2018년 1월 12일
이 프로토콜 transcriptionally 규제 잠자는 미녀 시스템에 의해 인간 게놈에 관심사의 유전자의 안정적인 통합을 달성 하는 방법을 설명 합니다. 결함이 lentiviral 벡터, 인간의 세포, 생체 외에서 변환 및 불리고 세포에 분자 분석 결과의 통합의 준비 보고 됩니다.
이 방법의 전반적인 목표는 통합 결함 렌티바이러스 벡터로 패키징된 전사 조절된 잠자는 숲속의 미녀 시스템에 의해 관심 유전자를 일차 세포의 인간 게놈에 안정적으로 통합하는 것입니다. 이 방법은 잠자는 숲속의 미녀 시스템을 사용하여 관심 유전자를 1차 세포에 통합하는 것과 같은 유전자 치료 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 유도 가능한 과활성 잠자는 숲속의 미녀 시스템이 여러 형질주입 방법에 내성이 있는 일차 세포를 효율적으로 전달한다는 것입니다.
이 절차를 시연하는 사람은 제 연구실의 박사후 연구원인 Daniela Benati입니다. 형질도입 이전에, 인간 1차 각질세포는 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 성장합니다. 배양에서 subconfluent keratinocyte를 분리하려면 배지를 제거하고 1X PBS로 세포를 세척한 다음 각 웰에 1ml의 예열 트립신 작업 용액을 추가합니다.
세포 배양 인큐베이터에서 섭씨 37도에서 15분 동안 배양합니다. 웰의 세포를 철저히 재현탁시키고 세포 현탁액을 2ml의 혈청 함유 배지가 들어 있는 원심분리 튜브로 옮깁니다. 3mL의 1X PBS로 웰을 한 번 헹구고 헹궈낸 용액을 세포 현탁액이 있는 원심분리 튜브에 추가합니다.
580회 g에서 5분간 원심분리기를 하고 상층액을 버립니다. 1X PBS 5ml로 세포를 세척하고 580회 g에서 5분 동안 원심분리한 다음 상층액을 버립니다. 15 밀리리터 폴리 프로필렌 튜브에서 1.6 배 10을 1 밀리리터의 CFAD 배지에 5 번째 각질 세포로 희석합니다.
각 조건에 대해 하나의 희석액을 준비합니다. 3개의 Integration Defective Lentiviral 또는 IDLV 벡터는 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 이전에 준비되었습니다. IDLVTKSB는 TET 조절 과잉 활성 SB100X 전치를 수행합니다.
조절제 및 IDLVT2에 대한 IDLVrtTA 코드는 관심 유전자를 운반합니다. 이 예에서 GFP는 transposon 역 반복에 의해 측면에 있습니다. 이 표에 표시된 대로 20마이크로리터의 폴리브레렌이 있는 상태에서 1ml의 CFAD 배지로 렌티바이러스 벡터를 희석합니다.
1, 2, 3은 벡터가 없는 음수 제어입니다. 4개와 5개는 IDLVTKSB와 IDLVrtTA를 포함한다. 6, 7, 8, 9는 3개의 렌티바이러스 벡터를 모두 포함합니다.
각 렌티바이러스 벡터 희석액을 해당 각질세포 현탁액에 첨가하여 현탁액 세포를 형질도입합니다. 하루 전에 퇴각한 치사량에 노출된 3T3-J2 영양세포에서 배지를 제거하고 형질전환된 각질세포를 플레이트에 부착합니다. 우물을 옮긴 후 다음 우물을 진행하십시오.
25도에서 30분 동안 배양합니다. 그런 다음 세포를 6시간 동안 37도로 옮깁니다. 6시간 후 각 웰에 1ml의 CFAD 배지를 추가합니다.
독시사이클린 1마이크로몰을 웰 5, 8, 9에 추가합니다. 셀을 섭씨 37도로 되돌립니다. 그 후, 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 각 웰의 셀을 처리합니다.
세포형광 분석을 위해 3일차와 6일차에 분리된 형질도입된 1차 각질세포는 마우스 단클론 APC 접합 항공급체 항체로 세포를 표지하여 3T3-J2 공급층과 구별해야 합니다. 5% FBS, 500 millimolar EDTA 및 1X PBS를 결합하여 각 샘플에 대해 4ml의 염색 완충액을 준비합니다. 분리된 세포를 1ml의 염색 완충액으로 세척합니다.
580회 g에서 5분간 원심분리기를 하고 상층액을 버립니다. 유세포 분석을 위한 튜브에서 100마이크로리터의 염색 완충액에서 네 번째 세포까지 5배 재현탁합니다. 2 마이크로 리터의 안티 피더 항체를 1에서 50의 희석액으로 첨가하고 잘 섞는다.
어둠 속에서 얼음 위에서 30분 동안 배양합니다. 30분 후 2ml의 염색 완충액으로 씻어냅니다. 580회 g에서 5분간 원심분리기를 사용합니다.
상층액을 버리고 200마이크로리터의 염색 완충액에 재현탁합니다. GFP 및 APC 형광 검출을 위해 청색 레이저, 적색 레이저 및 필터로 구성된 유세포 분석기를 사용하여 APC 및 GFP 신호를 획득합니다. APC 음성 세포 집단의 GFP 양성 세포 분획은 형질주입된 각질세포를 나타냅니다.
Real-Time PCR을 수행하려면 25마이크로리터의 최종 반응 부피로 96웰 플레이트에서 3회 반응을 설정합니다. 각 반응에는 1마이크로리터의 cDNA, 12.5마이크로리터의 2X 마스터 믹스, 1.25마이크로리터의 20X 프로브 믹스에 포함된 프라이머 및 10.25마이크로리터의 멸균수가 포함됩니다. 이 PCR 프로그램에 따라 Real-Time PCR을 실행하고, 섭씨 95도에서 10분 동안 한 사이클을 실행한 다음 섭씨 95도에서 15초 동안, 섭씨 60도씩 1분 동안 40사이클을 실행하고 섭씨 4도를 유지합니다.
마지막으로, 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 Real-Time PCR 데이터를 분석합니다. 독시사이클린을 더하거나 뺀 조절제 벡터에서 전치(transpose)의 용량을 증가시켜 형질도입된 HeLa 세포의 발현 분석은 SB100X 발현을 강력하게 유도하기 위해 두 IDLV의 고용량이 필요한 것으로 나타났습니다. 조절제 벡터의 존재 유무에서 전치 벡터로 형질도입된 HeLa 세포에서 SB100X 발현을 정량적으로 분석한 결과, 독시사이클린(doxycycline)이 존재할 때 백그라운드에서 8배의 활성화가 나타났습니다.
전사 조절되는 잠자는 숲속의 미녀 시스템은 일차 세포에서도 사용할 수 있습니다. transposes 및 modulator vector로 transduction된 각질세포에서 SB100X 발현은 off 상태에서 15배 활성화를 보였습니다. 독시사이클린을 더하거나 뺀 3개의 IDLV 벡터로 형질주입된 각질세포에서 수행된 전위 실험은 독시사이클린으로 처리된 세포의 12%가 게놈에 적어도 하나의 GFP 사본을 안정적으로 통합했음을 나타냈습니다.
일단 숙달되면 일차 세포의 중요한 전달은 적절하게 수행될 경우 8시간, 세포형광 분석은 2시간, 발현 분석은 3시간 내에 완료할 수 있습니다. 이 절차를 시도하는 동안 일차 세포를 transduction하는 데 사용되는 벡터 용량 조합을 최적화하고 유도 가능한 Sleeping Beauty transposes의 더 높은 발현 수준을 달성하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이 절차에 따라 세포당 트랜스포손 복제 수 및 게놈 파일링을 위한 통합과 같은 추가 질문에 답하기 위해 정량적 PCR 및 링커 매개 PCR과 같은 다른 방법을 수행할 수 있습니다.
개발 후 이 기술은 유전자 치료 분야의 연구자가 임상 관련 세포 엔지니어링에 잠자는 숲속의 미녀 시스템의 적용을 탐구할 수 있는 길을 열었습니다. 동영상을 시청한 후에는 IDLV 벡터를 사용하여 원발성 각질세포를 먼저 transduction하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다. 둘째, 독시사이클린 조건에 따른 과활성 전치(hyperactive transposes)의 발현을 측정하고 마지막으로 유세포 분석으로 전치(transposition)를 따릅니다.
바이러스 벡터를 다루는 것은 매우 위험할 수 있으므로 이러한 절차를 수행하는 동안 수치 및 일회용 공급을 억제하기 위한 BCL과 같은 예방 조치를 항상 휴대해야 한다는 것을 잊지 마십시오.
전체 스크립트를 보고 수천 개의 과학 동영상에 액세스하세요
이 프로토콜은 전사 조절되는 Sleeping Beauty 시스템을 사용하여 관심 유전자를 인간 게놈에 안정적으로 통합하는 방법을 설명합니다. 이 과정에는 통합 결함이 있는 렌티바이러스 벡터의 준비, 인간 세포의 시험관 내 형질주입, 그리고 형질주입된 세포에 대한 분자 분석이 포함됩니다.
This method addresses a critical bottleneck in gene therapy: achieving stable transgene integration in primary human cells resistant to conventional transfection. By combining a transcriptionally regulated hyperactive Sleeping Beauty transposase with integration-defective lentiviral delivery, it enables tunable, efficient genomic modification in therapeutically relevant cell types. The approach supports preclinical de-risking by providing a reproducible platform for functional validation before clinical translation.
The method fits within the discovery-to-preclinical continuum, enabling stable cell line generation for target validation and lead optimization studies.