Name: 의 라이브 영상 초파리 애벌레 Neuroblasts (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: 배우세요 초파리 애벌레 뇌에서 비대칭 신경줄기세포 분열을 관찰하는 생세포 영상 기법을. 스핀닝 디스크 공초점 현미경을 활용해 중추신경계 발달 메커니즘을 실시간으로 연구할 수 있습니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

이 작품은 DAL에 수여 건강 / NHLBI (1ZIAHL006126)와 Lenfant 생물 의학 박사 학위 취득 후 친교의 국립 연구소의 교내 연구 부문에 의해 지원되었다.

1. 필요한 재료의 제조는 세 번째 탈피 애벌레의 머리를 이식​​편하기 <ol><li> 미세 절제에 필요한 도구를 준비합니다. <ol><li> 먼저 각 핀 홀더에 하나의 해부 핀을 배치하여 두 해부 도구 (메스와 훅)를 위조. 손으로 또는 플라이어 (그림 1C)와 긴밀하게 핀을 고정합니다. </li><li> 약 120 °의 각도로 하나 해부 핀이 구부러 이전 포셉 한 쌍을 사용합니다. 핀 홀더가 손에 개최 될 때 핀의 위쪽 절반이 평평하도록 해부 현미경이 작업을 수행합니다. 이 도구를 누른 상태에서 또는 조직을 통해 슬라이스 메스로 사용됩니다. </li><li> 보유 및 조직을 쳤어요하는 데 사용되는 훅으로 두 번째 핀이 구부러 이전 포셉 한 켤레를 사용합니다. </li><li> 손상 도구를 보호하기 위해 피펫 팁 각 해부 도구를 포함한다. 주의로, 잘 형성된 전통 무기한 해부에 사용될 수있다. 필요에 따라 손상되거나 변형 핀을 교체합니다. </li></ol> &lt;/ 리&gt; <li> 매체를 해부 준비합니다. <ol><li> 조직 문화 후드에서 슈나이더의 배양 배지에 항생제 항진균 보충을 희석. 보충 통합 미디어를 소용돌이 친다. </li><li> 보충 미디어를 여러 번 5 ㎖ 씩 분주을 준비합니다. 사용할 준비가 될 때까지 4 ° C에서 모든 미디어를 저장합니다. </li><li> 실온으로 보충 매체의 5 ML의 나누어지는을 따뜻하게. 멸균 5 ML의 주사기로 매체를 그리고 멸균 0.2 μm의 주사기 필터를 나사. </li></ol></li><li> 해부 유충을 선택합니다. 뇌 해부하는 것이 가장 쉬운 방법이 될 것으로 크롤링 제 령 유충을 선택 해부 프로브를 사용합니다. 선택 사항 : 포도 한천 접시에 예금 애벌레. 참고 :이 너무 일찍 빠져 나오는 두 번째 또는 첫 번째 령 유충을 강제하는 경향 &quot;젖은 음식,&quot;지나치게 붐비는 유리 병이나 병을 사용하지 마십시오. 참고 : 일부 유전 적 배경이 어린 애벌레를 사용하여 필요로합니다. 이 프로토콜에 영향을주지 않지만, D을 않는다issection 더 어렵습니다. </li></ol> 중추 신경계의 2. 해부 <ol><li> 하나의 유리 슬라이드에서 약 3cm로 구분 따뜻한 해부 미디어의 두 50 ㎖ 풀을 만들 수 있습니다. 하나의 풀 미세 절개 (그림 1C)에 사용되는 총 해부 및 기타에 사용됩니다. </li><li> 미디어 상품의 하나에 여러 유충을 전송합니다. </li><li> 해부 현미경으로 애벌레와 커버 슬립을 이동합니다. 유충의 앞쪽과 뒤쪽 끝이 알 수있는이되도록 애벌레가 들어있는 풀을 확대합니다. </li><li> 하나의 애벌레의 중간 영역을 파악하는 집게의 쌍을 사용합니다. 다른 손에 집게의 두 번째 쌍을 가지고 같은 지역에 가까운 유충을 파악. 부드럽게 절반의 유충을 찢어 떨어져 집게의 두 쌍을 당깁니다. 커버 슬립의 모든 애벌레에 대해 위의 두 단계를 반복합니다. </li><li> 티슈로 전송하여 유충의 몸의 뒤쪽 절반 폐기하십시오. </li><li> 유충을 확대 번째 있도록전자 전방 mouthhooks 명확하게 볼 수 있습니다. 세 번째 흉부 먼저 앞쪽에 작은이 밴드 사이의 애벌레 mouthhooks의 양측에 작은 절개, 또는 노치를 만들 집게의 두 쌍을 사용합니다. </li><li> 비 지배적 인 손에 집게와 mouthhooks을 잡습니다. 부드럽게 전방 - 투 - 뒤 방향으로 표피를 벗겨하는 다른 손에 집게를 사용합니다. 중앙 신경 시스템이 노출 될 때까지 천천히 표피를 벗겨 계속. </li><li> 집게로 조직을 찢어하여 유충의 나머지 부분에서 중추 신경계를 분리합니다. 중앙 신경 시스템을 방해하지 않도록주의하십시오. 중요한 단계 : 중추 신경계에 잡아 당기지 마십시오! 찢어진 복부 신경 코드 (그림 2A) 또는 왜곡 된 광 엽 (叶) (그림 2B와 2B &#39;)에 손상 샘플을 폐기하십시오. </li><li> 커버 슬립의 모든 애벌레에 대해 위의 두 단계를 반복합니다. 에 건강한 외식 조직을 전송미세 해부 단계의 커버 슬립에 매체의 두 번째 (청소) 수영장. </li><li> 뇌에서 말초 조직 (예를 들어, 눈, 날개, 다리 디스크)를 멀리 맑게하기 위하여 해부 핀 도구를 사용합니다. 커버 글라스에 결합 조직을 고정, 원 (뇌)와 원치 않는 조직 사이의 메스를 밀어 넣습니다. 동시에 톱 같은 움직임에 커버 슬립에 메스를 누른 상태에서 부드럽게 원치 않는 조직을 멀리 애타게 후크를 사용합니다. </li><li> 중요한 단계 : 각 뇌에서 모든 디스크를 제거하기 위해 천천히 그리고 신중하게 작업 할 수 있습니다. 뇌의 형태를 방해하지 않도록주의하십시오. 건강한 뇌 손상 복부 신경 코드와 대칭, 둥근 눈 로브 (그림 2C)를해야합니다. </li></ol> 3. 라이브 이미징 두뇌를 외식 마운팅 <ol><li> (그림 2D)을 위로 향하게하여 투명 필름 50mm의 가스 투과성 배양 접시 전환. t에 매체의 작은 방울 (약 30 μL)을 입금 주사기를 우울요리의 그는 센터. </li><li> 접시에 매체의 드롭에 격리 뇌, 한번에 하나씩 전송. 광 엽 (叶) 아래에 머리를 올리다 훅 도구를 사용합니다. 또한, 복부 신경 코드로부터 돌출 축삭을 파악하는 집게를 사용합니다. </li><li> 매체의 드롭 ~ 10 두뇌를 수집합니다. 그들 중 많은 사람들이 같은 매체의 드롭의 맨 아래에 각각의 머리를 밀어 해부 핀 도구를 사용하여 머리를 물속에 메 니스 커스 (그림 2E)에 갇혀됩니다. </li><li> 이미지에 표시 할 NBS (그림 3A)에 따라 머리를 맞 춥니 다 해부 핀 도구를 사용하여 두뇌의 방향을. 이미지 등의 NBS는 (막 따라) 아래로 향하게 복부 신경 코드를 배치합니다. 이미지에 anterio - 복부 NBS는 (멀리 막에서) 위로 향하게 복부 신경 코드로 두뇌를 놓습니다. 모든 복부 신경 코드가 xy 평면 내에서 같은 방향을 가리 키도록 머리를 맞 춥니 다. </li><li> 주사기 또는 플라스틱 전송 (P)을 사용하여ipette 가스 투과 막에 4 할로 카본 (HC) 기름 방울 (약 30 ㎕를 각)을 배치합니다. 오일의 각 방울의 부피는 서로 중간의 드롭에 해당해야한다. 공간의 오일 방울을 배양 배지의 드롭 중심 커버 슬립의 네 모퉁이에 대응. 완료되면, 다섯 방울 (오일의 4 마리와 중심에있는 매체의 한 방울은) 서양 주사위 (그림 3B)의 다섯 가지 측면을 유사합니다. </li><li> 그것은 모두 한 번에 5 방울을 명중하도록 어셈블리에 # 1.5 22mm의 coverslip에 내립니다. 샘플에 걸쳐 일정한 압력을 유지하는 것은 그들이 중단 될 가능성을 줄일 수 있습니다. 석유와 매체가 커버 슬립의 무게 분산으로 약 3 분을 기다립니다. 미디어의 교차와 같은 모양 (그림 3C 및 3D)을 형성 할 것이다. </li><li> 중요한 단계 : 휴지 심지 (Figu를 사용하여 초과 용지를 제거하여 뇌의 표면에 커버 슬립을 낮 춥니 다) 3C를 다시. 해부 범위에서 샘플을 보면서이 작업을 수행합니다. 용지가 제거 될 때, 커버 슬립을 낮출 것이다. 커버 슬립이 두뇌에 접촉되면 중지합니다. 하지에 심지이 조직의 왜곡 또는 뇌 폭발의 원인이됩니다. </li><li> 영상 등의 NBS (그림 3E)는 3.9 단계로 이동합니다. 영상 anterio - 복부 NBS 경우, 커버 슬립이 약간 복부 신경 코드의 끝 방향으로 (부드럽게 집게로 이끌어으로) 이동해야합니다. 이 영상 (그림 3 층)을 용이하게하기 위해 coverslip에 직접 접촉 두뇌 엽 (叶)을 제공 회전하는 두뇌를 발생합니다. </li><li> 할로 카본 오일 (그림 3D) 소량의 커버 슬립을 포위하여 챔버를 밀봉. coverslip을 돌아 다니며 여분의 기름을 최소화하고 조직 멀리 도말되어야한다. </li></ol> 중앙 브레인 Neuroblasts 4. 라이브 영상 참고 :이 작업을 위해, 니콘 이클립스 티 회전 디스크공 초점 현미경 (도립 현미경) 실시간 이미징에 사용되었다; 우리의 설치에 대한 자세한 내용은 이전에 31 발표되었다. 대안 적으로, 샘플은 직립 시스템을 사용하여 이미징 될 수있다. <ol><li> 바로 장착 두뇌 위의 커버 슬립에 침지 기름 한 방울을 추가합니다. 이것은 직접 샘플 위의 목표를 중심에 도움이 될 것입니다. </li><li> 중요한 단계 : 단계 인큐베이터와 25 ° C의 일정한 온도에서 머리를 유지합니다. 조심스럽게 무대 인큐베이터에 탑재 된 샘플의 위치와 뚜껑이있는 챔버를 포함한다. </li><li> 광 엽 (叶)의 중앙과 중간 지역에있는 대형 원형 세포에 초점을 맞춤으로써 전송 된 빛을 사용하여 중앙 뇌 NBS를 찾아, 에피 형광을 사용하지 않습니다. 이 연습 쉬워집니다. 그것은 가능한 한 빛의 최소 금액에 샘플을 노출하는 것이 매우 중요합니다. 손상된 시간 이미징 머리를 낭비하지 마십시오. </li><li> 일단 장소에서, 공 촛점을 위해 사용 빠른 노출을적절한 위치와 깊이를 결정합니다. 제 15 μm의 깊이를 제한합니다. 필요에 따라 조정하고, 다른 테스트 이미지를 촬영. <ol><li> 선택 단계 : 더 XY 드리프트가 없는지 확인하기 위해 복부 신경 코드의 테스트 동영상을 수집합니다. 드리프트가 발견되면 해결하기 위해 샘플에 대한 15 ~ 30 분을 기다립니다. 드리프트는 30 분에 정착하지 않는 경우, 새로운 샘플을 준비하고 있습니다. 주요 드리프트는 일반적으로 여분의 기름을 추가로 다시 추적 할 수 있습니다, 또는 기름의 불평등 크기는 설치시 삭제합니다. </li></ol></li><li> 축 드리프트 (Z-드리프트를) 제거하려면 적외선 LED를 사용하는 연속 자동 초점 장치를 사용합니다. 또한, 수동으로 초점면을 수정합니다. </li><li> 관심 NB가 확인되면, 영상식이 요법을 진행. 모든 살아있는 세포 이미징, 레이저 빛의 양, 노출 시간, 카메라 비닝 (binning), 목표 확대, 시간 및 / 또는 z 단계 간격으로 모두 경험적으로 손에 질문에 대답 할 수있는 특정 실험을 위해 최적화해야합니다. 목표는 빛 댐을 최소화하는 것입니다나이 동안은 여전히​​ 유용한 데이터를 수집. 추가 지침에 대한 설명을 참조하십시오. <ol><li> 이미지 Z 축에서 1 μM로 이격 12-14 이미지를 수집하여 NB의 전체 볼륨. 같은 NB의 하나 또는 여러 개의 세포주기를 캡처하는 시간 해상도를 조정합니다. 일반적인 지침으로, 하나의 세포주기 이미징 및 여러 세포주기 1-3 분 간격으로 10 ~ 30 초 간격을 사용합니다. </li></ol></li><li> 중요한 단계 : 시료가 유사 분열의 지속 시간을 모니터링하여 정상인지 확인합니다. 유사 분열은 더 이상 15 분 걸린다면, 다른 두뇌로 이동합니다. 건강한 뇌는 유사 분열의 여러 라운드를 진행 한 시야에서 많은 NBS를 표시합니다. 각각의 세포주기 때문에 가벼운 손상을 약간 더 이전보다 있습니다. </li><li> 촬상이 완료되면, 배양 챔버를 분해하고, 가스 투과성 배양 접시하지만 모든 버린다. 95 % 에탄올로 배양 접시 표면을 씻어 티슈로 잘 닦아냅니다. 두 번 더 반복합니다. </리&gt; </ol> 면역 형광에 대한 두뇌의 5. 준비 <ol><li> 보충 매체의 약 0.2 ML를 포함하는 1.5 ML 튜브에 20 개 이상의 외식 두뇌를 수집합니다. </li><li> 튜브에서 매체를 제거하고 (0.3 % 트리톤 X-100과 인산염 완충 생리 식염수, PBS) 0.5 ㎖ PBSTx 한 번 머리를 헹군다. 뇌가 모든 액체 교류의 튜브의 바닥에 정착하자. 트리톤 X-100 세제는 조직을 투과하는 데 사용됩니다. 일반적으로 세정 미만 30 초 소요; 뇌가 튜브의 바닥에 정착 한 후 단순히 PBSTx를 제거합니다. </li><li> PBSTx에 희석 9 %의 전자 현미경 수준의 파라 포름 알데히드 0.5 ㎖의 솔루션을 교체합니다. 실온에서 15 분 동안 장동에 품어. </li><li> 유해 폐기물 규정에 따라 정착 폐기하십시오. </li><li> 15 분 동안 0.5 ㎖ PBSTx와 샘플을 씻으십시오. 신선한 PBSTx 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li><li> 0.5 ㎖ PBT (PBS, 1 솔루션을 대체% 소 혈청 알부민 (BSA), 0.1 % 트윈 -20). 실온에서 1 시간 동안 장동로 부화. 이 단계는 블록 조직에 항체의 비특이적 결합을. </li><li> 4 % 정상 염소 혈청 (NGS)와 보충 PBT 희석 0.5 ㎖ 차 항체 솔루션을 교체합니다. 4 ℃에서 하룻밤 장동에 품다 </li><li> 희석 된 일차 항체를 폐기 또는 저장합니다. </li><li> 15 분 동안 0.5 ㎖ PBT와 샘플을 씻으십시오. 신선한 PBT 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li><li> 0.5 수정 PBT의 ML (PBS, 2 % BSA, 0.1 % 트윈 20, 4 % NGS)와 솔루션을 교체합니다. 실온에서 1 시간 동안 장동로 부화. </li><li> 수정 PBT로 희석하여 0.5 ㎖ 차 항체 솔루션을 교체합니다. 실온에서 2 시간 동안 장동에 품어. </li><li> (0.1 % 트윈 - (20)와 PBS) 0.5 ㎖ PBST과 솔루션을 교체합니다. 실온에서 15 분 동안 장동에 품어. 신선한 PBST 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li></ol><ol><li> 정중 슬라이드의 중심의 왼쪽을 향해 강하를 제한하는, 유리 슬라이드에 방울로 샘플을 전송. </li><li> 슬라이드의 중심에 장착 매체의 굵은 (직경 약 2 ㎝) (예 Aqua-Poly/Mount)를 추가한다. 왼쪽을 향 PBST의 풀을 피하십시오. </li><li> 설치 매체의 풀에 PBST의 풀에서 두뇌를 전송하는 집게를 사용합니다. 뇌의 바로 위에 설치 매체를 추가하면 자신의 방향을 방해 할 수 있습니다 피해야한다. </li><li> 광학 현미경 아래에서 위로 향하게 이미지를 만들면 설치 매체에 샘플을 준비한다. </li><li> 광학 현미경 슬라이드, 천천히 샘플의 상단에 # 1.5 유리 커버 슬립을 낮 춥니 다. 선택 단계 : 가볍게 커버 슬립에 밀어 작은 공기 방울을 제거. </li><li> 설치 매체가 슬라이드를 거짓말로 밤새 몇 시간, 또는 중합 평면, 빛 허용실온에서, 보호. </li><li> 슬라이드 다음날 군데, 또는 이전의 이미지로 저장 될 수있다. </li></ol>

<ol><li>Truman, J. W., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+temporal+patterns+of+neurogenesis+in+the+central+nervous+system+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Spatial and temporal patterns of neurogenesis in the central nervous system of Drosophila melanogaster.</a> Developmental Biology. 125, 145-157 (1988).</li>
<li>Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+markers+for+identified+neuroblasts+and+ganglion+mother+cells+in+the+Drosophila+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Molecular markers for identified neuroblasts and ganglion mother cells in the Drosophila central nervous system.</a> Development. 116, 855-863 (1992).</li>
<li>Lerit, D. A., Smyth, J. T., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organelle+asymmetry+for+proper+fitness%2C+function%2C+and+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+research%22%5BJournal%5D)">Organelle asymmetry for proper fitness, function, and fate.</a> Chromosome research. 21, 271-286 (2013).</li>
<li>Bello, B. C., Izergina, N., Caussinus, E., Reichert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amplification+of+neural+stem+cell+proliferation+by+intermediate+progenitor+cells+in+Drosophila+brain+development%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+development%22%5BJournal%5D)">Amplification of neural stem cell proliferation by intermediate progenitor cells in Drosophila brain development.</a> Neural development. 3, 5 (2008).</li>
<li>Bowman, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tumor+suppressors+Brat+and+Numb+regulate+transit-amplifying+neuroblast+lineages+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">The tumor suppressors Brat and Numb regulate transit-amplifying neuroblast lineages in Drosophila.</a> Developmental Cell. 14, 535-546 (2008).</li>
<li>Boone, J. Q., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Drosophila+type+II+neuroblast+lineages+containing+transit+amplifying+ganglion+mother+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Identification of Drosophila type II neuroblast lineages containing transit amplifying ganglion mother cells.</a> Dev Neurobiol. 68, 1185-1195 (2008).</li>
<li>Homem, C. C., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+neuroblasts%3A+a+model+for+stem+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology.</a> Development. 139, 4297-4310 (2012).</li>
<li>Savoian, M. S., Rieder, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitosis+in+primary+cultures+of+Drosophila+melanogaster+larval+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Mitosis in primary cultures of Drosophila melanogaster larval neuroblasts.</a> Journal of Cell Science. 115, 3061-3072 (2002).</li>
<li>Fleming, S. L., Rieder, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flattening+Drosophila+cells+for+high-resolution+light+microscopic+studies+of+mitosis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Motil+Cytoskeleton%22%5BJournal%5D)">Flattening Drosophila cells for high-resolution light microscopic studies of mitosis in vitro.</a> Cell Motil Cytoskeleton. 56, 141-146 (2003).</li>
<li>Buffin, E., Lefebvre, C., Huang, J., Gagou, M. E., Karess, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recruitment+of+Mad2+to+the+kinetochore+requires+the+Rod%2FZw10+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Current+biology%22%5BJournal%5D)">Recruitment of Mad2 to the kinetochore requires the Rod/Zw10 complex.</a> Current biology. 15, 856-861 (2005).</li>
<li>Basto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flies+without+centrioles%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Flies without centrioles.</a> Cell. 125, 1375-1386 (2006).</li>
<li>Lucas, E. P., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintaining+the+proper+connection+between+the+centrioles+and+the+pericentriolar+matrix+requires+Drosophila+centrosomin%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Maintaining the proper connection between the centrioles and the pericentriolar matrix requires Drosophila centrosomin.</a> J. Cell Biol. 178, 725-732 (2007).</li>
<li>Basto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrosome+amplification+can+initiate+tumorigenesis+in+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Centrosome amplification can initiate tumorigenesis in flies.</a> Cell. 133, 1032-1042 (2008).</li>
<li>Conduit, P. T., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cnn+dynamics+drive+centrosome+size+asymmetry+to+ensure+daughter+centriole+retention+in+Drosophila+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cnn dynamics drive centrosome size asymmetry to ensure daughter centriole retention in Drosophila neuroblasts.</a> Curr. Biol. 20, 2187-2192 (2010).</li>
<li>Forer, A., Pickett-Heaps, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytochalasin+D+and+latrunculin+affect+chromosome+behaviour+during+meiosis+in+crane-fly+spermatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+research%22%5BJournal%5D)">Cytochalasin D and latrunculin affect chromosome behaviour during meiosis in crane-fly spermatocytes.</a> Chromosome research. 6, 533-549 (1998).</li>
<li>Rebollo, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionally+unequal+centrosomes+drive+spindle+orientation+in+asymmetrically+dividing+Drosophila+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">Functionally unequal centrosomes drive spindle orientation in asymmetrically dividing Drosophila neural stem cells.</a> Dev. Cell. 12, 467-474 (2007).</li>
<li>Januschke, J., Llamazares, S., Reina, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+neuroblasts+retain+the+daughter+centrosome%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Drosophila neuroblasts retain the daughter centrosome.</a> Nat. Commun. 2, 243 (2011).</li>
<li>Januschke, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrobin+controls+mother-daughter+centriole+asymmetry+in+Drosophila+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Centrobin controls mother-daughter centriole asymmetry in Drosophila neuroblasts.</a> Nat Cell Biol. 15, 241-248 (2013).</li>
<li>Homem, C. C., Reichardt, I., Berger, C., Lendl, T., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-Term+Live+Cell+Imaging+and+Automated+4D+Analysis+of+Drosophila+Neuroblast+Lineages%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Long-Term Live Cell Imaging and Automated 4D Analysis of Drosophila Neuroblast Lineages.</a> PLoS One. 8, (2013).</li>
<li>Neumuller, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+analysis+of+self-renewal+in+Drosophila+neural+stem+cells+by+transgenic+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Genome-wide analysis of self-renewal in Drosophila neural stem cells by transgenic RNAi.</a> Cell Stem Cell. 8, 580-593 (2011).</li>
<li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li>
<li>Siegrist, S. E., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extrinsic+cues+orient+the+cell+division+axis+in+Drosophila+embryonic+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Extrinsic cues orient the cell division axis in Drosophila embryonic neuroblasts.</a> Development. 133, 529-536 (2006).</li>
<li>Broadus, J., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extrinsic+cues%2C+intrinsic+cues+and+microfilaments+regulate+asymmetric+protein+localization+in+Drosophila+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Extrinsic cues, intrinsic cues and microfilaments regulate asymmetric protein localization in Drosophila neuroblasts.</a> Curr. Biol. 7, 827-835 (1997).</li>
<li>Siller, K. H., Serr, M., Steward, R., Hays, T. S., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+Drosophila+brain+neuroblasts+reveals+a+role+for+Lis1%2Fdynactin+in+spindle+assembly+and+mitotic+checkpoint+control%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+biology+of+the+cell%22%5BJournal%5D)">Live imaging of Drosophila brain neuroblasts reveals a role for Lis1/dynactin in spindle assembly and mitotic checkpoint control.</a> Molecular biology of the cell. 16, 5127-5140 (2005).</li>
<li>Britton, J. S., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+control+of+the+cell+cycle+in+Drosophila%3A+nutrition+activates+mitotic+and+endoreplicative+cells+by+distinct+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Environmental control of the cell cycle in Drosophila: nutrition activates mitotic and endoreplicative cells by distinct mechanisms.</a> Development. 125, 2149-2158 (1998).</li>
<li>Siller, K. H., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lis1%2Fdynactin+regulates+metaphase+spindle+orientation+in+Drosophila+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Lis1/dynactin regulates metaphase spindle orientation in Drosophila neuroblasts.</a> Developmental Biology. 319, 1-9 (2008).</li>
<li>Cabernard, C., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apical%2Fbasal+spindle+orientation+is+required+for+neuroblast+homeostasis+and+neuronal+differentiation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">Apical/basal spindle orientation is required for neuroblast homeostasis and neuronal differentiation in Drosophila.</a> Dev. Cell. 17, 134-141 (2009).</li>
<li>Januschke, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interphase+microtubule+aster+is+a+determinant+of+asymmetric+division+orientation+in+Drosophila+neuroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The interphase microtubule aster is a determinant of asymmetric division orientation in Drosophila neuroblasts.</a> J. Cell Biol. 188, 693-706 (2010).</li>
<li>Cabernard, C., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+neuroblast+lineages+within+intact+larval+brains+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of neuroblast lineages within intact larval brains in Drosophila.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, 970-977 (2013).</li>
<li>Rusan, N. M., Akong, K., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Putting+the+model+to+the+test%3A+are+APC+proteins+essential+for+neuronal+polarity%2C+axon+outgrowth%2C+and+axon+targeting%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Putting the model to the test: are APC proteins essential for neuronal polarity, axon outgrowth, and axon targeting.</a> J. Cell Biol. 183, 203-212 (2008).</li>
<li>Lerit, D. A., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PLP+inhibits+the+activity+of+interphase+centrosomes+to+ensure+their+proper+segregation+in+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">PLP inhibits the activity of interphase centrosomes to ensure their proper segregation in stem cells.</a> J. Cell Biol. 202, 1013-1022 (2013).</li>
<li>Morris, L. X., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+live+imaging+provides+new+insight+into+stem+cell+regulation+and+germline-soma+coordination+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary.</a> Development. 138, 2207-2215 (2011).</li>
<li>Prasad, M., Jang, A. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+protocol+for+culturing+Drosophila+melanogaster+stage+9+egg+chambers+for+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">A protocol for culturing Drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging.</a> Nat. Protoc. 2, 2467-2473 (2007).</li>
<li>Rusan, N. M., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+role+for+a+novel+centrosome+cycle+in+asymmetric+cell+division%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A role for a novel centrosome cycle in asymmetric cell division.</a> J. Cell Biol. 177, 13-20 (2007).</li>
<li>Martinez-Campos, M., Basto, R., Baker, J., Kernan, M., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+pericentrin-like+protein+is+essential+for+cilia%2Fflagella+function%2C+but+appears+to+be+dispensable+for+mitosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The Drosophila pericentrin-like protein is essential for cilia/flagella function, but appears to be dispensable for mitosis.</a> J. Cell Biol. 165, 673-683 (2004).</li>
<li>Dix, C. I., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Spd-2+recruits+PCM+to+the+sperm+centriole%2C+but+is+dispensable+for+centriole+duplication%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Drosophila Spd-2 recruits PCM to the sperm centriole, but is dispensable for centriole duplication.</a> Curr. Biol. 17, 1759-1764 (2007).</li>
<li>Moutinho-Santos, T., Sampaio, P., Amorim, I., Costa, M., Sunkel, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+localisation+of+the+mitotic+POLO+kinase+shows+a+highly+dynamic+association+with+the+mitotic+apparatus+during+early+embryogenesis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">In vivo localisation of the mitotic POLO kinase shows a highly dynamic association with the mitotic apparatus during early embryogenesis in Drosophila.</a> Biol. Cell. 91, 585-596 (1999).</li>
<li>Megraw, T. L., Kilaru, S., Turner, F. R., Kaufman, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+centrosome+is+a+dynamic+structure+that+ejects+PCM+flares%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">The centrosome is a dynamic structure that ejects PCM flares.</a> J. Cell Sci. 115, 4707-4718 (2002).</li>
</ol>

저자가 공개하는 게 없다.

라이브 세포 이미징은 줄기 세포의 ACD, 세포 계통의 분화를 조절하는 메커니즘을 연구하는 데 귀중한 방법, 복잡한 조직의 형태 형성이다. 연구 그룹은 역사적 NB ACD를 시각화하는 다양한 기술을 채택하고 있지만, 이러한 방법은 일반적으로 주로 뇌 조직은 그대로 유지 또는 해리되어 있는지 여부에 대하여 다른 두 가지 범주로 분류 될 수있다. 영상은 NBS는 장점을 가지고 해리. 하나, 그들이 배양 접시에서 가장 큰 (직경 약 12​​ μm의) 세포로 식별 특히 쉽기 때문에 NBS 이미지에 쉽게 해리. 또한, 유리 표면에 배양 거의 모든 줄기 세포는 화상 획득 기간 동안 현미경 대물 부근에 동일하게 될 것이다. 타임 랩스 영상의 광학 품질은 상기 SEM을 유도하는 폴리-L-라이신 또는 피브리노겐 코팅 글라스 하나의 사용으로 개선된다라운드 NBS (16, 17)의 I-평탄화. 배양에서 자란 해리 NBS을 이미징하는 또 다른 장점은 배양 매체가 교환 될 수있는...

줄기 세포는 초기 발달 동안 세포 다이버 시티를 생성하고 성인 조직에서 손상된 세포를 대체하는 분화의 균형과 자기 갱신을 유지한다. 이 항상성의 규정은 손실과 해로운 조직의 변성 또는 종양이 발생할 수 있습니다 줄기 세포 인구의 이상 팽창을 모두 방지 할 수 있습니다. Neuroblasts (NBS)은 초파리의 중추 신경계 (그림 1A) 배아 단계 1, 2 중 그 첫 번째 양식의 널리 연구 신경 줄기 세포입니다. 자기 갱신 줄기 세포와 분화 세포 : NBS는 두 불평등 운명 세포를 생산하는 비대칭 세포 분열 (ACD)의 반복 라운드를 받고있다. ACD는 중심체, 대부분의 세포 3의 미세 소관 조직 센터의 역할이 아닌 막 세포 기관에 의해 인도된다. 유사 분열 동안, NB의 중심체 구성하고 혀끝 - 기초 극성에 따라 양극 분열 스핀들의 방향을ITY 축. 분할 NB의 분열에, 줄기 세포의 운명을 지정 혀끝의 운명을 결정하고, 차별화를 지정 기초의 운명의 결정은, 불평등 한 딸 세포로 분리된다. 유생 중앙 뇌, NBS 두 종류의 그들의 수, 위치, 전사 인자의 발현 및 세포 계보 (도 1a) 4-6에 의해 구별 될 수있다. I NBS는 가장 풍부한 입력하고 약 90 그들의 두뇌 7의 각 광 엽의 전방 및 후방 측면을 채 웁니다. 이 NBS는 전사 인자 Asense (아세)를 표현하고 그들은 특징적으로 하나의 자기 갱신 NB로 나누어 하나의 작은 신경절 어머니 세포 (GMC, 그림 1B). 각 GMC는 두 개의 신경 세포 나 교세포 (그림 1B)를 생성 할 수있는 하나의 단말기 부문을 겪는다. 반면, 각 광 엽의 후방 측을 채울 여덟 유형 II NBS는 아세 식 5 부족합니다. 그들은 ACD를 받아야하나의 자기 갱신 NB와 하나의 중간 신경 전구 (INP)를 생성한다. INP, 차례로, 비대칭으로 3-5 회 분할한다. INP의 재생 및 단일 GMC (4)의 생산에서 이러한 구분 결과의 각. 공동으로, 특정 NB의 정체성과 GMC의 출생의 시간 순서는 성인 중추 신경계의 신경 세포의 놀라운 다양성에 상승을 제공합니다. NB ACD의 기초가되는 세포 생물학이 크게 라이브 셀 이미징 기술의 사용을 통해 향상되었습니다 이해. 이미지 라이브 NBS를 사용하여 연구자 게시 프로토콜은 매우 다양. 전반적으로, 그러나, 이러한 방법은 유충의 두뇌가 그대로 유지 또는 기계적으로 분해되어 있는지 여부를 구별 두 가지 일반적인 범주로 분류 할 수있다. 두 기술은 연구원의 응용 프로그램에 따라 각각 장단점이 있습니다. 라이브 NB 세포 디비를 공개 초기 보고서sions는 애벌레 뇌의 수동 해리의 어느 정도를 포함한다. 이러한 프로토콜 세부 사항은 8 번짐이나 유리 커버 슬립에 NBS의 단기 차 문화를 성장하기 위해 떨어져 9 뇌를 괴롭 히고. 이미지를 개선하기 위해 라운드 NBS는 일반적으로 유리 슬라이드 8 또는 아가로 오스 패드 (9) 중 하나와 함께 커버 슬립에 평평하게됩니다. 편평 세포 광학을 개선하고 있지만, 이들 기술들은 분열 밭고랑의 회귀 하나 이상의 시간을 나눌 수 없다는 등, NB의 유사 분열 결함으로 이어질. 따라서, 수동 해리 애벌레 뇌 조직의 물리적 변형을 모두 포함하는 프로토콜은 일반적으로 단지 매우 짧은 기간 (예., 하나의 세포주기 이하) 응용 프로그램에 적합합니다. 마찬가지로, 반 부수 또는 완전히 유리 슬라이드와 커버 슬립 사이에 그대로 머리를 평평 하나는 약 30 분 동안 10 주어진 표본 이미징 보낼 수있는 시간을 제한합니다. 이 제한, 생에도 불구하고발 접근법은 성공적 11-14 사용되고있다. 이미지 라이브의 최근 노력은 NBS 제한에게 고립 된 세포의 물리적 왜곡 해리. 이러한 기술은 여러 세포 분열주기를 세포 배양을 유지하기 위해 필요한 애플리케이션에 특히 유용하다. 예를 들어, 수동으로 해리 두뇌에서 분산 된 세포는 부분적 장기 촬상 16 피브리노겐과 트롬빈 (15)의 혼합물로부터 만들어 응고에 내장 될 수있다. 또한, 외식 뇌는 화학적으로 효소 다음 수동으로 피펫 팁을 통해 반복 통과에 의해 방해 콜라, 이후에 폴리-L-라이신 코팅 유리 바닥 요리 (17, 18)에 도금 해리 첫 번째가 될 수 있습니다. 피브리노겐 또는 폴리-L-라이신 하나와 유리 접시를 코팅하는 주요 물리적 왜곡없이 가능한 커버 슬립에 그들을 가까이 가져, 둥근 세포의 확산을 첨부하고 약간을 촉진합니다. 책상 외에도에서에 이러한 방법이 쉽게 약물 섭동 실험 18으로 교환 할 수있다 매체에 NBS를 배양 포함한다. 전반적으로, 직접 도금 NBS 장기 이미징 기능을 희생하지 않고 이미징 광학 향상 분산. 최근, 해리 NBS의 장기간 배양을 기술 프로토콜 (19)을 자세히 설명하고있다. 그러나, 이러한 접근은 그 한계가없는 것은 아니다. 라이브 해리 NBS 이미징 몇 가지주의 사항이 있습니다. 분산 된 세포의 분야에서, 예를 들어, 공간적으로 손상 뇌 일이 구성되어 특정 NB 계통을 식별하는 것이 곤란하다. 마찬가지로, 유형 해리 조직 내 II NBS 대 유형 I를 구분하는 것은 이러한 worniu-GAL4, asense-GAL80 20 계보 추적자 또는 서브 타입 별 도입 유전자의 발현없이도 도전. 이러한 형질 전환 유전자가 일부 응용 프로그램에 매우 유용하지만, 그들은 그 형질 전환 유전자의 예에 연구원을 제한 않는다UAS 인핸서 요소 (21)의 제어하에 가압 유전 복잡한 구조를 필요로하기 때문이다. NBS의 공간 또는 시간 발전을 염려 연구는, 따라서 조직 손상의 문맥에서 생체 내 이미징에 요구한다. 또한, 해리 배아 NBS의 연구는 키 극성의 계면 지역화 22, 23 결정에 인접한 셀의 물리적 접촉이 중요하다는 것을 나타냅니다. 이러한 연구는 완전히 격리 NBS가 더 이상 고정 유사 분열 스핀들 축 유지되지 보여준다. 대신에,이 세포는 아마도 인해 혀끝의 중심체 위치 (22)의 손실을 더 무작위 스핀들 축 연속 GMC 싹을 분리, 넓은 각도를 표시합니다. 유생 NBS와 그 이웃하는 셀 사이의 관계를 광범위하게 연구되지 ​​않았지만, 그것은 유생 줄기 세포 미세 환경은 세포 또는 다른 극성에 충돌 할 수 있음을 고려할 가치가있다행동. 유생 NBS의 생리적 컨텍스트를 유지하기 위하여, 전체 뇌에서 우리 화상 ACD. 영상 해리 NBS와 관련된 제한 사항을 감안할 때, 우리의 실험실과 다른 사람은 전체의 애벌레의 뇌에서 NB ACD의 이미지를 연속 라운드에 프로토콜을 설립했다. 이미지 그대로 뇌에 기술들은 조직의 왜곡이나 손상을 방지하고 가스 교환을 허용하는 유연한 막과 문화 실의 한쪽에 유리의 단단한 표면을 교체합니다. 일부 방법은 곤충 배양 배지, 혈청 및 열 유충 (24)로부터 격리 지방 기관과 아스코르브 산의 혼합물에 외식 뇌 장착 포함한다. 그들은 NB 세포 분열 (25)을 자극하는 것으로 알려진 유사 분열 물질을 분비하기 때문에 격리 된 지방 기관이 추가됩니다. 이 프로토콜은 3 이상의 시간 동안 조직의 무결성을 유지하고 장기간 촬상 24, 26-28 의무, 그러므로,이다. 최근, LON을 기술 프로토콜아스 코르 빈산, 혈청, 지방 기관의 존재 그대로 애벌레 두뇌의 G-기간 이미징은 29 자세히 설명하고있다. 조직이 노출되거나 고정되지도 있기 때문에 중요한 것은,이 방법은 배양 배지를 교환 응용 프로그램에 덜 유용하다 (등 예를 들면, 약물 연구, immunodepletion.). 우리 연구소는 장기 이미징 30, 31 일에 대한 살아있는 애벌레 두뇌의 전체 마운트 준비를 간단하게했다. 다른 사람에 우리의 프로토콜의 주요 장점은 단순하다 : 우리의 관측은 NB ACD의 이미지를 연속 라운드에 필요한 첨가제입니다도 혈청, 아스 코르 빈산, 인슐린, 또는 지방 기관을 나타냅니다. 인슐린 등의 첨가제는, 줄기 세포 분열 (32)와 초파리의 난소 (33) 집단 세포 이동의 장시간 촬영에 유용되어 있지만 우리의 영상 매체는 역의 단순한 혼합물로 구성되어, 그들은, NB ACD 비용 소비로 표시ndard 곤충 세포 배양 배지는 오염을 방지하기 위하여 항생제가 보충 항진균. 재사용 할 수있는 가스 투과성이나 유리 바닥 문화 요리의 사용을 통해, 우리는 연속 NB ACD에 몇 차례를 유지할 수 있었다. 같은 외식 샘플은 쉽게 면역 고정 조직과 다른 절차를 사용할 수 있습니다. 이 프로토콜에서는, 우리는 세부 그대로 애벌레 뇌의 해부뿐만 아니라 라이브 및 고정 모두 분석을위한 두뇌의 준비.

<table><tbody><tr><td>Lumox 조직 배양 접시 50 x 12 mm</td><td>Sarstedt</td><td>94.6077.410</td><td>가스 투과성 및 광학적으로 투명한 필름 베이스가 있는 재사용 가능한 배양 접시.</td></tr><tr><td>Schneider's S2 Medium</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Antibiotic-Antimycotic (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>15240-062</td><td>페니실린(10,000 U/ml), 스트렙토마이신(10,000 &#956; g/ml), 암포테리신 B(25 &#956; g/ml)을 Schneider의 S2 배지에 첨가하여 박테리아 및 곰팡이 오염을 방지합니다.</td></tr><tr><td>유리 커버 슬립, # 1.5 22 x 22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>할로 카본 오일 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8898</td><td>투명하고 무색의 고점도 불활성 오일.</td></tr><tr><td>니켈 도금 핀 홀더 한 쌍, 17cm 길이의</td><td>Fine Science Tools</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 집게</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>플라스틱 손잡이가 있는 해부 바늘/프로브</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-965-A</td><td></td></tr><tr><td>주사기 필터, 0.22 &#956; m 기공 크기</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-719A</td><td></td></tr><tr><td>주사기, 5ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>플라스틱 이송 피펫</td><td>Fisher Scientific</td><td>S30467-1</td><td></td></tr><tr><td>파라포름알데히드, 32% EM 등급</td><td>전자 현미경 과학</td><td>15714</td><td>주의: 포름알데히드는 독성이 있습니다. 흄 후드에서 처리해야 합니다. 안전한 취급을 위해 MSDS 지침을 따르십시오.</td></tr><tr><td>DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole, dihydrochloride)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td>DNA를 라벨링하고 자외선에 의해 여기되는 염료.</td></tr></tbody></table>

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 neuroblasts

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

자기 갱신 줄기 세포와 분화 세포 : 줄기 세포는 불균등 운명 잠재력이 자손 세포를 생성하는 비대칭으로 나눈다. 비대칭 줄기 세포 분열이 연구의 강력한 지역이었다 지배하는 메커니즘을 이해, 개발 및 질병의 관련성을 감안할 때. 그들은 유 전적으로 다루기 쉬운이며, 대한 시간마다 세포 분열의 연속 라운드를 받아야하기 때문에, 초파리의 중추 신경계, 또는 neuroblasts의 줄기 세포는 줄기 세포 부문의 연구에 필수적인 모델입니다. 약 100 신경줄 기세포는 라이브 영상 현미경 연구를위한 모델 시스템이 특히 유용하게,이 유충 두뇌 돌출부의 각각의 표면 근처에 위치되어있다. 이 작품에서 우리는 널리 줄기 세포의 분열을 시각화하는 데 사용되는 여러 가지 방법을 검토하고, 우리는 상대적으로 장점을 그대로 뇌 조직에 비해 해리 고용한다 그 기술의 단점을 해결합니다. 또한, 우리는 우리의 simplif처음 엔 프로토콜은 라이브 셀 이미징을위한 제 령 애벌레 고정 분석 응용 프로그램에서 전체 두뇌를 이식편하는 데 사용됩니다.

라이브 영상은 NB ACD를 조절 메커니즘의 숫자를 해명했다. 종래 이미지 수집하기 위해서는, 최적의 촬상 조건을 결정하는 것이 필요하다. 이 생균의 촬상 기간과 프레임 캡쳐 율을 양립시킬 필요가있다. 미세 세포 분석을 위해, 예를 들어, 일시적인 증가 및 광학 해상도가 요구 될 수있다. 단일 NB 세포주기 (도 4a)를 시각화하는 경우, 이미지가 캡처되는 속도는 광 손상을 도입하지 않고 증가 될 수있다. 일반적으로, 단일 세포 분열 이벤트는 약 10-30 초의 시간 간격으로 모니터 할 수있다. 조직을 손상시키지 않고, 시간 해상도를 증가시키는 하나의 방법은 영상 획득 속도를 조절하는 것이다. 예를 들어, 시간 경과 영상은 재미있는 기능이나 시점 (동영상 1)의 관찰에 증가 낮은 프레임 속도로 개시 될 수있다. 세포 분열의 이미징 연속 라운드 ( <st룽&gt; 영화 2), 반면에 종종 감소 된 프레임 레이트 <st...

이 프로토콜은 그대로 애벌레 뇌의 맥락에서 라이브 세포 이미징을 수행하는 데 사용하는 효율적인 방법을 자세히 설명합니다. 라이브 세포 이미징 방식은 지속적으로 이전에 간과 된 메커니즘을 밝혀, 비대칭 신경 줄기 세포 분열의 연구뿐만 아니라 다른 신경 인성과 발달 과정에 대한 귀중한 있습니다.

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

본 절차의 전반적인 목표는 3령 drosophila larvae에서 온전한 중추신경계(CNS)를 분리하는 해부 과정을 상세히 설명하는 것입니다. 이는 줄기세포의 비대칭 분열, 세포 분화 및 형태 발생을 연구하기 위함입니다. 우선 육안 해부를 통해 유충의 몸에서 중추신경계(CNS)를 적출함으로써 이를 수행합니다.두 번째 단계는 맞춤 제작된 도구를 이용한 정밀 미세 해부를 통해 주변 조직으로부터 손상되지 않은 뇌를 분리하는 것입니다. 다음으로, 건강한 뇌를 살아있는 세포 이미징을 위해 마운트하거나 화학적 고정 및 면역형광 염색 과정을 거치게 하며, 최종적으로 스피닝 디스크 공초점 현미경(spinning disc confocal microscopy)을 사용하여 신경 줄기세포 분할을 조절하는 사건들을 보여주고 중추신경계(CNS) 발달에 대한 기전적 통찰을 제공합니다. 이 방법은 줄기세포 암 및 신경 발달 분야의 핵심 질문들에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다.줄기세포 증식이 어떻게 조절되는지에 대한 이해를 통해, 우리는 ABER 줄기세포 분열이 종양 형성 및 소두증과 관련이 있다는 것을 알고 있으며, 본 영상 연구는 이러한 줄기세포 분열을 조절하는 메커니즘을 밝혀냅니다. 뇌의 미세 절단 및 마운팅은 숙련된 손놀림과 인내심, 그리고 연습이 필요하여 습득하기 어렵기 때문에, 이 방법에 대한 시각적 시연이 매우 중요합니다. 이 절차를 시작하려면 단일 유리 슬라이드 위에 따뜻한 절단 배지 두 방울을 떨어뜨리는데, 하나는 거시 절단용이고 다른 하나는 미세 절단용으로 사용합니다.그 다음, 여러 마리의 유충을 배지 방울 중 하나로 옮깁니다. 이후 유충이 있는 유리 슬라이드를 해부 현미경으로 옮깁니다. 이제 유충의 전단과 후단이 보일 때까지 유충이 포함된 방울을 확대합니다.핀셋 한 쌍으로 단일 유충의 중간 부위를 잡고, 다른 핀셋 한 쌍으로 그 바로 옆 부위를 잡습니다. 그런 다음 유충을 반으로 찢습니다. 커버 슬립 위의 모든 유충에 대해 이 절차를 반복하고, 후반부 절반은 폐기합니다.유충을 확대하여 전방의 구구(mouth hooks)가 명확하게 보이도록 합니다. 그 후, 유충 구구의 반대편, 세 번째 흉부 밴드와 첫 번째 복부 CLE 밴드 사이에 작은 절개창이나 홈을 만듭니다. 다음으로, 포셉을 사용하여 구구를 잡습니다.큐티클을 앞쪽에서 뒤쪽 방향으로 조심스럽게 벗겨내어 CNS가 노출될 때까지 계속합니다. 그다음 조직을 찢어 CNS를 유충의 나머지 부분으로부터 분리합니다. CNS가 손상되지 않도록 주의하며, 복부 신경삭이 찢어지거나 시엽이 변형되어 손상된 샘플은 폐기하십시오.커버슬립 위에 있는 모든 유충에 대해 동일한 절차를 반복합니다. 그 다음, 건강하게 적출된 조직을 다른 깨끗한 배지로 옮깁니다. 정밀 해부를 위해 커버슬립 위에 올립니다.해부용 핀을 사용하여 뇌에서 주변 조직을 제거합니다. 메스를 뇌와 불필요한 조직 사이에 밀어 넣고 결합 조직을 유리 슬라이드에 고정합니다. 갈고리를 사용하여 불필요한 조직을 조심스럽게 떼어내는 동시에, 메스를 커버 슬립 방향으로 시소 동작처럼 누르며 반복합니다.각 뇌에서 모든 디스크를 제거하기 위해 천천히 신중하게 작업하십시오. 뇌의 형태가 손상되지 않도록 주의하십시오. 건강한 뇌는 복측 신경삭이 온전하고 둥근 시엽이 대칭적으로 나타납니다.이제 투명 필름이 위로 향하도록 50mm 가스 투과성 배양 접시를 뒤집고, 접시 중앙에 배지를 한 방울 떨어뜨립니다. 다음으로, 훅을 사용하여 시각엽 아래의 뇌를 걷어내어 접시 위의 배지 한 방울에 하나씩 옮깁니다. 배지 한 방울에 5~10개의 뇌를 수집합니다.그 후 뇌들을 하나씩 바닥으로 밀어 넣으십시오. 그렇지 않으면 많은 수가 메니스커스에 갇히게 됩니다. 전복측 신경모세포(anterior ventral neuroblast)를 촬영할 수 있도록 뇌의 방향을 맞추십시오. 복측 신경삭(ventral nerve cord)이 위를 향하도록 뇌를 배치하고, XY 평면 내에서 모든 복측 신경삭이 동일한 방향을 가리키도록 정렬하십시오.주사기나 플라스틱 전이 피펫을 사용하여 가스 투과성 막 위에 4개의 halo carbon 오일 방울을 떨어뜨립니다. 각 오일 방울의 부피는 서로 동일해야 하며, 배지 방울의 부피와도 같아야 합니다. 완료되면 5개의 방울이 서구식 주사위의 5개 면과 같은 배치가 됩니다.다음으로, 커버슬립이 다섯 개의 방울 모두에 동시에 닿도록 어셈블리 위에 내립니다. 샘플 전체에 균일한 압력을 유지하면 샘플이 손상될 가능성을 줄일 수 있습니다. 약 3분 동안 기다립니다.해부 현미경 하에서 커버 슬립의 무게로 인해 오일과 배지가 퍼지게 합니다. 티슈 페이퍼 심지를 이용하여 과잉 배지를 제거함으로써 커버 슬립을 뇌 표면에 더 밀착시킵니다. 이때 커버 슬립이 닿을 때까지 진행하되, 너무 많이 흡수하면 조직 왜곡이나 뇌 파열이 발생하여 전복측 신경모세포(anterial ventral neuroblast)를 촬영할 수 없으므로 주의하십시오. 커버 슬립을 복측 신경삭(ventral nerve cord) 끝부분 방향으로 약간 이동시켜야 합니다.이렇게 하면 뇌가 회전하여 뇌엽이 커버 슬립에 직접 접촉하게 되어 이미징이 용이해지며, 이후 커버 슬립 주변을 소량의 halo carbon oil로 밀봉하여 챔버를 폐쇄합니다. 커버 슬립 밖으로 흘러나오는 과도한 오일은 최소화해야 하며, 티슈로 닦아내어 제거해야 합니다.이미징을 수행하기 전, 대물렌즈를 샘플 바로 위에 정확히 맞추기 위해 마운트된 뇌 조직 바로 위 커버슬립에 이머전 오일을 한 방울 떨어뜨립니다. 마운트된 샘플을 25 °C 스테이지 인큐베이터에 조심스럽게 배치하고 챔버의 덮개를 닫습니다.다음으로, 투과광을 이용하여 시각엽의 중앙 및 내측 영역에 위치한 크고 둥근 세포들에 초점을 맞추어 중앙 뇌 신경모세포(central brain neuroblast)를 찾습니다. 위치가 확인되면, 공초점 현미경을 사용하여 빠르게 노출을 주어 신경모세포의 정확한 위치와 깊이를 결정합니다. 깊이는 처음 10 to 15 µm로 제한하십시오.필요에 따라 조정하고 테스트 이미지를 다시 촬영합니다. 축 방향 표리(axial drift)를 제거하려면 적외선 LED를 사용하는 연속 자동 초점 장치를 사용하거나 초점면을 수동으로 보정하십시오. 관심 있는 신경모세포(neuroblast)가 확인되면, 이미징 전에 모든 파라미터를 최적화하십시오.이제 Z축 방향으로 1µm 간격으로 12~14장의 이미지를 수집하여 신경모세포 전체를 이미징합니다. 동일한 신경모세포의 단일 또는 다중 세포 주기를 캡처할 수 있도록 시간 해상도를 조정하십시오. 단일 세포 주기 이미징에는 10~32초 간격을 사용하고, 다중 세포 주기에는 1~3분 간격을 사용하십시오.다음으로, 유사분열 지속 시간을 모니터링하여 샘플이 건강한지 확인합니다. 유사분열이 15분 이상 지속되면 다른 뇌 샘플로 교체하십시오. 건강한 뇌는 동일한 시야 내에서 여러 번의 유사분열을 거치는 많은 신경모세포를 보여줍니다.이미징이 완료되면 배양 챔버를 분해하고 가스 투과성 배양 접시를 제외한 모든 구성품을 폐기하십시오. 배양 접시 표면을 95% ethanol로 헹구고 티슈로 오일을 닦아냅니다. 이 과정을 두 번 더 반복하십시오.여기서는 전체 마운트 표본에서 신경모세포 줄기세포 분열을 실시간으로 이미징한 모습이 제시되어 있습니다. 이는 세밀한 세포 분석을 위해 GFP Mosin을 발현하는 단일 신경모세포의 단일 세포 주기를 촬영한 타임랩스 이미지이며, 단일 신경모세포 세포 주기를 32분의 1 미만의 시간 간격으로 이미징하였습니다. 그리고 이는 GFP-MO와 GFP 표지 중심체 마커를 모두 발현하는 신경모세포의 연속적인 세포 분열 주기를 촬영한 타임랩스 이미지입니다.여러 개의 신경모세포 세포 주기를 이미징하기 위해서, 일반적으로 2~3시간 동안 1~3분 간격으로 뇌를 이미징합니다. 여기에는 홈 마운트(home mount) 표본으로 준비된 고정 줄기세포의 공초점 투영 이미지가 나와 있습니다.양쪽 시각엽에 위치한 모든 신경모세포를 촬영하기 위해 20배 배율이 사용됩니다. 이 분석은 전반적인 뇌 형태를 관찰하고 신경모세포 수를 정량화하는 데 특히 유용합니다. 단일 시각엽의 신경모세포 대부분은 40배 배율로 시각화할 수 있습니다.소수의 신경모세포에 대한 상세한 세포 분석을 위해서는 100배 배율을 사용해야 합니다. 이 변이 신경모세포는 각 방추사 극에 다수의 중심체(centrosome)가 나타납니다. 이 절차를 수행할 때, 시료에 닿는 빛의 양을 제한하여 광손상을 방지하는 것이 중요합니다.전체 마운트 표본에서 살아있는 신경모세포 분열을 이미징하는 이 기술은 줄기세포 생물학 분야의 연구자들이 발달 중인 초파리 뇌의 실제 생체 환경 내에서 비대칭 세포 분열을 탐구할 수 있는 길을 열어주었습니다.

live-imaging-of-drosophila-larval-neuroblasts

Research

연구

JoVE Journal

Neuroscience

신경과학

여기 GFP 태그 glial 세포와 결합하여 라이브 미세 분석을 사용하여 개발 Drosophila의 눈을 glial 세포의 마이 그 레이션을 검사하기 위해 프로토콜을 설명합니다.

Drosophila 아이 Imaginal 디스크에 Glial 세포 이미징 마이 그 레이션 라이브

Drosophila의 hemocytes은 개발 배아의 전체를 통해 분산. 이 프로토콜은 찬란 표시된 hemocytes와 배아를 사용하여 이러한 마이 그 레이션을 마운트 및 이미지하는 방법을 보여줍니다.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

우리는 개최 준비하는 절차를...

전체 마운트의 배아 신경 계통의 시각화 Drosophila 태아

여기 스테인드에 대한 마운트 프로토콜을...

의 입식 이미징 Drosophila 태아

출처: Hellerman, M. B.,  et al.  Pupal Eye의 실시간 이미징. J. Vis. Exp. (2015){{TAG_ 28}}이 비디오는 Drosophila melanogaster 번데기의 눈 패턴을 연구하기 위한 실시간 이미징 기술을 보여줍니다. 녹색 형광 단백질(GFP) 태그 마커를 사용하면 발달 중인 눈 구조가 형성되는 동안 세포 조직 및 분화를 시각화할 수 있습니다.

형광 현미경을 사용한 Drosophila Pupal Eye의 라이브 이미징

여기에서 우리는 사멸 세포 간극의 역학을 공부하는 효과적인 방법을...

사멸 세포 간극의 이미지를하는 동안 라이브<em&gt; 초파리</em&gt; 배아

이 프로토콜은 이미지에 예쁜 꼬마 선충 배아의 조직 내에서 세포를 분할하는 방법에 대해 설명합니다. 여러 프로토콜은 초기 배아의 이미지 세포 분열에,이 프로토콜은 어떻게 중순 후반 배아 동안 개발 조직 내에서 세포 분열 이미지에 설명하는 방법을 설명하는 동안.

동안 Neuroblast 세포질 분열을 시각화<em&gt; C. 엘레</em&gt; 배아

이 프로토콜은 살아있는 초파리 번데기 눈 신경 상피를 이미징하는 효율적인 방법을 제시합니다. 이 방법은 조직의 움직임과 불균일한 토폴로지를 보상하고, 여러 GFP 태그가 지정된 접합 단백질을 사용하여 세포 경계의 시각화를 향상시키며, 쉽게 조립할 수 있는 이미징 장비를 사용합니다.

의 라이브 영상 초파리 번데기 눈

여기에서는 Drosophila 애벌레 뇌의 실시간 준비에서 매우 운동성 수지상 필로포디아를 이미지화하기 위해 사용한 방법과 수상돌기의 정량적 평가를 위해 시간 경과 3D 이미징 데이터 세트를 정량화하기 위해 개발한 프로토콜을 설명합니다. 신경 세포 개발에 역학.

초파리 뉴런 개발시 빠른 수지상 분지 역학의 시간 경과 라이브 이미징 및 정량화

여기에서 우리는 생리학적 조건에서 세포 및 세포 내 역학을 관찰하기 위해 Drosophila melanogaster 세 번째 instar 유충에서 살아있는 외식편 뇌를 준비, 해부, 장착 및 이미지화하는 워크플로에 대해 논의합니다.

Drosophila melanogaster Third Instar 애벌레 뇌의 생세포 이미징

여기에서는 초파리 난소 틈새 시장에서 생식세포 줄기세포(GSC)의 비대칭 분열에 대한 실시간 이미징을 수행하기 위한 자세한 프로토콜을 제공합니다. 우리는 분광 단백질 Par-1의 녹색 형광 단백질(GFP) 융합을 유비쿼터스하게 발현하는 형질전환 라인을 사용합니다.

여성 Drosophila melanogaster 생식세포 줄기세포 틈새의 확장된 라이브 이미징

배우세요 초파리 애벌레 뇌에서 비대칭 신경줄기세포 분열을 관찰하는 생세포 영상 기법을. 스핀닝 디스크 공초점 현미경을 활용해 중추신경계 발달 메커니즘을 실시간으로 연구할 수 있습니다.

의 라이브 영상

더 많은 동영상 탐색