Name: 소뇌 대동맥 파열 상해 : 효율적 In Vivo 평활근 세포 증식과 내피 기능 모델 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: 학습하세요 소뇌 대동맥 파열 상해를 이용한 평활근 세포 증식과 내피 기능 동시 평가 방법을 C57BL/6 마우스에서. 이 기법은 혈관 중재 후 재협착 메커니즘 연구에 필수적인 도구입니다.

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우리는 스캐닝 전자 현미경 샘플 처리에 대한 그녀의 기술 지원으로 Maryland School of Medicine의 Electron Microscopy Core Facility에서 Hsia Ru-ching 박사에게 감사드립니다.

윤리 성명서 : 동물 취급을위한 프로토콜은 메릴랜드 대학의 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC) (프로토콜 번호 0416009)의 승인을 받았고 AAALAC-International 표준에 따라 시행되었습니다. 1. 수술 절차 <ol><li> 마취 기법 <ol><li> 생존 수술에 사용 된 모든기구를 121 ° C에서 30 분 동안 증기 멸균하여 소독하십시오. </li><li> 정밀 증발기 를 통해 전달 되는 100 % O 2 및 2.5 % 이소 플루 란 을 포함 하는 유도 탱크를 통해 마취를 유도합니다. 사후 유도, isoflurane을 중단하고 O 2로 챔버를 플러시하십시오. 안면 마스크 를 통한 1.5-2 % isoflurane과 흡입에 의한 1 L / min O2로 마취를 유지하십시오. </li><li> 인원을 보호하기 위해 배기 가스 흡착을위한 숯 제거제에 유도 챔버와 안면 마스크를 부착하십시오. 시위로 적절한 마취기를 확보하십시오.유해한 자극 (발가락 핀치)에 대한 반응이 없다는 것. </li><li> 등온 패드가있는 수술 트레이로 구성된 수술장을 만들어 수술 중에 열을 받치도록하십시오. 추가적인 등온 패드는 회복 케이지에서 동물에게 열적지지를 제공합니다. </li></ol></li><li> 동물 준비 <ol><li> 10-12 주령의 수컷 C57BL / 6 마우스에 대해 다음 조사를 수행하십시오. </li><li> 탈모 제 또는 40 번 칼날이 달린 전기 클리퍼로 흉골에서 사타구니 부위까지 동물 복부 복부 표면의 머리카락을 제거합니다. <ol><li> 탈모제의 경우 2-3 분 동안이 화합물을 수술 부위에 바른 후면으로 제거하십시오. 우리는 상업적으로 이용 가능한 수산화칼슘과 수산화 나트륨 화합물을 사용합니다. </li></ol></li><li> 70 % 알콜로 어깨 부분을 준비하고 25 게이지 또는 더 작은 보어 바늘로 carprofen (5 mg / kg)을 피하 주사하십시오. 이치료는 동물을위한 수술 후 진통제를 제공 할 것입니다. </li><li> 외과 분야에 동물을 전송하고 지느러미 응급실에서 위치. </li><li> 깨끗한 코튼 어플리케이터 또는면 거즈로 8-12 %의 섭취 된 요오드를 문질러 수술 부위를 준비하십시오. 그런 다음 70 % 알코올로 피부를 두 번 헹굽니다. </li><li> 각막 건조의 발병률을 줄이기 위해 안구 윤활제를 양안에 넣으십시오. 멸균 드레이프로 수술 부위를 덮으십시오. </li></ol></li><li> 수술 기법 <ol><li> 중간 복부 개복술 절개를 대략 2-2.5 cm 길이로 만들고, 칼피스를 즉시 꼬리뼈 골반쪽으로 가져오고 골반쪽으로 확장합니다. </li><li> 소장과 십이지장을 동원하여 오른쪽 옆으로 반사시킵니다. 노출을 향상시키기 위해 내장을 포장 할 수 있도록 주사 용 멸균 식염수로 닦고 닦아 낸 멸균 된면을 겹쳐서 감습니다. </li><li> 소장이 오른쪽에 동원되어복강 내막을 노출시키고 복부 대동맥을 좌측 신장 정맥에서 대동맥 분기로 노출시킨다 ( 그림 1 ). </li><li> 멸균 된 면봉으로 된 애플리케이터로 각 5 초 동안 30 회 연속 분쇄합니다. </li><li> 패킹을 제거하고 내장이 원래 위치로 돌아가도록하십시오. </li><li> 실행중인 4-0 흡수 monofilament 봉합사 (polydioxanone)로 근막을 닫으십시오. 피부는 6-0 비 흡착성 모노 필라멘트 봉합사 (나일론)로 막습니다. </li></ol></li><li> 복구 및 사후 절차 관리 <ol><li> 절차가 끝나면 등온 패드에 깨끗한 침구가있는 복구 케이지에 동물을 넣어 동물이 정상적으로 보행 할 수있을 때까지 열 지원을 계속하십시오. 흉골의 머리맡을 유지할 수있을 때까지 동물을 방치하지 마십시오. </li><li> 수술 후 처음 4 시간 동안 매 시간마다 동물을 관찰하십시오. 동물이 정상적으로 돌아 오는 동안 나는<html> 할당 된 축산 실로 그것이 완전히 회복 될 때까지 동물은 다른 동물의 회사에 수용되지 않을 것입니다. </li><li> 수술 후 첫 72 시간 동안은 동물을 하루 두 번, 그 후 일주일에 적어도 3 번은 동물을 관찰하십시오. 모니터링은 일주일에 세 번 동물의 무게를 측정하는 것을 포함합니다. </li><li> 수술 후 첫 72 시간 동안 carpofen (5 mg / kg)을 매일 두 번 피하 투여하십시오. </li></ol></li></ol> 2. 조직 조달 <ol><li> 안락사의 방법 <ol><li> 미리 정해진 시간에 동물을 안락사하십시오. </li><li> 정밀 증발기를 통해 전달되는 100 % O 2 및 2.5 % 이소 플루 란을 포함하는 유도 탱크를 통해 마취를 유도합니다. <ol><li> 내피의 완전성을 연구하기 위해 Evans Blue 염료를 동물에게 투여하십시오. 참고 : Evans Blue는 알부민에 대한 결합 친화력이 높은 음전하를 띤 아조 염료이며 손상되지 않은 내피가없는 경우에만 혈관을 염색 할 수 있습니다s = &quot;xref&quot;&gt; 6. </li><li> 내피 완전성 연구를 위해, 안락사시, 0.3 % 에반스 블루 (Evans Blue) 염색약 5 mL와 생리 학적 압력 5 mL PBS로 5 분간 동물을 관류시킨다. 동물은 재관류 과정 중에 마취 외과 수술 평면에 유지됩니다. </li></ol></li><li> 깊은 마취기를 마친 후 흉골 절개로 가슴을 엽니 다. 오른쪽 아트리움에서 열혈을하여 동물의 혈액을 배수시키고 21G 주사 바늘로 왼쪽 심실에 액세스하고 오른쪽 심방의 유출액이 깨끗해질 때까지 인산염 완충 생리 식염수 (PBS)를 주입하십시오. </li><li> PBS로 재관류 한 후 정중선 절개를 통해 복부로 들어갑니다. </li><li> 다시 한번, 소장을 신장 우측 대동맥을 드러내는 복부의 오른쪽으로 동원시키고, 인접한 조직으로부터 대동맥을 급히 절개하여 왼쪽 신장 혈관에서 대동맥 분기로 절제합니다. </li><li> excised 대동맥을 4 % paraformald에 보관하십시오.조직 처리가 발생할 때까지 ehyde 용액. <ol><li> 내피 완전성 연구를 위해, 대동맥을 세로로 열고 내강 표면 전체를 노출시키는 왁스 시트에 핀을 고정시킵니다. Evans Blue dye 6로 염색 정도에 따라 혈관 내피의 정성 평가를 수행하십시오. </li><li> 다른 조직학 검사의 경우, 대동맥을 횡 방향으로 절개하고 조직 학적 방법에 따라 최적 절개 온도 (OCT) 화합물에 삽입하십시오 7 . </li></ol></li></ol></li></ol>

<ol><li>Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+angiogenesis+and+arteriogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis.</a> Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).</li>
<li>Carmeliet, P., Moons, L., Collen, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+angiogenesis%2C+arterial+stenosis%2C+atherosclerosis+and+hemostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse models of angiogenesis, arterial stenosis, atherosclerosis and hemostasis.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 8-33 (1998).</li>
<li>Baker, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heparanase+Alters+Arterial+Structure%2C+Mechanics%2C+and+Repair+Following+Endovascular+Stenting+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Heparanase Alters Arterial Structure, Mechanics, and Repair Following Endovascular Stenting in Mice.</a> Circ Res. 104 (3), 380-387 (2009).</li>
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<li>Aoki, T., Sumii, T., Mori, T., Wang, X., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+and+matrix+metalloproteinase-9+expression+during+reperfusion+injury%3A+mechanical+versus+embolic+focal+ischemia+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption and matrix metalloproteinase-9 expression during reperfusion injury: mechanical versus embolic focal ischemia in spontaneously hypertensive rats.</a> Stroke. 33 (11), 2711-2717 (2002).</li>
<li>Yu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MARCKS+Signaling+Differentially+Regulates+Vascular+Smooth+Muscle+and+Endothelial+Cell+Proliferation+through+a+KIS-%2C+p27kip1-+Dependent+Mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">MARCKS Signaling Differentially Regulates Vascular Smooth Muscle and Endothelial Cell Proliferation through a KIS-, p27kip1- Dependent Mechanism.</a> PLoS One. 10 (11), e0141397(2015).</li>
<li>Banai, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+ear+model+of+injury-induced+arterial+smooth-muscle+cell-proliferation+-+kinetics%2C+reproducibility%2C+and+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Rabbit ear model of injury-induced arterial smooth-muscle cell-proliferation - kinetics, reproducibility, and implications.</a> Circ Res. 69 (3), 748-756 (1991).</li>
</ol>

이 작품은 Veterans Affairs Career Development Award (1IK2BX001553-01) (TSM) 및 Vascular Cures EJ Wylie 장학금 (TSM)에 의해 지원되었습니다.

우리는 내측 과형성 및 내피 장벽 기능 장애를 초래하는 쥐 대동맥 손상 모델의 효과를 특성화했다. 대동맥 내막을 따라 부분적인 EC 분리는 세포 - 세포 접촉의 손실과 세포 돌출의 증가를 수반했다. 따라서, 내피 장벽 기능이 현저히 손상되어 분열 촉진 물질 민감성 신호 전달 경로가 자극되어 VSMC가 증식되고 혈관벽이 두꺼워진다. 이 모델의 강점은 다른 대동맥 질환 모델보다 배우고 실행하는 것이 기술적으로 더 쉽고 상해 및 내피 기능에 대한 증식 반응을 동시에 평가할 수 있다는 것입니다. 이 프로토콜의 중요한 단계는 실제 크러쉬 부상입니다. 압착 손상 범위 내에서의 가변성은 다양한 정도의 상해를 초래할 수 있으며, 따라서 가변적 인 양의 평활근 세포 증식을 초래할 수있다. 우리 연구실의 이러한 변동성을 줄이는 한 가지 단계는치료 또는 실험 조건을 알지 못하는 정신과 의사는 모든 상처 입은 부상을 수행합니다. 이 모델의 한계는 임상 적으로 관련된 인간의 질병 과정에 대한 일반화...

재 협착 심혈관 수술 (바이 패스 수술, 혈관 성형술 또는 스텐트 삽입)은 이러한 과정의 내구성을 감소시키는 중요한 문제입니다. 모든 재 혈관 화 절차는 재협착에 시달립니다. 재 협착 (약물 방출 스텐트 및 약물 코팅 된 풍선)을 방지하는 현재의 전략은 혈관 평활근 세포 (VSMC) 및 내피 세포 증식 (EC)을 억제한다. 결과적으로, 이러한 중재는 VSMC가 중재하는 재 협착을 예방할뿐만 아니라 내피 세포의 재생을 막습니다. 손상되지 않은 내피없이 환자는 출혈 합병증의 위험이있는 현장 혈전증의 위험을 줄이기 위해 강력한 항 혈소판제를 사용해야합니다. 이상적인 치료법은 VSMC의 증식을 억제하면서 내피 세포의 재생을 촉진합니다. 따라서, 생체 내에서 VSMC 증식과 내피 장벽 기능을 동시에 연구 할 필요가있다. 현재,재 협착의 알 마우스 모델 1 . 이 모델에는 경동맥 결찰 및 대퇴 동맥 와이어 손상 2가 포함 됩니다. 대동맥 모델은 스텐트 배치 3 , 풍선 손상 4 및 대동맥 동종 이식 5를 포함 합니다. 현재 모델은 모두 제한되어 있습니다. 경동맥 연결은 혈류가 매개되는 신생 내막 병변을 유발하고 내피 손상을 일으키지 않습니다. 또한 경동맥과 대퇴 동맥은 인간 혈관보다 세포 배양이 훨씬 적어서 병독성이 제한됩니다. 직경 약 1.3 mm 인 마우스 대동맥은 임상 관련 (관상 동맥) 인간 동맥 (3)과 근사하는 유일한 혈관입니다. 질병의 쥐 대동맥 모델의 번역 가능성에도 불구하고, 현재 모델에는 한계가 있습니다. 이러한 모델은 첨단 미세 수술 기술과 혈관 성형 풍선 및 스텐트와 같은 전문 장비가 필요합니다. 여기서, 우리는VSMC의 증식을 동시에 유도하고 내피 장벽 기능을 파괴하는 새로운 재현 가능 기술.

<table><tbody><tr><td>안구 윤활제</td><td>Dechra</td><td>17033-211-38</td><td>제약제</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>VetOne</td><td>502017</td><td>제약제</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>26357</td><td>제약제</td></tr><tr><td>정밀 기화기</td><td>Summit Medical</td><td>10675</td><td>수술 용품</td></tr><tr><td>숯 청소부</td><td>Bickford Inc.</td><td>80120</td><td>수술</td></tr>용품 <tr><td>등온선 패드</td><td>하버드 장치</td><td>50-7053-R</td><td>수술</td></tr>용품 <tr><td>멸균 면 팁 애플리케이터</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-124</td><td>수술</td></tr>용품 <tr><td>4-0 흡수성 모노필라멘트 봉합사&nbsp;</td><td>Ethicon, Inc</td><td>J310</td><td>외과 용품</td></tr><tr><td>5-0 비흡수성 모노필라멘트 봉합</td>사 <td>Ethicon,Inc</td><td>1666</td><td>수술 용품</td></tr><tr><td>21-게이지 x 1 인치 바늘</td><td>BD Biosciences</td><td>305165</td><td>수술 용품</td></tr><tr><td>25-게이지 x 1 인치&nbsp; 바늘</td><td>BD Biosciences</td><td>305125</td><td>수술 용품</td></tr><tr><td>건조 살균기</td><td>Cellpoint&nbsp;</td><td>7770</td><td>수술 용품</td></tr><tr><td>미세 가위</td><td>정밀 과학 도구</td><td>14058-09</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>Adson 집게</td><td>정밀 과학 도구</td><td>11006-12</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>Dumont # 5 미세 집게</td><td>정밀 과학 도구</td><td>11254-20</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>Vannas 스프링 가위 3mm 절삭</td><td>첨단 과학 도구</td><td>15000-00</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>바늘 드라이버</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>91201-13</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>메스 핸들 #4</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>10004-13</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>메스 블레이드 #10</td><td>파인 사이언스 도구</td><td>10010-00</td><td>수술 기구</td></tr><tr><td>PBS&nbsp;</td><td>Lonza</td><td>17-516F</td><td>조직 처리용 시약</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>조직 처리용 시약</td></tr><tr><td>파라포름알데히드</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>조직 처리용 시약</td></tr><tr><td>모델링 왁스</td><td>Bego</td><td>40001</td><td>조직 처리용 시약</td></tr><tr><td>OCT 화합물</td><td>Tissue-Tek Sakura</td><td>4583</td><td>시약 조직 처리</td></tr><tr><td>Mayer의 hematoxylin 용액</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS16</td><td>면역 조직 분석을 위한 시약</td></tr><tr><td>Eosin Y 용액 알코올성&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT110316</td><td>면역조직학 분석용 시약</td></tr><tr><td>엘라스틴 염색 키트</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT25A</td><td>면역조직학적 분석용 시약</td></tr><tr><td>Click-it Edu Alexa-488 이미징 키트</td><td>Invitrogen</td><td>C10337</td><td>면역조직학적 분석용 시약</td></tr><tr><td>Anti-Erk1/2 항체</td><td>세포 신호 전달 기술</td><td>4695</td><td>면역조직학적 시약 분석</td></tr><tr><td>Anti-phospho-Erk1/2 항체</td><td>세포 신호 전달 기술</td><td>4370</td><td>면역 조직학 분석을 위한 시약</td></tr><tr><td>Anti-p27kip1 항체</td><td>세포 신호 전달 기술</td><td>3698</td><td>면역 조직학 분석을 위한 시약</td></tr><tr><td>트리클로로아세트산</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9159</td><td>면역 조직학 분석을 위한 시약</td></tr></tbody></table>

소뇌 대동맥 파열 상해 : 효율적<em&gt; in vivo</em&gt; 평활근 세포 증식과 내피 기능 모델

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

혈관 성형술이든 우회 수술이든 동맥 재건술은 내피 세포 손상 및 혈관 평활근 세포 증식을 유발하는 의원 성 외상을 포함합니다. 일반적인 쥐 모델은 경동맥과 대퇴 동맥과 같은 작은 혈관을 연구합니다. 여기서 우리는 VSMC 증식과 내피 장벽 기능이 대형 혈관에서 동시에 평가 될 수 있는 생체 내 시스템을 설명한다. 우리는 C57BL / 6 마우스의 손상에 대한 신장 하 대동맥 반응을 연구했습니다. 대동맥은 좌측 신장 정맥에서 대퇴 동맥 분 지로 손상되었는데, 코튼 팁 도포기로 5 초간 30 회 변형시켰다. 형태 학적 변화는 전통적인 조직학으로 평가되었다. 대동맥 벽 두께는 내강 표면에서 외막까지 측정되었다. VSMC 증식을 입증하기 위해 EdU 통합 및 DAPI 및 알파 - 액틴에 의한 카운터 염색을 사용 하였다. ERK1 / 2 (내막 과형성 형성의 알려진 조절 인자)의 활성화가 억제되었다Western blot 분석으로 채취 하였다. 염증의 효과는 B 세포, T 세포 및 대 식세포에 대한 면역 조직 화학 법에 의해 결정되었다 . 내피 세포의 각면을 주사 전자 현미경 (SEM)으로 시각화 하였다. Evans Blue 염색으로 내피 장벽 기능을 측정 하였다. Transmural 손상으로 대동맥 벽이 두꺼워졌다. 이 손상은 손상 후 3 일째에 가장 현저하게 VSMC 증식을 유도하고 ERK1 / 2의 조기 활성화 및 p27 kip1 발현을 감소 시켰다. 부상으로 혈관벽에 B 세포, T 세포 또는 대 식세포 침윤이 증가하지 않았습니다. 상해로 인해 부분 내피 세포 누출과 세포 - 세포 접촉의 손실이 발생했습니다. 손상으로 인해 7 일 후에 기준선으로 돌아온 내피 장벽 기능이 크게 상실되었습니다. 횡격막 횡격막 둔 상동맥 손상 모델은 대형 선박에서 VSMC 증식과 내피 장벽 기능을 동시에 연구 할 수있는 효율적인 시스템을 제공합니다.

OCT에 내장 된 횡단 절제 된 대동맥을 절단하고 hematoxylin과 eosin으로 염색 한 후 Verhoeff-Van Gieson (VVG) 염색으로 반으로 염색하여 내부 및 외부 신축성 층을 확인 하였다. 가식 과정 (개복술과 작은 창자 동원)으로 치료 한 동물의 대동맥에 비해 크러쉬 부상으로 대동맥 벽 비후가 유발되었습니다. 외막에서 내강까지의 거리로 평가 한 벽 두께는 손상 3 일 후 가장 컸다 (42.2 ± 1.7 μm vs. 개복술 단독 22.1 ± 1.1 μm) ( 그림 2A-B ). 손상으로 인해 세포는 더 둥글게 보이고 관목 표면의 불규칙한 윤곽을 보입니다 ( 그림 2C ). 손상된 대동맥의 벽 두께 증가가 적어도 부분적으로 내측 혈관 평활근의 증식 증가에 의해 매개된다cle 세포...

심혈관 수술 (바이 패스 수술, 혈관 성형술 또는 스텐트 삽입) 후의 재 협착은 이러한 과정의 내구성을 감소시키는 중요한 문제입니다. 이상적인 치료법은 내피 세포의 재생을 촉진시키면서 평활근 세포 (VSMC)의 증식을 억제합니다. 우리는 생체 내에서 VSMC의 증식과 내피 기능의 동시 평가를위한 모델을 설명합니다.

소뇌 대동맥 파열 상해 : 효율적<em&gt; In Vivo</em&gt; 평활근 세포 증식과 내피 기능 모델

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...

이 절차의 전반적인 목표는 혈관 평활근 세포 증식과 재내피화를 동시에 평가할 수 있는 동물 모델을 구축하는 것입니다. 이 방법은 혈관 중재술 후 재협착의 메커니즘은 무엇인가와 같은 혈관 생물학 분야의 핵심 질문에 대한 답을 찾는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술을 통해 혈관 평활근 세포 증식과 재내피화를 체내에서 동시에 평가할 수 있습니다.혈관 중재술 후 재협착을 촉진하거나 완화하는 두 가지 주요 사건입니다. 실험 절차 시연은 본 연구실의 박사후 연구원인 Dan Yu 박사가 진행하겠습니다. 발가락 꼬집기 반응이 없음을 확인한 후, 마취된 10~12주령의 C57BL/6 수컷 마우스의 흉골부터 서혜부까지 복부 배면의 털을 제거하십시오.다음으로 어깨 부위를 70% ethanol로 소독하고, 25-gauge 이하의 바늘을 사용하여 적절한 진통제를 투여합니다. 그런 다음 등온 패드로 가열된 수술 트레이 위에 동물을 앙와위로 배치합니다. 수술 부위를 betadine 또는 chlorhexidine으로 세척한 후 알코올로 헹굽니다.두 단계를 두 번 더 반복합니다. 동물의 눈에 연고를 도포합니다. 복부 중앙 절개술을 통해 복강을 절개한 후, 소장과 십이지장을 오른쪽으로 측면 이동시켜 밀어냅니다.새 면봉을 사용하여 후복막과 좌신정맥부터 대동맥 분지점까지의 복부 대동맥을 노출시킵니다. 그런 다음 또 다른 멸균 면봉을 사용하여 대동맥에 5초 간격으로 30회의 연속적인 압착 손상을 가합니다. 마지막 압착 손상을 가한 후, 면 롤을 제거하고 내장이 원래 위치로 돌아가게 합니다.그 다음 편조 흡수성 봉합사로 근막을 봉합하고, 이어 6-0 비흡수성 단사 봉합사로 피부를 연속 봉합한 뒤, 동물을 깨끗한 깔개가 깔린 회복 케이지에 넣고 완전히 회복될 때까지 모니터링합니다. 손상된 심장 조직의 내피 무결성을 분석하기 위해, 적절한 실험 시점에 혈액이 제거된 심장의 좌심실에 21게이지 바늘을 삽입합니다. 우심방에서 나오는 유출액이 투명해질 때까지 PBS를 주입한 다음, 생리학적 압력으로 0.3% Evans blue 염료 5 mL를 5분에 걸쳐 관류하고, 이어서 신선한 PBS 5 mL를 관류합니다.PBS 주입이 끝나면, 정중선 절개를 통해 복부를 열고 방금 시연한 것처럼 소장을 복부 우측으로 이동시켜 신하대동맥을 노출시킵니다. 주변 조직으로부터 대동맥을 정밀하게 박리하고, 좌신정맥부터 대동맥 분지점까지의 혈관을 절제하여 4% paraformal

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

우리는 단계별 절차와 필요한 장비에 대한 설명을 포함 손쥐 spinotrapezius 근육의 소설 동맥 결합 모델을 보여줍니다. 우리는 수술과 intravital 및 공 촛점 현미경을 사용하여 혈관 네트워크 리모델링 및 기능 vasodilation에 관한 관련 결과 측정을 설명합니다.

Microvascular 기능 및 리모델링에 Arteriolar 결합의 영향을 평가하기 위해 손쥐 Spinotrapezius 모델

마우스 경동맥 동맥 스텐트 시술의 모델이 설명되어 있습니다. 다른 유사한 방법에 비해,이 절차를 편리하게 다른 약물 용출 스텐트 재 협착의 분자 메커니즘 혈관 벽의 반응에서 공부 할 수있는 가능성을 제공, 매우 빠른, 간단하고 액세스 할 수 있습니다.

재 협착의 연구에 대한 경동맥 스텐트 시술의 쥐과 모형

동맥류 endograft 제외 후 조직 학적 및 생화학 적 수정은 아직 불분명하다. 우리는 쥐 동맥류에 endograft 이식의 새로운 모델을 설명합니다. 영속적 인 순환 혈액 스트림 인터페이스, 새로운 혈관 생체 적합 물질 평가와와없는 혈전 분석을 통해,이 모델은 더 나은 혈관 동맥류 제외 pathobiology을 이해하는 데 도움이 될 것입니다.

혈관 동맥류 수리의 새로운 쥐과 모델

동맥 발가 벗김 부상 다음 재에 내피 세포의 세포 및 분자 메커니즘을 이해하는 것은 혈전증과 동맥의 재 협착을 방지하는 가장 중요하다. 여기에서 우리는 infrarenal 복부 대동맥의 재현 동맥 발가 벗김 부상에 대한 프로토콜을 설명합니다. 절차는 마우스 모델을 사용하여 내피 세포 재생을 조절하는 기전을 연구하기 위해 개발되었다.

쥐 모델에서 Infrarenal 복부 대동맥 클램핑에 의해 재현 동맥 발가 벗김 부상

배아와 perinatal murine 대동맥 여기 vivo에서 클론 분석 및 운명 매핑, 대동맥 explants 및 격리 된 부드러운 근육 세포 상세를 사용 하 여 공부에 대 한 프로토콜. 이러한 다양 한 접근의 정상적인 발전에서 배아 및 perinatal 대동맥 및 질병의 병 인 morphogenesis 조사를 촉진 한다.

Morphogenesis 배아 및 Perinatal 대동맥의 병 인을 공부 하 고 Vivo에서 , 조직 및 세포 Explant 접근을 사용 하 여

이 문서에서는 대동맥 풍선 부상 후 murine 모델 myointimal 증식 (수소)의 개발 연구를 보여줍니다.

풍선-기반 부상 마우스 복 부 대동맥에서 Myointimal 증식을 유도 하

이 문서는 대동맥 동맥 및 해 부의 마우스 모델에 대동맥 직경 정량화에 대 한 murine 맥 관 구조 perfuse를 방사선 불 투과성 리드 기반 실리콘 고무를 사용 하 여 상세한 방법론을 설명 합니다.

Β-aminopropionitrile-유도 대동맥 동맥 및 해 부의 마우스 모델에서 Aortopathy의 양적 마이크로 CT 분석

여기서, 우리는 자궁 경부 뮤린 모델에서 비 봉합술 커프 기술을 사용하여 마우스에서 이종성 대동맥 이식의 프로토콜을 제시한다. 이 모형은 만성 동종 이식 혈관병증 (CAV)의 근본적인 병리를 공부하기 위하여 이용될 수 있고 그것의 대형을 방지하기 위하여 새로운 치료에이전트를 평가하는 것을 도울 수 있습니다.

수정된 비봉합사 커프 기술을 사용한 뮤린 자궁 경부 대동맥 이식 모델

우리는 마우스에 있는 강력한 내림차순 흉부 대동맥류를 일관되게 유도하는 외과 프로토콜을 기술합니다. 절차는 왼쪽 흉부 절제술, 흉부 대동맥 노출, 대동맥 벽에 돼지 췌장 엘라스타제에 담근 스폰지의 배치를 포함한다.

국소 엘라스타아제의 뮤린 외과 모델은 내림차순 흉부 대동맥류를 유도

본 프로토콜은 단일 수술을 통해 쥐 모델에서 경동맥류 유도를 위한 표준화된 수술 방법을 설명합니다.

경동맥류 형성의 쥐 모델

여기에서는 대퇴 동맥 문합을 위한 쥐 모델을 제시하여 연구자들에게 혈관 문합 협착증을 연구하고 시뮬레이션할 수 있는 귀중한 동물 모델을 제공합니다. 이러한 발전은 이 질환의 기저에 있는 병태생리학에 대한 이해를 증진하고 혈관 질환에 대한 보다 정확하고 효과적인 연구를 촉진하는 데 매우 중요합니다.

대퇴동맥 해부성 협착증에 대한 쥐 모델 개발

학습하세요 소뇌 대동맥 파열 상해를 이용한 평활근 세포 증식과 내피 기능 동시 평가 방법을 C57BL/6 마우스에서. 이 기법은 혈관 중재 후 재협착 메커니즘 연구에 필수적인 도구입니다.

소뇌 대동맥 파열 상해 : 효율적

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