May 13th, 2016
트랜스 제닉 조작 게놈 편집 기능적 유전자 및 시스 - 규정 요소의 역할을 테스트하기 위해 중요하다. 여기에 (TOL2 매개 형광 리포터 유전자 구조, TALENs 및 CRISPRs 포함) 유전자 변형의 발생에 대한 자세한 미세 주입 프로토콜은 긴급 모델 물고기의 큰가시 고기에 대한 표시됩니다.
이 미세주입 기술의 전반적인 목표는 유전자 변형 및 게놈 편집 스틱백(stickleback) 물고기를 생성하여 유전자 및 인핸서 기능을 테스트하는 것입니다. 이 방법은 유전자와 인핸서가 신체 패턴을 생성하기 위해 어떻게 기능하는지와 같은 발달 및 진화 유전학의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 기능적 유전자 분석을 위해 형질전환 물고기를 효율적으로 생성한다는 것입니다.
텍스트 프로토콜에 따라 toll 2 plasmids 및 mRNA를 준비한 후 붕규산 유리에서 최소 4개의 마이크로피펫 바늘을 당겨 넣습니다. 날카로운 끝이 아래를 향하도록 모세관 저장 항아리에 수직으로 보관하십시오. 최대 100개의 스틱백 난자를 수정하려면 50마이크로리터의 정자 용액을 추가하고 피펫 팁을 사용하여 모든 난자가 수정되도록 부드럽게 저어줍니다.
얼음 위에서 작업하는 동안 바늘의 뭉툭한 끝 부분에 0.5마이크로리터의 주입 용액을 피펫으로 주입하여 최소 3개의 바늘을 다시 채우고 배수되도록 합니다. 그 동안 해부 현미경의 투과광을 켜고 유리판 위에 15cm 석고 톱날이 있는 현미경 조명 바닥에 13제곱센티미터 유리판을 놓습니다. 톱이 바늘 홀더를 향하도록 움푹 들어간 부분이 주입 장치에 수직이 되도록 한 다음 제어 상자를 켜고 압력이 약 175킬로파스칼로 설정되어 있는지 확인합니다.
주입 기간을 180밀리초로 설정합니다. 그런 다음 바늘 홀더를 풀고 고무 홀더의 저항이 느껴질 때까지 채워진 바늘을 홀더에 삽입하고 손가락으로 조일 때까지 바늘 홀더를 조입니다. 그런 다음 바늘 각도를 약 45도로 조정합니다.
micromanipulator 컨트롤을 사용하여 끝이 시야의 중앙에 오도록 바늘을 조정합니다. 약 40배 확대하여 확대하고 아래 유리에 닿지 않아야 하는 바늘 끝에 초점을 맞춥니다. 워치메이커의 겸자로 바늘 끝을 끝에서 2-3 집게 너비로 잡고 60도 각도로 끝을 부드럽게 부러뜨립니다.
그런 다음 주입 풋 페달을 여러 번 눌러 바늘이 부러졌는지 테스트합니다. 몇 번 탭하면 작은 빨간색 방울이 끝에서 나오기 시작합니다. 일회용 전사 피펫을 사용하여 유리판에 스틱백 물 몇 방울을 떨어뜨립니다.
바늘을 물 속으로 부드럽게 내린 다음 바늘에서 희미한 분홍색 액체가 나올 때까지 배압을 높입니다. 배아를 준비하는 동안 바늘이 손상되지 않도록 바늘을 가능한 한 멀리 집어넣으십시오. 수정 후 약 25분 후에 10마이크로리터 피펫 팁 2개를 사용하여 클러치에서 5-10개의 배아를 제거하고 유리판으로 옮깁니다.
피펫 팁을 사용하여 배아에 구멍을 뚫지 않도록 주의하면서 배아를 톱날의 개별 움푹 들어간 부분으로 부드럽게 분리합니다. 다음으로 전사 피펫으로 배아를 덮을 수 있을 만큼 충분한 스틱백 물을 추가합니다. 그런 다음 3-5초 후에 대부분의 물을 제거하고 각 배아를 덮는 소량만 남깁니다.
가장 멀리 떨어진 배아부터 시작하여 유리판을 밀어 배아가 시야의 약 25%를 차지하도록 배아를 확대합니다. 바늘을 시야 쪽으로 내린 다음 10마이크로리터 피펫 팁을 사용하여 배아를 부드럽게 회전시켜 난황 상단에 있는 거칠고 약간 노란색의 융기된 세포질 돌기인 배반구를 식별합니다. 배반구가 바늘 끝에 직접 수직이 되도록 배아를 회전시킵니다.
바늘을 낮추고 천천히 균일하게 압력을 가하여 코리온을 뚫고 바늘을 밑에 있는 난황으로 밀어 넣지 않고 세포질에 삽입합니다. 풋 페달을 3-4회 밟아 가장자리가 약간 확산된 빨간색 덩어리가 세포질 직경의 약 1/8을 채우도록 주입합니다. 코리온에 수직인 날카로운 바늘이 있으면 이 단계를 용이하게 할 수 있습니다.
추가되는 물의 양을 제한하면 코리온을 부드럽게 유지하는 데 도움이 됩니다. 마지막으로, 세포질을 표적으로 삼으면 형질전환 동물을 얻을 가능성이 높아집니다. micromanipulator 컨트롤을 사용하여 바늘을 집어넣고, 10마이크로리터 피펫 팁으로 배아가 바늘에 달라붙으면 배아를 누릅니다.
바늘을 집어넣은 후 유리판을 밀어 다음 배아를 바늘에 맞추고 주입을 반복합니다. 모든 배아가 주입되면 끝이 잘린 상태로 전사 피펫을 사용하여 플레이트에 물을 추가합니다. 그런 다음 전사 피펫을 사용하여 배아를 채취하고 스틱백수로 채워진 150mm 페트리 접시에 넣습니다.
배아를 섭씨 18도에서 배양합니다. 주입 후 하루 동안 stickleback 물을 부드럽게 붓고 깨끗한 물로 교체하십시오. 죽거나 기형인 배아가 있는지 확인하고 오염을 방지하기 위해 제거합니다.
여기에서 예시된 바와 같이, 인핸서 활성을 가진 전이유전자의 경우, 성공적인 주입은 전이유전자의 특이적 세포 발현을 초래합니다. 예를 들어, 가슴 지느러미와 중간 지느러미와 노토코드에서. 그런 다음 주입된 물고기를 교배하여 수정 후 4일에 배아 심장에서 GFP 발현을 촉진하는 이 뒤쪽 안정 라인과 같은 안정적인 라인을 생성할 수 있습니다.
Active Enhancer의 경우, 배아의 40-50%는 예를 들어 정중 지느러미와 가슴 지느러미에서 조직 특이적 전이유전자 발현을 보일 것입니다. 최대 100%의 GFP 양성 F0 어류가 두 개의 플라스미드 전이유전자를 발현하여 형질전환 자손을 생산합니다. 그러나 전이유전자를 운반하는 자손의 비율은 1% 미만에서 72%까지 매우 다양하다.
GFP 양성 주입 배아만 저장하면 일반적으로 전달 효율이 높아집니다. F0 백 주입된 스틱백 배아의 최대 10%만이 예상 조직에서 형광을 보입니다. 또한, backs의 투과 속도는 plasmid 구조체의 투과 속도보다 낮습니다.
스크린된 스틱백의 최대 14%만이 등을 전달합니다. 역 유전자 변형의 낮은 효율성과는 대조적으로, 발톱을 주입한 물고기의 70-100%는 모자이크 병변을 가지고 있습니다. 여기서, 주입된 각 배아의 절단되지 않은 PCR 앰플리콘은 각 배아의 일부 세포가 표적 자리에서 병변을 가지고 있음을 나타냅니다.
일단 숙달되면, 이 기술은 적절하게 수행된다면 100개의 배아를 한 움큼 채취하는 데 한 시간이 조금 넘게 걸릴 수 있다. 이 절차를 시도하는 동안 기술과 배아 생존을 향상시키기 위해서는 연습과 인내가 필요하다는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이 절차에 따라 컨포칼 현미경 검사와 같은 다른 방법을 사용하여 인핸서 발현의 세부 패턴에 대한 추가 질문에 답할 수 있습니다.
또한 게놈 편집 어류는 유도된 돌연변이로 인한 표현형을 연구하기 위해 교배로 성장할 수 있습니다. 개발 후, 이 기술은 진화 및 발달 유전학 분야의 연구자들이 스틱백의 유전자 조절과 기능을 연구할 수 있는 길을 열었습니다. 이 비디오를 시청한 후에는 형질전환 및 게놈 편집을 위해 스틱백(stickleback) 배아를 주입하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.
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이 기사는 셋다리 돌멈물고기에 게놈 변형을 생성하기 위한 상세한 마이크로주사 프로토콜을 제시합니다. 이 방법은 형질전환 조작 및 게놈 편집 기술에 초점을 맞추고 있으며, Tol2 매개 구성물, TALENs, 그리고 CRISPRs를 포함합니다.
Microinjection-based transgenesis and genome editing in threespine sticklebacks enables direct functional interrogation of candidate genes and regulatory elements in a vertebrate model with high phenotypic diversity. This capability supports mechanistic de-risking and target validation at the earliest stages of discovery, providing predictive confidence for gene function and regulatory architecture. The approach is strategically positioned for portfolio triage and prioritization of genetic targets in developmental and evolutionary contexts.
This microinjection protocol integrates into the discovery continuum from candidate gene identification to functional validation and preclinical model generation.