를 사용하여 좌심실의 해부학적 및 기능적 파라미터를 분석합니다. 먼저 DICOM 형식의 cine 영상을 소프트웨어로 불러옵니다. 그런 다음 영상 기법으로 MRGE를, 영상 유형으로 cine를, 그리고 short axis mid ventricular를 선택합니다.영상 뷰 평면에서, 편집 메뉴의 '현재 타임프레임을 이완기 말로 설정' 및 '현재 타임프레임을 수축기 말로 설정' 하위 메뉴를 각각 사용하여 이완기 말과 수축기 말에 사용할 타임프레임을 지정하십시오. 다음으로, 우측 하단 패널에서 LV 버튼을 누른 후 endo 및 EPI 명령 버튼을 사용하십시오. 좌심실, 심내막 및 심외막을 각각 수동으로 그릴 때, 해당 명령 버튼을 눌러 유두근을 제거하십시오.계산의 정확도를 높이기 위해, 우측 상단 패널에서 이완기 체적, 수축기 체적, 박출량 및 박출률과 같이 정량화된 좌심실 파라미터를 읽으십시오. 그런 다음 mis 명령 버튼과 측정 캘리퍼 명령 버튼을 사용하여 벽 두께 및 심실 직경과 같은 좌심실 파라미터를 측정하십시오. 마지막으로, 필요에 따라 이미지를 재처리할 수 있도록 세그멘테이션이 포함된 이미지를 dot mat 형식으로 저장하는 'save both image stacks and segmentation' 옵션을 사용하여 저장하십시오.두 개의 챔버 뷰 영상을 획득하기 위해 심장을 절단한 각도를 여기서 확인할 수 있습니다. 여기에서 실험적 자가면역성 심근염에 걸린 쥐는 건강한 쥐에 비해 좌심실 두께가 약 1.5배 증가하여 심장의 구조적 결함이 있음을 알 수 있습니다. 좌심실 및 이완기 용량과 박출률을 기반으로 측정한 심박출량은 건강한 쥐에 비해 자가면역성 심근염에 걸린 쥐에서 감소하였습니다.마지막으로, 위 처리군에서 얻은 심장을 hematoxylin, eosin 염색을 통해 염증 여부를 평가하였습니다. 건강한 생쥐가 아닌 심근염 유도 생쥐의 심장을 조직학적으로 평가한 결과, 다초점 림프구 침윤이 관찰되었습니다. 이 절차를 수행할 때는 실험 중에 심박수와 호흡수가 크게 변하지 않도록 동물의 체온을 일정하게 유지하는 것이 중요합니다. 이는 재현성 있는 결과를 얻기 위해 매우 중요합니다.이 영상을 시청한 후에는 마우스와 같은 심근염 등의 염증성 심장 질환의 기능적 이상을 평가하기 위한 자기공명현미경 기술에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다. 하지만 고자기장 환경에서 작업하는 것은 매우 위험할 수 있으므로, 동물 홀더 및 기타 구성 요소는 반드시 비자성체여야 함을 잊지 마십시오.

noninvasive-assessment-cardiac-abnormalities-experimental-autoimmune

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

고주파 도플러 초음파는 지역 심근 기능을 평가하기위한 새로운 기술입니다. 이 작품은 심근 스트레인, 국소 빈혈 - reperfused (IR) murine 마음에 DP / DT 및 승모판 병리 현상의 반복 측정이 다양한 이미징 플랫폼의 응용을 보여주는 첫번째 증거를 제공합니다.

고주파 고해상도 Echocardiography : 국소 빈혈 - reperfused Murine 중심부에 심근 스트레인, 수축성 및 승모판 병리 현상의 비침습 반복 측정에 대한 최초의 증거

대비 향상된 심장 자기 공명 (CMR) 영상은 포괄적...

작은 동물 룩 로커 반전 복구 (SALLI) 쥐의 MRI를 사용하여 심장 기능 및 심근 형태학의 평가

쥐 심장의 MRI 및 PET 이미징을 수행하는 방법을 설명합니다. 이 프로토콜은 심근경색 및 심부전 모델에서 치료 효능을 평가하기 위해 맞춤화되었습니다.

심근경색의 마우스 모델에서의 MRI 및 PET

이 방법은 실험적으로 유도된 심근 허혈이 있는 마우스에서 요오드화 조영제를 사용하여 심장 형태, 기능, 관류, 대사 및 생존력을 평가하기 위해 Quantum Micro-Computed Tomography(MicroCT)를 사용하는 방법을 설명합니다. 이 기술은 인간 심장 질환의 다양한 동물 모델의 비파괴 고처리량 종단 생체 내 이미징에 적용할 수 있습니다.

심근 구조, 기능의 생체 양적 평가에서 관류 및 생존 능력은 심장 마이크로 컴퓨터 단층 촬영을 사용하여

Echocardiographic 시험 쥐에서 자주 사용 됩니다. 비싼 고해상도 초음파 장치가이 목적을 위해 개발 되었습니다. 이 프로토콜에서는 심장 형태를 결정 하는 조직학 형태학 분석 함께 저렴 한 echocardiographic 절차를 설명 합니다.

마우스의 심장 형태학의 echocardiographic 및 조직학 검사

이 연구는 마우스 심혼의 좌심실 기능 적 파라미터를 정량화하기 위한 포괄적인 심장 혈관 자기 공명 영상 (CMR) 프로토콜을 설명합니다. 이 프로토콜은 CMR 이미지의 수집, 후처리 및 분석뿐만 아니라 다양한 심장 기능 매개 변수의 평가를 설명합니다.

심혈관 자기 공명 영상에 의한 마우스 심장 좌심실 기능, 심근 균주 및 혈역학력의 정량화

우리는 조직 변형 및 염색의 새로운 발전과 축 방향 스캔 라이트 시트 현미경의 개발을 결합하여 전체 마우스 심장의 메조스코픽 재구성 방법을 보고합니다.

전체 마우스 심장의 메조스코픽 광학 이미징

여기서는 미세 조작을 통해 좌측 전방 하행 관상동맥의 정밀 결찰에 의해 마우스에서 심근경색 또는 심근 허혈 재관류 손상을 유도할 수 있는 간단하고 재현 가능한 방법을 설명합니다.

마우스의 심근경색 및 심근 허혈-재관류 손상 유도

재관류 급성 심근경색증(repAMI)에서 심장 손상의 3차원(3D) 재구성은 관련 질병에 영향을 미치는 패턴의 충실한 정량화 및 공동 국소화를 가능하게 합니다. 여기에서는 심장 손상, 위험 영역 및 면역 세포 반응의 동시 측정을 위해 자동화 가능한 라이트 시트 유도 이미징 접근 방식이 제공됩니다.

라이트 시트 형광 현미경을 이용한 재관류 급성 심근경색증의 심장 손상 및 면역 반응의 동시 3D 분석

심근 조직의 변형과 같은 매개 변수를 측정하는 정확하고 실용적인 방법은 그것이 게재되어 있기 때문에, 그 변형이 자주 사용하는 매개 변수 EF보다 수축성 장애에 대한보다 민감한 이전 마커이며, 훌륭한 임상 가치입니다.

기능 추적을 사용하여 자기 공명이 유래 심근 스트레인 평가

배우세요 마우스 자기 공명 현미경 영상 기술로 자가면역 심근염의 심장 기능 이상을 비침습적으로 평가하는 방법을. 이 기법은 심장 질환 진행 과정을 실시간 모니터링하여 치료 전략 개선에 활용됩니다.

마우스에있는 자기 공명 현미경 영상으로 실험자가 면역 심근염에있는 심장의 이상 유무 비 침습적 평가

더 많은 동영상 탐색