2017년 5월 12일
인간의 다 능성 줄기 세포 (hPSC-CM)에서 유래 된 심근 세포의 전기 생리 학적 특성은 심장병 모델링 및 약물 반응 결정에 중요합니다. 이 프로토콜은 다중 전극 배열에서 hPSC-CM을 해리 및 플레이트하고 필드 전위를 측정하며 QT 및 RR 간격을 분석하는 데 필요한 정보를 제공합니다.
이 절차의 전반적인 목표는 인간 만능 줄기 세포에서 유래한 심근세포를 해리하고 다중 전극 어레이에 플레이트화하여 전위장이라고도 하는 일반적인 전기 신호의 지속 시간과 주파수를 측정하고 정량화하는 것입니다. 이 방법은 돌연변이를 운반하는 심근세포와 대조군 사이의 전기생리학적 차이점은 무엇인지와 같은 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 환자 세포에서 유래한 인간 심근세포에 대한 약물 스크리닝이 가능하다는 것입니다.
이 방법을 시각적으로 보여주는 것이 중요합니다. 해리 및 도금 단계는 성공적인 전기 신호 기록에 필수적입니다. 일반적으로 이 방법을 처음 접하는 개인은 품질이 좋거나 나쁜 전기 신호를 식별하는 것이 간단하지 않고 자유 전위 분석에 경험이 필요하기 때문에 어려움을 겪을 것입니다.
이 절차를 시작하려면 깨끗한 칩을 표준 직경 10cm 플라스틱 멸균 페트리 접시에 넣으십시오. 다음으로, 페트리 접시에 8ml의 멸균 증류수를 첨가하여 가습 챔버를 형성하면 인큐베이터에 넣을 때 칩의 소량 배양 배지가 빨려 들어가는 것을 방지할 수 있습니다. 그런 다음 맞춤형 PolyTetraFluoroEthylene 링을 사용하여 전극 어레이가 위치한 칩 중앙의 심근세포를 도금합니다.
배양 후드에서 에탄올의 고리를 제거합니다. 뚜껑이 없는 멸균 페트리 접시에 넣고 후드에서 링을 말리십시오. 그런 다음 화염 멸균 핀셋을 사용하여 MEA 칩 내부에 드라이 링을 놓습니다.
고리 내부에 밀리리터당 40마이크로그램의 피브로넥틴 50마이크로리터를 추가하여 전극을 코팅합니다. 그런 다음 페트리 접시를 뚜껑으로 덮고 MEA 칩이 들어 있는 접시를 조심스럽게 인큐베이터에 옮깁니다. 그런 다음 MEA 칩이 들어있는 접시를 세포 배양 후드로 옮깁니다.
MEA 칩을 사용하기 전에 PTFE 링을 이동하지 않고 P200 피펫 또는 후드의 진공 시스템을 사용하여 50마이크로리터의 피브로넥틴을 흡입하십시오. 팁을 비스듬히 유지하여 단단한 물체가 전극에 닿지 않도록 하십시오. 그런 다음 950마이크로리터의 LI-BPEL 배지를 부드럽게 첨가하여 고르게 분포되고 링이 뜨지 않도록 합니다.
그런 다음 접시를 인큐베이터에 다시 넣으십시오. 이것은 박동하는 심근세포의 초기 배양입니다. 조직 배양 후드에서 hPSC-CM 배양 웰의 배지를 흡인합니다.
칼슘과 마그네슘이 없는 PBS 1-2ml를 각 웰에 첨가하여 배양액을 세척하고 PBS를 흡인합니다. 그 후에 각 well에 500 마이크로 리터의 분리 효소를 추가하십시오. 샘플을 섭씨 37도에서 5분 동안 배양합니다.
5분 후 각 웰에 LI-BPEL 1ml를 첨가하여 효소를 희석합니다. P1000 피펫으로 hPSC-CM의 단층을 부드럽게 긁어 분리합니다. 그런 다음 15ml 튜브에 세포 현탁액을 수집합니다.
그런 다음 1ml의 LI-BPEL로 웰을 헹구어 남아 있는 모든 세포와 세포 덩어리를 수집합니다. LI-BPEL 2-3ml를 더 첨가하여 최종 부피 약 5-6mm에 도달한 다음 5ml 피펫으로 3-5회 부드럽게 위아래로 피펫팅하여 세포 덩어리를 분리합니다. 그 후, 세포를 실온에서 300 회 g으로 3 분 동안 원심 분리한다.
그 후, 세포 펠릿을 제거하지 않고 상층액을 제거한다. 그런 다음 세포 펠릿을 250마이크로리터의 LI-BPEL에 다시 현탁시킵니다. 그런 다음 전극 어레이 상단의 PTFE 링 중앙에 셀 현탁액을 직접 파이프로 연결하여 MEA당 50마이크로리터의 셀 현탁액을 분배합니다.
MEA를 섭씨 37도의 인큐베이터로 조심스럽게 옮기고 세포가 밤새 부착되도록 합니다. 도금 후 하루 만에 멸균 핀셋을 사용하여 멸균 환경에서 링을 조심스럽게 제거합니다. 링을 80% 에탄올로 헹굽니다.
그리고 80%의 신선한 에탄올이 들어 있는 50밀리리터 튜브에 보관하십시오. 그런 다음 MEA 칩에서 500마이크로리터의 매체를 부드럽게 제거합니다. 그리고 500 마이크로 리터의 신선한 LI-BPEL을 첨가하십시오.
이들은 고리 제거 후 박동하는 심근세포입니다. 그런 다음 MEA를 섭씨 37도의 인큐베이터로 옮깁니다. 그런 다음 고리 제거 후 하루부터 최대 1주일까지 MEA에서 hPSC-CM의 전기 활성을 측정합니다.
이제 MEA 설정에 연결된 소프트웨어 제품군을 시작합니다. 그런 다음 TCX-Control에서 온도를 섭씨 37도로 설정하여 측정값을 기록합니다. 그런 다음 인큐베이터에서 MEA 칩이 들어 있는 접시를 꺼냅니다.
접시에서 MEA 칩을 꺼내 티슈에 올려 잔여 수분을 흡수합니다. 티슈로 플레이트의 외부 컨텍스트를 조심스럽게 닦고 100% 에탄올을 적신 면봉을 사용하여 청소하여 신호 노이즈를 유발할 수 있는 잔여 물이나 부스러기를 제거합니다. 그런 다음 MEA 플레이트를 섭씨 37도의 기록 헤드 스테이지로 옮겨 자발적인 활동을 감지합니다.
MC Rack을 열고 편집을 클릭하여 MEA 하드웨어를 로드합니다. 새 프로토콜을 만들려면 드롭다운 메뉴 편집을 사용하여 프로토콜에 다른 레코더 및 디스플레이 창을 추가합니다. 그런 다음 재생 버튼을 클릭하여 재생 모드에서 프로토콜을 시작합니다.
신호가 R 피크와 T 피크를 명확하게 보이는 경우 적응 단계가 끝날 때까지 10-15분 정도 기다립니다. 실험을 시작하려면 기록을 클릭한 다음 기준 조건에서 10분 동안 데이터를 재생하고 획득하여 안정적인 상태를 확인합니다. 가장 좋은 신호를 가진 전극에 주석을 달아 쉽게 식별하고 나중에 분석을 위해 내보낼 수 있도록 합니다.
약물 반응 평가를 위해 10분마다 증가하는 약물 농도를 추가합니다. 중지를 클릭하여 프로토콜 끝에서 녹음을 마칩니다. 다음은 MEA로 기록된 대표적인 트레이스로, 높은 신호 대 잡음비로 명확하게 볼 수 있는 RQ 및 T 피크와 함께 우수한 품질의 트레이스를 보여줍니다.
RQ 및 T 피크가 명확하게 보이지 않는 불량 품질 트레이스, RQ 및 T 피크가 명확하게 보이지만 신호 대 잡음 비율이 낮은 노이즈 트레이스. 다음은 hPSC-CM을 사용한 MEA 실험 중에 기록할 수 있는 다양한 형태를 가진 우수한 품질의 필드 전위 트레이스의 대표적인 예입니다. 음영 처리된 영역은 분석 중에 측정된 QT 간격을 나타냅니다.
MEA에서의 자기장 전위는 활동 전위의 1차 도함수와 유사하기 때문에 자기장 전위 트레이스의 적분은 완전한 활동 전위 재분극에 가까운 T파의 이론적 시연으로 계산되었습니다. 이 절차를 시도하는 동안 안정적이고 일관된 신호를 보장하기 위해 가장 많은 수의 전극을 사용하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이 절차에 따라 quanto tibial time PCR 또는 single cell patch clamp와 같은 다른 방법을 사용하여 전기 표현형 또는 특정 이온-전류 밀도와 관련된 특정 유전자 발현과 같은 추가 질문에 답할 수 있습니다.
개발 후 이 기술은 줄기세포 분야의 연구자들이 인간 만능 줄기세포에서 유래한 심근세포를 사용하여 심장 부정맥 및 체외 약리학을 탐구할 수 있는 길을 열었습니다. 이 동영상을 시청한 후에는 전기생리학적 측정 및 약물 스크리닝을 위해 MEA에서 인간 만능 줄기 세포 유래 심근세포를 해리하고 플레이트화하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다. 약물 작업은 매우 위험 할 수 있으며 이 절차를 수행하는 동안 항상 표준 GLP와 같은 예방 조치를 취해야 한다는 것을 잊지 마십시오.
이 프로토콜은 전기생리학적 특성화를 위해 인간 다능 줄기 세포(hPSC-CMs)에서 유래한 심근세포를 다중 전극 어레이(MEAs)에 분리 및 배양하는 방법을 설명합니다. 전계 전위를 측정하고 QT 및 RR 간격을 분석하는 방법을 상세히 설명하며, 이는 심장 질환 모델링 및 약물 반응 평가에 필수적입니다.
Electrophysiological profiling of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hPSC-CMs) using multi-electrode arrays (MEAs) enables medium- to high-throughput assessment of cardiac ion channel function and drug-induced electrophysiological changes. This approach supports early detection of cardiotoxic liabilities and mechanistic de-risking of arrhythmogenic compounds in discovery-stage screening. By providing quantitative field potential parameters such as QT and RR intervals, the method enhances predictive confidence in translational cardiovascular research and safety pharmacology workflows.
The MEA-based electrophysiological assay fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical safety assessment, enabling data-driven decisions at each stage.