Name: 마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: 학습하세요 마우스 방광에 관내 튜브를 이식하여 깨어 있는 상태에서 방광 기능을 측정하는 표준화된 미세수술 기법을 통해 하부 요로 기능을 평가하는 방법을. 이 기술은 재현 가능한 실험 데이터 획득과 요로 질환 연구에 활용됩니다.

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이 연구는 버몬트 대학교 외과, 덴마크 독립 연구 위원회, 오덴세 대학 병원의 지원을 받았습니다.

동물들은 제도적 지침에 따라 University of Vermont Animal Care Facility에 보관되었습니다. 모든 동물 실험은 실험 동물의 관리와 사용을 위해 National Institutes of Health 안내서에 따라 수행되었습니다. 1. Intravesical Tube Implantation <ol><li> 외과 수술을위한 튜빙 및기구 준비 <ol><li> 삽입 용 카테터를 만들기 위해 PE-10 튜브 7cm 조각을 자릅니다. </li><li> 끝이 개방 된 화염쪽으로 천천히 전진하여 PE10 튜브의 한쪽 끝에 플레어를 만듭니다. 참고 : 플레어가 발생하자마자 튜브를 신속하게 회수하십시오. </li><li> PE10 튜브 외부의 플레어 끝에서 4.5, 5 및 5.5 cm의 아교 총에 낮은 열 설정을 사용하여 범용 핫 아교 세 방울을 바릅니다. 이것은 동물의 등에 튜브를 고정하는 데 도움이됩니다. ( 그림 1 ) </li><li> 70 %의 물에 담가서 소독하십시오.에탄올로 세척 한 후 사용하기 전에 멸균 0.9 % NaCl로 세척하십시오. 공기 방울이 시스템에 유입되지 않도록 튜브를 채우십시오. </li><li> 30 게이지 플러그를 만들어 허브에서 30 게이지 바늘을 손으로 조작하여 PE10 카테터 끝 부분을 밀봉합니다. 마지막에 뜨거운 접착제 한 방울을 바르십시오. 씰이 방수되었는지 확인하십시오. ( 그림 2 ) </li><li> 다음과 같은 미세 수술 도구를 사용하십시오 : Dumont # 7 곡선 microforceps 두 쌍, Dumont # 5 곡선 microforceps, 21G 바늘, ultrafine 직선 hemostat, 마이크로 가위, 작은 해부 가위 및 마이크로 바늘 홀더. </li><li> 절차를 시작하기 전에 모든기구를 소독하십시오. </li></ol></li><li> 동물의 준비 <ol><li> 동물을 마취 한 후 먼저 복부의 아래쪽 절반을 면도 한 다음 동물을 수그러 뜨려 면도기를 뒤집어 70 % 알코올로 베타 인으로 뒤에서 닦으십시오. 눈가에 베타 연고를 바르면 건조하지 않습니다. 다음으로, 직선형의 무딘 가위와 Dumont # 7 곡선 microforce의 쌍을 사용하여 견갑골 사이에 1.5cm 길이의 피부 절개를하고 멸균 용 커튼으로 덮인 난방 패드 (37 ° C) 위에 동물을 위로 놓습니다. </li><li> 마지막으로 복부를 알코올과 베타 딘으로 닦으십시오. </li></ol></li><li> 외과 적 시술 참고 : 확대경이 3.15X ~ 20X 인 수술 용 현미경으로 모든 수술 절차를 수행하십시오. 동물을 살균 커튼에 올려 놓은 후 살균 장갑을 착용하십시오. 전체 수술을 통해 멸균 절차를 계속 사용하십시오. <ol><li> 유도 상자에 동물을 넣고 산소 캐리어 (1 L / 분)와 2 % 흡입 isoflurane를 사용하여 마취. 동물의 머리를 노우즈 콘에 넣고 2 % 흡입 된 이소 플루 란을 산소 운반선 (1 L / 분)과 함께 사용하여 절차 전반에 걸쳐 마취를 유지하십시오. 부정을받은 후 수술을 시작하십시오.발가락 - 꼬집음 시험으로부터의 응답. </li><li> 한 쌍의 똑 바른 무딘 가위와 Dumont # 7 곡선 microforce을 사용하여 피부를 통해 1.5cm 하강, 중간 선 복부 절개를하십시오. 그 다음, 선형 방광의 돔과 상반부를 노출시키기 위해 선형 알바와 근육을 따라 근막을 통해 일치하는 절개 부를 만듭니다. Dumont # 7 곡선 마이크로 포셉 한 쌍을 사용하여 각 조직층에 상향 견인력을 적용하여 방광 손상을 피하십시오. 따뜻한 생리 식염수를 떨어 뜨려 복부 내장을 건조로부터 보호하십시오. </li><li> 동물을 옆으로 돌려 목덜미의 절개 부위에 접근하십시오. 절개를 통해 좁은 지혈을 피하로 밀어냅니다. 피하 채널은 뒤에서 시작해서 옆을 따라 계속해야합니다. </li><li> 악기의 끝이 흉곽 바닥에 도달하면 팁을 정중선과 복부쪽으로 돌리십시오 (복벽 근육을 뚫을 때 약간의 갑자기 튀어 나옵니다). 팁이 근육 층 아래의 복부 절개에 노출 될 때까지 지혈 재를 계속 전진시킵니다. ( 그림 3 ) </li><li> 지혈제로 튜브의 &quot;비 발화&quot;끝 부분을 잡고 천천히 공구를 후퇴시켜 목 뒤쪽의 절개를 통해 튜브의 끝을 당겨 빼내십시오. 튜브의 플레어 끝을 방광의 돔 바로 위에 놓 이도록 조정하십시오. </li><li> 6-0 모노 필라멘트 봉합사 (비 흡수성)를 느슨하게 묶어 방광 돔 꼭대기에 올려 놓습니다. 이 넥타이는 나중에 튜브를 방광에 고정시키는 데 사용됩니다. </li><li> 보풀이없는 천의 작은 롤을 복부와 방광 뒤에 두어 안정시키고 높이십시오. </li><li> 방광으로 PE10 카테터의 플레어 끝 부분을 삽입 할 준비를하십시오. <ol><li> 비 지배적 인 손에서 Dumont # 7 곡선 microforce로 방광의 돔을 잡고 카테터가 방광에 위치 할 때까지이 그립을 유지하십시오. </li><li> 21 게이지 바늘 사용o 돔 꼭대기에 생검을하십시오. 부드럽게 카테터가 구멍을 쉽게 통과 할 수 있도록 # 5 곡선 microforce의 폐쇄 쌍으로 cystotomy를 프로브. </li><li> 방광 돔을 비 지배적 인 손에 쥐고 PE10 카테터의 플레어 끝 부분을 방광에 넣으십시오 (방광 목을 아래로 밀어 방광이 튀어 나오지 않도록하십시오). </li><li> 방광과 튜브의 돔 주위에 6-0 모노 필라멘트 봉합사를 넥타이가 튜빙의 앞쪽에 위치하도록 묶으십시오. 인위적으로 방광 용량을 줄이려면 봉합사를 최대한 방광에 묶어야합니다. ( 그림 4 ) </li><li> 또는 다음과 같이 지갑 줄 봉합을 사용하여 카테터를 고정하십시오. 6-0 모노 필라멘트를 사용하여 방광의 돔에 느슨한 지갑 줄 봉합을하십시오. cystotomy를 수행하고 카테터를 삽입 1.3.8.1 - 1.3.8.3 단계를 수행하십시오. 지갑 줄 봉합을 묶어서 튜브를 고정시킵니다. ( 도 5 )</li></ol></li><li> 튜브의 말단부에 30 게이지 바늘로 0.5 ML 인슐린 주사기를 첨부하여 방광에 튜브의 개통과 인감을 테스트합니다. 요도 구멍에 물방울이 나타날 때까지 천천히 0.9 - 0.1 % NaCl 0.1 - 0.2 mL로 방광을 채운 다음 방광을 흡인으로 없앱니다. 방광을 채우거나 비울 수있는 것이 중요합니다. </li><li> 돔에서 누출이 발생하지 않은 경우, 한 쌍의 곡선 형 마이크로 포셉으로 방광을 받치고 플레어가 방광 돔의 안쪽에 닿을 때까지 부드럽게 튜브를 잡아 당깁니다. </li><li> 닫히기 전에 작은 티슈 롤을 꺼내고 방광이 정상 위치에 있는지 확인하십시오. </li><li> 6-0 달리기 봉합으로 두 층 (근육과 피부)의 복벽을 닫습니다. 앞 복부 근막 (직근의 전벽)의 가장자리 만 봉합하여 직근 복근을 근사하는 것이 좋습니다. </li><li> 동물들에게 튜브를 고정하려면 부드럽게 ro동물을 배에 태우십시오. interscapular 절개로 금속 앵커의 피하 부분을 삽입합니다. ( 그림 12 ) 6-0 봉합사를 사용하여 수직 매트리스 봉합사로 튜브와 앵커를 둘러싼 다. </li><li> 튜브가 빠지지 않도록 접착제 거품이 피부의 위와 아래에 남아 있는지 확인하십시오. 튜브를 피부 위에서 약 2cm 정도 잘라냅니다. </li><li> 소변이 누출되지 않도록 30 게이지 플러그 (1.1.5 단계)를 튜브 끝 부분에 부드럽게 삽입하십시오. </li></ol></li><li> 0.5 ML 0.9 % NaCl 피하 수화에 대한 주사. 수술 직후 수술후 진통제를주고 48 시간 동안 유지하십시오. <ol><li> 적외선 램프 아래에있는 새장에 동물을 넣으십시오. 동물이 새장 주위를 자유롭게 움직일 때까지 일정한 관찰을 유지하십시오. </li></ol></li><li> 동물을 매일 모니터링하고 기록하기 전에 5 일 동안 회복되도록하십시오. </li></ol> 2. 깨어있는 낭종ometry 녹음 <ol><li> 기록 프로그램, 압력 변환기 및 주입 펌프 준비. <ol><li> 동물을 마취하기 전에 PE50 튜빙을 사용하여 주입 펌프, 압력 변환기 및 22G 스위블을 연결하십시오. ( 그림 6 ) </li><li> 컴퓨터에서 시스템 압력을 보정하고 녹음 준비를하기 위해 녹음 프로그램 (예 : 재료 표 참조)을 엽니 다. 보정 및 녹음 중에 동일한 설정을 사용해야합니다. <ol><li> 실온 0.9 % NaCl 10 - 15 mL가 들어있는 20 mL 주사기를 채우고 주입 펌프에 넣습니다. 0.6 mL / h의 속도로 주입하도록 펌프를 프로그래밍하십시오. </li><li> 동물의 방광 또는 기록 케이지의 바닥과 같은 높이에서 압력 변환기를 고정시킵니다. </li><li> 22 게이지 스위블을 압력 변환기 끝에 연결하십시오 (PE50 - 튜빙 - 압력 변환기로 스위블하십시오) 참고 : 스위블은 튜브가 꼬이거나 꼬이는 것을 방지하기 위해 사용됩니다.동물이 움직입니다. </li><li> 시린지 펌프를 전진시켜 시스템을 통해 0.9 % NaCl을 세척하십시오. 보정하기 전에 모든 기포를 제거하십시오. </li><li> 기록 프로그램이 실행 중일 때 압력계 (cm / H2O)를 눈금자를 사용하여 보정하십시오. 천천히 PE50 테더 끝을 0에서 30cm로 이동하십시오. 필요한 경우 0을 조정하십시오. 참고 : 0cm 표시는 녹음 케이지 및 압력 변환기의 바닥과 동일한 높이에 있어야합니다. </li></ol></li><li> 녹음 케이지 중앙 위의 22 게이지 회전대를 정지시킵니다. 케이지 바닥이 케이지 아래에 위치한 저울의 수집 장치로 소변을 떨어 뜨릴 수 있도록하십시오. 테어의 높이를 조절하여 마우스가 튜브를 무리하게 당기거나 스트레칭하지 않고 케이지 주변을 자유롭게 움직일 수 있도록하십시오. ( 도 7 ) </li><li> 작업이 끝나면 시스템과 외장 PE50 튜브가 0.9 % NaCl로 가득 차고 모든 기포가 제거되었는지 확인하십시오. </li></ol></li><li> 예습녹음을위한 동물의 aration <ol><li> isoflurane 2 %를 흡입하여 동물에게 마취시키고 복부에 놓습니다. 30 게이지 플러그를 제거하고 PE10 테 더 (방광 카테터)를 PE50 테더의 끝으로 밀어 넣습니다. 뜨거운 접착제를 사용하여 방수 밀봉을하십시오. </li><li> 마취를 끄고 소변을 분석 용 저울 위에 놓인 수집 장치에 직접 떨어 뜨릴 수있는 평행선 바닥을 사용하여 동물을 기록 상자에 넣으십시오. ( 도 7 ) </li><li> 동물이 새장에 들어갔을 때 기록을 시작하되 주입을 시작하지 마십시오. 마취에서 완전히 회복 될 때까지 동물을 관찰하십시오. 방광 압력이 안정되면 0.6 mL / h의 속도로 0.9 % NaCl 주입을 시작하십시오. 참고 : 변경 사항이있을 때 녹음 프로그램에 메모하십시오. 주입 시작, 중단 또는 불규칙이 언제 발생했는지에 대한 기록을 갖는 것이 중요합니다. </li><li> 시스템에 누출이 있는지 점검하고 동물이 쉽게 누출되는지 확인하십시오물과 음식에. </li><li> 재현 할 수있는 배뇨주기가 3 회 발생할 때까지 조용한 방에서 계속 녹음하십시오. 참고 : 동물은 녹음 과정을 완전히 방해받지 않아야합니다. 바람직하게는 동작을 관찰하기 위해 원격 비디오 모니터링을 사용하십시오. </li></ol></li></ol>

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intravesical tubing의 최적의 재료와 크기 튜빙의 직경이 압력 기록에 미치는 영향을 결정하기 위해, 우리는 다른 미세 유체 튜브를 테스트했습니다. PE50 (0.58 mm ID), 폴리 우레탄 PU027 (0.4 mm ID), PE25 (0.46 mm ID) 및 PE10 (0.28 mm ID). 각 튜브에 대해 1 mL / h로 작동하는 주입 펌프로 압력을 기록하면서 튜브를 0에서 30 cm까지 수직으로 빠르게 이동 시켰습니다. 초기 생체 내 실험은 PE50 튜빙을 사용하려고 시도했지만 마우스 방광에 비해 튜빙 크기 때문에 실패했습니다 ( 그림 4A ). 이것은 Smith와 Kuchel의 발견을 뒷받침하지만, 마우스의 깨어있는 낭종 측정법에 PE50 튜빙을 사용하면 인공물이 생겨 데이터 해석이 어려워진다는 제안이 있습니다 .12 다른 사람이 깨어있는 비 제한적 PE50 튜빙을 성공적으로 사용했음을 주목하는 것이 중요합니다. , 깨어있는 ...

Filling cystometry (FC)는 방광 충진이 완만 한 동안 압력을 기록하기 위해 카테터를 방광에 삽입하는 진단 방법입니다. 1927 년에 처음으로 하부 요로 기능을 평가하는 임상 진단 방법으로 소개되었지만 널리 사용되었습니다. 연구 응용에서 FC는 건강하고 질병이있는 동물 모델에서 방광 기능을 테스트하고 약리학 적 약제의 효과를 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 설치류 동물 모델은 일반적으로 하부 요로 기능을 조사하는 데 사용됩니다. 2 이 포유류 그룹에서 FC는 처음에는 쥐에서 사용하기 위해 개발되었습니다. 3 방광 내로 튜브를 이식하고 FC를 수행하는 방법은 수용 가능한 수준의 재현성을 가진 많은 연구자들에 의해 잘 기술되고 사용되고있다. 4 트랜스 제닉 및 노크 아웃 균주의 이용 가능성은 수많은 연구 분야에서 쥐를 중요한 종으로 만들고 있으며,하부 요로 기능 장애의 분야를 포함한다. 마우스 방광 측정법을 수행하는 데 사용 된 방법론은 실험실 간 차이가있어 결과를 비교하기가 어렵습니다. 5 생체 외 모델과 비교하여 FC는 하부 요로 조직을 보존하여 배뇨 순환의 저장 및 배뇨 단계를 평가하는 동안 방광과 유출구 사이의 조정 된 기능을 평가할 수 있습니다. 이전의 연구에 따르면 흔히 사용되는 수많은 마취제가 배뇨 수축을 억제합니다. 소변 방광 평활근 수축 (우레탄, 알파 - 클로 라로 오스, 케타민 및 크 실라 진)을 보존하고 동물이 허약 해지도록하는 약제는 기능성 방광 기능을 현저히 감소시키고 신경 전달을 억제합니다. 6 , 7 , 8 , 9 기술적으로 더 도전적이지만, FC는동물을 걷는 것은 배뇨 반사의 기능적 완전성을 보존합니다. 하부 요로 기능은 수술후 방광 벽 팽창, 통증 및 불편 함으로 인한 스트레스 및 환경 영향을 포함한 여러 요인에 의해 영향을받습니다. 튜브 이식시 조직 손상을 최소화하는 외과 기술을 사용하고 튜브 이동을 줄이는 동시에 동물이 자유롭게 움직일 수있게하는 녹음 방법을 사용하면 정확하고 재현성있는 녹음을 얻는 데 필수적입니다. 적절하게 수행되면, 생체 내 자유롭게 움직이는 동물의 FC는 생리적 방광 기능을 확실하게 반영하는 데이터를 제공 할 수 있습니다. 10 자유롭게 움직이는 동물의 FC는 다음 매개 변수에 대한 데이터를 제공 할 수 있습니다. 기초 또는 기준 압력 : 두 개의 저혈압 사이의 최소 압력. Intermicturition pressure : 두 개의 배뇨 사이의 평균 압력. 임계 압력 : Intravesical 압력 imm배뇨 전에 ediately. 최대 압력 : 배뇨 사이클 중 최대 방광 압력. 자발적인 활동 (또는 평균 intermicturition 진동 압력) : intermicturition 압력 마이너스 기초 압력. 보이드가없는 수축 : 유체 방출과 관련이없는 충진 단계에서 방광 내 압력이 증가합니다. 방광 순응도 : 방광 용량을 임계 압력에서 기저 압력을 뺀 값으로 나눈 값. 배뇨 빈도 : 단위 시간당 배뇨 횟수. Intermicturition interval : 두 개의 최대 배뇨 압력 사이의 기간. 방광 용량 : 주입량을 배뇨 횟수로 나눈 값. 이러한 매개 변수 및 표준화 된 용어에 대한 자세한 설명은 이전에 출판되었습니다. 11 FC는 연속 또는 단일주기의 관내 주입 방법을 사용하여 수행 할 수 있습니다. 지속적인 방광 측정법은 여러 번의 방수 순환을 기록하고재현성에. 방광 용량 측정의 정확도는 잔여 부피가 알려지지 않아 제한적입니다. 또한, 자유롭게 움직이는 생쥐에서 작은 배설물 (30 ~ 184 μL 사이의 변형률 및 성별에 따라 다름)을 수집하는 것은 어렵습니다. 이 방법을 사용하여 기공 량을 기록하는 것은 마취 된 준비에 비해 덜 정확하지만 방광 기능에 대한 마취제의 억제 효과를 피할 수 있다는 점에서 우수합니다. 방광 용량을 평가하기 위해 단일주기 낭종 측정법을 사용해야합니다. 이 방법에서 방광은 주입 전에 흡입에 의해 비워지고 용량은 최대 압력에 대한 시간으로 곱한 주입 속도의 함수로 계산됩니다. 작은 설치류에서 체외 측정법을 수행하는 기술이 발표되었지만 쥐에서 수술이 수행되었으며 우레탄 마취 하에서 마우스 방광 측정이 수행되어야한다고 권고했다. 10 이 의사 소통의 목표는o 방광의 돔에 intravesical tube를 이식하는 데 사용되는 미세 수술 기술과 깨어지며 자유롭게 움직이는 마우스에서 지속적인 방광 충만 및 배뇨 중 하부 요로 기능, 생체 내 기록 실험에 사용되는 실험 설정을 설명합니다. 또한, 생체 내 FC를 수행하는 방법뿐만 아니라 튜빙 길이, 직경 및 재료가 기록에 어떻게 영향을 주는지 실험 하기 위해 수행되었습니다. 이 실험 프로토콜은 이전에 발표 된 기술을 요약하고 실험 결과를 기반으로 많은 수정을 제안합니다.

<table><tbody><tr><td>폴리에틸렌 (PE) 10 튜빙</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>30G 커넥터/플러그</td></tr><tr><td>적합 폴리에틸렌 (PE) 50 튜빙</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>22G 커넥터/플러그 22G</td></tr><tr><td>단일 채널 스테인리스강 스위블</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>고탄소강 유틸리티 확장 스프링 (9/64" OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>PE50 튜빙 보호 - 길이에 맞게 절단</td></tr><tr><td>22 G 커넥터</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz 전문 핫멜트 접착제 총</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>저온 설정 사용 (100 &deg; C) - 온도 범위를 조절할 수 있는 모든 핫멜트 글루건이 작동합니다</td></tr>. <tr><td>Surebonder DT-2010 모든 목적의 글루 스틱</td><td>Surebonder</td><td></td><td>모든 목적의 핫 글루가 작동합니다</td></tr>. <tr><td>Dumont #5 곡선 마이크로펜치</td><td>세계 정밀 기기</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 곡선 마이크로펜치</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>미니 해부 가위 - 직선</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>마이크로 모기 집게 (12.5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>해부 가위 - 스트레이트</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo 바늘 홀더</td><td>World Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, 1 L/min 유량</td></tr><tr><td>부프레노르핀</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>0.9% 염화나트륨 관개, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon 블랙 모노필라멘트, 비흡수성 봉합</td>사 <td>Ethicon</td><td></td><td>블래더 넥타이</td></tr><tr><td>6-0 Vicryl 바이올렛 꼰, 흡수성 봉합사</td><td>Ethicon</td><td></td><td>근육 봉합사, 달리기</td></tr><tr><td>6-0 프롤렌 블루 모노필라멘트, 비흡수성 봉합사</td><td>Ethicon</td><td></td><td>피부 봉합사, 수직 매트리스, 매립된</td></tr><tr><td>중단 KD Legato 210 주입/철회 펌프</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1.5 mL/hr</td></tr><tr><td>일회용 압력 변환기</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>압력 증폭기</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 데이터 수집 인터페이스</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&nbsp;</td><td>Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td><td>PC 압력 기록 소프트웨어</td></tr><tr><td>Leica MZ6 수술용 현미경 (3.2 - 20X)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Magnification</td></tr></tbody></table>

마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Awake filling cystometry는 자유롭게 움직이는 생쥐에서 방광 기능을 평가하기 위해 오랫동안 사용되어 왔지만 사용 된 특정 방법은 실험실마다 다릅니다. 이 연구의 목적은 깨어 있고 자유롭게 움직이는 마우스에서 방광 내강을 이식하는 데 사용 된 미세 수술 절차와 방광 압력을 기록하기위한 실험 기술을 설명하는 것이 었습니다. 또한, 수술 데이터뿐만 아니라 튜브 유형과 크기가 낮은 요로 기능과 녹음 감도에 영향을 보여주는 실험 데이터가 제공됩니다. 압력 기록에 대한 튜브 지름의 영향은 폴리에틸렌 및 폴리 우레탄 튜브 내에서 상이한 내경을 가지고 평가되었다. 결과적으로 두 재료의 최고 성능 튜브를 수컷 C57BL / 6 마우스 방광의 돔에 외과 적으로 이식 하였다. 수술 후 2, 3, 5, 7 일 동안 건강한 손상되지 않은 동식물에 12 시간 동안 밤새 배뇨 횟수가 기록되었다. 수확시 bladders w총 관찰을 사용하여 부종의 징후를 평가 한 후 병리학 적 분석을 위해 처리했다. 가장 큰 방광 팽창 정도가 2 및 3 일에 관찰되었으며, 이는 방광 기능이 현저하게 손상된 행동 배뇨 데이터와 상관 관계가 있었다. 5 일째, 방광 조직학 및 배뇨 빈도가 정상화되었다. 우리 연구에서 제공 한 문헌 및 증거에 근거하여, 우리는 깨어있는 마우스의 intravesical pressure와 void volume의 생체 내 기록을 위해 다음과 같은 단계를 제안합니다 : 1) 수술 현미경과 미세 수술 도구를 사용하여 수술 수행 2) 폴리에틸렌 -10 3) 수술 후 5 일째 방광 팽창이 해소되었을 때 방광 조영술을 시행하십시오.

tube occlusion 동안 시스템 내 압력 상승과 하강의 일관성에서 튜빙 재료와 직경 사이에는 유의 한 차이가 없었다. 폴리에틸렌 (PE)과 폴리 우레탄 (PU) 재료 모두에서 방광 내벽 팽창 포스트 삽관 튜브 삽입은 유의 적이었다. 2 일째, 심한 점막하 부종이 발생했습니다. 그것은 방광의 단면을 반으로 차지하여 루멘이 막혔습니다. 5 일째, 부종이 완전히 완결되어 점막 부분에 염증 세포가 침투하여 부분적으로 근경을 침범했다. 7 일째에 염증성 침윤이 현저하게 감소되었고 방광벽 조직학이 정상으로 돌아왔다 ( 그림 8 ). 2 일째와 3 일째에 관찰 된 조직 부종의 최대 범위는 행동 장애가있는 방광 데이터와 유의 한 장애가있는 방광 기능을 보여 주었다 ( 그림 9 ). PO로 정규화 된 보잉 주파수<html> 수술 중 5 일째. <p class="jove_content" fo:keep-togeth...

이 연구는 자유롭게 움직이는 마우스에서 깨어있는 낭종 측정법을 수행하기위한 수술 절차 및 실험 기술을 설명합니다. 또한 최적화 및 표준화를 지원하는 실험적 증거를 제공합니다.

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

이 미세수술 절차의 전반적인 목적은 깨어 있는 생쥐의 방광 내에 방광 내 튜브를 삽입하여 하부 요로 기능을 기록하는 것입니다. 이 방법은 깨어 있는 상태의 방광 내압 측정(cystometry)을 통해 재현 가능한 실험 데이터를 확보하고, 건강한 생쥐 모델 및 질환 생쥐 모델에서 방광 기능을 테스트하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 목표는 생쥐 모델에서 충만 방광 내압 측정을 수행하기 위해 실험 데이터에 기반한 표준화된 방법을 제공하는 것입니다.이식용 튜브를 준비하려면, 먼저 PE10 튜브를 7cm 길이로 자른 후, 한쪽 끝을 열린 불꽃 쪽으로 천천히 가져가 플레어를 형성하고 플레어가 생기자마자 튜브를 빠르게 뺍니다. 그런 다음 글루건의 저온 설정을 사용하여 튜브의 플레어 끝단으로부터 4.5, 5, 5.5cm 지점에 다목적 핫멜트 글루 세 방울을 도포합니다. 가위로 글루 방울의 불규칙한 부분을 다듬습니다.이식 후 pe10 튜브를 막는 데 사용할 30 gauge 바늘의 한쪽 끝에 핫멜트 접착제를 바릅니다. 다음으로 발가락 꼬집기 반응이 없는지 확인하고 동물의 눈에 연고를 도포합니다. 알코올과 베타딘으로 등 상부와 하복부를 소독한 후, 견갑골 사이에 1.5 centimeter 절개를 넣고, 멸균 드레이프로 덮인 37 degree celsius 가열 패드 위에 동물을 배측으로 눕힌 상태로 해부 현미경 아래에 배치합니다.이제 하복부 중앙선에 1.5 cm 길이의 피부 절개를 실시합니다. 이어서 백선(linea alba)과 근육을 따라 근막을 동일하게 절개하여 방광의 돔 부분과 상반부를 노출시킵니다. 따뜻한 생리식염수로 복강 내 장기를 습윤하게 유지하면서, 동물을 옆으로 돌려 목 뒤쪽의 절개 부위에 접근하십시오.좁은 지혈집게(hemostat)를 절개창을 통해 피하로 삽입하여 등 쪽에 피하 통로를 만들기 시작하고, 동물의 옆면을 따라 계속 진행합니다. 기구의 끝이 흉곽 하단에 도달하면, 복부 안쪽의 정중선을 향해 끝부분을 돌린 후 지혈집게를 계속 전진시켜 근육층 아래의 복부 절개창에 끝부분이 노출되게 합니다. 지혈집게의 끝이 절개창 내부에 들어오면, 어깨 위쪽의 피부를 집어 견인하여 기구 끝이 복부 절개창에서 보일 때까지 동물을 안정시킵니다.이제 지혈鉗(hemostat)를 사용하여 튜브의 확장되지 않은 끝부분을 잡고, 지혈鉗를 천천히 뒤로 당겨 튜브 끝을 목 뒤쪽의 절개 부위 밖으로 끌어냅니다. 그 후 튜브의 확장된 끝부분이 방광 돔(dome) 바로 위에 놓이도록 조정합니다. 보풀 없는 티슈를 작게 말아 방광을 고정합니다. 방광 돔 상단에 흡수되지 않는 6-O 단필라멘트 봉합사(monofilament suture)를 느슨하게 묶어 배치합니다.비우세손으로 Dumont 7번 곡선 마이크로 포셉을 사용하여 방광의 돔 부분을 잡고, 우세손의 21 gauge 바늘을 이용해 돔 정점에 방광 절개술을 시행합니다. 닫힌 5번 곡선 마이크로 포셉으로 절개 부위를 조심스럽게 탐색하여 카테터가 구멍을 통해 쉽게 통과할 수 있는지 확인한 후, pe10 카테터의 확장된 끝부분을 방광 내로 삽입하고, 고정하는 동안 빠져나오지 않도록 확장된 부분이 방광경까지 내려가게 밀어 넣습니다. 단섬유 결찰사를 튜브 앞쪽에 배치한 상태에서, 방광 용적이 인위적으로 감소하는 것을 방지하기 위해 가능한 한 방광의 높은 위치에서 6-O 봉합사로 방광 돔과 튜브를 함께 조여 고정합니다.또는 방광 돔(dome) 부분에 느슨하게 주머니끈 봉합(purse-string suture)을 실시하고, 방금 시연한 것과 같이 방광 절개를 한 뒤 카테터의 확장된 끝부분을 천자 부위에 삽입합니다. 그런 다음 평면 봉합(flat suture) 시연 때와 같이 돔과 튜브 주변으로 봉합사를 묶습니다. 어떤 방법을 사용하든 방광벽에 광범위한 손상을 주지 않으면서 튜브를 안전하게 고정하도록 주의하십시오.조직을 너무 많이 제거하면 방광 용량이 감소합니다. 반대로 너무 적게 제거하면 연결 부위에서 누출이 발생합니다. 방광 내 튜브의 밀봉 상태와 위치를 확인하려면, 30게이지 바늘이 장착된 0.5밀리리터 인슐린 주사기를 튜브의 원위단에 연결하고, 요도구에 액체 한 방울이 맺힐 때까지 0.9% 염화나트륨 용액 0.1~0.2밀리리터를 방광에 천천히 채웁니다.밀봉이 불완전한 경우, 방광 주변으로 봉합사 꼬리를 루프 형태로 돌려 다시 묶습니다. 그 다음 흡입을 통해 방광을 비웁니다. 돔 부위에 누출이 없다면, 곡선형 마이크로 포셉으로 방광을 고정한 뒤 튜브를 부드럽게 잡아당겨 플레어 부분이 방광 돔 내벽에 밀착되도록 합니다.앞서 설명한 방법으로 봉합 부위의 밀봉 상태를 재확인합니다. 봉합사의 끝부분을 다듬고, 조직 롤을 제거한 후, 방광을 원래 위치로 되돌립니다. 그런 다음 6-O 연속 봉합사를 사용하여 복벽을 두 층으로 봉합합니다.그리고 동물을 조심스럽게 복와위로 회전시킵니다. 금속 앵커의 피하 부분을 견갑 사이 절개창에 삽입하고, 6-O 모노필라멘트사를 사용하여 수직 매트리스 봉합법으로 튜브와 앵커를 고정합니다. 튜브가 빠지는 것을 방지하기 위해 피부 위아래로 글루 버블(glue bubble)이 남아 있는지 확인한 후, 피부에서 약 2cm 위 지점에서 튜브를 절단합니다.그런 다음 소변이 새어 나가는 것을 방지하기 위해 튜브 끝에 30 gauge 플러그를 조심스럽게 삽입합니다. 측정값을 읽기 전, pe50 튜브를 사용하여 인퓨전 펌프, 압력 트랜스듀서 및 22 gauge 스위벨을 연결합니다. 그런 다음 마취된 실험 동물을 복와위로 배치하고 30 gauge 플러그를 제거합니다.테더를 앵커에 연결하고, 방광 카테터를 pe50 끝부분에 밀어 넣은 다음, 핫글루를 사용하여 수밀 씰을 형성합니다. 마우스를 와이어 바닥 위에 올립니다. 그리고 기록을 시작합니다.그 후 동물이 마취에서 회복되고 방광압이 안정되면, 0.9% sodium chloride를 시간당 0.6 milliliters 속도로 주입하기 시작합니다. 일반적으로 카테터 삽입 후 2일째에 방광 단면의 절반을 차지하는 심각한 점막하 부종이 발생하여 내강 폐쇄로 이어집니다. 5일째에는 부종이 완전히 사라지며, 근육층을 부분적으로 침범한 염증 세포가 점막하 부위에 침윤된 상태가 됩니다.2일 차와 3일 차에 관찰된 최대 수준의 조직 부종은 그에 상응하는 배뇨 행동과 상관관계를 보이며, 이 시점에서 동물들은 방광 기능이 현저히 저하된 모습을 나타냅니다. 조직학적 데이터에서 예상한 바와 같이, 배뇨 빈도는 수술 후 5일 차까지 정상화됩니다. 움직임으로 인한 아티팩트가 최소화된 깨어 있는 자유 이동 상태의 동물에서 방광 내압은 10에서 15 cmH₂O의 기저압을 특징으로 하며, 이는 충전 주기 동안 변함이 없거나 최대 10 cmH₂O까지 점진적으로 증가할 수 있습니다.이어 배뇨 중 갑작스러운 펄스 형태의 압력 상승 및 하강이 뒤따릅니다. 이 기술을 숙달하면 적절히 수행했을 때 30분 이내에 완료할 수 있습니다. 이 절차를 시도하는 동안 조직의 생리학적 특성을 보존하기 위해 방광 손상을 최소화하는 것이 중요합니다.이 절차 이후, 기능적 방광 용량에 대한 추가적인 질문에 답하기 위해 단일 주기 충전 방광측정법과 같은 다른 방법들을 수행할 수 있습니다. 이 영상을 시청한 후에는, 마우스의 요방광에 튜브를 미세수술적으로 삽입하는 방법과 각성 상태의 충전 방광측정법을 이용하여 하부 요로 기능을 평가하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다.

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