Name: 신생아 마우스 척수 압축 부상 모델 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
Description: 배우세요 신생아 마우스에서 척수 압축 부상을 유도하는 재현 가능한 방법을. 이 모델은 적응성 가소성 메커니즘을 연구하고 척수 손상 치료를 위한 중요한 통찰을 제공합니다.

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이 작업은 노르웨이 남동부 지역 보건국(JLB, 2014119; JCG, 프로젝트 번호 2015045 및 2012065), 노르웨이 연구 위원회(JCG, 프로젝트 번호 23 00 00) 및 오슬로 대학.

이 실험 프로토콜이 국립 동물 연구에서 노르웨이 당국에 의해 승인되었습니다 (Forsøksdyrutvalget, 현지 실험 승인 번호 12.4591) 유럽 연합 (EU)의 동물 관리 규정에 따라 (연맹 유럽 실험 동물 학회). 노력은 사용되는 동물과 이들의 고통 수를 최소화 하였다. 이 글에서 출생 (P) 일 1 야생형 ICR (각인 제어 영역) 마우스 (잭슨, USA)에 사용 된 절차에 대해 설명 되나 동일한 방식은 나중 단계에서 사용될 수있다. 1. 마우스 신생아 용 가스 마취 시스템을 구성 (도 1) <ol><li> 주사기의 끝에서 코 마스크를 구축 할 수 있습니다. 플라스틱 튜브 (- 빨간색 튜브도 2A1 그림 1)과 3 방향 스톱 콕이 연결합니다. </li><li> 코 마스크의 측면에 작은 구멍을 뚫어 가스로부터의 오버 플로우를 제거하기 위해 플라스틱 배관이 연결마스크. 튜브 하나에 약간의 부압에 대해 설정된 진공 펌프에서, 또는 흄 후드 (- 밝은 녹색 튜브 그림 1)에서를 종료합니다. </li><li> 150mm X 25mm 플라스틱 페트리 접시 (그림 2A2)에서 마취 챔버를 확인합니다. <ol><li> 한 측면에서, 마우스의 머리와 코 마스크를 수용 할만큼 충분히 큰 구멍을 만든다. </li><li> 반대편에 코 마스크에서 플라스틱 튜브가 삽입 될 수있는 두 개의 작은 구멍 (- 각각 적색 및 녹색 밝은 튜브,도 1)을 만든다. </li><li> 뚜껑의 상단에 세 번째 구멍을 만들고 여기에 진공 펌프 (그림 1 - 진한 녹색 튜브)에서 종료 제 플라스틱 튜브를 연결합니다. 이 제 튜브의 목적은 코 마스크로부터 출구에 의해 포착되지 않은 임의의 잉여 가스가 제거되도록한다. </li></ol></li><li> C만큼 큰 것을 실험실 접시 모든 종류의 바닥에 구멍을 만들어 수면 챔버 빌드마우스 ontain 및 평활 심지어 에지를 갖는다 (접시의 개구는 가스의 누출을 방지하기 위해 테이블​​이 놓여 플러시 함). 플라스틱 튜브 (- 갈색 튜브 그림 1)과 3 방향 스톱 콕에 챔버에 구멍을 연결합니다. 흄 후드 슬립 챔버를 놓습니다. </li><li> 기화기 (- 노란색 튜브도 2A3 그림 1)에서 배출 튜브에 3 방향 꼭지를 연결합니다. </li><li> 산소 공급 (- 파란색 튜브 그림 1)에 기화기의 입구를 연결합니다. </li></ol> 압축 도구를 만들기 위해 Yasargil 임시 동맥류 미니 클립 2. 변경 (그림 2, 표 1) <ol><li> 클램프와 스탠드에 단단히 클립을 부착합니다. 선명 돌을 이용하여 약 150 ㎛의 최종 두께에 각 클립의 블레이드의 팁의 외면을 접수 시각 제어 양안 확대경을 사용하여 드릴 (도 2B와 C)에 탑재. </리&gt; <li> 마이크로 나이프 (표 1)를 사용하여 실체 현미경 폴리에틸렌 모세관 튜브 (표 1)의 짧은 신장을 절단하여 클립 스토퍼 확인하고, 블레이드의 하나의 이러한 배치 (도 2A4 및도 2B와 C도). 이 클립의 전체 폐쇄를 방지하고 표준화 된 압축 치수를 작성합니다. 클립이 닫히면 interblade 거리는 약 230 μm의 것이다. interblade 공간을 변경할 것이다 사용하는 동안 압축 할 수있는 폴리에틸렌 소재, 각 실험에 대한 새 스토퍼를 확인합니다. 주 : 클립의 스프링 장력은 시간이 지남에 따라 감소 약 80 압축 이후 클립이 더 이상 상기 스토퍼를 완전히 폐쇄하고 교체해야되도록. </li></ol> 수술 3. 준비 이전 <ol><li> (그림 2a에 나타낸를 슬립 챔버 (그림 1)에 마우스를 놓고 4 % 이소 플루 란으로 마취를 시작 </strong&gt;) 기화기 (도 2A3 및 표 1)을 사용하여, 순수 산소에서 기화. </li><li> 부드럽게 얇은 플라스틱 집게로 발가락 사이 피부의 웹 곤란하여 마우스의 철수 반사를 테스트합니다. 새로운 태어난 쥐가 쉽게 부상으로 신중하게이 작업을 수행합니다. 즉시 멍이 너무 어려운 결과를 곤란. 진정 작용의 시작 부분에이 시험을 수행하면 반사를 유발하고 필요한 힘의 크기의 좋은 표시를 제공합니다. </li><li> 반사적가 폐지되면, 잠 실에서 마우스를 제거하고 순수한 산소 (그림 1) 혼합 4 % 이소 플루 란의 지속적인 공급을 제공하는 코 마스크에 삽입 된 주둥이와 운영 테이블에 발생하기 쉬운 위치에 배치합니다. 온난화 패드는 치명적일 수 있습니다 수술 중 저체온증으로 37 ~ 38 ℃로의 전환 및 설정되어 있는지 확인합니다. </li><li> 완전한 진통을 달성하기 위해, (피하 국소 마취제 부피 바카 인의 50 μl를 주입 2.5 ㎎ / ㎖, <strong&gt; 수술 사이트에서 그림 2A6) 9-T11) (여기에서보고 된 실험에서,이 흉부 레벨 (T에서)입니다. 주입을 수행하는 (300 μL, 30 G, 그림 2A7 표 1) 인슐린 주사기를 사용합니다. </li><li> 1 ~ 2 %에 코 마스크에 전달되는 이소 플루 란 농도를 줄일 수 있습니다. </li></ol> 4. 지느러미 후궁 절제술 <ol><li> 미세한 통제하에 수술을 수행합니다. </li><li> 적어도 30 초 동안 클로르헥시딘 글루코 네이트 (표 1 # 19)로 수술 영역을 청소 한 후, microknife (그림 2A8)를 사용하여 T9-T11에서 1-2mm 가로 피부 절개를합니다. 주 : 신생아 ICR 마우스의 복부의 입쪽 부분을,이 우유를 포함 볼 때 척추 레벨 T12-T13 (도 3)에 직면하고있다. 또 다른 랜드 마크는 T8-9에 대한 끝나는 흉부 피하 지방 조직 골재의 주동이의 일부입니다. 이 랜드 마크는 피부 절개 후 만 볼 수 있습니다. </li><lI&gt; 사용 포셉 (도 2A9 및 A10)은 (a 매끄러운 직선 상처 생성 피부가 쉽게 찢어) 부드럽게 rostrally와 미부 피부를 당겨 8-9mm에 가로 방향의 피부 개구를 넓혀. 이는 척주 충분한 측면 액세스를 제공한다. </li><li> 지혈 젤라틴 스폰지 조각 무균 절개 부 (도 1 및 표 2A11) 피하 주동이와 꼬리를 삽입하여 하부 구조로부터 피부 절개 가장자리 후퇴. 이것은 개방을 확대하고 후퇴 및 수술시 영역을 왜곡으로부터 피부를 방지 할 수 있습니다. 지혈 젤라틴 스폰지는 사용하기 전에 식염수에 담가 할 필요가 없습니다. </li><li> 척추를 노출 얇은 위 (도 2A12, 표 1)를 사용하여 척추 주위 근육 해부. 척추에 근육의 첨부 파일을 잘라 라미 (그림 4A)를 노출합니다. 아니전자는 또한이 단계에서 척추 과정은 저개발이다. </li><li> 정중선을 확인하고 얇은 가위 (그림 4B)와 (이 단계에서 연골입니다) 두 라미 사이에 횡 방향으로 잘라. 조심스럽게 얇은 판과 경질 (그림 4C) 사이의 얇은 집게 중 하나 블레이드를 배치, 포셉으로 얇은 판을 잡고 조각을 그대로 두라 (그림 4D)을 떠나 멀리 휴식 때까지 조심스럽게 들어 올립니다. 1-2 세그먼트 긴 추궁 절제술을 얻기 위해이 2 ~ 3 번 반복합니다. </li><li> rongeurs 같이 얇은 집게를 사용하여 척추 도관 내에 클립을 배치 할 충분한 공간을 확보하기 위해 좌우 추간 관절의 부분을 제거한다. 외과 영역을 청소하고 지혈 젤라틴 스폰지의 작은 조각으로 출혈을 제어 할 수 있습니다. </li></ol> 5. 척수 압축 부상 <ol><li> 클립 홀더 수정 된 동맥류 미니 클립을 엽니 다 (그림 2A13 그림 2B) 및 장소 일패싯 조인 사이의 공간 및 코드의 척수의 양쪽에 전자 블레이드. 블레이드는 척수의 복부 부분에 영향을 깊게 충분히 삽입되어 있는지 확인합니다. 이것이 가능하지 않으면,면 관절 이상을 제거한다. </li><li> 미끄러지는 것을 방지하기 위해 클립 홀더와 장소에 들고, 빠르게 미니 클립을 해제합니다. 15 초 동안 압축을 유지한다. </li><li> 빠르게 미니 클립을 열고 제거합니다. 종래 (제 15 초 압축 반대 방향으로 클립을 재배치, 미니 클립의 방향을 반대로하고, 기준으로 제 1 압축에서 출혈성 부종 이루어지는 쉽게 볼 마크를 사용하여 대칭 압축을 달성하기 위해, 하나의 압박이없는 일을 반면 실험)이 대칭 조직 학적 및 생리 학적 적자를 생성하는 것으로 나타났다. 경질은 압축에 의해 손상되지 않아야한다. </li><li> 지역을 청소하고 지혈 젤라틴 스폰지의 조각 지혈을 유지한다.</li><li> 수술 시작시 피부 절개 가장자리하에 넣었다 지혈 젤라틴 스폰지 조각을 제거하고 6.0 멸균 봉합사와 바늘 홀더 (2A14도 15)과 피부 절개를 닫는다. </li><li> 피하 주사는 0.75 ㎎ / ㎏ 체중 부 프레 놀핀 인슐린 주사기 (300 μL, 30 G)를 사용하여 멸균 PBS에 희석 (도 2A16). </li></ol> 6. 수술 후 케어 <ol><li> 코 마스크에서 마우스를 제거하고 마취 기운이 떨어지기와 마우스 (1-3 시간은 일반적으로 충분합니다) 경고가 될 때까지 30 ° C에서 온도 제어 챔버 세트에 넣습니다. </li><li> 복강 내 어머니 (8g / kg 체중)에 다이아 제팜 (그림 2B17)를 주입한다. 이것은이 위험이 높은 경우, 첫 번째 밤 동안 고기를 먹는 풍습의 위험을 감소 무기력을 만듭니다. </li><li> 쓰레기로 운영 마우스를 돌려줍니다. </li><li> 쓰레기가 난 경우ARGE (&gt; 12 새끼) 우유에 대한 경쟁을 감소시키는 작동이되지 않는 일부의 새끼들은 크기가 다를 경우, 우선적으로 큰 동물을 제거한다. 쓰레기 크기가 약 9 새끼 경우 운영 새끼의 모성 보호는 ICR 라인에 가장 적합합니다. </li><li> 통증 관리를 들어, 인슐린 주사기 (300 μL, 30 G)를 사용하여, 제 수술 일 동안 부 프레 놀핀 (0.75 ㎎ / ㎏ 체중)을 피하 하루에 한 번 투여. 피하 주사에 적합한 부피는 30 내지 50 μL이다. 신생아 쥐의 발성과 동요에서 고통의 좋은 지표이다. </li><li> 영양, 체중, 탈수, 통증, 상처 치유, 소변 보유 감염 상태를 평가 점수 시트를 사용하여 손상된 생쥐 매일 검사를 수행한다. 얻은 점수에 따르면, 이러한 비정상적인 영양의 경우에는 멸균 소아 영양 용액 (표 1 # 18)의 주사로, 특별한주의를 제공합니다. 또한 점수 시트0; 인도 엔드 포인트의 기준을 정의합니다. 부상당한 새끼를 거부하지 않는 어머니는 최고의 교사이다. </li><li> 기능이 복원 될 때까지 방광 기능 장애의 비정상적인 경우, 하루에 두 번 방광 마사지를 수행합니다. 이것은 한 손에 부정사 위치에 마우스를 놓고 손가락을 사용하여 rostro - 꼬리 방향으로 부드럽게 낮은 복부를 마사지하여 수행됩니다. </li></ol>

저자는 공개할 것이 없습니다.

이 기사에서는 P1 마우스의 클립 생성 된 SCC 부상에 대한 절차를 설명한다. 동일한 방법은 후기 단계에서 수행 될 수있다. 압축 부상 P5, P7, P9 및 P12 (Züchner, 등., 준비 원고)에서 성공적으로 수행 하였다. 모든 출생 후의 단계에서, 전신 마취는 순수한 산소에서 기화 이소 플루 란으로 얻을 수 있지만, 마취 결과는 나이에 크게 의존한다. 국소 마취를 프로토콜에 도입되기 전에 P1-P4의 초기 시도에있어서, 그 부족의 진정 및 과다 간의 좁은 투여 효과 창 깊고 장기간 진정을 얻기 어려웠다. 또한, 신생아 동물의 이소 플루 란의 신경 독성 효과에 관한 우려가 27-30 제기되고있다. 이소 플루 란의 조합 깊고 더 안정 마취에서 국소 마취제 부피 바카 인 결과 2-3의 인자에 의한 이소 플루 용량 감소를 허용하면서. anesthe의 종류SIA는 31,32 cryoanesthesia 포함 신생아 설치류 설명되었지만 cryoanesthesia 하나 전위 불편 효율적이고 재현 손상의 발생을 어렵게 할 수 (33,34 검토)의 신경 보호 효과가있다. 바르비 투르 산염 계 마취 인해 성인의 35, 36에 비해 혈청 알부민 및 체지방의 낮은 수준으로 신생아 마우스에서 낮은 효율을 갖는 것으로 간주된다. 매우 침습적 외상성 비록 수술 절차 동안 사망률 설정되면 낮다. 그러나, 운영 마우스의 회복과 생존을 개선하기 위해 특별한주의가 필요한 절차를 수행하는 동안 중요한 단계가 있습니다. 한 가지 중요한 문제는 수술을 살아남을 수있는 가장 좋은 기회를 가질 것입니다 새끼를 선택하는 것입니다. 쓰레기가 크면 개별 새끼의 영양 상태가 변한다. 수술시에 발생하는 불가피한 출혈에 더하여, 동작 새끼는 시간을 소비멀리 어머니에요, 그들은 종종 다음날 아침 전에 우유를 마시지 않는다. 따라서 그것은 이미 위에서 우유의 특정 양이 새끼를 선택할 수있는 장점이다. 이 P0에서 P7에 복부 피부를 통해 쉽게 볼 수 있습니다. 첫 번째 밤 동안 운영 강아지는 어머니에 의해 잠식되는 큰 위험에 있습니다. 더 조작 쥐의 절반 이상이 모델의 초기 개발 과정 케이지 혈액의 명확한 징후, 다음 아침에 실종되었다. 설치류에서 Necrophagy, 식인 풍습과 영아 살해는 수십 년 37-40에 대한 연구되어왔다. 본 연구에서는 식인 풍습은 한 번만 목격했지만, 케이지에 반환 된 새끼가 밤 동안 자연적인 원인에 의한 사망이 불가능한 듯 같은 좋은 형태로 일반적으로 있었기 때문에 necrophagy보다 더 그럴듯한 설명으로 간주되었다. 이 불안과 공격성 ​​나 감소 등 디아제팜으로 가역적 약학 제를 사용하는 아이디어를 프롬프트N ((41)에 의해 검토) 어머니. 다이아 제팜의 복강 내 주사는 크게 20 % 미만에 60 % 이상에서 첫 밤 사망률을 떨어 뜨리고, 상황을 개선. 수술 후 복귀를 다음 컬링 가능한 쓰레기가 적게 방해에 의해 쓰레기 크기 축소 조작 된 동물을 혜택을 누릴 수 있습니다 추​​가 요소입니다. 그러나 어머니 만 작동 새끼를 떠나는 것은 도움이되지 않습니다. / 운영 작동이되지 않는 새끼의 최적의 균형 라인에 따라 다양하지만, 3-4 작동이되지 않는 새끼와 함께 4-5 운영 새끼 (부상 또는 가짜)를 떠나 ICR 및 SCID-ICR 마우스에 가장 적합한 결과를 제공 할 수 있습니다. 일반적인 의미에서,이 신생아 SCI 모델의 주요 한계는 신생아 척수 성인 SCI 모델로부터 얻어진 것과 비교할 실험 결과를 제공 할 수있다, 따라서 성인 척수에서 많은 점에서 상이하고 있다는 것이다. 이러한 차이는 전체 크기를 포함척수의 부피, 세포 수, 언더 표현 같은 희소 돌기 아교 세포, 미성숙 면역 반응 미성숙 신경 회로와 같은 특정 세포 유형. 이 모델 실험에서 도출 결론 따라서 신중하게 고려되어야한다. 한편,이 모델은 소아 SCI의 상대적 조사 시나리오에 적합하다. 또한, 성인 SCI 모델에 대하여 명백한 약점은 복원 경우 성인 척수 최소 남아 있지만 치료 기질을 나타낼 수 소성 메커니즘의 해명 할 수 있으므로 잠재적 강도도이다. 신생아 또는 배아 상태의 회복이 덜 개발 된 세포 나 조직의 이식을 통해 이전의 발달 특성 성인 조직을 낳다 시약 치료에 의해 구현 될 수 있다고 생각할 수있다. perineuronal 그물을 제거하는 효소를 사용하여 42, 43 후자의 방법의 일례이다. 예는, 절개가, 반 절단은, impactors, 장치에 영향을 미치지에 대하여 등 풍선 압축, 집게 호감, 정적 무게 압축,이 방향으로 노력에서 SCI 모델 초래 한 중요한 측면이다 ((44)에 의해 검토) 등의 속도, 힘과 시간 등의 영향 여러 매개 변수를 조작 할 수있는 성인 설치류. 또 다른 방법은, 더 적은 장비를 포함하는, 커 -로 히드 동맥류 클립 (45,46)의 변형을 이용한다. 충돌체 클립을 모방 동시 허혈 어느 정도의와 압축 부상 반면 타박상 부상을 모방 이러한 두 방식은 상호 보완 적이다. 때문에 상당한 크기 제약 및 신생아 생쥐보다 취약성, 높은 사망률이 길어 수술뿐만 아니라 (STABLE)의 비용과 연관된소규모 설비 도상국이를 임팩터 생성 타박상 방식보다는 클립 생성 압축을 개발하기 위해 선택되었다. 이 신생 쥐 1의 척주의 크기를 수용하기 위해 시판 동맥류 미니 클립을 채택함으로써 달성되었다. 스토퍼를 추가하는 것은 표준 압축 폭을 보장하고 긴 클립의 장력이 상기 스토퍼의 한계까지 압축으로 최소 폭의 고정 단계에서 압축의 힘이 약간 다를 것이다. 이 수명을 통해 클립 장력의 변화에​​ 따라 달라질 수 있기 때문에 무엇 표준화되지 않은 것은, 동적 단계에서 압축의 속도입니다. 압축의 정적 위상 동적 위상보다 더 오래 지속되고 척수 조직 미니 클립 블레이드 대하여 반력 많이 미치는 것을 제안 거의 존재하므로, 그 부상의 정도가 가장 의존하는 것으로 보인다 정적 단계입니다. 그러나, 이것은 실험 일이다. 해심각도 정적 압축력 및 지속 시간, 압축 및 압축 해제의 속도, 미니 클립의 위치와 동일한 위치에서 수행되는 압축의 개수 등 다양한 요인에 의존 할 가능성이 높다. 따라서, 이러한 매개 변수의 조합 변화는 약한에서 심각한 부상의 심각도의 스펙트럼의 발생 될 수 있습니다. 변화의 가능성에도 불구하고, 우리의 이전에 게시 된 연구 1에서 우리는 조직 학적, 생리 학적 및 행동 수준에서 일관된 결과를 얻을 수 있으므로 허용 표준화 달성하기 어려운 제안 거의가있다. 우리는 연구에서 우리는도 5에 도시 된 바와 같이 공기 스테핑 같은 행동 검사를 포함한 각 레벨에서 검증을 여러 방법을 사용했다. 이 신생아 SCI 모델에서 부상이 축삭의 일정 비율을 예비하여 재 modelin을 통해 적응 가소성을 유도하기위한 유리한 상황을 제공합니다스페어 연결 g 및 새로운 회로의 형성. 신생아 마우스가 아니라 많은 실험적인 방법으로 조사에 적합하기 때문에 또한, 행동 검사, 역행 및 선행 성 축삭 추적, 면역 조직 화학, 전기 생리학 및 높은 포함하는 통합적인 접근 방식과 기능 회복 및 적응 가소성을 연구하기 위해이 모델을 사용하는 것이 가능하다 -throughput 광 기록 1. 예를 들어, 우리는 생체 wholemount 뇌간의 제제 및 손상된 척수 1 높은 처리량 칼슘 이미징을 사용하여 특정 하강 입력의 레벨에서 네트워크 재 모델링을 설명이 통합 접근법을 이용했다. 이것은 척수 뉴런의 특정 개체군 중 시냅스 연결의 재 형성을 평가하기 위해 신경 optogenetic 및 optogenetic 약학 도구를 사용하여 상기 가압 할 수있다.

지난 10년 동안 다양한 척수 손상(SCI) 모델에서 얻은 증거가 증가함에 따라 척수 네트워크가 기능 회복에 기여하기 위해 자발적으로 재조직될 수 있음을 보여주었습니다1-9. 그 결과 적응 가소성은 SCI 연구에서 중요한 주제가 되었습니다. 가소성은 보존된 축삭돌기의 재성장, 새로운 축삭돌기 담보의 발아 및 새로운 시냅스 연결의 형성을 포함하는 것으로 나타났습니다. 이 지식의 대부분은 성인 동물을 대상으로 한 행동 또는 해부학 연구에서 얻은 것입니다. 성인 척수 검사의 중요한 한계는 고처리량 생리학적 평가를 수행하기 어렵다는 것인데, 이는 신생아 준비에서 더 쉽습니다1. 한 가지 주요 차이점은 성인 뇌간과 척수의 전체 산외 생체 외 제제는 생존력이 낮다는 것입니다. 또 다른 하나는 성인 척추 조직은 더 두껍고 수초화되어 있기 때문에 빛에 더 불투명하다는 것입니다. 최근 생체 내 이미징(예: 10-12 참조)의 발전으로 이러한 문제를 부분적으로 극복할 수 있지만, 주어진 뇌간-척수 준비를 따라 여러 부위에서 원하는 배복부 깊이에서 높은 처리량의 이미징을 수행할 수 있는 가능성은 현재 신생아에서만 가능합니다. 신생아 척수에서 축삭돌기 수초화의 미성숙 상태는 고처리량 생체 외 광학 기록을 용이하게 하여 기능적 시냅스 연결의 동적 평가를 가능하게 합니다13-17. 유전적으로 암호화된 칼슘 리포터와 광유전학적 자극 및 약리학 도구와 결합된 광학 접근 방식은 적응 가소성의 기저에 있는 메커니즘을 더 깊이 이해하는 데 기여할 수 있습니다.
모든 척수 손상의 1-10%가18-22세의 유아와 어린이에게 영향을 미치는 것으로 추정됩니다. 성인 SCI와 대조적으로, 소아 SCI의 발병 기전과 자발적 회복 가능성은 연구가 적다. 따라서 신생아 SCI 모델을 사용하면 소아 SCI에 대한 더 많은 통찰력을 제공하고 관련된 병리학 및 회복 메커니즘을 더 잘 이해하는 데 기여할 수 있습니다. 더욱이, 성인 척수의 기능적 회복을 지원하는 SCI 후 가소성은 축삭 성장, 분지 및 새로운 시냅스형성 23-26과 같은 중추 신경계의 발달을 지배하는 동일한 메커니즘을 적어도 부분적으로 포함하는 것으로 여겨집니다. 따라서 신생아 SCI 모델을 사용하면 성인 척수에서도 작동하거나 성인 척수에서 잠재적으로 복원될 수 있는 메커니즘(예: 태아 세포나 조직 또는 만능 줄기 세포에서 새로 구성된 조직의 이식)에 대한 중요한 통찰력을 제공하여 회복을 촉진할 수 있습니다.
>jove_content<따라서 신생아 마우스는 척수 손상 후 적응 가소성을 조사하기 위한 통합적이고 다중적인 방법론적 접근 방식을 위한 플랫폼을 제공하며, 여기에는 행동학적, 생리학적, 해부학적, 분자적 및 유전적 방법의 조합이 쉽게 사용될 수 있습니다. 표준화된 신생아 부상 모델을 수립하는 것은 이러한 연구를 시행하는 데 있어 중요한 단계입니다.

<table><tbody><tr><td>플라스틱 주사기(30 또는 50&nbsp; ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>플라스틱 페트리 접시 (150 x 25&nbsp; mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Fortec isoflurane 기화기</td><td>Cyprane</td><td></td><td>우리는 생산에서 벗어난 오래된 장치를 사용하고 있으며 최신 장치</td></tr><tr><td>Yasargil 임시 동맥류 미니 클립</td> <td>및 AElig에 대한 링크를 확인하십시오. sculap</td><td>FE681K</td><td></td></tr><tr><td>세밀-보어 폴리에틸렌 튜빙 ID 0.58&nbsp; mm, OD 0.96&nbsp; mm</td><td>Smiths Medical</td><td>800/100/200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Forene)</td><td>Abbott GmbH & Co. KG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcain (Bupivacain)</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insuline seyringe 0.3&nbsp; ml 30&nbsp; G x 8&nbsp; mm</td><td>VWR</td><td>80086-442</td><td></td></tr><tr><td>초미세 마이크로 나이프 5&nbsp; mm 커팅 엣지</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>10315-12</td><td></td></tr><tr><td>엑스트라 파인 그레이프 펜치 &ndash; 0.5&nbsp; mm Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>1153-10</td><td>실제로 필요하지 않습니다, 종종 이빨이 너무 큽</td></tr>니다 <tr><td>SuperGrip Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td>두 개의 펜치가 필요합니다</td></tr><tr><td>Spongostan Special 70 x 50 x 1&nbsp; mm</td><td>Ferrosan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas 스프링 가위 &ndash; 2&nbsp; mm 블레이드 스트레이트</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Vario 클립 적용 펜치</td><td>Aesculap</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 6&ndash; 0 (Ethicon)</td><td>Johnson and Johnson</td><td>J105G</td><td></td></tr><tr><td>Diethrich 마이크로 바늘 홀더</td><td></td><td>11-510-20</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic(부프레노르핀)</td><td>Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stesolid(디아제팜)</td><td>Actavis</td><td></td><td>, Valium</td></tr><tr><td>Pedamix</td><td>Fresenius로도 알려져 있음, Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klorhexidinsprit(클로르헥시딘 글루코네이트)</td><td>Fresenius 카비</td><td>D08A C02</td><td></td></tr></tbody></table>

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

척수 손상 (SCI)는 일반적으로 특히 척수는 뇌에서 내려 섬유에 손상을 통해 파괴적인 신경 학적 결손이 발생합니다. 연구의 주요 전류 영역은 SCI 다음과 같은 자연 또는 유도 기능 회복의 기초가 적응 가소성의 메커니즘에 초점을 맞추고 있습니다. 자연 기능 회복은 척수가 개발로 어떻게 적응 가소성의 변화에​​ 대한 흥미로운 문제를 제기, 인생에서 더 이른 것으로보고있다. 이 역동적의 조사를 용이하게하기 위해, 우리는 신생 마우스의 SCI 모델을 개발 하였다. 이 모델은 너무 적은 연구되고 소아 SCI에 대한 관련성을 가지고있다. 성인의 신경 가소성은 어린 시절 일에 신경 가소성과 같은 메커니즘의 일부를 포함하기 때문에,이 모델은 잠재적으로 성인 SCI에 대한 일부 관련이있을 수 있습니다. 여기에서 우리는 신생아 마우스에 재현 척수 압축 (SCC) 부상을 생성하는 전체 과정을 설명일찍 출생 후의 (P) 날로 1. SCC가 주어진 척추 수준에서 추궁 절제술을 수행함으로써 달성된다 빠르게 압축 및 척수의 압축을 수정 Yasargil 동맥류 미니 클립을 사용하여 다음과 (여기 흉부 레벨 9-11에서 설명) . 전술 한 바와 같이, 부상 신생 생쥐 행동 결손 시험 또는 전기 생리 학적 및 높은 처리량 광 기록 기술을 사용하여 하나의 시냅스 연결의 생체 생리 학적 분석을 위해 희생 될 수있다. 행동 및 생리 학적 평가를 사용하여 이전 및 지속적인 연구 2 주 이내에 완전한 기능 회복 다음에 사지의 운동의 극적인 급성 손상 및 시냅스 연결 한 내림차순 식별 된 수준에서 기능 회로의 변화의 첫 번째 증거를 증명하고있다.

척수 압축 부상 및 기능의 상실 수술 전, 수술 및 수술 절차를 최적화함으로써, 상술 한 바와 같이, 신생 마우스의 재현성 압축 SCI 모델 (1)을 얻을 수있다. 클립 (도 2B와 C) 중 하나의 블레이드에 놓여진 폴리에틸렌 스토퍼 클립의 완전 폐쇄를 방지하며, 약 230 ㎛의 일관 상호 블레이드 간격을 유지한다. 조직 학적 후유증 판단 같이 대칭 부상 개의 압박 결과 사이에서 클립의 방향을 반전 (도 5a 및도 1). 바로 미니 클립 제거 후, ​​압축 척수 조직 출혈성 타박상과 부종으로 인해 어두워집니다. 에오신과 헤 마톡 실린 이미 일일 A의 스테인드 부상 척수의 직렬 섹션의 관측병변 진원지 (그림 5A)를 접근 할 때 따고 부상은 조직의 점진적 저하를 보여준다. 병변의 척수 공동의 존재 또는 피가 드문 일이 아니다. 행동 평가는 수술 후 담지 상태를 비 중량 하에서 몇 시간 뒷다리 궤적을 추적하여, 예를 들어 단지 절제술이 수행되는 허위 대조군에 비해 SCC 부상 마우스 뒷다리 운동의 극적인 손상을 나타낸다 (도 5b 및도 1) . 마우스가 자중 한 베어링이 필요한 다른 행동 검사를 수행 할 때까지이 테스트는 반복 될 수있다. 수술 후 사망률 및 복구 수술 사망률은 가사 충분한 anesthesi를 달성하는 데 필요한 이소 플루 란의 높은 농도로 인한 심장 마비에 주로 기인에이. 수술 프로토콜에 국소 마취제 부피 바카 인을 소개하면 이소 플루 란 농도의 감소를 가능하게하여 크게 사망률 감소. 20 개 이상의 동물을 포함하는 최근의 실험 시리즈에서 수술 사망률은 전무했다. 대조적으로, 수술 후 생존 주로 어미 의해 조작 된 마우스의 수용에 의해 영향을 받는다. 중요한 개선은 불안과 공격성이 쓰레기 1로 운영 쥐를 반환하기 전에 어머니에게 다이아 제팜 (IP 8g / kg 체중)의 단일 주사를 제공함으로써 감소 될 때 발생했습니다. 조작 된 생쥐의 수용과 수술 후 회복이 위장에서 우유의 존재에 의해 모니터링 할 수 있습니다. 술 취한 우유가있는 P1-P7 마우스의 위는 복부 피부 (그림 3)을 통해 명확하게 흰색과 볼 수 있습니다. 운영, 가짜 제어 및 작동이되지 않는 쥐에 먹이의 비교는 부상에서의 영양 상태를 평가하는 데 유용합니다D 마우스. 작동이되지 않는 마우스에 비해 동작의 성장을 평가하여 (도 6) 제 수술 후 하루 동안 약간의 체중 감소에도 불구하고, 작동 마우스의 성장 곡선이 빠르게 정상화 후 보여준다. 방광 기능 장애 또는 감염과 관련된 사망은 한 7로 주 동안 공부 마우스에서도 관찰되지 않았다. <table border="1"><tbody><tr><td> 도 수. 이 </td><td> 이름 </td><td> 제조 / 제공 </td><td> 참조 # </td><td colspan="3"> 링크 </td><td> 논평 </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 플라스틱 주사기 (30, 50 mL) 중 </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 이 </td><td> 플라스틱 페트리 접시 (150 × 25 ㎜) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 삼 </td><td> FORTEC 이소 플루 란 기화기 </td><td> Cypra네브라스카 </td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td> 우리는 사용 및 생산 중 오래된 장치는 새로운 장치에 대한 링크를 확인 </td></tr><tr><td> 도 4a </td><td> Yasargil 임시 동맥류 미니 클립 </td><td> AESCULAP </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> (b) </td><td> 미세 구멍 폴리에틸렌 모세관 튜브 ID 0.58 mm, 외경 0.96 mm </td><td> 스미스 의료 </td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> (5) </td><td> 이소 플루 란 (Forene) </td><td> 애보트 GmbH &amp; Co. KG에 </td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain (부피 바카 인) </td><td> 아스트라 제네카 </td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> (7) </td><td> 인슐린 주사기 0.3 ml의 30 G의 X의 8mm </td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td> 초 미세 마이크로 칼 5mm 절삭 날 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 10315-12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= 캣 &amp; suchkatalog = 0019900000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td> 엑스트라 파인 Graefe 씨의 집게 - 0.5 mm 팁 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 1천1백53에서 10 사이 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= 캣 &amp; suchkatalog = 0055700000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> 정말 필요하지, 종종 치아가 너무 큰 </td></tr><tr> &lt;TD&gt; (10) </td><td> 집게 SUPERGRIP 스트레이트 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 00632-11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= 캣 &amp; suchkatalog = 0053500000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> 두 집게가 필요합니다 </td></tr><tr><td> (11) </td><td> Spongostan 특별 70 × 50 X 1mm </td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> (12) </td><td> Vannas 스프링 가위 - 2mm 블레이드 스트레이트 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 15000-03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= 캣 &amp; suchkatalog = 0012800000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> (13) </td><td> 바리오 클립 적용 집게 </td><td> AESCULAP </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> (14) </td><td> Vicryl 60 (Ethicon는) </td><td> 존슨과 존슨 </td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> (15) </td><td> Diethrich 마이크로 바늘 홀더 </td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> (16) </td><td> Temgesic (프레 노르 핀) </td><td> 쉐링 - 플라 우 </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> (17) </td><td> Stesolid (다이아 제팜) </td><td> ACTAVIS </td><td></td><td colspan="3"></td><td> 또한 발륨로 알려진 </td></tr><tr><td> (18) </td><td> Pedamix </td><td> FRESENIUS 카비 </td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> (19) </td><td> Klorhexidinsprit (클로르헥시딘 글루코 네이트) </td><td> FresenIUS 카비 </td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> 신생아 마우스의 클립 기반 척수 압축 부상을 생성하기위한 도구 및 장비 표 1. 목록. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> 마취 설정 그림 1. 도식.이 회로도는 초기 마취 및 수술 동안 계속 마취 코 마스크 장치의 수면 챔버와 신생아 마우스 디자인 마취 설정을 제공합니다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> 그림 2. 주요 도구 및 압축 클립. (A) 절차를 수행하는 동안 사용되는 도구. 숫자는 표 1. (B 및 C)을 수동으로 약 150 ㎛의 두께까지 트리밍 된 각 블레이드의 선단부와 Yasargil 임시 동맥류 미니 클립에 사용되는 특수 효과에 해당한다. 폴리에틸렌 튜브 (표 1)의 조각으로 이루어지는 스토퍼 클립의 완전 폐쇄를 방지하기 위해 블레이드들 중 하나에 배치된다. 스케일 바 : 2mm. 응용 프로그램 : 클립 어플리케이터 (A에서 # 12); 세인트 :. 스토퍼 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> 신생아 ICR 마우스의 척추 수준의 수술 전 평가를위한 그림 3. 랜드 마크. (가)의 흰 우유와 P1 ICR 마우스의 측면보기<html> tomach. 위의 주동이의 부분은 T12-T13 척추 수준에 해당합니다. (B)가 발생하기 쉬운 위치에 마취하에 P1 ICR 마우스입니다. (A)보다 시각화하기 어려운 있지만, 우유 가득 위는 인식이다. 위의 주동이의 부분은 T12-T13 척추 수준을 나타냅니다. 스케일 바 : 0.5 cm. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> 척추 주위 근육의 그림 4. 지느러미의 추궁 절제술. (A) 해부. 이 나이에 척추 프로세스가 낙후되어 있습니다. 얇은 가위로 얇은 판의 (B) 횡단 절편. 라미와 경막 사이에 얇은 집게 중 하나 블레이드 (C) 소개. 진입 점은 화살표로 도시된다. (D) 라미의 제거. 스케일 바 : 2mm. 파일 / ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; 그림 5. 조직 학적 및 P1에서 척수 압축 부상 후 행동의 결과. (A) 부상 진원지에서 다른 거리 (손상 후 1 일) 부상 마우스에서 척수 섹션 에오신과 헤 마톡 실린 염색. (B)는 앞다리와 뒷다리 궤적 주제 흔적 손상 후 또는 가짜 제어 절제술 후 6 시간 동안 관찰 하였다. 상단에 흔적 동물의 측면도에서 볼 궤적을 나타냅니다. 하단 흔적 동물의 복부 측면에서 볼 궤도를 나타낸다. 도 1을 참조하십시오. 스케일 바 : 250 μm의. DH : 지느러미 혼; L, 왼쪽; R : 오른쪽; SCC : 척수 압축; VH :. 복부 혼 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img의 고도 = &quot;그림 6&quot;SRC = &quot;/ 파일 / ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot;/&gt; 생후 9 생후 1 일부터 작동이되지 않는 상태 및 SCC 부상 마우스의 체중 증가를 도시 한도 6, 비교 성장 곡선. 히스토그램.

이 기사에서는 신생아 마우스에서 재현 가능한 척수 압박 손상(SCI)을 생성하는 방법에 대해 설명합니다. 이 모델은 자발적인 기능 회복의 기초가 되는 적응 가소성의 메커니즘을 연구하는 데 유리한 플랫폼을 제공합니다.

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

이 실험 절차의 전반적인 목표는 신생 마우스에서 재현 가능한 척수 압박 손상을 유도하는 것입니다. 이는 먼저 마우스를 깊게 마취한 후, 배측 척추궁 절제술을 시행하여 척수를 노출시킴으로써 달성됩니다.마지막으로 압착 손상을 유도하여 실험을 진행합니다. 최근 연구진은 신생 생쥐 척수 손상 모델을 구축하였으며, 신생 생쥐가 놀라운 수준의 적응적 가소성을 보인다는 것을 입증하였습니다. 이러한 회복 기전을 연구하는 것은 척수 손상 치료에 활용될 수 있는 중요한 통찰력을 제공할 수 있습니다.본 영상에서는 생후 1일 된 마우스에서 척수 압박 손상을 유도하는 방법을 시연하겠습니다. 이 수술 절차에는 마취, 척추궁 절제술 및 두 차례의 클립 기반 경막외 압박이 포함됩니다. 수술 준비 과정입니다.수술은 실체 현미경 하에서 수행합니다. 현미경 아래에 워밍 패드를 배치하십시오. 수술 중 갑작스러운 사망을 방지하기 위해 새끼 쥐의 체온을 따뜻하게 유지하는 것이 매우 중요합니다.가열 패드 위에 수술용 담요 또는 깨끗하고 부드러운 대형 실험실용 종이를 덮습니다. 수술 전 진통 처치를 위해, 멸균 PBS로 희석하여 최종 농도가 2.5 mg/mL가 된 국소 마취제 Marcaine을 채운 0.3 mL, 30 gauge 인슐린 주사기를 준비합니다. 피부 절개, 근육 제거 및 척추궁 절제술을 위해 마이크로 나이프, 미세 핀셋 및 미세 홍채 절개 가위를 사용합니다.여기서는 팁 부분을 구부려 치아 모양을 만든 핀셋을 사용했다는 점에 유의하십시오. 치아의 크기가 매우 작아야 하므로, 이는 시판되는 치아형 핀셋보다 더 효과적입니다. 척수 압박을 위해서는 나중에 설명할 특수하게 개조된 Yasargil Temporary Aneurysm Miniclip을 사용하십시오.클립이 완전히 닫히는 것을 방지하기 위한 스토퍼를 제작하기 위해 짧은 길이의 플라스틱 모세관 튜브가 필요하며, 클립을 장착하기 위한 클립 어플리케이터가 필요합니다. 봉합 시에는 니들 홀더와 실을 자르기 위한 소형 가위를 사용하십시오. 통증 치료를 위해 Temgesic을 멸균 PBS에 0.03 mg/mL 농도로 희석하십시오.척수 손상은 Yasargil Temporary Aneurysm Miniclip을 사용한 클립 유도 압착 방식으로 유도합니다. 사용 전, 숫돌을 이용하여 클립 날의 두께를 150 micrometers로 깎아 기계적으로 수정해야 합니다. 수술 직전에 짧은 플라스틱 튜브 조각을 잘라 클립 날 중 하나에 끼웁니다.튜브는 클립이 완전히 닫히는 것을 방지하는 스토퍼 역할을 합니다. 마취 및 진통. 가스 마취의 경우, 산소 탱크에 연결된 suprane vaporizer를 사용합니다.Isoflurane은 순수 산소 내에서 기화되는 마취제입니다. 마우스에게 Isoflurane과 산소 혼합물을 분배하기 위해서는 신생아에게 적합한 코 마스크를 제작해야 합니다. 신생아 마우스는 크기가 매우 작으므로, 기화기 배출구에 연결된 플라스틱 튜브의 입구 역할을 하는 주사기 팁으로 마스크를 만들 수 있습니다.마스크 측면에 작은 구멍을 뚫어, 조절 가능한 진공 펌프(포집 장치 포함) 또는 단순히 흄 후드로 연결되는 배출 튜브를 연결하십시오. 150 x 25 milliliter 플라스틱 페트리 접시를 사용하여 마취 오버플로우 챔버를 만드십시오. 한쪽 면에 생쥐의 머리가 들어갈 수 있을 만큼 충분한 크기의 구멍을 뚫으십시오.반대편에 플라스틱 튜브 직경과 동일한 크기의 작은 구멍 두 개를 뚫습니다. 마지막으로 배양 접시 상단에 다른 구멍들보다 더 작은 배기 구멍을 뚫습니다. 250 µL 피펫 팁의 끝부분을 자른 후 이 마지막 구멍에 삽입합니다.피펫 팁은 약간의 음압으로 설정된 진공 장치에 연결된 배기 튜브의 커넥터 역할을 합니다. 플라스티신을 사용하여 마스크를 마우스 머리용 구멍 바로 안쪽에 고정합니다. 테이프나 플라스티신을 사용하여 플라스틱 튜브가 해당 구멍에 잘 배치되었는지 확인하며 챔버 천장에 고정합니다.현미경 아래 수술용 블랭킷 위에 챔버를 놓습니다. 전체 시스템은 이 도식에 나타나 있습니다. 기화기 출력단에 3방향 스톱콕을 설치합니다.여기서는 수면 챔버로 가는 경로가 열려 있고 마스크로 가는 경로는 차단되어 있어, 마우스를 수면 챔버에 넣고 진정 작용을 시작할 수 있습니다. 3방향 스톱콕을 오른쪽으로 돌리면 가스가 마스크로 흐르게 되고 수면 챔버로 가는 경로가 차단됩니다. 이 설정에서 마우스를 마스크로 옮길 수 있습니다.오버플로우 챔버에서 진공을 통해 가스 누출을 제거합니다. 피부를 통해 흰색이 보이는 것으로 확인되는, 최근에 우유를 마신 생쥐 새끼를 선택합니다. 새끼를 수면 챔버에 넣고 4%의 기화된 Isoflurane을 주입하여 빠르게 진정시킵니다.새끼 쥐를 마스크로 옮깁니다. 마취 가스에 충분히 노출될 수 있도록 마우스의 코 부분을 마스크 안쪽으로 조심스럽게 위치시킵니다. 3방향 콕을 돌려 가스가 마스크 쪽으로 흐르게 합니다.수술 예정 부위에 2.5 mg/mL 농도의 Marcaine 50 µL를 피하 주사합니다. 혈관을 쉽게 찌를 수 있으며 Marcaine이 혈관으로 유입되면 치명적이므로 너무 깊게 주사하지 않도록 주의하십시오. 소량의 멸균 거즈로 과량의 Marcaine을 닦아냅니다.배측 척추후궁절제술. Isoflurane 농도를 1~2%로 낮춥니다. 몇 분 후, 마이크로 나이프로 피부를 찌르고 피부를 머리-꼬리 방향으로 부드럽게 당겨 8~9mm의 전이 개구부를 만듭니다.전이 개방법(transference opening)은 훨씬 더 편리하며 척추 후궁 절제술을 수행하기 위한 더 나은 측면 접근성을 제공합니다. 피부 절개 부위의 앞쪽(rostral)과 뒤쪽(caudal) 피하에 스폰지스태틴(spongistatin) 조각을 삽입하여, 피부 절개 가장자리를 하부 조직으로부터 견인하십시오. 얇은 가위로 척추 앞 근육들을 절개하여 척추를 노출시킵니다.신생아의 경우 척추 돌기가 완전히 발달하지 않았음에 유의하십시오. 정중선을 확인하고 얇은 가위로 척판을 횡단하여 절개합니다. 너무 깊게 절개하면 경막이나 심지어 척수까지 손상될 수 있으므로 주의하십시오.얇은 핀셋의 한쪽 끝을 척추판(lamina)과 경막(dura) 사이에 조심스럽게 넣습니다. 핀셋을 다물어 척추판을 잡고, 경막이 손상되지 않도록 주의하며 척추판이 분리될 때까지 조심스럽게 들어 올립니다. 이 단계를 2~3회 반복하여 1~2분절의 척추판 절제술(laminectomy)을 수행합니다.작은 조각의 스폰지스태틴(spongistatin)을 사용하여 출혈을 조절합니다. 얇은 포셉을 론저(rongeur)처럼 사용하여 양측 면관절 일부를 제거함으로써 척수관 내에 변형된 동맥류 미니클립을 배치할 수 있는 충분한 공간을 확보합니다. 이 단계에서는 종종 출혈이 발생하며, 이는 작은 조각의 스폰지스태틴을 사용하여 조절할 수 있습니다.시인성을 높이기 위해 때로는 37 °C의 따뜻한 멸균 PBS로 헹구는 것이 유리합니다. 척수 압박 손상을 유도합니다. 클립을 열고 척수의 양측, 즉 후관절과 척수 사이의 공간에 날을 배치합니다.날이 척수의 복측 부위를 충분히 포함할 수 있도록 깊게 삽입되었는지 확인하십시오. 클립이 뒤로 밀리는 것을 방지하기 위해 어플리케이터를 제자리에 고정한 상태에서 클립을 빠르게 닫습니다. 15초 후, 클립을 빠르게 풉니다.스폰지스태틴(spongistatin)을 사용하여 상처 부위를 세척하십시오. 대칭적인 압착을 구현하기 위해, 블레이드 방향을 반대로 하여 반대 방향으로 15초 동안 2차 압착을 수행합니다.봉합 단계입니다. 수술 시작 시 피부 아래에 배치했던 스폰지스태틴 조각들을 제거하고 6.0 봉합사로 피부를 봉합합니다.30게이지 인슐린 주사기를 사용하여 0.03 mg/mL 농도의 Temgesic 0.05 mL를 피하 주사하고, 새끼 쥐를 30 °C의 온도 조절 환경에서 몇 시간 동안 유지합니다. 수술 후 첫날 밤 동안 수술받은 새끼 쥐에 대한 어미의 공격적인 행동을 줄이기 위해, 깨끗한 PBS로 희석하여 0.1 mg/mL 농도로 조제한 Diazepam 용액을 kg당 8 g의 용량으로 복강 내 주사합니다. 결과.이 그래프에서 보듯이, 하부 흉수 수준에서 척수 압박 6시간 후, 손상된 마우스의 뒷다리는 마비되었으나 앞다리는 마비되지 않았습니다. 척추궁 절제술만 시행한 샴 대조군 동물의 경우, 뒷다리와 앞다리 모두 이동성이 매우 높습니다. 척수 단면에서는 손상 부위에 잔류 혈액이 관찰됩니다.또한, 조직이 반투명하게 보이는데 이는 조직 손실을 시사하며, 이는 종종 며칠 후 공동(cavity) 형성으로 이어집니다. 결론. 이 영상을 시청한 후 여러분은 신생 마우스에서 척수 압박 손상을 유도하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다. 신생 마우스를 사용하는 장점은 성체 마우스에서는 사용할 수 없는, 적응적 가소성을 다루기 위한 특정 방법들을 사용할 수 있다는 점입니다.또한, 이 모델은 줄기세포 이식과 같은 치료적 접근법을 테스트하기 위한 플랫폼을 제공합니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

출처: Elzat, E. Y. Y., et al., 최소 침습 기법을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 구축. J. Vis. 특급 (2022). 이 비디오는 척수 손상 동축 플랫폼을 사용하여 마우스 모델에서 T9 수준의 척수에 타박상 부상을 유발하는 방법을 보여줍니다. T9 수준의 척수에 체중이 가해져 타박상이 발생하여 즉시 조직이 변색되고 부어오릅니다.

척수 손상 동축 플랫폼을 이용한 마우스 모델에서 척수 타박상 유도

출처: Lakshman, N., et al. 최소한의 척수 손상의 마우스 모델에서 내인성 신경 줄기 세포 활성화를 평가하기 위한 신경구 분석. J. vis. 특급 (2018). 이 비디오는 쥐 척수 손상 모델에서 신경 줄기 세포(NSC)의 활성화 및 이동을 보여줍니다. 척수를 노출시키기 위해, 마취된 마우스에서 척추의 흉부 부위에서 척추를 제거합니다. 그런 다음 구부러진 바늘을 사용하여 척수의 백질에 표면 손상을 만들어 중심관을 보존합니다. 부상 후 운하를 둘러싼 NSC가 활성화되고 조직 복구를 돕기 위해 부상 부위로 이동합니다.

 신경 줄기 세포 활성화 및 이동을 연구하기 위한 최소 척수 손상 모델

출처: Kumar, S., et. al. 척수 손상 후 욕창의 마우스 모델. J. Vis. Exp. (2019)이 비디오는 마우스의 척수 손상에 대한 자세한 유도를 보여줍니다. 마취된 쥐를 절개하여 T9-T10 척추뼈를 노출시키고 가시돌기를 제거합니다. 그런 다음 노출된 척수를 절제하여 부상을 입힙니다. 그런 다음 수술 부위를 닫고 마우스가 회복할 수 있도록 합니다.

척수 손상이 있는 마우스 모델 생성

척수 손상은 심각한 이환율과 사망률이 높은 원인 외상 조건이다. 본 연구에서 우리는 구체적으로 신경 줄기 세포를 이식 하였다 마우스 척수 손상의 타박상 모델을 설명한다.

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

척수 손상 모델은 재현성이 높아야 합니다. 우리는 척수 손상의 보정된 겸자 압박 모델이 쥐의 척수에 재현 가능한 손상을 생성하기 위해 사용하기 쉬운 수술 방법임을 보여줍니다.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

우리는 성인 생쥐에서 일관된 contusive 척수 손상을 일으킬 수있는 조직 변위 기반 논란 척수 손상 모델을 소개합니다.

마우스의 조직 변위에 근거한 척수 손상 모델

이 프로토콜은 척수 손상 연구에 대한 최소한의 부수적 손상과 함께 마우스 모델에서 안정적인 횡부 형 척수 손상을 유도하기위한 정확한 라미네절절제술을 만드는 방법을 설명합니다.

마우스에서 완전한 Transection 형 척수 손상의 유도

최소 침습 기술과 간단한 실험실 장치는 실험 동물에 대한 수술 손상을 줄이고 해부학적 형태 유지를 허용하여 척수 손상 모델의 재현성을 향상시킵니다. 이 방법은 신뢰할 수있는 결과와 재현 가능한 절차가 질병 배상 메커니즘의 조사를 용이하게하기 때문에 가치가 있습니다.

최소 침습 기술을 기반으로 한 마우스 타박상 척수 손상 모델 설정

마우스에서 중심 탯줄 증후군(CCS)을 시뮬레이션하는 본 프로토콜은 반복성을 개선하고 실험 동물에 대한 수술 손상을 최소화하여 해부학적 구조가 과도하게 파괴되는 것을 방지했습니다. 이 연구의 전략은 일관된 결과를 도출하여 부상 메커니즘에 대한 연구를 가능하게 하기 때문에 유리합니다.

C57BL/6J 마우스의 중심삭증후군 모델 확립

여기에 제시된 것은 다양한 정도의 척수 손상 타박상 모델을 정확하게 생성할 수 있는 마우스용 새로운 자동 척수 손상 타박상 장치입니다.

마우스의 Contusive Spinal Cord Injury Model을 위한 자동 임팩터

배우세요 신생아 마우스에서 척수 압축 부상을 유도하는 재현 가능한 방법을. 이 모델은 적응성 가소성 메커니즘을 연구하고 척수 손상 치료를 위한 중요한 통찰을 제공합니다.

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

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