Name: 척수 압축 부상의 보정 집게 모델 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: 배우세요 생쥐 척수 압축 손상을 보정 집게를 사용하여 재현 가능하게 생성하는 방법을. 이 실험은 섬세한 외과 기법과 조직학적 평가를 포함하며, 신경과학 연구에서 중요한 동물 모델을 제공합니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

이 작업을 위한 자금은 Shriners Hospitals와 CIRM 펠로우십에서 AMC 및 AM에 제공했습니다. 우리는 또한 Plemel et al.에게도 감사를 표하고 싶습니다.도 7 : 보정 된 겸자 모델을 먼저 설계하고 게시합니다.

모든 동물 절차 및 동물 관리 방법은 기관의 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)의 승인을 받아야한다. 1. 수술 준비 <ol><li> 집게, 바나 가위, roungeurs, 견인기, 메스, 가위, 봉합, 피부 스테이플, Q-팁, 멸균 식염수, 수술 스폰지, 이소 플루 란 : 필요한 모든 수술 도구와 시약을 조립합니다. 준비 및 수술에 앞서 수술 도구의 전체 팩을 압력솥. 하나 이상의 마우스에 수술을 수행하는 경우, 준비하고 동물 당 도구를 하나의 패킷을 오토 클레이브, 또는 수술 도구의 하나의 패킷을 압력솥과 수술 사이에서 도구 살균 소독. 유리 비드 공구 terilizer가 그 사이 수술 (5 동물 후에 툴 다시 청소해야하고 사용 전에 멸균) 도구를 청소하는 데 사용되는 경우 일반적으로 멸균 도구 중 하나 팩 마우스 5 마리까지 사용할 수있다. instituti 해당 지역의 IACUC 관리자에게 문의하시기 바랍니다특정 가이드 라인에. </li><li> 70 % 이소 프로필 알코올 물티슈 수술 부위를 소독. 멸균 필드가 수술 중 유지하기 위해 외과 용 드레이프를 설정합니다. </li><li> 수술에 앞서 각 마우스의 무게를. 피하, 부 프레 노르 핀 0.05 mg / kg (체중)의 투여 량을 관리. </li><li> 이소 플루 란 기계의 유도 챔버에 4 % 용량으로 이소 플루 란을 투여함으로써 동물을 마취. </li><li> 동물 마취되면, 탈수를 방지 37 ° C에서 가열 패드에 동물을 설정하고, 마우스의 머리가 제대로 마취 콘에 위치해 있는지 확인하기 위해 눈에 연고를 적용합니다. (참고 : 열 화상의 원인이되지 않습니다 가열 원을 사용하여, 즉, 순환 담요, 뜨거운 물 병, 또는 이에 상응하는..)이 시점에서 동물에 2 % 이소 플루 란의 복용량을 관리 할 수 있습니다. </li><li> 마우스의 의도 절개 위치 주위에 약 1cm를 등쪽 표면을 면도. </li><li> 절개의 소독요오드 용액 (10 % 포비돈 - 요오드, 요오드 가능한 1 %)로 한 후, 70 % 이소 프로필 알코올로 세정 와이프 ​​ITE. 3 번 반복합니다. </li></ol> 2. 등쪽 척추 후궁 절제술 <ol><li> 절개를하기 전에 동물이 제대로 발가락 또는 꼬리 핀치 방법을 사용하여 반사를 확인하여 마취되어 있는지 확인합니다. </li><li> 메스 블레이드와 등쪽 척추를 따라 절개를 한 다음 다시 반사를 확인합니다. 제대로 도움 척추골 사이의 경계 같은 랜드 마크를 시각화하기 위해 다시 아치. </li><li> 피부를 통해 잘라. 다시 척수에서 피부와 근막을 유지하기 위해 견인기를 삽입합니다. 척추를 덮고있는 근육을 노출 척수의 양쪽에있는 조직을 취소합니다. 참고 : 외과 의사가 해부학에 대해 잘 알고 있어야합니다. 예를 들어, 견갑골 하부 T7 각도로 대응한다. 마우스의 척추의 자연스러운 곡선의 상단은 T12이고 기준점으로 사용될 수있다. </li><li> 페이지로로퍼 조명, 척추골 사이의 공간을 결정한다. T10의 후방 끝을 찾아 척추 디스크 공간에 수직 근육과 근막을 잘라. T10의 극돌기 및 후방 얇은 판을 노출 충분히 잘라. </li><li> 뾰족한 듀 # 5 포셉 쌍을 사용하여, 척수 작은 슬리버를 노출 라미 극돌기에서 조직의 일부를 제거한다. 필요한 경우, 척추를 안정시키기 위해 조직 집게를 사용합니다. </li><li> 척추의 배 외측 측면을 따라 그냥 얇은 판 아래에 작은 바나 위의 쌍의 한 쪽을 삽입하여 후궁 절제술을 수행합니다. <ol><li> 작은주의 자르는은 척추 얇은 판의 측면을 극복 할 수 있습니다. 더 압력이 척수에 적용되지 않음을 확인합니다. </li><li> 반대편에 반복합니다. </li><li> 척수에 압력을 적용하지 않도록주의하면서, Q-팁 또는 수술 스펀지로 필요에 출혈이 정지되도록 약간 힘을 주어. 주 : 젤 거품을 준비출혈이 제어 될 필요가 있다고하는 경우에 멸균 식염수에 침지. </li><li> 절개가 이루어지고 나면, 척추의 등 측면을 들어 올려 부드럽게 어떤 조직 첨부 파일을 지 웁니다. 필요한 경우 출혈을 제어하는​​ 적절한 수단을 사용합니다. </li></ol></li></ol> 3. 척수 압축 <ol><li> roungeurs 후궁 절제술 또는 집게를 사용하여, 압축 부상 보정 포셉 척수의 양쪽에 놓다 수 있도록 척수의 측면은 척추 뼈 없는지 확인. 집게의 팔은 척추 운하의 바닥에 도달 할 수 있어야합니다 인접한 척수의 측면과 집게의 끝의 경막 외 공간에 배치 할 수 있어야합니다. <ol><li> 척수의 가시성이 좋은 확인합니다. </li></ol></li><li> 척수의 노출 된 부분의 중앙에 대략 5 포셉 보정 뒤몽 # 놓다. 리콜 그 힘의 무기PS 인접면에 경막 외 공간에 배치해야하고, 끝은 재현 부상을 생성하기 위해 척추 운하의 바닥에 접촉해야합니다. </li><li> 스페이서를 연결할 때까지 조심스럽게 척수를 압축합니다. 15 초 동안 제자리에 잡아. </li><li> 조심스럽게 압축력을 해제하고 척수에서 교정 집게를 제거합니다. 멸균 식염수는 상처가 폐쇄되기 전에 항상성을 회복하기 위해 사용되어야한다. </li></ol> 4. 상처 결산 <ol><li> 조심스럽게 중단 또는 척수에 압력을인가하지 않도록주의하면서, 척수 근육 위에 층을 봉합. </li><li> 상처를 통해 피부를 닫습니다 봉합 또는 스테이플 하나를 사용하십시오. </li><li> 가스 마취제를 사용하는 경우, / 테이퍼 마취를 해제하기 시작합니다. </li><li> 수술 중 및 동물 기면 부상에서 회복 수술 후 탈수 계정을 돕기 위해 10 g의 체중 당 락트산 신호기 0.1㎖를 관리. 이 솔루션은 warme해야주입하기 전에 체온에 D. </li><li> 침구없는 새장에 마우스를 놓습니다. 나머지 절반은 RT 카운터에 놓여있는 동안 케이지를 제공하기 위해, 케이지 면적의 절반 패드되도록하는 방식으로 (1.1.5에서 설명) 가열 패드 위에 쉬어야 마우스 기후 옵션은 외래되면. &quot;복구 케이지가&quot;조용한 환경에 위치하도록주의하십시오. 이 마우스 침구 정규 케이지로 전송 될 수있는 시간에 의식을 회복 할 때까지 밀접 동물을 모니터. </li></ol> 5. 수술 후 케어 <ol><li> 통증의 증상을 관리하는 데 필요한 수술 후 다음 수술 후 처음 3 일 동안 피하 프레 놀핀 매 12 시간 / kg 체중의 0.05 mg의 투여 량을 관리하며. </li><li> 수술 후 5 일 - 제 3 락트산 벨소리 (10g 체중 피하 당 0.1 ㎖)의 복용량을 관리합니다. 이 복용량을 줄 때 / IFimal이 초기 기간의 외부 탈수의 흔적을 전시하기 시작합니다. </li><li> 수동 회 크리 책략을 이용하여 동물의 방광을 표현한다. 부드럽게 방광의 위치를​​ 동물의 복부를 만져, 방광이 비어있을 때까지 완만 한 하향 압력을 적용합니다. <ol><li> 방광이 비어 있지 않거나 묻은 소변 또는 흐린 경우 10 일간 interperitoneal 통해 주입 Baytril 동물의 체중에 의해 50 ㎎ / kg을 투여. </li></ol></li><li> 자식 작용, 탈수, 과도한 체중 감소 (체중의 20 % 이상)의 흔적이 동물을 모니터한다. 동물이 이러한 증상이 발생하면 치료 방법에 관하여 즉시 수의사와 상담, 또는 IACUC의 지침에 따라 인도적인 방법으로 동물을 안락사하시기 바랍니다. <ol><li> 이동성 잘 수술 후 제한 될 수 있음을 감안할 때, 반드시 동물들이 음식과 물에 액세스 할 수 있도록 필요한 조치를 취합니다. 뿐만 아니라, 젖은 음식을 사전 패키지S 하이드로 겔은, 이러한 경우의 동물에게 제공 될 수있다. </li></ol></li></ol> 6. 압축 손상으로 인한 조직 손상 평가 <ol><li> 단계 1.4 및 1.5에 기재된 바와 같이 동물을 마취. 발가락 핀치 및 모니터링 각막 깜박임 반사에 의해 마취의 깊이를 확인합니다. 동물이 자극에 민감 경우 6.2 단계로 진행합니다. </li><li> intracardial 관류 (10)을 수행합니다. <ol><li> 흉강 노출과 좌심실에 바늘을 삽입합니다. 빙냉 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA)의 25 ㎖ - 15이어서 30 ㎖를 빙냉 인산염 완충 식염수 (PBS) - (20)와 기존의 유체를 세척. </li></ol></li><li> 척수를 제거합니다. <ol><li> 척수에 피부 지느러미를 잘라 척추의 길이를 둘러싼 초과 조직을 제거하다. </li><li> 소비세 척추와 남아있는 조직을 절단. 후궁 절제술 그리고 난의 실제 수준njury 리브를 계산하여 확인할 수 있습니다. </li><li> 꼬리 - 투 - 주동이의 방향으로 척추의 작은 부분을 대체 할 수 있군요 바나, 남은 가위와 집게를 사용합니다. 코드가 안전 제거를 허용하기에 충분히 노출 될 때까지 잘라 계속합니다. 절단 위치 및 프로세스의 시각화 입체경의 사용을 통해 용이하게 될 수있다. </li></ol></li><li> 4 % PFA에서 척수 조직을 놓습니다. 4 ℃에서 24 시간 동안이 솔루션에 포스트 수정에 조직을 허용합니다. </li><li> 4 ° C에서 24 시간 동안 30 % 자당에서 배양하여 Cryoprotect 조직. </li><li> OCT에서 조직을 포함합니다. 간단히, 30 % 자당 배양에서 조직을 가지고 초과 솔루션을 제거합니다. 빛 간섭 단층 가득 cryomold로 조직을 놓고 4 ° C에서 1 시간 동안 배양한다. <ol><li> 4 ° C에서 곰팡이를 제거, 조직의 방향 방향을 확인 (드라이 아이스에 1 시간 동안 사전 냉장) 2- 메틸 부탄의 얕은 접시에 금형을 넣어 OCT를 완전히 응고 할 수 있습니다. 즉시 또는 석재 사용하는 경우 드라이 아이스에 보관-80 ° C에서 다시. </li></ol></li><li> 저온 유지 장치를 사용하여 20 μm의 시상 부분으로 조직을 잘라. 슬라이드에 직접 마운트 조직. 사용할 때까지 -20 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 헤 마톡 실린 및 에오신 (H &amp; E) 염색을 수행합니다. <ol><li> 간단히, 조직 (5 분, 2 회), 헤 마톡 실린 (2.5 분)와 얼룩을 재수, 물 (1 분, 2 회)로 세척. </li><li> 50 %로 조직을 인큐베이션 한 후 70 % 에탄올 (3 분마다), 에오신 (45 초)으로 염색하고, 90 % (5 초), 95 % (5 초)에서 항온 탈수하고, 100 % 에탄올 (2 분) , 이소프로판올 (2 분). </li><li> 자일 렌 (5 분, 3 회)와 지우기. 참고 : H &amp; E 염색 특정 조직의 두께 및 조건에 따라 달라집니다. 따라서, 표준화 실험 조직 샘플을 진행하기 전에 필요합니다. </li></ol></li><li> 얇은 Permount의 스트립 (~ 100 ㎛) 및 커버 슬립으로 조직을 커버. 유체의 적절한 분배를 보장하기 위해 커버 슬립의 모든면을 아래로 눌러. 슬라이드 O / N을 건조 시키십시오. </li><li> 비스첨부 된 소프트웨어를 사용하여 디지털 현미경 이미지를 캡쳐하여 조직 절편을 ualize. </li></ol>

<ol><li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Int%22%5BJournal%5D)">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513(2012).</li>
<li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li>
<li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Neurol%22%5BJournal%5D)">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li>
<li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li>
<li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li>
<li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li>
<li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li>
<li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurocytol%22%5BJournal%5D)">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li>
<li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuropathology+and+Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li>
<li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li>
<li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li>
</ol>

저자는 공개할 것이 없습니다.

SCI 모델의 선택은 인간의 경우 SCI 용 치료제의 효능을 결정하기 위해 실험을 설계하는 것이 중요하다. 이러한 실험은 결정적 데이터가 발생할 수 있습니다 변동성을 제한하는 것이 매우 재현 동물 모델을 필요로한다. 그들은 또한 정확하게 그들이 모델링 인간의 조건을 평가하는 임상 관련이 있어야한다. 이를 위해, 절개를 통해 압축 또는 contusive 부상을 선택하는 것은 임상 적으로 더 관련이있다 3. 그러나, 타박상 부상 impactors 중량 강하 장치는 비싸고 복잡한 기계의 사용을 필요로한다. 대조적으로, SCI의 보정 겸자 모델 일반적인 실험실 재료로부터 조립이 용이 포셉 변성 활용 및 수술은 척수를 노출하는 표준 등쪽 후궁 절제술 후 단 하나의 부가적인 단계를 필요로한다. 그러나,이 방법을 사용하여 하나의 단점은 항상 압축력으로, 횡 방향보다는 오히려 등쪽에 적용된다는 것이다가장 자주 방법은 타박상 모델 1, 2보다 조직의 큰 주동이의 - 꼬리 정도에 영향을 미칠 사용하여 생성 된 SCI (9), 및 압축 부상의 인간 임상의 경우에서 볼 수있다. 이 모델이 기술의 원조에 의해 증명되었으며, 미국, 재현성 SCI 7,11 생성하고, 마우스의 크기에 적합하다. 동물은 동물의 코호트가 같은 부상 심각도를 공유하는지 확인하기 위해 이러한 로코의 바소 마우스 규모와 프레이 헤어 시험과 행동 검사, 다수의를 사용하여 수술 및 치료 치료 후 평가하는 또한,이 부상 모델은 수 신경 학적 결손의 7,11-13. 이러한 기술들은 동일한 SCI 2,7- 대한 치료를 평가하는 데 사용되는 동물 모델에 대한 일반적인 조건을 충족 이슈를 연구 동안 동물에게 투여하는 치료의 효능을 평가하는 데 사용될 수있다. 교정 forcep 제조 방법손상 모델들에 대한 간단하고 다른 다양한 방법으로 달성 될 수있다. 우리는 Plemel (7)에 의해 발표 된, 스페이서 제 11 사용한, 또한 압축 장치를 만들기위한 쉬운 방법을 제공하지 단지 작은 나사를 사용하여 집게를 수정뿐만 아니라 중, 최종 압축 폭을 조정에 융통성을 허용 비교 연구에 대한 혜택을 누릴 수 있습니다. 집게를 만드는 옵션의 범위는 너무 오래 스페이서 (들)은 항상 같은 거리에 집게를 폐쇄 안정적인 수단을 제공하고 고압 증기 멸균과 살균을 견딜 수있는 거의 제한이 없습니다. 이 동영상에서 설명 수술 방법 그러나 그것은 후궁 절제술을 수행하고 척수가 늘어날 수있는 추가 압축력을 겪지 않도록 절차를 수행 한 후, 동물을 봉합 할 때에주의가 필요가, 사용자에 걸쳐 높은 재현성 부상 정도와 미래의 실험을 혼동. </p&gt; 적절한 훈련과 연습으로, 압축 부상의 보정 집게 모델은 인간 2,3,7에서 관찰 된 임상 사례를 모방 생쥐에서 SCI를 수행하기에 적합합니다. 때문에 부상의 심각도의 각기 다른 정도의 쥐를, 집게를 만드는 생산의 용이성을 쉽게 수행 할 수 있습니다. 이 형질 전환 마우스의 심각도의 각기 다른 정도의 SCI에 유전 적 영향을 관찰뿐만 아니라 쥐에 줄기 세포 이식의 효능을 평가하기 위해 큰 도움이 될 것입니다. 문헌 연구의 대부분은 일반적으로 인해 수술을 수행 할 더 쉽게 크기로 래트에서 수행되었다. 그러나이 비디오에 Plemel 등. (7)에 의해 출판 및 우리에 의해 기술 된 방법은 큰 쉽고 재현성 마우스에서 수행 될 SCI를 사용하도록 설정해야합니다.

SCI의 동물 모델은 척수 외상의 결과로서 데미지를 완화하기위한 치료 패러다임의 효능을 평가하기위한 유용한 도구이다. 실험적인 필요에 의해,이 모델은, 전위의 감각 행동에 재현 적자를 제공하는 정도가 다른 부상을 생산 조정, 그리고 그 손상 정도를 관찰 신경 학적 결손의 정도와 상관 관계를 보여 주어야합니다. 절개, 타박상 및 압축 1 : 별개의 부상의 기능 SCI의 세 가지 주요 유형이 있습니다. 간략하게, 절개 부상 척수에 열상이, 타박상 손상은 등쪽 척수인가 짧은 초점 힘으로부터 발생하고, 압축 부상 유해한 힘 척수에인가 될 때 발생하며, 또한 수있다 압박 손상이라고도합니다. 전체 절개 부상은 타박상하면서, 인간 세에 임상 적으로 드문D 압축 부상은 일반적이다. 압축 부상 예, 종양 또는 기타 유해한 압축 압축력 들면, SCI 의한 인간에서 발견되는 것과 유사한 결과를 생성하고, 도구의 간단한 배열을 사용하여 수행 될 수있다. 타박상 및 압축 부상 모두 압축력이며 모두 같은 cytoarchitectonic 해체 유사한 병리 적 기능을 갖는 것을 유사하고, 부상 1,4 유사한 내인성 반응을 불러 일으킨다. 타박상 손상 모델은 일반적으로 척주의 2,5,6 박힘 SCI 인한 인간의 경우와 유사한 방식으로 특수 장치를 사용 등쪽 척수이 힘을인가한다. 대조적으로, 압축은 등쪽에 부상 또는 측 방향으로 힘을 가하는 다양한 방법에 의해 생성 될 수있다. 압축 부상 방법 집게 7 동맥류 클립 2를 보정하거나, 척수에 직접 8 중량을 배치하는 것을 포함한다. 의 장점동맥류 클립들은 힘 (9)의 다른 양을 제공 할 수 있다는 것이다. 척수 직접 8의 등 표면에 가중치를 부가하는 방법이 크게 기인의 호흡에 의한 중량 움직임의 위치에 수술의 길이를 증가시키고, 불일치의 결과, 10 분에서 이루어져야 웨이트를 필요 동물. 이로 인해 타박상 부상 impactors로서 래트에서 사용하기 위해 특별히 설계 한 장치에서 동물을 얻으면 마우스의 작은 크기,하기 어려울 수도 있고, 일관성 부상 7 초래한다. 그러나 마우스는 SCI 연구에 매우 유용 등 쥐나 토끼 같은 큰 동물과는 달리, 형질 전환 균주의 넓은 범위에서 사용할 수 있습니다. 척수를 압축하도록 조정 집게를 사용 Plemel 방법은 중증도 및 신경 학적 결손 (7) 사이의 상관도가 높은 재현성 SCI를 생성한다. 이 수술 SCI 모델은중 금속 에폭시 또는 완전한 폐쇄를 방지하기 위해 다른 장애물에 의해 정의 된 거리에 떨어져 개최 수정 제 5 호 뒤몽 포셉 한 쌍을 사용하여 생성. 이 설계 간격은 보장이는 항상 여러 수술의 특정 폭에 가까운 다른 사용자가 집게. Plemel 방법의 장점은 교정 집게를 생성하는 재료를 쉽게 구입 특수 장비의 필요없이 실험실에서 조립 될 수 있다는 것이다. 이러한 집게 오토 클레이브 멸균의 다수의 라운드를 견딜 수 있으며, 별도의 장치의 부피가 부족 수술을 간소화. 이 비디오에서 우리는 압축 부상을 생성하기 위해 마우스 척수에 교정 포셉 한 쌍의 수술 적으로 사용하는 방법을 보여줍니다. 우리는 또한 수술 후 삶의 질을 향상시키고 사망률을 줄이기 위해 척수 손상 실험 동물의 관리와 관련된 고유 한 문제를 해결.

<table><tbody><tr><td>이소플루란 기계</td><td>Smiths Medical PM, Inc</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>이소플루란</td><td>피닉스 제약</td><td>NDC: 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>해부 범위</td><td>Seiler 정밀 현미경</td><td>SSI 202/402</td><td></td></tr><tr><td>Germinator-500(도구 살균기)</td><td>Thomas Scientific</td><td>3885A20</td><td></td></tr><tr><td>Puralube(눈 연고)</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>메스 핸들 Fine</td> <td>Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>메스 블레이드 (#11)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&nbsp; 08-914B</td><td></td></tr><tr><td>견인기 (Colibri)</td><td>정밀 과학 도구</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson roungeur</td><td>정밀 과학 도구</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Vanna (Castroviejo) 가위</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>조직 집게</td><td>정밀 과학 도구</td><td>11029-14</td><td></td></tr><tr><td>Laminectomy 집게 (Dumont # 2)</td><td>정밀 과학 도구</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 집게</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>스테이플러</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>스테이플(상처 클립)</td><td>Reflex7</td><td>203-1000</td><td></td></tr><tr><td>봉합사</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td></td></tr><tr><td>바늘(30 G x &frac12;)</td><td>BD 생물 의학</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>주사기 (1 ml)</td><td>BD 생물 의학</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (엔로플록사신)</td><td>Bayer</td><td>NADA 140-913</td><td></td></tr><tr><td>부프레넥스 (부프레노르핀)</td><td>추기경 건강</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

쥐의 척수의 압축 손상은 척수 손상 (SCI) 및 척수 재생 치료의 연구를위한 귀중한 동물 모델입니다. 압축 부상 셉 캘리브레이션 모델은 SCI에 대한 편리한 저비용, 매우 재현성 동물 모델이다. 우리는 Plemel 등에 의해 발표 된 방법에 따라 수정 된 포셉 쌍을 사용 하였다. (2008)의 측 방향으로 0.35 mm의 간격으로 척수를 압축. 이 비디오에서는, 우리는 수정 된 집게와 척수의 압축 다음에 척수를 노출 지느러미 후궁 절제술을 시연 할 예정이다. 비디오, 우리는 또한 하반신 마비 실험 동물의 관리와 관련된 문제를 해결합니다. 이 상처 모델에서 감각 장애뿐만 아니라 장애 뒷다리 된 운동 기능을 나타내는 생쥐를 생산한다. 면역 조직 화학 방법에 의해 결정되는 바와 같이 또한, 부상이 방법은, SCI의 병리학 일관된 수차를 생성한다. 이 장해를보고 한 후EO, 시청자들은 손상 후 손상을 완화하기위한 SCI 및 / 또는 치료에 대한 연구에 대한 마우스의 다양한 심각도의 SCI 생산에 필요한 소모품 및 방법을 결정 할 수 있어야한다.

0.25 mm (N = 4), 0.35 mm (N = 4) 0.55 mm에서 척수 압박이어서 전술 한 바와 같이 - (30 그램 (25)) (N = 4)는 마우스 (12)에 후궁 절제술을 수행 하였다. 우리는 세에서 동물을 희생 (N = 6)과 일곱 (N = 6) 심장 내 관류 일 후 부상. 척수 척주로부터 제거하고, 조직을 준비하고, 전술 한 바와 같이 처리 하였다. 전체 척수의 이미지는 라이카 EZ4 디지털 현미경과 함께 제공되는 소프트웨어로 촬영되었다. 척수 섹션의 이미지는 올림푸스 디지털 현미경을 사용하여 소프트웨어와 함께 2 배의 배율로 촬영되었다. 우리는 척수 압축 압축 (그림 1)의 사이트에있는 진원지와 부상을 생산하는 것을 발견했다. 부상의 효과는 주동이와 꼬리 방향으로 몇 mm를 확장 할 수 있습니다. 스페이서들 사이의 거리가 감소로 부상의 정도는 증가 된 (0.25 mm&gt; 0.35 mm&gt;0.55 mm, 그림 2). 사흘 압축 후 부상의 진원지에서 혈액과 부상 후 7 일을 제시하지 않은 주변 지역이 있었다. 0.25 mm와 0.35 mm 압박은 캐비티 아니지만 0.55 mm 모델을 제작. 칠일 후에는 지느러미와 복부 백질은 주로 회색 물질의 조직이 매우 왜곡 된, 진앙에서 크기 감소 및 공동화 지속했다. 이 cytoarchitectonical 변경은 모터와 동물의 행동에 감각 변화로 번역되어 우리가 이전의 출판물 8 증명 등의 운동력이 기능에 대한 바소 마우스 규모 및 감각 기능의 프레이 머리와 에틸 클로라이드 테스트 적절한 테스트를 사용하여 평가. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> 그대로 척수의 그림 1. 대표 이미지 전에 AF 모두터 부상. (A) 비 손상 척수. (B) 0.35 mm 압축 후 척수. 화살표는 부상의 경계를 나타냅니다. 별표 부상의 진원지를 indentifies. D = 지느러미, L = 측면. 스케일 바 :. 0.50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> 이전과 다양한 압축 폭에 압축 손상 후 마우스 척수 2. 대표 이미지를 그림. (A) 제어 척수 시상 부. (B) 0.35 mm SCI 칠일 후 압축 부상 수 (dpi)의 진원지에서 관상 부. (C, E, G) 3 dpi로 0.25의 폭 척수 시상 섹션 0.35 또는 0.55 mm. (D, F, H) H &amp; E의 시상 부분 스테인드 척수7 (S) 0.25, 0.35 또는 0.55 mm의 폭 dpi로. 별표 부상의 진원지를 indentifies. 모든 섹션은 H &amp; E 염색. D = 지느러미, L = 측면. 스케일 바 :. 1.25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

척수 손상 모델은 재현성이 높아야 합니다. 우리는 척수 손상의 보정된 겸자 압박 모델이 쥐의 척수에 재현 가능한 손상을 생성하기 위해 사용하기 쉬운 수술 방법임을 보여줍니다.

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

다음 실험의 전반적인 목적은 교정된 포셉(calibrated forceps)을 사용하여 생쥐에서 재현 가능한 척수 압착 손상을 유도하는 데 필요한 단계를 시연하는 것입니다. 이는 척추 위의 피부와 근육층을 조심스럽게 제거하고 정확한 표적 척추뼈를 확인 함으로써 달성됩니다. 다음으로, 표적 척추뼈에 층판절제술(laminectomy)을 시행하여 척수를 노출시킨 후, 교정된 포셉을 사용하여 척수 손상을 유도합니다.결과는 조직 화학적 기법을 사용하여 척수 압박 후 척수 조직 내의 손상 정도를 보여줍니다. 일반적으로 이 방법이 처음인 사람은 어려움을 겪게 될 것입니다. 오차 범위가 거의 없는 소동물을 대상으로 매우 섬세한 절차를 수행하기 때문입니다.이 부위는 민감한 조직이므로 의도치 않게 더 심각한 부상을 입힐 수 있으며, 따라서 먼저 연습하는 것이 좋습니다. 수술 준비를 위해 핀셋, 밴 가위(van scissors), URS 메스, 리트랙터, 봉합사, 피부 스테이플러, 면봉, 멸균 식염수, 수술용 스펀지, 그리고 마취기와 함께 사용하는 이소플루란(isof fluorine)을 포함한 다음의 수술 도구와 시약을 준비하십시오. 단일 수술에 필요한 도구들은 오토클레이브로 멸균하고, 수술 간에는 도구 멸균기를 사용하여 도구를 멸균하십시오. 70% 이소프로필 알코올을 사용하여 수술 부위를 소독하고, 수술 중에 멸균 상태가 유지될 수 있도록 수술용 드레이프를 설치하십시오.수술 전 각 마우스의 체중을 측정한 후, 텍스트 프로토콜에 따라 동물을 마취시킨 상태에서 buprenorphine을 체중 kg당 0.05 mg의 용량으로 피하 투여하고, 안구 건조를 방지하기 위해 연고를 도포하며, 절개 예정 부위 주변 약 1cm 범위의 마우스 등 표면을 제모합니다. 절개 부위를 소독하기 위해 요오드 용액을 사용한 후 70% isopropyl alcohol로 닦아냅니다. 이 과정을 3회 반복한 후 수술을 시작합니다.먼저, 발가락이나 꼬리를 집어 반사 반응을 평가합니다. 반응이 없는 경우, 메스로 등쪽 척추를 따라 피부를 절개합니다.리트랙터를 삽입하여 척수로부터 피부를 젖혀 고정합니다. 반사 반응을 다시 확인하십시오. 그런 다음 척수 양측의 조직을 제거하여 척추궁을 덮고 있는 근육을 노출시키고, 등을 굽혀 척추체 사이의 경계와 같은 지표들을 적절히 시각화할 수 있도록 합니다.다음의 랜드마크들이 보여야 합니다. 적절한 조명 하에서 T7에 해당하는 견갑골의 하각과 TT12에서 마우스 척수의 자연스러운 곡선 상단이 확인되어야 합니다. 척추뼈 사이의 간격을 결정하십시오.그 다음 T 10의 후단을 찾아 미세 팁 핀셋(Dumont 5번)을 사용하여 추간판 공간에 수직으로 근육과 근막을 적절히 절개하여 T 10의 극돌기와 후궁 laminae를 노출시킵니다. 척수를 아주 조금만 노출시키기 위해 척추궁 및 극돌기에서 일부 조직을 제거합니다. 필요 시 조직 핀셋을 사용하여 척주를 고정합니다.다음으로, 작은 VNA 가위의 한쪽 끝을 척추궁 바로 아래의 척추 배외측을 따라 삽입하여 척추궁 절제술을 수행합니다. 그런 다음 조심스럽게 조금씩 잘라내어 척추궁의 외측을 절개합니다. 반대편에도 동일하게 반복합니다.면봉이나 수술용 스펀지로 척수에 압력이 가해지지 않도록 주의하십시오. 필요에 따라 출혈을 멈추기 위해 부드럽게 압박을 가하십시오. 이때 척수에 압력이 가해지지 않도록 유의하십시오.절개를 마친 후, 척추의 등쪽 부분을 들어 올리고 부착된 조직을 부드럽게 제거합니다. 필요한 경우 적절한 방법으로 지혈합니다. wrong jaws 또는 척추궁 절제술용 포셉(laminectomy forceps)을 사용하여 척수 측면에 척추 뼈가 남아 있지 않도록 제거함으로써, 압착 손상용 캘리브레이션 포셉이 척수 양측에 정확하게 위치할 수 있도록 합니다.이제 보정된 5번 Dumont 핀셋을 척수의 노출된 분절 중앙 부분에 배치합니다. 이때 핀셋의 암(arm)은 경막외 공간에 위치해야 하며, 팁은 척추관 바닥에 닿아야 합니다. 스페이서가 서로 연결될 때까지 척수를 조심스럽게 압착하고 15초 동안 그 상태를 유지합니다.그런 다음 압축력을 천천히 해제하고 척수에서 보정된 포셉을 제거합니다. 항상성을 회복하기 위해 멸균 식염수를 도포하고 척수 위의 근육층을 조심스럽게 봉합합니다. 이때 척수를 손상시키거나 압력을 가하지 않도록 주의하십시오.봉합사 또는 스테이플러를 사용하여 상처 부위의 피부를 폐쇄합니다. 탈수 증상을 완화하기 위해 체중 10 g당 1 mL의 젖산 링거액(lactated ringers)을 투여합니다. 그 후, 약 37 °C로 설정된 가열 패드 위의 베딩이 없는 케이지에 마우스를 넣습니다.조용한 환경에서 동물이 의식을 회복할 때까지 면밀히 관찰하십시오. 그 후 수술 후 첫 3일 동안은 깔짚이 있는 일반 케이지로 옮기고, 12시간마다 kg당 0.05 mg의 buprenorphine을 피하 투여하며, 이후 통증 증상 관리를 위해 필요에 따라 하루 2회 투여하십시오. 정해진 수기법에 따라 동물의 복부를 부드럽게 촉진하여 방광의 위치를 확인하고, 방광이 비워질 때까지 부드럽게 하방 압력을 가하여 방광을 수동으로 비워주십시오.수술 직후 동물의 이동성이 저하되므로, 습식 사료와 하이드로젤을 제공하여 동물이 음식과 물을 섭취할 수 있도록 필요한 조치를 취하십시오. 25mm 지점의 조직 손상 평가, 층절제술 및 척수 압박에 대해서는 텍스트 프로토콜을 참조하십시오. 35mm 지점 또는 55mm 지점의 처리는 12마리의 마우스에서 수행되었으며, 여기에서 보는 바와 같이 손상 후 3일 또는 7일에 심장 내 관류를 통해 희생시켰습니다.척수 압박은 압박 부위를 중심점으로 하여 손상을 유발하며, 그 영향은 미측(rostral)과 미측(caudal) 방향으로 수 밀리미터까지 확장됩니다. 이 그림은 스페이서 사이의 거리가 짧아질수록 손상의 심각성이 증가함을 보여줍니다. 예를 들어, 25mm 및 35mm 지점 압박 모델에서는 압박 3일 후 55mm 모델에서는 보이지 않았던 공동(cavity)이 형성되었습니다. 손상 후 3일째에는 손상 중심점과 주변 영역에 혈액이 존재했으나, 손상 7일 후에는 사라졌습니다. 7일 후에는 중심점의 배측 및 복측 백질의 크기가 크게 감소했습니다.이전에 입증된 바와 같이 회백질 조직의 심한 왜곡과 공동 형성이 지속되었으며, 이러한 세포 구조적 변화는 Besso 마우스 운동 기능 척도와 sensory function 측정을 위한 von Frey 모발 및 에틸 클로라이드 테스트를 통해 평가된 동물의 운동 및 감각 행동 변화로 이어졌습니다. 이 절차 이후, 특정 치료법이 척수 손상 후의 결과를 개선할 수 있는지와 같은 추가적인 질문에 답하기 위해 세포의 직접 이식이나 다른 치료 시약의 척수 내 주입과 같은 추가 방법을 수행할 수 있습니다.

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

무한 호라이즌 임팩터를 사용하여 자궁 경부 일방적 척수 부상을 생산하기위한 안정적이고 반복 가능한 방법이 설명되어 있습니다. 방법은 사용자 정의 설계된 프레임을 활용하고 척추를 고정 클램프. 표준화된 절차와 충분하고 지속적인 부상의 biomechanical 부상 매개 변수 결과.

무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

출처: Elzat, E. Y. Y., et al., 최소 침습 기법을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 구축. J. Vis. 특급 (2022). 이 비디오는 척수 손상 동축 플랫폼을 사용하여 마우스 모델에서 T9 수준의 척수에 타박상 부상을 유발하는 방법을 보여줍니다. T9 수준의 척수에 체중이 가해져 타박상이 발생하여 즉시 조직이 변색되고 부어오릅니다.

척수 손상 동축 플랫폼을 이용한 마우스 모델에서 척수 타박상 유도

출처: Zheng, W. et. al., 만성 척수 압박에서의 확산 텐서 자기 공명 영상. J. Vis. 경험. (2019년)이 비디오는 만성 척수 압박을 평가하는 확산 텐서 영상을 보여줍니다. 물 확산 패턴, 분수 이방성 및 겉보기 확산 계수 값을 분석함으로써 연구 결과는 압축 영역의 축삭 손상을 보여줍니다. 이 발견은 척수 병리 및 구조적 무결성에 대한 중요한 통찰력을 제공합니다.

확산 텐서 이미징을 사용한 척수 압박 평가

심각한 척수 손상의 타박상 모델이 설명되어 있습니다. 자세한 수술 전, 수술 및 수술 후 단계는 일관된 모델을 얻기 위해 설명되어 있습니다.

쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델

척추 안정화, 변동성을 최소화하기위한 일관된 실험 척수 손상을 제조하는 것이 필요하다. NYU / MASCIS 임팩터 장치와 함께 사용자 정의 안정 장치를 사용하여, 우리는 성인 쥐에서 재현 헤미 contusive 자궁 경부 (C5) 척수 손상을 발생 여기에 적절한 장비 및 절차를 설명했다.

Contusive 척수 손상의 제조 소설 척추 안정화 방법

이 기사에서는 신생아 마우스에서 재현 가능한 척수 압박 손상(SCI)을 생성하는 방법에 대해 설명합니다. 이 모델은 자발적인 기능 회복의 기초가 되는 적응 가소성의 메커니즘을 연구하는 데 유리한 플랫폼을 제공합니다.

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

우리는 성인 생쥐에서 일관된 contusive 척수 손상을 일으킬 수있는 조직 변위 기반 논란 척수 손상 모델을 소개합니다.

마우스의 조직 변위에 근거한 척수 손상 모델

최소 침습 기술과 간단한 실험실 장치는 실험 동물에 대한 수술 손상을 줄이고 해부학적 형태 유지를 허용하여 척수 손상 모델의 재현성을 향상시킵니다. 이 방법은 신뢰할 수있는 결과와 재현 가능한 절차가 질병 배상 메커니즘의 조사를 용이하게하기 때문에 가치가 있습니다.

최소 침습 기술을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 설정

마우스에서 중심 탯줄 증후군(CCS)을 시뮬레이션하는 본 프로토콜은 반복성을 개선하고 실험 동물에 대한 수술 손상을 최소화하여 해부학적 구조가 과도하게 파괴되는 것을 방지했습니다. 이 연구의 전략은 일관된 결과를 도출하여 부상 메커니즘에 대한 연구를 가능하게 하기 때문에 유리합니다.

C57BL/6J 마우스의 중심삭증후군 모델 확립

여기에 제시된 것은 다양한 정도의 척수 손상 타박상 모델을 정확하게 생성할 수 있는 마우스용 새로운 자동 척수 손상 타박상 장치입니다.

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

배우세요 생쥐 척수 압축 손상을 보정 집게를 사용하여 재현 가능하게 생성하는 방법을. 이 실험은 섬세한 외과 기법과 조직학적 평가를 포함하며, 신경과학 연구에서 중요한 동물 모델을 제공합니다.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

더 많은 동영상 탐색