Name: 숙주 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하기위한 모델 생물로 포피 진지 발리 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 16 s
Description: 배우세요 숙주 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하는 프로토콜을 Porphyromonas gingivalis를 사용하여. 이 방법은 미생물 생존 메커니즘과 감염 과정을 연구하는 데 필수적입니다.

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미야자키 히로시 박사님, 스콧 헨더슨 박사님, 토드 키튼 박사님, 저스틴 허처슨 박사님, 캐서린 자우레구이 박사님, 콜린 R. 베리 선생님께 감사드립니다. 이 작업은 NIH NIDCR 보조금 R01DE016124, R01DE018039 및 J.P. Lewis에 대한 R01DE023304의 지원을 받았습니다.
현미경 검사는 VCU Department of Anatomy and Neurobiology Microscopy Facility에서 수행되었으며, NIH-NINDS Center 핵심 보조금(5P30NS047463)의 자금 지원을 받았습니다.

다음 프로토콜은 혐기성 종, 경찰에 의해 침략을 배양하고 연구하는 방법을 설명합니다 진지 발리; 그러나, 이들 프로토콜은 혐기성 병원균에 사용될 수있다. HUVECs를 사용하고 있지만,이 프로토콜은 면역 및 비 면역 다른 진핵 세포 모두에 사용될 수있다. 1. 혐기성 상공 회의소 사용 및 유지 보수 참고 : P. gingivalis에이 주변 공기에서 발생하는 산소의 정상 수준에 민감 혐기성이다. 제어 혐기성 환경은 P.의 재배에 매우 중요합니다 진지 발리. <ol><li> 여기서, 무산소 혼합 가스 (80 % N 2, 10 % H 2, 2~10 %의 CO) 비닐 혐기 챔버에서 (도 1a)로 지정 인공 분위기를 유지한다. 혐기성 챔버 실험실 환경에서 항목을 전송하기위한 에어 록 (그림 1B)를 사용합니다. 에어 록 수동 TW를 운영혼합 된 혐기성 가스를 도입하기 전에 N2 가스와 얼음 퍼지. </li><li> 바람직 황화수소 무보수 제거 황화수소 제거 칼럼 (도 1C)를 사용한다. 촉매에 의해 생성 된 O H 2를 제거하고 오염의 확산을 촉진 에어로졸을 방지하기 위해 챔버 내에서 제습기를 놓습니다. 주 : 황화수소 많은 혐기성 세균의 천연 대사 부산물 및 축적은 세균에 독성이고 가전 손상되고, 촉매의 수명을 감소시킬 수있다. </li><li> 수소의 존재 (그림 1D)에서 산소를 제거하는 팔라듐 촉매를 통해 챔버의 분위기를 순환 팬 상자를 사용합니다. 참고 : 순환 대기 (HEPA) 필터는 0.22 μm의 또는 더 큰 크기로 공기 중 오염 물질을 제거합니다. </li><li> 혐기성의 내부에 위치하는 37 ° C 배양기에서 배양 혐기성 세균방. 혐기성 챔버 내부에서 작업 할 때 표준 무균 기술을 사용합니다. </li></ol><img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53408/53408fig1.jpg" /> 그림 1. 혐기성 비닐 챔버와 그 구성 요소. (A) 대기 중 산소로부터 완전히 밀봉 된 비닐 혐기성 챔버는 한 번에 (32 X 78 년) 두 개인 작업 공간을 제공합니다. 그것은 (다시 중간) 37 ℃로 설정 인큐베이터가 포함되어 있습니다. (B)는 에어 록 혐기성 챔버로 실험실 환경에서 상품의 전달을 위해 사용된다. 사진은 자동적으로 혐기성 환경을 조성하기 위해 필요한 진공 및 퍼지 절차를 수행하도록 프로그램 될 수있는 제어기를 통해 작동 자동 출입구이다. (C) 황화수소 제거 컬럼은 바람직 황화수소 무보수 고용량 제거를 제공한다. (D)는 두 촉매 팬 박스 아르수소의 존재 하에서, 산소를 제거하고, 팔라듐 촉매를 통해 챔버의 대기를 순환하기 위해 혐기 챔버에 걸쳐 두었다. 혐기성 챔버는 제조업체의 지침에 따라 설정됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53408/53408fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 혐기성 박테리아 2. 준비 참고 : P.을 진지 발리는 aerotolerant이고 호기성 조건에서 저장 될 수 있지만, 6 % (17, 18)보다 높은 수준의 산소의 존재하에 성장하지 않을 것이다. 혐기성 챔버의 P. 적절한 배양에 필요한 진지 발리와 다른 혐기성 종 (그림 1). 혐기성 실 사용에 대한 적절한 훈련과 교육은 microanaerobes 19을 사용하기 전에 필요합니다. <ol><li> 혐기성 CONDIT 모든 액체 매체와 판 평형적어도 12 시간 이전에 실험에 이온이 잔류 산소를 제거합니다. </li><li> P. 이동 혐기성 챔버 -80 ° C의 냉동고에서 진지 발리는 해동을 할 수 있습니다. </li><li> 킬 P. (TSA II 5 % 양 혈액) 트립 티카 간장 혈액 한천 플레이트에 진지 발리. 4~7일에 대한 혐기성 배양기에서 37 ℃에서 파라 필름과 가게에서 판을 바꿈. </li><li> P. 접종 3 ㎖ 뇌 심장 주입에 진지 발리는 (BHI) 국물은 멸균 루프를 사용하여, 헤민와 메나 디온, 혐기성과 까다로운 미생물의 분리 및 문화에 대한 풍부한 비 선택적 액체 매체와 보충. 주 : 장기 저장을 위해, -80 ° C의 냉동고에 글리세롤 또는 DMSO (10 내지 20 %의 최종 농도) 및 장소 BHI 준비 박테리아 문화를 섞는다. </li><li> P.의 스타터 문화를 준비 1:10 희석을하고 박테리아가 중반 로그 단계까지 성장 할 수 있도록하여 진지 발리. </li></ol> 참고 : 혈중 알코올 농도의 광학 밀도를박테 리아 현탁액을 판정하고 피검 각 균주 박테리아 농도를 조정한다. 피하십시오 진지 발리 미드 로그 상 및 7 ~ 8 × 106 세포 / mL를 0.7 OD (660)의 대응에 현탁. 프로토콜에 설명 된 성장 조건은 위의 피에 대한 특정 진지 발리와는 다른 균주에 적응해야 할 수도 있습니다. 3. 내피 세포 배양 주 : 매입은 제조업체의 지시에 따라 5 % CO 2에서 37 ° C에서 혈관 내피 성장 인자 (VEGF)를 포함하는 기본 배지에서 일차 배양 된 HUVECs 및 풀링. <ol><li> 15 ml의 VEGF 미디어 2.5 × 10 5 세포 / 플라스크에 T-75 플라스크에 씨앗 된 HUVEC. 참고 : 4.0 % 트리 판 블루 (1) 희석 : 1을 통해 가능성을 확인합니다. 양안 광 현미경으로 볼 때 트리 판 블루를 유지합니다 손상된 세포막과 세포, 양막 건강한 세포는 흰색 나타납니다. COUN세포의 80 % 이상이 20 가능한 지 확인, 100 세포를 톤. </li><li> 세포가 ~ 80 % 포화 상태에 도달 할 때까지 예열 신선한 VEGF 매체와 미디어를 2 일마다 교체합니다. </li><li> 미리 예열 PBS로 한 번 세포를 씻으십시오. 2 ㎖의 트립신 중화 솔루션 다음 5 분 동안 2 ㎖의 트립신 EDTA (0.25 %)와 함께 배양하여 T75 플라스크에서 세포를 해방. </li><li> 50 ML 원뿔 튜브 중단 된 HUVEC를 수집합니다. PBS로 T-75 플라스크에서 여분의 세포를 씻어 내고 50 ML 원뿔 튜브로 전송할 수 있습니다. </li><li> 10 분 동안 200 XG에 원심 분리기 세포. </li><li> , 뜨는을 제거 10ml를 미리 예열 VEGF 미디어에서 세포 펠렛을 일시 중지합니다. </li><li> 혈구 세포 또는 유사한 계산 장치를 이용하여 세포 농도를 결정. </li><li> (50,000 / 웰) 된 커버와 6 웰 플레이트 (400,000 / 웰) 또는 12 웰 플레이트 중 하나에 추가 세포 현탁액의 양을 계산합니다. HUVECs를 다음날 실험을위한 준비가 될 것입니다. </li></ol> 4. 생존 분석 침략 / 상호 작용(도금) 참고 :이 분석을 수행 할 때, / 잘 400,000 세포에 접종 내피 세포의 두 6 웰 플레이트를 준비합니다. 하나의 판에 부착 된 박테리아 및 숙주 세포에 의해 내재화를 평가하기 위해 사용될 것이다. 다른 판은 세포 내 세균을 설명합니다. 두 샘플의 삼중 한 실험에서 수행하는 6- 웰 플레이트는 허용한다. 이 프로토콜의 개요는 생존 분석 흐름도 (그림 2)를 참조하시기 바랍니다. <ol><li> 그들이 중반 로그 성장 (OD 660 0.5-0.7)에 도달 할 때까지 (제 1 참조) 상기 한 바와 같이 혐기성 박테리아를 준비합니다. </li><li> 원심 분리기 박테리아 10 분 동안 5,000 XG에. 원심 분리기는 챔버 외부 혐기성 인 경우, 15 mL의 밀봉 된 튜브에서 세균 시료를 운반 산소 누출을 방지하기 위해 파라 필름으로 뚜껑을 감싸는 참고. </li><li> 펠렛 P. 배치 gingivalis에 다시 실, 상층 액을 버린다. VEGF 나에 재현 탁 전에 다시 PBS로 펠렛 박테리아를 씻어디아. 모든 균주가 중반 로그 단계 (~ 7 × 10 8 세포 / ml)에 해당하는 0.7의 OD 660에서 테스트 할 수 있도록 현탁액을 준비합니다. 박테리아는 현재 감염에 대한 준비가되어 있습니다. </li><li> 혐기성 챔버로 조직 문화 인큐베이터에서 된 HUVEC를 포함하는 전송 6 웰 플레이트. 용지를 제거하고 혐기성 PBS로 3 회 세척한다. 각 웰에 혐기성 VEGF 미디어 2 ㎖를 추가하고 감염에 대한 온도를 평형 20 분 동안 혐기성 배양기에서 37 ° C에서 접시를 놓습니다. 참고 : 감염에 사용되는 것을 보장하기 위해 혈액 한천 플레이트에 플레이트 박테리아가 균일 감염에 오염되지 않습니다. </li><li> 100 : 감염 다중의 박테리아 숙주 세포 (숙주 박테리아 MOI) 감염 1. 주 : HUVEC 세포 수는 감염 전에 단일 웰에 트리 판 제외 테스트를 수행하여 결정된다. 박테리아 세포의 수는 (0.5 = 5 × 10 8 세포 / ㎖의 OD, 예) 광학 밀도를 통해 결정된다. 비acterial 농도는 HUVEC를 농도 (21)에 기초하여 적절한 방어로 조정된다. </li><li> 혐기성 배양기에 감염된 HUVECs를 6 웰 플레이트를 놓고 세균이 30 분 동안 숙주 세포와 상호 작용 할 수 있습니다. </li><li> 비에이치 아이에 사포닌 혐기성 챔버 내부와 0.2 μm의 필터를 통해 필터링 (/ V W 1.0 %)을 준비합니다. </li><li> 모두 부착 내면화 박테리아의 생존. <ol><li> , 인큐베이터, 흡 매체에서 플레이트를 제거 혐기성 PBS로 3 회 세척하고 2 ㎖를 (단계 4.8에 기재된 바와 같이 제조) 1.0 %의 사포닌을 추가 여과. 숙주 세포 용해를 허용하도록 15 분 동안 배양한다. </li><li> 세포 스크레이퍼 잘 각각의 바닥을 쳤어요. 각 웰의 세포 혼합물을 수집하고는 1 : 비에이치 아이 1 희석. </li><li> 샘플의 일련 희석을 진행합니다. 박테리아 종과 농도에 따라, 연속 희석을 조정합니다. (1) 시작 : 100 또는 1 : 1,000 희석. </li><li> 혈액 한천 플레이트에 원하는 희석 200 μl를 접시. 랩 T37 ° C에서 혐기성 배양기에서 파라 필름과 장소에서 그가 판. </li><li> 37 ° C에서 배양 7 일 후, 플레이트를 제거하고 수동으로 식민지를 계산하는 라이트 박스를 이용하여 콜로니 형성 단위 (CFUs)를 계산합니다. 참고 : CFUs이 열거되어있다. CFUs의 대량 들어, 화상이 촬영 될 수 있고, 컴퓨터 소프트웨어 CFUs의 열거를 용이하게하기 위해 사용될 수있다. </li></ol></li><li> 내면화 된 박테리아의 생존. <ol><li> 인큐베이터에서 접시를 제거합니다. 혐기성 PBS로 3 회 세척하고 보충 항생제 (겐타 마이신 300 μg의 / ㎖과 메트로니다졸 400 ㎍ / ml)로 2 ml의 VEGF 미디어를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 1 시간 동안 품어. 그들이 원하는 균주를 죽이는 100 % 효과가 있으므로 항생제를 테스트하고 그들이 숙주 세포 (22, 23)을 관통하지 않는 것이 있는지 확인해야합니다. </li><li> 대기음 매체는 필터링 1.0 % 사포닌 2 ㎖를 추가합니다. 숙주 세포 용해를 허용하도록 15 분 동안 배양한다. </li><li> 각 아의 바닥을 쳤어요세포 스크레이퍼와 L. 각 우물에서 세포 혼합물을 수집하고는 1 : 비에이치 아이 1 희석. </li><li> 샘플 (: 100, 1 : 1,000 1)의 연속 희석을 준비합니다. </li><li> 혈액 한천 플레이트에 원하는 희석 200 μl를 접시. 혐기성 배양기에서 파라 필름과 장소에 판을 바꿈. </li><li> 37 °에서 배양 7 일 후 판을 제거하고 CFUs를 계산 C. </li></ol></li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53408/53408fig2.jpg" /> 그림 2. 진핵 세포와 혐기성 세균의 생존을 위해 사용되는 프로토콜의 도식 표현. 총 세균의 생존과 내면화 박테리아의 생존을위한 두 가지 분석을 동시에 수행 할 수 있습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53408/53408fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 호스트 세륨에 박테리아의 5 내면화LLS (형광 현미경) 참고 : P.을 gingivalis에, 2 &#39;로 7&#39;- 비스 -로 표시되는 (2- 카복시 에틸) -5- (및 -6) -Carboxyfluorescein, 아세 에스터 (BCECF-AM). BCECF-AM은 비 형광 막 투과성 염료이다; 세포 내 에스 테라 제의 작용을 통해 형광 BCECF에의 변환은 세포 생존 능력을 표시 할 수 있습니다. 피를 진지 발리는 BCECF-AM 염료로 표지 한 후 진핵 세포를 감염하는 데 사용됩니다. 감염 후, 세포를 고정하고 DAPI와 TRITC-팔로이 딘으로 표시. 진핵 세포의 핵을 염색하는데 사용 DAPI 염색은 또한 대사되지 쪼개짐 BCECF-AM 수 비 생존 박테리아를 식별 할 대응책을 제공하는 박테리아 세포 핵을 레이블링한다. 호스트 세포 TRITC-팔로이 딘, 빨간색 굴지 염료로 강조 표시됩니다. <ol><li> 오토 클레이브 된 커버. 무균 / 웰 5 × 10 4 세포에서 내피 세포를 파종하기 전에 12 웰 플레이트로 된 커버를 추가합니다. (실험 전 준비 일) </li><l난&gt; 상기 한 바와 같이 12 웰 플레이트에서 18mm (# 1.5 두께) 원형 된 커버에 준비 내피 세포 되세요. </li><li> 제 1 절에 설명 된대로 중반 로그 단계로 성장 혐기성 세균 (= 0.5-0.7 OD 660)를 준비합니다. </li><li> 워시 박테리아는 5,000 XG에 원심 분리 및 5-7 × 10 8 세포 / ml에서 PBS에 펠렛을 일시 중단하여 혐기성 PBS로 2 배. </li><li> 2 μM의 BCECF-AM의 최종 농도 세균 현탁액 (5-7 X 108 세포 / ml) 2 ㎖에 0.2 mM의 BCECF-AM의 20 μL를 추가한다. </li><li> 어둠 속에서 30 분 동안 37 ° C에서 품어. </li><li> 혐기성 챔버로 조직 문화 인큐베이터에서 18mm (# 1.5 두께) 원형 된 커버에 시드 내피 세포와 전송 플레이트. PBS 및 혐기성 VEGF 매체과의 교류로 씻으십시오. 참고 : HUVECs를 가벼운 현미경 건강 있는지 확인합니다. HUVEC를 80 %의 합류는, 형태는 제조 업체와 비교해야한다 ~해야한다. </li><li> 원심 분리기 표시 박테리아10 분 동안 5,000 XG 잔류 BCECF-AM 염료를 제거합니다. 2 ml의 혐기성 VEGF 매체에서 일시 중단합니다. </li><li> 1 (세균 : 호스트) (100)의 MOI에서 표지 된 박테리아 숙주 세포를 감염시킨다. </li><li> 30 분 동안 37 ℃의 혐기성 챔버에서 배양한다. </li><li> 및 PBS로 3 회 감염 세척 세포 후 10 분 동안 새로 제조 4.0 % 파라 포름 알데히드에 고정합니다. 주 : 세포를 고정 후, 실험을 혐기 챔버 밖에서 실시 할 수있다. </li><li> 워시는 PBS로 3 회 된 커버. </li><li> 10 분 동안 0.2 % 트리톤 X-100 1 ㎖를 추가한다. </li><li> 워시는 PBS로 3 회 된 커버. </li><li> 45 분 동안 커버 슬립에 TRITC의 팔로이 딘 (50 μg의 / ㎖)의 50 μl를 추가합니다. </li><li> 워시는 DAPI를 포함하는 소프트 세트 장착 매체와 슬라이드에 12 웰 플레이트와 장소에서 제거, 세 번 된 커버. 매니큐어 측면을 밀봉합니다. 참고 : 슬라이드 어둠 속에서 몇 달 동안 저장 될 수있다. 사진 표백을 방지하기 위해 빛의 노출을 피하십시오. </li><li> 보기 슬라이드공 초점 현미경을 사용. <ol><li> 여기서, (반전) AxioObserver 주위 구성된 34 채널 분광 시스템 (32 채널 어레이 검출기와 두 개의 측면 PMT 검출기, 플러스 전송 된 광 검출기) 전동 XY 스테이지 스탠드를 사용합니다. 파란색 다이오드 (405 ㎚), 멀티 라인 아르곤 (458, 488, 514 ㎚), 녹색 다이오드 (561 ㎚), 빨간색 헬륨 네온 (633 ㎚) 및 440 nm의 펄스 레이저 :이 시스템은 다섯 레이저를 보유하고 있습니다. (FRET-FLIM 용) 2 하이브리드 하나로 이루어질 탐지기 형광 수명 이미징 시스템을 착용. </li><li> 3백40부터 3백80까지 nm 내지 5백40에서 5백60까지 nm의 각각 4백35부터 4백85까지 nm 내지 5백70에서 5백90까지 nm 인 발광 필터의 여기 파장을 가진 듀얼 - 밴드 필터를 사용하여 하나의 채널에 DAPI와 TRITC에서 형광을 검출한다. 4백40에서 5백까지 나노 미터의 여기 파장 및 5백10에서 5백90까지 nm 인 발광 필터와 필터를 사용 BCECF-AM에서 형광을 검출한다. 참고 : 모든 균주에 수행해야 BCECF-AM에 대한 제어하는​​ 실행 가능한 박테리아의 적절한 라벨을 보장하기 위해 연구되고있다. 먼저 nonviab을 확인제작 박테리아는 DAPI 양성 및 BCECF 음성이다. 둘째, 살아있는 박테리아가 형광 BCECF에 BCECF-AM을 대사 할 수 있는지 확인합니다. 세균이나 BCECF-AM 염료의 변수 농도는 최적의 라벨 검사를해야 할 수도 있습니다. </li></ol></li></ol>

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위의 모든 방법들은 진핵 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하기위한 특정 분석법을 설계하는데 사용될 수있다. 그러나 성공적으로 실험을 수행 할 수있는 몇 가지 고려 사항이 있습니다. 먼저 실험에 사용되는 균주이다. 그것은 그들이 유사한 성장 단계에 있으며 침입 효율 (13)에 영향을 미칠 수있는 전술의 차이와 유사한 세포 농도를 달성한다는 생존 분석 모두 두 균주의 비교뿐만 아니라 현미경 분석에 의해 결정적이다. 성장 곡선은 두 균주 서로 다른 경우, 조정은 궁극적으로 일관된 농도 21 공유 유사한 성장 패턴을 달성하기 위해 만들어 져야한다. 또한, 박테리아 세포 응집을 피하기 위해 균일하게 분산되어야한다. 또한, 박테리아 세포를 효과적으로 제거하는 항생제를 선택하는 것이 중요하다. 항생제 선택은 숙주 세포에 악영향을 가지고 있다면다른 항생제 또는 용균 효소 (24, 25)을 사용할 수있다. 마지막으로, 변형 이질...

혐기성 박테리아는 인체의 거의 모든 표면에 정착. 산소 농도가 낮은 장과 비뇨 생식기 책자의 식물에서 우세하지만, 그들은 또한 피부, 입, 코, 목의 1에 높은 수준으로 존재한다. 혐기성 박테리아는 내인성 감염의 흔한 원인이며, 자주 병에 걸린 사이트에서 격리됩니다. 그러나, 그들의 까다로운 성격, 혐기성 격리하고 문화 어려울 수 있습니다. 혐기성 박테리아를 포함하는 연구는 제한된 조건에서 수행해야합니다. 현대 혐기성 배양 기술은 연구자가 많은 혐기성 실험 균주 또는 임상 분리 2,3을 연구하는 데 필요한 혐기성 설정을 모방 할 수 있습니다. 병원성 혐기성 세균들이 거주하는 숙주 세포와 동적 관계 공진화를 개발했다. 대부분의 혐기성는 infecti에 도달하기 전에 호스트 면역 반응에 의해 살해에 민감하다OU에 수준. 그러나 일부 병원성 박테리아로부터 탈출 또는 숙주 면역 반응을 파괴하는기구를 개발했다. 그들은 이러한 면역 인식, 면역 매개 물질의 중화, 세포 매개 면역의 변경, 숙주 세포의 침윤, 4 신호 면역의 변경의 회피로 메커니즘을 통해이 목표를 달성. 포피 gingivalis에 모두 구강과에 연루 그람 음성 혐기성를 구외 질환, 호스트 5-7 병원성 변화를 일으킬 수있는 매우 적합 세균성 병원체의 일례이다. 생물막 플라크의 포켓은 대기 산소 (8)로부터 보호되는 혐기성 박테리아를 정박 할 수있는 치아와 치은 점막 조직 사이에 형성된 깊은 틈새에서 발생한. 이러한 치주 포켓은 피 등 다양한 혐기성 병원균에 대한 틈새 시장의 역할 진지 발리 (9). P. 진지 발리는 리모델링 할 수있는 키스톤 병원균이다치주 질환 (10)의 발생과 진행을 촉진 방법으로 구강 미생물 커뮤니티를 보내고. 이는 호스트 단백질의 광범위한 스펙트럼에 대해 활성 및 숙주 방어 11 회피 메커니즘을 제공 독성 인자의 대량 생산. 또한, 시험 관내 및 생체 내 12-14 15 상피, 내피, 섬유 아세포, 및 치주 인대 세포에 침입 할 수있다. 효과적으로 피를 숙주 세포에 침입하여 진지 발리는 호스트 면역을 탈출 할 수 있습니다. 숙주 세포의 효과적인 침략뿐만 아니라 박테리아가 숙주 방어를 탈출 할 수 있습니다뿐만 아니라 미래에 다시 감염에 대한 저수지 역할뿐​​만 아니라 숙주 세포를 변경합니다. 숙주 세포에 의해 부착 및 세균 내면화에 관여하는 분자 메커니즘의 연구가 필요하다. 여러 실험실에서 연구 P.의 국제화와 관련된 분자 이벤트를 이해에 초점을 맞추고 숙주 세포에 의해 진지 발리뿐만 아니라 억제하고 면역 반응을 납치하고 적대적인 호스트 방어 메커니즘을 생존하는 데 사용되는 메커니즘으로. 식별 및 숙주 세포에 침입 할 수있는 병원체의 특성을 분석 할 수있는 많은있다. 이 산소없이 부피 악기에 의존 연구를 수행하는 것은 곤란하다 때문에, 혐기성 병원균 관내 연구는 주로 많은 실험적 연구 문제를 제기. 이는 진핵 세포 성장에 산소를 필요로하며, 따라서 조직 배양 인큐베이터에서 별도로 준비되어야한다는 사실에 의해 복잡해진다. 그러한 장애물을 피할 수있는 한 가지 방법은 산소 분위기 하에서 조사를 수행하는 것,하지만 혐기성 박테리아의 성장이 불가능하게된다. 또 다른 방법은 감염 숙주 세포의 상호 작용을 연구하기 위해 열 살해 박테리아를 사용하는 것이다. 그러나 차이는 호스트 병원체 interacti의 관련성을 감소 열 명이 사망하고 실행 가능한 박테리아 사이에 존재16. 그것은 숙주 세포와의 상호 작용 변경되지 않은 표현으로 가능한 박테리아를 연구하는 중심; 피를 배양 따라서 방법 혐기성 환경에서 진지 발리가 제공됩니다. 또한, 간단한 두 비용 효율적인 프로토콜 P.의 능력을 평가하기위한 입증되고 진지 발리는 인간 제대 정맥 내피 세포 (HUVECs를)에 의해 내면화한다. 제 1 프로토콜은 인기 항생제 보호 분석에 기초한다. 분석이 간단하지만, 혐기성 미생물을 이용한 고려 주어진다. 제 2 프로토콜은 상호 작용 시각화 형광 주사 현미경의 사용을 필요로하며, P. 내재화 진지 발리. 각 분석은 한계 및 혐기성 세균의 침입을 연구 연구자에게 개요를 제공하도록 설명되는 장점을 갖는다. 현재 원고는 피를 연구했지만 HUVECs를 진지 발리 및 이러한 프로토콜뿐만 아니라 다른 많은 혐기성 세균에 대해 사용될 수있다숙주 세포의 다른 유형에도.

<table><tbody><tr><td>비닐 혐기성 챔버-타입 B</td><td>코이 실험실 제품</td><td></td><td>모델 2000 인큐베이터&nbsp;</td></tr><tr><td>TSA II Trypticase Soy Agar with 5% Sheep Blood</td><td>BBL</td><td>221261</td><td></td></tr><tr><td>Human Umbilical Vein Endothelial Cells 10-donor Pool</td><td>LifeLine Technology</td><td>FC-0044</td><td></td></tr><tr><td>VascuLife VEGF Medium Complete Kit</td><td>LifeLine Technology</td><td>LL-0003</td><td></td></tr><tr><td>TrypKit</td><td>LifeLine</td><td>LL-0013</td><td></td></tr><tr><td>Saponin</td><td>Riedel-de Haen</td><td>16109</td><td></td></tr><tr><td>겐타마이신 황산염 소금</td><td>시그마-알드리치</td><td>G-1264</td><td></td></tr><tr><td>메트로니다졸</td><td>시그마-알드리치</td><td>M-3761</td><td></td></tr><tr><td>BCECF-AM</td><td>LifeTechnologies</td><td>B1150</td><td></td></tr><tr><td>TRITC 팔로이딘&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1951</td><td></td></tr><tr><td>18mm 원형 커버슬립</td><td>전자 현미경 과학</td><td>72222-01</td><td></td></tr><tr>DAPI <td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td></td><td>이 있는 VectaShield 장착 매체</td></tr></tbody></table>

숙주 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하기위한 모델 생물로 포피 진지 발리

Porphyromonas gingivalis as a Model Organism for Assessing Interaction of Anaerobic Bacteria with Host Cells

혐기성 박테리아는 지금까지와 같은 창자, 입 및 질만큼 인간의 틈새에서 성균보다 많다. 또한, 혐기성 감염은 일반적이고 자주 원주민 출신이다. 인간의 세포에 침입하는 일부 혐기성 병원균의 능력은 그들에게 선천성 면역을 탈출뿐만 아니라 숙주 세포의 행동을 조절하는 적응 대책을 제공합니다. 그러나, 혐기성 세균이 문제를 일으킬 수 사건 조사 실험 도중 라이브임을 보장. 포피로 모나스 진지의, 그램 음성 혐기성는 진핵 비 식세포 다양한 침입 할 수있다. 이 문서에서는 성공적으로 문화와는 P.의 능력을 평가하는 방법에 대해 설명합니다 진지 발리는 인간 제대 정맥 내피 세포 (HUVECs를)을 침공. 두 개의 프로토콜이 개발되었다 : 하나는 성공적 침입 숙주 내에서 생존 및 다른 숙주 세포와 상호 작용하는 박테리아를 시각화 할 수있는 박테리아를 측정하기 위해. 이러한 기술은 처남의 사용을 필요robic P. 공급 챔버 최적 성장 혐기성 환경 진지 발리. 제 1 프로토콜은 주로 박테리아 숙주 세포의 침윤을 연구하는 데 사용되는 항생제 보호 분석에 기초한다. 그러나, 항생제 보호 분석법은 제한된다; 항생제 치료 및 숙주 세포 용해 다음 배양 세포 내 박테리아 만이 측정된다. 살아있는 및 죽은 모두 숙주 세포와 상호 작용하는 모든 세균을 평가하기 위해, 우리는 호스트 병원체 상호 작용을 조사하기 위해 형광 현미경을 사용하는 프로토콜을 개발했다. 박테리아 형광, 2 &#39;와 7&#39;- 비스 - (2- 카르복시 에틸)에 표시되어 -5- (및 -6) -carboxyfluorescein 아세 톡시 메틸 에스터 (BCECF-AM) 및 혐기성 조건 하에서 진핵 세포를 감염시키기 위해 사용된다. 0.2 % 트리톤 X-100과 파라 포름 알데히드 및​​ 투과성으로 함께 고정 다음, 숙주 세포는 각각 세포 골격과 핵 라벨을 TRITC의 팔로이 딘 및 DAPI로 라벨링된다. 여러 IMA다른 초점 (Z-스택)에서 촬영 GES는 박테리아의 시간적 공간적 시각화를 얻을 수있다. 이 연구에서 사용되는 방법은 경작 혐기성 및 진핵 세포 유형에 적용될 수있다.

위에서 설명한 프로토콜 (P) 사이에 호스트 병원체 상호 작용을 연구에 사용 된 진지 발리와 내피 세포. P. 진지 발리 W83 및 P. PG0228의 삭제를 수행 진지 발리 V3150이 연구에 사용 하였다. PG0228 궁극적 P.의 상호 작용에 영향을 미칠 수있는 RNA와 단백질의 레벨을 변경할 수 단백질을 인코딩하도록 예측되고 숙주 세포와 진지 발리. 경찰에 PG0228의 효과를 알아보고자 진지 발리의 숙주 세포와 상호 작용하는 능력 된 HUVEC와 상호 작용하는 부모 및 돌연변이 균주의 능력을 비교 하였다. 생존 프로토콜 (도 2) 본 연구에 적용 하였다. 두 균주 따라서 비슷한 성장 곡선 및 감염 이전에 발생 된 세포 수의 정상화와 더 큰 문제가 있었다 2 단계에 설명 된대로 따라서, 두 균주는 대수 단계로 성장시켰다. 배양 7 일 후, CFUs...

이 기사에서는 두 가지 프로토콜을 제시합니다: 하나는 숙주 내에서 성공적으로 침입하여 생존할 수 있는 혐기성 박테리아를 측정하기 위한 것이고, 다른 하나는 숙주 세포와 상호 작용하는 혐기성 박테리아를 시각화하기 위한 것입니다. 이 연구는 모든 배양 가능한 혐기성 및 모든 진핵 세포 유형에 적용할 수 있습니다.

Anaerobic bacteria far outnumber aerobes in many human niches such as the gut, mouth, and vagina. Furthermore, anaerobic infections are common and ...

이 영상의 전체적인 목표는 혐기성 박테리아와 숙주 세포 간의 상호작용을 평가하는 프로토콜을 시연하는 것입니다. 세포를 배양하는 데 사용되는 조건은 혐기성 박테리아에게 독성이 있으며, 그 반대의 경우도 마찬가지입니다. 이는 상호작용 연구에 있어 어려움이 되며, 연구 기간 동안 두 세포 모두가 대사적으로 활성 상태를 유지하기 위해서는 양측 모두에게 최적화된 조건이 충족되어야 합니다.이러한 조건은 체내(in vivo)에서 발견되는 호스트-병원체 상호작용 시나리오를 더욱 정확하게 반영할 것입니다. 여기에 제시된 방법은 감염 중 혐기성 세균 세포의 결합 및 내입뿐만 아니라 미생물 생존과 관련된 메커니즘에 관한 질문에 답하는 데 도움이 될 것입니다. 일반적으로 이 방법에 익숙하지 않은 연구자는 혐기성 챔버에 대한 지식과 숙련된 무균 조작 기술이 필요하기 때문에 어려움을 겪을 수 있습니다.혐기성 챔버 사용 단계는 습득하기 어렵기 때문에 이 방법에 대한 시각적 시연이 매우 중요합니다. 또한, *Porphyromonas gingivalis*의 배양 및 실험을 위해 혐기성 챔버를 사용할 때는 주의가 필요합니다. 비닐 혐기성 챔버는 80% nitrogen, 10% hydrogen 및 10% carbon dioxide를 포함하는 인공 대기 상태로 유지됩니다. 혐기성 챔버 내부에 blood agar 플레이트 30개, PBS 500 milliliters 및 vascular endothelial growth factor 또는 VEGF 배지 30 milliliters를 배치합니다.시약의 평형화를 위해 24시간 전에 6-웰 플레이트의 웰당 4 × 10⁵개의 인간 제대정맥 내피세포(HUVEC)를 VEGF 배지에 분주하고, 세포 부착을 위해 세포 배양 인큐베이터에서 하룻밤 동안 배양합니다. 동반 텍스트에 설명된 대로 Brain Heart Infusion(BHI) 배지에서 Porrophomonas gingivalis 배양액을 준비하고, 660 nm에서의 광학 밀도가 0.5에서 0.7 사이인 로그 단계에 도달할 때까지 배양합니다. 박테리아를 15 mL 튜브로 옮기고, 공기 유입을 막기 위해 캡 주위를 파라필름으로 감쌉니다.그런 다음 혐기성 챔버 내에서 박테리아를 5,000 ×g로 10분 동안 원심분리합니다. 펠렛화된 박테리아를 혐기성 PBS로 세척하고 5,000 ×g로 10분 동안 다시 원심분리합니다. Reese는 포로미너스 전이(por ominous transfer)를 통해 HU X를 감염시키기 위해 VEGF 배지로 박테리아를 재현탁합니다.인큐베이터에서 6-웰 플레이트를 혐기성 챔버로 옮겨 테스트 웰의 배지를 흡입하여 제거하고 혐기성 PBS로 3회 세척합니다. 트라이판 블루 배제법(trypan blue exclusion assay)을 통해 대표 웰 하나의 세포 수를 측정합니다. 그 다음, 웰당 2 mL의 혐기성 VEGF 배지를 추가하고 플레이트를 혐기성 인큐베이터의 37 °C에서 20분 동안 보관합니다. 평형을 맞추기 위해 박테리아의 광학 밀도를 측정하고 재현탁합니다.박테리아 대 세포 비율이 100:1의 감염 다중도로 세포를 감염시킬 수 있도록 적절한 부피의 VEGF 배지에 이를 현탁합니다. 혐기성 챔버 내에서 세포 용해를 위해 박테리아 현탁액을 세포에 첨가하고 37 °C에서 30분 동안 배양하여 감염시킵니다. 숙주 세포와 박테리아의 상호작용을 연구하기 위해 BHI 배지에 1% w/v saponin 용액을 조제하고 0.2 µm 필터로 여과합니다.인큐베이터에서 6-웰 플레이트를 꺼내고 감염 배지를 흡입하여 제거합니다. 혐기성 PBS로 3회 세척합니다. 그 다음, 각 웰에 saponin 용액 2 mL를 첨가하고 세포 용해를 위해 15분 동안 인큐베이션합니다.다음으로, 웰 바닥에서 세포를 긁어내고 세포 용해물을 BHI 배지와 1:1 비율로 희석합니다. 그 다음 1:100부터 시작하여 단계별 희석을 수행하고, 적절한 희석액 200 µL를 혈액 한천 배지에 도말합니다. 배지를 perfil로 감싼 후 37 °C 혐기성 배양기에서 7일 동안 배양하여 콜로니를 형성시킵니다.그 다음 라이트 박스를 사용하여 HU E 세포 감염 후 각 플레이트의 콜로니 형성 단위(CFU)를 측정합니다. 혐기성 PBS로 세포를 3회 세척합니다. 이어서, 최적화된 농도의 항생제가 첨가된 VEGF 배지 2 mL를 HU E 세포에 추가합니다.세포를 1시간 동안 배양한 후, 배지를 흡입하여 제거하고 각 웰에 BHI 내 1% saponin 용액 2mL를 첨가하여 15분 동안 배양합니다. 다음으로, 용해된 세포를 긁어내어 원심분리 튜브에 용해물을 수집합니다. 용해물을 BHI 배지로 1:1 희석한 후, 1:100부터 시작하여 연속 희석액을 준비합니다.적절한 농도의 혈액 배지 agar 플레이트에 200 microliters를 도말합니다. 혐기성 챔버에서 7일 동안 박테리아를 배양한 후 콜로니 수를 측정합니다.설명된 도말법은 세포와 상호작용하는 살아있는 박테리아만을 측정합니다. 이러한 단점을 극복하기 위해, 세포와 연관된 살아있는 박테리아와 죽은 박테리아를 모두 시각화할 수 있는 현미경 관찰법을 사용합니다. 내부로 유입된 박테리아를 시각화하기 위해, 먼저 고압 증기 멸균기에서 무균적으로 옮깁니다.12웰 플레이트의 각 웰 내에 유리 커버스립을 넣고, 커버스립당 5×10⁴ 마리의 박테리아를 분주합니다. 박테리아를 라벨링하기 위해 24시간 동안 배양한 후, 원심분리하여 상층액을 제거하고 박테리아를 회수한 뒤 혐기성 PBS로 펠릿을 재현탁합니다. 다시 원심분리하고 세척 단계를 반복합니다. 5~7×10⁸ 마리의 박테리아가 포함된 혐기성 PBS 2mL에 0.2mM BCECF AM 20µL를 첨가합니다.밀리리터당 박테리아를 37 °C에서 30분 동안 암소에서 배양합니다. 사용하는 형광 염료는 대부분의 혐기성 박테리아를 염색할 수 있으므로, 특정 항체와 같은 다른 시약은 필요하지 않습니다. 박테리아 현탁액을 5,000 ×g에서 10분 동안 원심분리하여 결합되지 않은 표지 시약을 제거하고 박테리아를 VEGF 배지로 재현탁합니다.그 다음 박테리아와 세포의 비율을 100:1로 하여 UIC 세포를 감염시키고 37 °C에서 30분 동안 배양합니다. 배양 후, 감염 배지를 제거하고 PBS로 세포를 3회 세척합니다. 그런 다음 4% paraformaldehyde를 첨가하고 상온에서 10분 동안 배양합니다.혐기성 챔버 내의 세포를 고정하려면, 고정된 세포를 챔버에서 꺼낸 후 커버슬립을 PBS로 3회 세척합니다. 세포의 투과화를 위해 커버슬립을 0.2% Triton X-100 1 mL에 10분 동안 배양합니다. 그 후 커버슬립을 다시 PBS로 3회 세척합니다. 세포 내 올리고머성 액틴을 염색하기 위해 각 커버슬립에 50 µg/mL TRITC-phalloidin 50 µL를 첨가하고 실온에서 45분 동안 배양합니다.배양 후, 커버슬립을 PBS로 3회 세척합니다. 핵 염색을 위해 1 µg/mL DAPI가 포함된 soft set 마운팅 용액이 도포된 유리 슬라이드 위에 커버슬립을 뒤집어 올립니다. 그런 다음 커버슬립의 주변부를 매니큐어로 밀봉하고, 공초점 현미경으로 혐기성 박테리아의 상호작용을 관찰합니다.이 결과들에서는 uve를 포함한 다공성 잇몸이 나타나 있습니다. 세포 부착 또는 내부화된 박테리아를 포함하는 세포 용해물을 100배까지 연속 희석하여 혈액 한천 배지 플레이트에서 계수 가능한 수의 CFU를 얻었습니다. 7일간의 배양 후, 야생형 porus vallis W 83 감염과 결실 돌연변이 V 315 감염 간의 한천 배지 플레이트상 CFU 수율 비교가 여기에 제시되어 있습니다.해당 돌연변이는 박테리아의 감염 능력에 영향을 미칩니다. 여기에 표시된 VE는 감염된 세포로부터 얻은 박테리아 군집을 그래픽으로 나타낸 것입니다. 상호작용을 평가했을 때, 야생형 균주에 비해 감염된 세포에서 회수된 돌연변이 박테리아의 수가 더 적었습니다.항생제 처리를 통해 세포 외 박테리아를 사멸시킨 후 얻은 결과가 오른쪽 열에 표시되어 있습니다. 다시 한 번, 돌연변이 균주는 살아있는 uve 세포에 침투하는 효율이 낮았습니다. BCE CFAM으로 라벨링하여 박테리아를 관찰하였습니다.액틴 필라멘트와 세포핵의 추가 염색이 각각 빨간색과 파란색 형광으로 나타납니다. 숙련된 후에는 각 기술을 적절히 수행할 경우 6시간 이내에 완료할 수 있습니다. 이 절차를 시도할 때, 박테리아를 혐기성 조건으로 유지하는 것과 실험 전 최대 24시간 동안 모든 배지와 소모품을 혐기성 챔버 내에서 평형화하는 것이 중요하다는 점을 기억하십시오.혐기성 병원균을 다루는 것은 매우 위험할 수 있으므로, 본 절차를 수행하는 동안에는 항상 장갑 착용, 손 씻기 및 무균 조작법 사용과 같은 예방 조치를 취해야 함을 잊지 마십시오. 따라서 이 방법은 치주 병원균에 대한 통찰을 제공할 수 있습니다. 또한 흡인, 폐렴, 복강 내 감염, 부인과 감염 및 인체 여러 부위에서 발견되는 다양한 혐기성 감염과 같은 다른 시스템에도 적용될 수 있습니다.억제 조치를 프로토콜에 쉽게 추가할 수 있고 처리 후 내부화를 직접 측정할 수 있기 때문에, 이 기술의 영향은 다양한 혐기성 병원균에 대한 약물 치료로 확대될 수 있습니다. 이 영상을 시청한 후에는 혐기성 세균을 배양하고 숙주 세포와 상호작용하는 능력을 평가하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다.

porphyromonas-gingivalis-as-model-organism-for-assessing-interaction

Research

연구

JoVE Journal

Immunology and Infection

면역학 및 감염학

출처: 칼라타유드 아로요, M. 외. 시험관 내 숙주-미생물 인터페이스에서 합성 박테리아 컨소시엄의 생존 가능성 평가. J. Vis. 경험 (2018).이 영상은 박테리아의 생존 가능성을 연구하기 위한 시험관 내 장 숙주-미생물 모델을 시연합니다. Caco-2와 HT29-MTX 세포의 공동 배양은 모의 소화 조건 하에 사전 처리된 박테리아와 함께 배양됩니다. 상피 장벽의 완전성을 경상피 전기 저항을 이용해 평가하며, 배양지에서 분획, 용해된 점액, 세포 용해액, 세포 잔해물을 수집하여 후속 분석을 수행합니다.

박테리아 부착 및 내부 흡수를 평가하기 위한 시험관 내 장 모델

Source: Calatayud Arroyo, M., et al. Assessing the Viability of a Synthetic Bacterial Consortium on the In Vitro Gut Host-microbe Interface. J. Vis. Exp. (2018)The video demonstrates a method to evaluate the viability of anaerobic oral bacteria using fluorescent dyes and flow cytometry. It begins with culturing bacteria in oxygen-free broth, followed by resuspending a single colony from a blood agar plate. After incubation and dilution, the culture is stained with membrane-permeable and...

Fluorescence-Based Viability Assessment of Oral Anaerobic Bacteria

Source: Alshehri, M. et. al., Organotypic Tissue Model Systems for Investigating Host-Pathogen Interactions In Vitro. J. Vis. Exp. (2025)This video demonstrates a co-culture model using multi-species oral biofilms and human oral epithelium. It highlights epithelial immune activation and enables the downstream analysis of host-pathogen interaction.

A Transwell Tissue Model for Studying Interactions Between Human Oral Biofilms and Epithelium

이 비디오는 혐기성 병원성 박테리아인  Porphyromonas gingivalis가 인간 제대 정맥 내피 세포(HUVEC)에 부착하고 침입하는 능력을 평가하는 기술을 보여줍니다. 숙주 세포를 박테리아로 감염시킨 후, 숙주 세포를 용해시켜 부착된 박테리아와 내재화된 박테리아를 모두 방출합니다. 용해물이 적절한 배지에 도말링되면 콜로니의 존재는 박테리아-숙주 세포 상호 작용이 성공했음을 나타냅니다.

혐기성 박테리아-숙주 세포 상호 작용을 연구하기 위한 박테리아 감염 분석

이 비디오에서는 컨포칼 현미경을 사용하여 인간 내피 세포 내에서 혐기성 병원성 박테리아인 내재화된 Porphyromonas gingivalis를 시각화하는 절차를 보여줍니다. 박테리아는 형광 염료로 염색되는 반면 숙주 내피 세포 액틴 세포골격은 다른 형광 염료로 표지됩니다. 내피 세포 내부의 내재화된 Porphyromonas gingivalis는 컨포칼 현미경을 사용하여 시각화됩니다.

숙주 내피 세포 내 내재화된 혐기성 박테리아의 시각화

이 비디오에서는 인간 내피 세포 내에서 Porphyromonas gingivalis의 생존을 평가하기 위한 분석을 보여줍니다. 내재화된 Porphyromonas gingivalis의 생존 및 성장 측정은 혈액 한천 플레이트의 집락 수로 평가됩니다.

숙주 내피 세포에서 내재화된 포르피로모나스 진지발리스(Internalized Porphyromonas gingivalis) 평가

동물 모델은 만성 염증의 발달에 기여하는 호스트와 병원체의 특정 메커니즘을 규정하는 매우 중요한 도구로 입증되었다. 여기서 우리는 로컬 및 전신성 염증 부위에서의 진행을 평가하기 위해 인간 병원체 Porphyromonas 진지 발리 및 세부 방법론 경구 감염 마우스 모델을 설명한다.

로컬 및 전신 사이트에서 병원체에 의한 만성 염증을위한 마우스 모델

창 자 미생물 호스트 상호 작용은 합성 구두 커뮤니티, 생체 외에서 위장 소화, 그리고 소장 상피의 모델을 결합 하 여 새로운 접근 방식을 사용 하 여 평가 됐다. 우리 세포 침입 병원 체와 다중 종 biofilms의 평가 또는 테스트 probiotic 정립 생존 적응 될 수 있는 방법 제시.

생체 외에서 직감 호스트 미생물 인터페이스에 합성 세균 컨소시엄의 생존 능력을 평가

본 프로토콜은 in vitro에서 숙주-병원체 상호 작용을 조사하기 위한 유기형 조직 모델의 적용을 개략적으로 설명합니다. 특히, 설명된 모델 시스템은 구강 건강 대 질병의 맥락에서 생물막(치석)과 관련된 미생물에 노출된 다층 구강 상피를 사용합니다.

In vitro에서 숙주-병원체 상호 작용을 조사하기 위한 유기형 조직 모델 시스템

우리는 모델 herpesvirus, 감마 herpesvirus 68 (γHV68)의 lytic 복제에 호스트 신호 분자의 핵심 역할을 식별 할 수있는 프로토콜을 설명합니다. 유전자 변형 마우스 긴장과 γHV68 lytic 복제 배아 섬유 아세포를 활용, 프로토콜 phenotypic 특성화 및 바이러스 lytic 복제에서 바이러스 호스트 상호 작용의 분자 심문을 모두 할 수 있습니다.

모델 Herpesvirus의 Lytic 복제의 해부 호스트 바이러스 상호 작용

배우세요 숙주 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하는 프로토콜을 Porphyromonas gingivalis를 사용하여. 이 방법은 미생물 생존 메커니즘과 감염 과정을 연구하는 데 필수적입니다.

숙주 세포와 혐기성 세균의 상호 작용을 평가하기위한 모델 생물로 포피 진지 발리

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