Name: 중간 필 라 멘 트와 2 차원 직접 확률적 광학 재건 현미경으로 Microtubules 이미징 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-06T13:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 23 s
Description: 배우세요 2D 이중색 dSTORM 현미경법을 사용하여 고정된 U373 세포에서 미세소관과 중간 필라멘트를 고해상도로 이미징하는 방법을. 이 기술은 세포골격 네트워크의 물리적 상호작용을 나노미터 수준에서 정밀하게 분석할 수 있게 합니다.

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우리는 미카엘 Lelek, Orestis Faklaris 및 유익한 토론을 위한 니콜라스 부르, 안드레이 Aristov와 엘레나 슈퍼 해상도 기법에 대 한 Rensen 및 Shailaja Seetharaman 원고의 주의 깊은 독서에 대 한 감사합니다. 우리는 기꺼이 (ANR-10-INSB-04; 프랑스 국립 연구 기관에서 지 원하는 프랑스 BioImaging 인프라 네트워크 뿐 아니라 UtechS 광학적 BioImaging (Imagopole) Citech의 파스퇴르 (파리, 프랑스)을 인정 미래에 대 한 투자), 그리고 지구의 Ile-de-France (도메인 d 프로그램 ' Intérêt Majeur-Malinf) Elyra 현미경의 사용에 대 한. 이 작품에 의해 지원 되었다는 리그 죄수 르 암과 프랑스 국립 연구 기관 (ANR-16-CE13-0019).

1. Coverslips 준비 (1 일, 30 분)
<ol><li>18 m m nº1.5H (5µm + 170 µ m) 유리 coverslips를 플라스틱 선반에 놓습니다.</li>
	<li>랙 아세톤과 5 분 담가 가득 100 mL 비 커에 넣어.</li>
	<li>100 mL 비 커에 전송 랙 절대 에탄올 5 분 담가 가득합니다.</li>
	<li>절대 에탄올 가득한 새로운 100 mL 비 커에 선반을 전송 하 고 초음파 청소기 장치에서 비 커를 배치 (재료의 표 참조) 실내 온도에. "에" 누르고 10 분 기다립니다.</li>
	<li>층 류 흐름 후드 랙 넣고 coverslips 건조 또는 필터링 된 공기 흐름으로 coverslips를 건조 하 게.</li>
	<li>플라즈마 클리너 장치에 coverslips와 선반을 넣어. 진공 펌프에 스위치, 문을 닫고, 진공 청소 후 1 분 사용 된 coverslips에 대 한 플라즈마에 스위치를 3 분까지 기다립니다. 그들을 저장 하지 마십시오.</li>
</ol>2. 셀 도금 (1 일, 20 분)
<ol><li>Glial 세포 라인 U373 최소 필수 매체 (MEM)에 10% 태아 둔감 한 혈 청, 1% 페니실린-스, 및 1% 비필수 아미노산 10 cm 직경 플라스틱 페 트리 접시에 성장.</li>
	<li>층 류 흐름 후드 12-잘 접시에 깨끗 한 유리 coverslips를 놓고 잘 당 preheated 셀 매체의 1 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>(37 ° C, 5% CO2) 셀 인큐베이터에서 세포를 포함 하는 접시를 가져가 라.</li>
	<li>매체를 제거 하 고 10 mL PBS를 추가.</li>
	<li>PBS를 제거 하 고 추가 1 mL 0.05% 트립 신-EDTA.</li>
	<li>다시 2-3 분 인큐베이터에에서 접시를 놓습니다.</li>
	<li>접시에 37 ° C에 미리 데워 따뜻한 매체의 10 mL을 추가 하 고 셀을 resuspend.</li>
	<li>종자는 coverslips를 포함 하는 12-잘 접시에 잘 (셀 ~ 150 µ L) 당 약 100 000 셀입니다.</li>
	<li>셀 확산 수 있도록 적어도 6 h (또는 숙박)을 기다립니다.</li>
</ol>3. 셀 고정 (주 2 일 2 시간)
<ol><li>80mm 파이프, 7 m m MgCl2, 1mm EGTA, 150 mM NaCl, 골격 버퍼를 준비 하 고 6.9에 산도 조정.</li>
	<li>PBS 한번 셀을 씻어.</li>
	<li>PBS를 제거 하 고 부드럽게 잘 추출/고정 솔루션의 당 1 mL을 추가 (0.25%도, 0.3% 골격 버퍼에 Triton X-100) 37 ° c.에 preheated</li>
	<li>60에 대 한 품 어 실 온에서 s.</li>
	<li>솔루션을 제거 하 고 부드럽게 잘 데워와 갓 4 %PFA (paraformaldehyde) 솔루션의 골격 버퍼에 희석 당 1 mL를 추가 합니다. 주의: 장갑을 사용 하 고 화학 후드 작동.</li>
	<li>다시 10 분 동안 37 ° C에서 인큐베이터에서에서 12-잘 접시를 놓습니다.</li>
	<li>제거는 PFA 고 잘 당 PBS의 3 mL를 추가 합니다. 참고: 장갑과 화학 후드 작업과 재활용된 PFA 특정 빈에 넣어.</li>
	<li>PBS로 2 회 세척.</li>
	<li>PBS를 제거 하 고 글에서 나오는 autofluorescence을 냉각 하기 위하여 PBS에 희석 갓된 10 mM NaBH4 솔루션을 추가 합니다.</li>
	<li>실 온에서 7 분 동안 품 어.</li>
	<li>특정 빈에 재활용된 NaBH4 를 넣어.</li>
	<li>PBS로 세척 몇 번이 고 5 분입니다.</li>
	<li>PBS를 제거 하 고 차단 솔루션 (PBS에 5 %BSA 솔루션)를 추가 합니다.</li>
	<li>1 시간 실 온에서 (또는 하룻밤 4 ° C에서)에 대 한 품 어. 참고: 골격 버퍼는 몇 달 동안 실내 온도에 저장할 수 있습니다. PFA, NaBH4 도 (후드, 장갑, 그리고 특정 재활용 쓰레기통) 특별 한 주의 함께 처리 되어야 합니다. 솔루션 추가 하 고 셀의 무결성을 유지 하기 위해 부드럽게 제거 한다. 그것은 건조 하는 셀을 못하게 하는 것이 중요입니다.</li>
</ol>4. Immunostaining (일 2, 5 h)
<ol><li>안티-vimentin 및 안티 tubulin 차단 솔루션에서 1: 500 희석 사용 하 여 기본 항 체의 솔루션을 준비 합니다.</li>
	<li>100 µ L 방울 희석된 주 항 체를 파라핀 영화 레이어에 넣고 아래쪽으로 직면 하는 세포와 그들의 위에 coverslips를 배치.</li>
	<li>2 헤 PBS 가진 coverslips 12-잘 접시에 가득 넣어에 대 한 1 차 항 체와 세포를 품 어. 5 분 궤도 셰이 커에 실 온에서 PBS에 각 시간에 대 한 세 번 린스.</li>
	<li>한편, 반대로 마우스 Alexa647과 반대로 쥐 Alexa555 차단 솔루션에서 1:1, 000의 희석 사용 하 여 보조 항 체 솔루션을 준비 합니다. 실 온에서 1 h에 대 한 2 차 항 체와 세포를 품 어. 4.2 처럼 진행 합니다. 빛 으로부터 세포를 보호합니다.</li>
	<li>PBS는 coverslip 다시 12-잘 접시에 가득 합니다. 5 분 궤도 셰이 커에 실 온에서 PBS에 각 시간에 대 한 세 번 린스. PBS를 제거 하 고 PBS 섞인 0.1 µ m tetraspeck 구슬의 1 µ L의 0.5 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>30 분 PBS와 린스에 대 한 궤도 통에 우물을 넣어. PBS를 제거 하 고 PBS에 4 %PFA 솔루션 5 분에 대 한 셀을 품 어. PBS에서 몇 번이 고 씻어. 참고: 고정된 셀 몇 4 ° c.에 PBS에 주 동안 저장 될 수 있다 Immunostaining는 마지막 순간에 이루어져야 한다.</li>
</ol>5. 샘플 준비 (3 일, 5 분)
<ol><li>MEA (시스테, 1 M, pH 8.3), 포도 당 산화 효소 (100 x, 50 mg/mL), 카 탈 라 제 (500 x, 20 mg/mL)의 aliquots는 얼음 바구니에 넣어.</li>
	<li>NaCl Tris 버퍼의 50 mL를 준비 (50 mM Tris, 10 mM NaCl, pH = 8) 포도 (100 mg/mL)의 10% 보충.</li>
	<li>10% 포도 당으로 NaCl Tris 버퍼에 10mm MEA, 0.5 mg/mL (75 U/mL) 포도 당 산화 효소, 40 µ g/mL catalase (80-200 U/mL)와 이미징 직전 버퍼 이미징의 1.2 mL를 준비 합니다.</li>
	<li>마그네틱 샘플 홀더 (예: chamlide 챔버)에 레이블이 지정 된 셀을 포함 하는 coverslip 탑재 하 고 챔버를 완전히 채우기 위해 이미지 버퍼를 추가 합니다. 는 뚜껑을 넣고 이미징 버퍼와 뚜껑 사이 아무 공기 방울이 있는지 확인.</li>
	<li>절대 에탄올 샘플의 바닥을 청소 하 고 누출 하지 않습니다 확인 합니다. 그리스를 사용 하 여 필요한 경우 샘플 홀더를 제대로 인감. 참고: 1 M 재고 MEA 솔루션 (pH 8.3 HCl을 사용 하 여 조정), 50 mg/mL에서 포도 당 산화 효소의 물에 20 mg/mL에서 catalase의 재고를 준비, aliquots 만들고 MEA 및 포도 당 산화 효소 및 catalase의 연도 대 한 최대 한 달 동안-20 ° C에서 저장. Aliquots을 refreeze 하지 마십시오. NaCl Tris 버퍼를 사전에 준비 하 고 몇 달 동안 실내 온도에 저장. 실험 (단계 5.3)의 날에 포도 당을 추가 합니다.</li>
</ol>6. 이미지 수집 (3 일, 셀 당 ~ 1 h)
<ol><li>현미경에 전환 합니다. 수집 소프트웨어에 스위치와 시스템 시작을 누릅니다.</li>
	<li>설치 관리자 도구 그룹에서 인수 탭 확장 이미징 설치 도구를 선택 합니다. 인수의 레이저 WF (와이드 필드) 모드를 선택 합니다. 100 X 나 1.46 목표를 선택 합니다. TIRF u-HP 모드 조명 되 고 보기의 필드를 줄이기 위해는 겨냥 틀을 사용 하 여 선택 하 고 더 작은 영역으로 레이저 에너지를 집중. optovar 1.6 x 렌즈 100nm의 픽셀 크기를 사용 합니다.</li>
	<li>시계열 도구를 선택 하 고 시간 경과 50 000 프레임 및 프레임 사이의 0.0 ms를 설정. 인수 매개 변수 도구 그룹에서 채널 도구를 확장 하 고 "모두 보기"를 선택 하십시오.</li>
	<li>Alexa647 트랙 설정: 여기 라인 레이저는 642와 405 그들을 수락 확인. 영상 설정에서 "655 LP" 방출 필터를 선택 합니다. "647을"를 이름을 바꿉니다.</li>
	<li>클릭 다른 가벼운 패스를 추가 하 고 선택 모드를 채널 도구에서 '+'에 "스위치 트랙 모든: 프레임" 이미지 설치 도구에서. 561 488, 405 레이저 라인을 확인 하 고 그들을 설정 하려면 수락. 선택은 "혈압 570-650 + LP750" 방출 필터 및 optovar 렌즈 1.6을 사용 하 여 x. TIRF-uHP 모드 선택 되어 있는지 확인 하십시오. 트랙을 "555"의 이름을 바꿉니다.</li>
	<li>획득 모드 도구를 선택 하 고 200 x 200 픽셀 프레임 크기를 설정 합니다. 초점 장치 및 전략 도구를 선택 하 고 (경우 초점 잠금 시스템) 1 000 프레임에 확실 한 포커스를 설정.</li>
	<li>목표에 석유를 넣고 샘플을 넣어. 찾기 탭을 선택 하 고 형광 램프의 셔터를 엽니다. 초점을 찾을 하 고 접 안 렌즈를 사용 하 여 이미지를 찾습니다. 조이스틱을 사용 하 여 보기의 필드의 중앙에 넣어.</li>
	<li>획득 모드 돌아가 인수 탭을 선택 합니다. "647" 트랙 선택, 642-레이저 전력 0.2%로 설정, 0 405-레이저 전원 설정, 노출 시간 설정 50 ms 및 50의 이득. 연속 수집 모드 관찰 화면에 셀을 선택 합니다. 초점을 조정 합니다. 보기의 필드에 하나 이상의 tetraspeck 구슬 있는지 확인, 필요한 경우 그들을 보고 대비를 증가. 자동-스케일 모드를 사용 하 여 디스플레이 대 한. Vimentin 네트워크의 넓은 필드 epifluorescence 이미지를 스냅 클릭 하 여가지고 고 그것을 저장 합니다. TIRF 조명을 확인 하려면 TIRF 클릭, 조명의 동종 분야 하 고 그것을 저장 하는 데 필요한 경우 조명 겨냥 틀의 각도 조정 합니다. 참고: TIRF와 epifluorescent 이미지는 높은 품질의 원시 데이터 수집을 시작 하기 전에 중요 하다. 불연속, 비균일 레이블이 필 라 멘 트 품질 dSTORM 이미지 상승을 줄 것 이다.</li>
	<li>"647" 트랙의 선택을 취소 하 고 선택 하 고 확인 "555" 트랙. Microtubule 네트워크의 epifluorescence 이미지 가져가 라 하 고 그것을 저장 합니다. TIRF 이미지와 너무 합니다.</li>
	<li>"555" 트랙을 선택을 취소, 선택 하 고 "647" 트랙을 확인 다음 연속. 0으로 이득의 넣고 10 양 노출 시간 설정 642 nm 레이저 전원 100% 어두운 상태로 (~ 2 kW/cm2) Alexa647 염료의 대부분을 펌프. 일단은 fluorophores 점멸 시작, 15 ms에 노출 넣고 300를 얻을. 조명의 TIRF 모드를 선택 합니다. 자동 규모 없이 범위 표시 모드를 사용 하 여 단일 분자 신호 (빨간 색으로 표시 된) 카메라를 포화 하지 않습니다 확인. 채도 사라질 때까지 그 경우에 이득 감소. Tetraspeck 구슬 수집의 시작 부분에 포화 상태로 유지 됩니다. 셀의 연속 관측을 중지 하려면 중지 를 누릅니다.</li>
	<li>온라인 처리 도구를 확장 하 고 온라인 팜 처리 중 폭풍 이미지 시각화를 확인. 다음 매개 변수를 사용 하 여: 피크 마스크 크기 (9 픽셀 직경) 및 잡음에 피크 강도 대 한 6 9. 논문 매개 변수 처리 (충분히 밝고 하지 중복)에 고려는 분자를 정의 합니다. PAL-통계 도구에서 플롯 유형 선택: 히스토그램, 그리고 히스토그램 소스: 정밀도. 수집을 시작을 누릅니다.</li>
	<li>중, 촛점 (아무 초점 잠금 장치 경우) 필요한 경우. (노출, 레이저 힘) 매개 변수를 조정 (0.001%에서 시작) 단일 분자 사이 1 µ m의 최소 거리 fluorophores의 중간 밀도 유지 하는 405 nm 레이저 선 결국 전환 (> 9 픽셀 100 nm, 피크 마스크 크기) ( 그림 1A-B). 분자 밀도 조금 너무 높은 경우 TIRF 대신 조명 힐로 (높은 경향 및 광학 적 층 시트) 모드를 사용 합니다. 이 레이저 힘 20% 증가 합니다. 주위에 또는 10 아래 아래 복원된 이미지 히스토그램에 지역화 정밀도의 최대 중심으로 확인 nm. 참고: 시간과 함께, 분자 수가 감소 하는 일반적으로 그리고 405 nm 레이저 파워를 따라 천천히 증가. 지역화 정밀 (슈퍼 해상도 이미지 아래에 표시 되는 히스토그램) 피크 10 아래 가능한 한 많이 감소 하는 목표는 nm (그림 1C). 필요한 경우, 너무 많은 밝은 구슬 필드에 존재 하는 경우 팜 이미지의 명암을 증가.</li>
	<li>106 국부 (일반적으로 40 000 프레임) 후에 도달 되는 영화를 막으려고 중지 를 누릅니다. 0.2%로 다시 레이저를 넣어 (642 nm)와 0 (405 nm). .Czi 형식으로 폭풍 수집의 원시 데이터를 저장 합니다. 트랙 "647" 채널 도구에서 선택을 취소 합니다 선택 하 고 트랙 "555" 확인.</li>
	<li>25 ms 노출 시간을 설정 하 고 0을 얻을. 연속 버튼 누르고 펌프 Alexa555 염료 어두운 상태 (~ 2 kW/cm2 각)을 100% 모두 561 488 레이저 설정. fluorophores 점멸, 250, 이득을 넣어 시작 힐로 조명 모드를 사용 하 고 단일 분자 범위 표시 모드와 카메라를 포화 하지 마십시오 확인. 그 경우는 이득 감소. 중지를 누릅니다. 488-레이저 파워 50%를 감소.</li>
	<li>수집을 시작을 누릅니다. 중, 채도의 제한에서 반드시 이득을 점차적으로 증가. 405 nm 레이저 파워 시야 (참조 단계 6.18)에 단일 분자의 중간 밀도 유지를 단계적으로 증가. 405 레이저 15% 보다 높은 경우 488 레이저 파워를 20-30% 감소. 그런 다음 점차적으로 분자를 가능한 한 빨리 점멸 유지 하기 위해 405 레이저 라인을 증가 하는 동안은 488 감소. 최대한 강도로 561 여기 레이저와 결합 488 레이저 라인 모두 온 / 오프는 fluorophores의 405 레이저 라인만에 비율을 증가 하는 반면 증가 한다.</li>
	<li>아니 더 많은 분자는 깜박이 이상의 500 000 있어 (후 약 20 000 프레임)에 도달 된 수집 이상 중지 합니다. .Czi 형식으로 폭풍 수집의 원시 데이터를 저장 합니다. 참고: 항상 더 높은 파장을 피하기 위해 표백 (또는 활성화) 다른 색상의 시작 합니다. 그것은 정기적으로, 예를 들어 이미지 버퍼를 변경할 수 때문에 chamlide 챔버는 봉인 하지 다른 버퍼 조건을 테스트 합니다. 488 레이저 라인을 사용 하 여 알 렉 사 555 염료를 고갈 하 561 레이저 파워 (100 mW 레이저)와 제한 된 경우에 필요 하다.</li>
</ol>7. 이미지 재건 (5 분)
<ol><li>PAL-드리프트 도구에서 8의 최대 크기를 가진 자동 세그먼트 모델 기반 보정 유형을 사용 합니다. 눌러 적용 여러 번 연속에서 드리프트 해결 될 때까지. 이 모델 기반 보정 알고리즘 수정 드리프트 교차 상관 분석에 따라 적용 됩니다.</li>
	<li>PAL-필터 도구를 사용 하 여 분자를 현지 최고의 했다만 선택 하 여 폭풍 이미지의 모양을 향상 시킬. 예를 들어 30 지역화 정밀도 제한 및 120-180 nm PSF.</li>
	<li>1 PSF. 렌더링 선택 자동 동적 범위 값이 95 %HR 렌더링 자동 동적 SWF 90% 값의 확장 요소와 가우스 디스플레이 모드 뿐만 아니라 PAL 렌더링 도구 5 또는 10 nm의 픽셀 해상도 사용 합니다. 최고 품질의 렌더링을 선택 합니다.</li>
	<li>처리 탭 (후 처리 모드)의 팜 메뉴에서 팜 변환을 선택 합니다. 선택 하 고 다음 적용을 누릅니다. 형식으로 만든된 이미지를 저장 합니다. LSM (그리고 하지.czi, 매우 중요 한). 참고: 이미지 재구성 수집 또는 수집 소프트웨어의 이미지 처리 모드를 사용 하 여 저장 후 즉시 수행할 수 있습니다. 오프 라인 모드를 후 처리에서 매개 변수 (피크 마스크 크기, 잡음에 피크 강도)의 값이 다른 스택 분석 가능 하다. 항상 "겹치는 분자 취소" 하지 "평균 지역화 하기 전에"를 선택 합니다.</li>
</ol>8. 폭풍 이미지 (10 분)의 지역화 정밀 추정
<ol><li>폭풍 원시 데이터를 열고 탭 팜 방법 선택 하 고 손바닥 을 다시 처리 하는 이미지를 사용 합니다. 선택키를 누릅니다.</li>
	<li>9와 6 (또는 이미지에 대 한 선택 매개 변수)의 소음에 피크 강도 피크 마스크 크기를 사용 하 여 재구성을 시작 하려면 적용 을 누릅니다.</li>
	<li>사각형 그래픽 도구를 선택 하 고 단일 분자를 유리 표면에 주위 raw 이미지에 사각형을 그립니다. 일반적으로 몇 가지 단일 분자 거기 있다.</li>
	<li>프레스 적용 다시, 그리고 사각형 영역 내에 있는 분자 분석.</li>
	<li>PAL-통계 도구에서 플롯 유형 선택: 막대 그래프 및 히스토그램 소스: 위치 또는 Y 위치, 위치 막대 그래프를 시각화.</li>
	<li>이미지 아래 왼쪽에 있어 목록으로 테이블을 저장 합니다.</li>
	<li>데이터 분석 소프트웨어를 사용 하 여 만들 히스토그램의 X 및 Y 위치 (그림 1D).</li>
	<li>가우스에 의해 배포판에 맞게 하 고는 σX , σY 값을 저장 합니다. 지역화 정밀 σSMLM (σX *σY)에 의해 추정 된다 ^0.5.</li>
	<li>가능한 많은 분자에 8.3-8.8 단계를 반복 하 고 평균 σSMLM
</li>
</ol>9. 채널 등록 (5 분)
<ol><li>피지 (이미지 J) 소프트웨어를 사용 하 여 각 색상의 폭풍 이미지를 엽니다.</li>
	<li>각 tetraspeck 구슬의 위치를 측정 하기 위해 자동 선택 도구 선택 합니다.</li>
	<li>각 구슬에 대 한 X 및 Y 변화를 계산 하 고 그들을 평균.</li>
	<li>"변환" 명령을 사용 하 여 계산으로 두 번째 이미지 번역 X 및 Y 교대.</li>
	<li>병합 채널 명령을 사용 하 여 두 이미지를 병합 합니다.</li>
</ol>

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</ol>

저자 아무 경쟁 금융 관심사를 선언합니다.

프로토콜의 중요 한 단계
선물이 여기 microtubules의 dSTORM 이미지에 유물과 glial 세포에서 IFs를 최소화 하는 프로토콜. 샘플 준비 및 이미징의 모든 단계에서 아티팩트를 만들 수 있습니다: 고정, 차단, immunolabeling, 드리프트, 비-최적의 깜박이 조건23중. 우리는 가장 중요 한 단계 아래 목록.
표면에 fluorophores의 비 특정 바인딩 제한 하는 중요 한 단계는 청소는 coverslips 및 따라서 dSTORM 이미지에 배경 잡음을 제한.
PFA (paraformaldehyde) (n ° 3 단계)와 트리톤, 그리고 정착의 혼합을 사용 하 여 추출 및 고정 솔루션의 단계 샘플을 수정 하는 것이 좋습니다. 기정 프로토콜 Chazeau 외<sup class="xref"...

세포질 중간 필 라 멘 트 (IFs)는 10 nm 직경 호모-또는 heteropolymers의 경우 단백질의 세포 유형 특정 하위 집합입니다. IFs는 세포 기능 세포 운동 성, 확산 및 스트레스 응답의 큰 범위에 참여합니다. 그들의 주요 역할은 90 이상 인간의 질병 직접 경우 단백질;에 돌연변이 의해 발생 하는 사실에 의해 강조 표시 예를 들어, 경우 구성에서 변경 함께 종양의 성장과 확산1,2,3. 3 골격 시스템 제어 셀 분극, 부문 및 마이그레이션2,3같은 세포질 기능을 공동에서 작업 하는 증거가 성장 하고있다. 공간 구조와 기능 간의 밀결합을 이므로 다른 필 라 멘 트와 함께 IF의 구조 조직에 대 한 통찰력을 얻을 하 고 cytoskeletal 잡담 이해 결정적 이다. 이 문서에서는 수퍼 해상도 기술 듀얼 컬러 dSTORM (직접 확률적 광학 재건 현미경)4 와 어떻게 경우 사이 상호 작용을 조사 하는 데 사용은 및 microtubules 수행 하는 프로토콜에 고정, 교양 2 차원 (2D)에 셀입니다.
지난 여러 슈퍼 해상도 기법 개발 되었습니다 10 년, 그리고 거기 발견 20145화학에 있는 노벨상의 근원에 있었다. 이러한 모든 기술 중에서 거짓말 같은 팜6 (Photo-Activated 지역화 현미경) photoswitchable 형광 단백질을 사용 하 여 폭풍7 쌍의 fluorophores 또는 dSTORM4 단일 분자 지역화 기반 방법 기존의 fluorophores와. 이러한 모든 메서드는 (i) 형광 기자 들의 대부분의 스위치 "off" 상태로 구성 된 동일한 원칙을 기반 으로"(비-형광), (ii)는 형광으로 그들의 부분 집합의 확률적 활성화 상태 지역화 하기 위해 그들의 공간 위치 나노미터의 정확도, 및 (iii) 가능한 fluorophores의 많은 하위 집합을 활성화 하려면이 과정의 반복입니다. 20 ~ 40까지 가로 해상도 제공 하는 활성화 된 분자의 모든 지역화를 사용 하 여 최종 이미지 재구성 nm. 팜/폭풍을 수 있도록 여러 상용된 광학 시스템 이제 일상적인 실험에 대 한 생물학에 대 한 사용할 수 있습니다. 여기, 하나의 같은 시스템 microtubules의 IFs 구조 협회 연구 사용 되었다. 모든 단일 분자 지역화 기반 방법 중, 듀얼 컬러 dSTORM 기술을 선정 되었다, 그것은 매우 얇은 플레이트 영역을 관찰 하는 데 적합 하기 때문에 (< 1 µ m) 부착 셀의 이미지 해상도의 상당한 향상을 제공할 수 있습니다 최소한의 시간과 돈을 투자입니다. 실제로, dSTORM 면역 형광 세포 얼룩을 정기적으로 사용 하는 표준 유기 염료와 호환 되는 매우 편리 하 고 다양 한 기술입니다.
듀얼 컬러 dSTORM 실험 조건을 최적화 하는 제한 된 경우에 특히 두 염료 선택된 버퍼에 제대로 깜박일 수 있습니다 하는 데 필요한 하나의 색상 dSTORM 이미지 fluorophore Alexa6478를 사용 하 여 얻기 위해 상대적으로 간단한 동안, 레이저 파워입니다. 우수한 논문 dSTORM9,10,11,,1213, 멀티 컬러 이미지를 설정 하는 방법에 사용할 수 있으며 이러한 서류 자세히의 가능한 소스 설명 유물과 저하 이미지 해상도 그들을 극복 하는 방법. 이 문서, 셀 고정, immunostaining, 샘플 준비 최적의 실험 조건, 이미지 수집 및 이미지 재구성에서는 밀도 세포질 경우 네트워크와에 microtubules의 이미지 순서 설명 듀얼 컬러 dSTORM와 glial 세포입니다. 간단히, Chazeau 외12 에서 설명 하는 추출/고정 방법을 glial 세포에 적응 되었고 후 정착 단계, 최적화 된 항 체 농도와 사용, 10 m m 폭풍 버퍼 MEA 뎀시9 외 인에 설명 된 실험 설정 및 샘플 형식에 대 한 최적의 발견.
Glial 세포는 주로 세 가지 유형의 경우 단백질을 표현: vimentin, nestin와 GFAP (glial 산 성 fibrillary 단백질). 이 3 개의 단백질은 이다14공동 유해를 표시 했다. 우리는 이전 슈퍼 해상도 구조화 조명 현미경 (SR SIM)이 세 경우 단백질 같은 단일 경우 필 라 멘 트에 찾을 수 있습니다 그리고 glial 세포 15에서 비슷한 분포 및 역학 표시는 사용 하는 것을 보였다. 3 IF 단백질 사이의 유사성 때문 vimentin 얼룩 사용 되었다 기자로 서 모든 경우에 네트워크에 대 한. DSTORM를 사용 하 여, 우리 어떻게 회절 가능 했다 microtubules 따라 경우 양식 번들 현미경 기법15제한 해결 관리. 이러한 관측 vimentin IFs 템플릿 microtubules 수 하는 방법을 이해 하 고 셀 마이그레이션16극성 축 유지 보수 홍보 그들의 성장 궤도 조절 하는 데 도움이 됩니다. 슈퍼 해상도 이미지 두 cytoskeletal 서브 시스템의 상호 작용에 중요 한 정보를 제공 하 고 공간 협회와 셀 형 특정17수 있는 로컬 기능 사이의 링크에 대 한 통찰력을 가져. 일반적으로, 밀도 및 특이성 좋은 immunostaining 조건에 도달 하 듀얼 컬러 dSTORM cytoskeletal 요소 또는 다른 유형의 세포, 사이 누화를 공부에 사용할 수 있습니다. 이 기술은 astrogliosis 중 고 세포종에서 골격 변화 특성을 더 도움이 될 것입니다, 그리고 가장 일반적인 및 가장 악성 종양의 경우 단백질의 표정은 이다 중앙 신경 변경 18 19,,2021.

<table><tbody><tr><td>최소 필수 배지(MEM)</td><td>Gibco</td><td>41090-028</td><td>세포 배양</td></tr><tr><td>비필수 아미노산</td><td>Gibco</td><td>1140-050</td><td>세포 배양 1/100e</td></tr><tr><td>페니실린-스트렙토마이신</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>세포 배양 1/100e</td></tr><tr><td>F&oelig; tal 소 혈청</td><td>Gibco</td><td>10270-106</td><td>세포 배양 1/10e</td></tr><tr><td>0,05 % 트립신-EDTA (1X)</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td>세포 배양</td></tr><tr><td>PBS 10x</td><td>피셔 과학</td><td>11540486</td><td>세포 배양</td></tr><tr><td>커버슬립 18 mm n&deg; 1,5H</td><td>Marienfield/Dominic dutsher</td><td>900556</td><td>커버슬립</td></tr><tr><td>파라포름알데히드(PFA) 용액</td><td>Sigma</td><td>F8775</td><td>세포 고정</td></tr><tr><td>글루타르알데히드</td><td>Sigma</td><td>G5882</td><td>세포 고정</td></tr><tr><td>트리톤 X100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td>비이온 계면활성제. 세포 고정에 사용</td></tr> : <tr><td>수소화붕소 나트륨 (NaBH4),</td> <td>시그마</td><td>452904-25ML</td>, <td>세포 고정</td></tr><tr><td>BSA,</td><td>시그마</td><td>A7906</td><td>샘플 패시베이션, PBS에서 3 %,</td></tr><tr><td>단클론 항 비멘틴 (V9) 항체, 마우스에서 생성</td><td>시그마</td><td>V6630</td><td>1 차 항체</td></tr>, <tr><td>쥐, 안티 알파 튜불린</td>, <td>Biorad</td>, <td>MCA77G</td>, <td>1 차 항체</td></tr><tr><td>염소 항-쥐 IgG (H+L) 2차 항체, Alexa Fluor 555</td><td>Fisher 과학</td><td>10635923</td><td>2차 항체</td></tr><tr><td>Donkey anti-Mouse IgG (H+L) 2차 항체, Alexa Fluor 647</td><td>Fisher 과학</td><td>10226162</td><td>2차 항체</td></tr><tr><td>TetraSpeck Microspheres, 0.1 &micro; m, 형광 블루/그린/오렌지/다크 레드</td><td>Fisher scientific</td><td>T7279</td><td>형광 비드</td></tr><tr><td>Chamlide 마그네틱 챔버</td><td>라이브 셀 기기</td><td>CM-B18-1</td><td>마그네틱 샘플 홀더, 최대 용량 1,2 mL</td></tr><tr><td>시스테아민(MEA)</td><td>Sigma</td><td>30070</td><td>점멸 완충액용</td></tr><tr><td>Aspergillus niger</td><td>Sigma</td><td>G0543</td><td></td></tr><tr><td>포도당</td><td>시그마</td><td></td><td></td></tr><tr><td>소의 간에서 추출한 점멸 완충액 카탈라아제</td> 시<td>그마</td><td>C9322</td><td>점멸 완충액용</td></tr><tr><td>트리스(트리즈마)</td><td>시그마</td><td>T1503</td><td>점멸 완충액용</td></tr><tr><td>Wash-N-Dry 커버슬립 랙</td><td>시그마</td><td>Z688568</td><td></td></tr><tr><td>파라필름</td><td>시그마</td><td>P7793-1EA</td><td>파라핀 필름</td></tr><tr><td>초음파 세척기</td><td>피셔 사이언티픽</td><td>15-335-6</td><td></td></tr><tr><td>플라즈마 클리너</td><td>해릭 플라즈마</td><td>PDC-32 G-2</td><td></td></tr></tbody></table>

중간 필 라 멘 트와 2 차원 직접 확률적 광학 재건 현미경으로 microtubules 이미징

Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy

말라 microfilaments, microtubules, 및 중간 필 라 멘 트 (IF)의 구성 골격 세포 모양, 극성, 및 운동 성의 제어에 핵심 역할을 한다. 말라와 microtubule 네트워크의 조직을 광범위 하 게 공부 하지만 IFs의 하지 아직 완전히 특징 이다. IFs는 평균 직경 10 nm의 형태로 세포 세포질에 걸쳐 확장 네트워크가 있다. 그들은 말라와 microtubules 분자 모터와 cytoskeletal 링커를 통해 물리적으로 연결 됩니다. 이 꽉 협회는 대부분의 세포 기능에 필요한 3 개의 cytoskeletal 네트워크의 조정된 규칙을 보장 하는 규제 메커니즘의 핵심 이다. 그것은 따라서 IFs 혼자와 각각 다른 cytoskeletal 네트워크의 함께 시각화 중요 합니다. 그러나, 만약 네트워크는 특히 glial 세포에서에서 대부분 셀 형식에 매우 조밀한 해상도 표준 형광 현미경 검사 법으로 달성 하기 매우 어려운 게 (~ 250의 해상도 측면 nm). 직접 확률적 광학 재건 현미경 (dSTORM) 한 작업량의 측면 해상도 증가 허용 하는 기술 이다. 여기, 우리가 측면 dSTORM 해상도 조밀한 조직 IF 네트워크의 그리고, 특히,의 경우 번들 microtubules를 둘러싼 해결을 보여줍니다. 이러한 꽉 협회는 이러한 두 네트워크의 조정된 규칙에 참여, 설명 어떻게 vimentin IFs 템플릿 및 microtubule 조직 안정화로 microtubule 종속 기공을 인신 매매에 영향을 미칠 수. 더 일반적으로, 우리는 듀얼 컬러 dSTORM 기술로 두 개의 cytoskeletal 컴포넌트의 관찰 그들의 상호적인 상호 작용에 대 한 새로운 통찰력을 제공 하는 방법을 보여줍니다.

현미경 50 mW 405 nm 및 장비 100 mW 488, 561와 642 nm 고체 레이저, 한 EMCCD 512 x 512 카메라, 알파 계획 apo는 100 X / 1.46 객관적이 고 밴드 통과 570-650 / 긴 655 방출 필터를 통과 아래 제시 하는 대표적인 결과 위해 사용 되었다.
그림 1A raw 이미지 수집 하는 동안 사용 해야 하는 잡음 비율 분자 밀도 신호의 예를 제공 합니다. 좋은 품질의 이미지 이웃 분자 사이 ~ 1 µ m의 최소와 함께 얻을 수 있습니다. 좋은 깜박이 조건에 fluorophores 하나의 프레임에 존재 해야 합니다. 이미지 버퍼 조건 (pH, 감소 요원, 산소 시스템 청소)를 조정 하는 데 필요한 좋은 점멸 및 영향에-및 오프-요금 fluorophores, 따라서 ...

이 방법론의 전반적인 목표는 게 최적의 실험 조건 샘플 준비에서 이미지 수집 및 재건 고정 셀에서 microtubules 및 중간 필 라 멘 트의 2D 듀얼 컬러 dSTORM 이미지를 수행 하려면

중간 필 라 멘 트와 2 차원 직접 확률적 광학 재건 현미경으로 Microtubules 이미징

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, ...

이 방법론의 전반적인 목표는 고정된 세포에서 미세소관 및 중간 필라멘트에 대한 2D 이중 색상 D-STORM 이미징을 수행하기 위해 샘플 준비에서 이미지 획득 및 재구성에 이르기까지 최적의 실험 조건을 만드는 것입니다. 이 방법은 중간 필라멘트 및 미세소관과 같은 조밀하고 복잡한 세포골격 네트워크 간의 물리적 상호 작용을 특성화하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 기존의 형광 현미경으로 해결되지 않은 세포 구조를 관찰할 수 있다는 것입니다.이 방법의 시각적 시연은 아티팩트 생성을 제한하기 위해 샘플 준비 및 로브 연결 데이터 수집을 제어하는 것이 중요하기 때문에 매우 중요합니다. 텍스트 프로토콜에 따라 U373 세포를 성장시킨 후 먼저 PBS를 사용하여 세포를 한 번 세척하여 세포를 고정합니다. 그런 다음 PBS를 제거하고 예열된 추출 고정 용액의 웰당 1ml를 추가합니다.세포를 실온에서 60초 동안 배양합니다. 그런 다음 용액을 제거하고 세포골격 완충액에 희석된 갓 준비하고 예열된 4% PFA를 웰당 1밀리리터 추가합니다. 12웰 플레이트를 섭씨 37도의 인큐베이터에 10분 동안 다시 넣습니다.그런 다음 PFA를 제거하고 웰당 3ml의 PBS를 추가합니다. PBS를 사용하여 세포를 두 번 세척합니다. 그런 다음 PBS를 제거하고 글루타르알데히드의 자가형광을 소멸시키기 위해 PBS에 희석된 갓 준비한 10밀리몰 수소화붕소나트륨을 추가합니다.실온에서 7분 동안 세포를 배양하고 재활용된 수소화붕소나트륨을 특정 용기로 옮깁니다. PBS를 사용하여 우물을 각각 5분씩 세 번 세척합니다. 그런 다음 PSB를 제거하고 PBS에 5%BSA를 차단 솔루션으로 추가합니다.텍스트 프로토콜에 따라 샘플을 면역염색하고 버퍼에서 용액을 준비한 후, 라벨링된 세포가 포함된 커버슬립을 마그네틱 샘플 홀더에 장착합니다. 그리고 이미징 버퍼를 추가하여 챔버를 완전히 채웁니다. 뚜껑을 덮고 이미징 버퍼와 뚜껑 사이에 기포가 없는지 확인합니다.앱솔루트 에탄올을 사용하여 샘플 바닥을 청소하고 누출이 없는지 확인합니다. 그런 다음 필요한 경우 그리스를 사용하여 샘플 홀드를 적절하게 밀봉합니다. 이미징을 수행하려면 현미경과 획득 소프트웨어를 켜십시오.100-fold NA 1.46 objective, 1.6-fold Optivar lens 및 TIRF UHP 모드를 사용하여 텍스트 프로토콜에 따라 획득 매개변수를 설정합니다. Alexa Fluor 647로 표시된 비멘틴 필라멘트를 이미지화하기 위해 647 트랙을 만듭니다. 405 및 642 나노미터 레이저 라인과 LP 655 방출 필터를 선택합니다.그런 다음 Alexa Fluor 555로 표시된 미세소관을 이미지화하는 555 트랙을 만듭니다. 561, 488 및 405 나노미터 레이저 라인을 선택하여 형광단과 BP 570 - 650 방출 필터를 이미징합니다. 다음으로 대물렌즈에 오일을 추가하고 샘플을 렌즈에 놓습니다.그런 다음 위치 탭을 선택하고 형광 램프의 셔터를 엽니다. 초점을 찾고 접안렌즈를 사용하여 이미징할 세포를 찾습니다. 그런 다음 조이스틱을 사용하여 필드를 중앙에 배치합니다.획득 탭을 클릭하여 획득 모드로 돌아갑니다. 그런 다음 647 트랙을 선택하고 642 레이저 출력을 0.2%로 설정하고 405 레이저 출력을 최소값으로 설정합니다. 노출 시간을 50밀리초로 설정하고 게인을 50으로 설정합니다.그런 다음 연속 획득 모드를 선택하여 화면에서 셀을 관찰합니다. 필드에 적어도 하나의 형광 구슬이 있는지 확인하십시오. 디스플레이에 자동 크기 조정 모드를 사용하고 초점을 조정합니다.다음으로, snap을 클릭하여 vimentin 네트워크의 광시야 epifluorescence 이미지를 촬영하고 이미지를 저장합니다. TIRF 조명을 확인하려면 TIRF를 클릭하고, 연속을 누르고, 균일한 조명 필드를 갖도록 획득 매개변수를 조정합니다. 그런 다음 스냅을 누르고 이미지를 저장합니다.555 트랙을 확인하십시오. 647 트랙의 선택을 취소하고 555 트랙을 선택합니다. 미세소관 네트워크의 상형광 이미지를 촬영하여 저장합니다.그런 다음 TIRF 이미지를 가져와 저장합니다. 이제 647 트랙을 확인하십시오. 555 트랙의 선택을 취소하고 647 트랙을 선택합니다.게인을 0으로 설정하고 노출 시간을 10밀리초로 설정합니다. 그런 다음 연속을 누릅니다. 대부분의 Alexa 647 염료를 어두운 상태로 펌핑하려면 642 나노미터 레이저 출력을 100%로 설정하십시오.형광단이 깜박이기 시작하면 노출을 15밀리초로 늘리고 이득을 300으로 높입니다. 범위 표시기 모드를 사용하여 단일 분자 신호가 빨간색으로 표시된 것처럼 카메라를 포화시키지 않는지 확인합니다. 이 경우 채도가 사라질 때까지 게인을 줄이십시오.비드는 인수 초기에 포화 상태로 유지됩니다. stop을 눌러 세포 관찰을 중단합니다. 온라인 프로세싱 도구를 확장하고 온라인 프로세싱 PALM을 클릭하여 획득 중 STORM 이미지를 시각화합니다.최대 마스크 크기에 9를 사용하고 노이즈에 대한 최대 강도에 6을 사용합니다. 이제 획득 시작을 누릅니다. 획득하는 동안 필요한 경우 세포에 다시 초점을 맞춥니다.노출 시간을 조정하고 최종적으로 0.001%에서 시작하는 405 나노미터 레이저 라인을 켜서 단일 분자 사이에 최소 1마이크로미터의 거리로 형광단의 중간 밀도를 유지합니다. 재구성된 이미지 아래의 히스토그램에서 국소화 정밀도의 피크가 10나노미터 또는 그 이하에 집중되어 있는지 확인합니다. 100만 개 이상의 현지화에 도달했을 때 중지를 눌러 영화를 종료합니다.STORM 수집의 원시 데이터를 CZI 형식으로 저장합니다. 그런 다음 채널 도구에서 트랙 555를 선택하고 트랙 647을 선택 취소한 다음 트랙 555를 선택합니다. 그런 다음 연속 버튼을 누릅니다.노출 시간을 30밀리초로 설정하고 게인을 0으로 설정합니다. 그런 다음 488 및 561 레이저를 모두 100%로 설정하여 Alexa 555 염료를 어두운 상태로 펌핑합니다. 조명의 HILO 모드를 사용합니다.형광단이 고갈되면 중지를 누릅니다. 게인을 250으로 설정하고 488 레이저를 50%로 줄입니다.범위 표시기를 사용하여 단일 분자가 카메라를 포화시키지 않는지 확인합니다. 이 경우 게인을 줄이십시오.이제 획득 시작을 누릅니다. 획득하는 동안 채도 한계에 도달하기 위해 게인을 점진적으로 증가시키십시오. 405 나노미터 레이저 출력을 단계적으로 증가시켜 분자를 활성화하고 시야에서 중간 밀도에 도달합니다.405 레이저가 약 15%일 때 488 나노미터 레이저 출력을 30%로 줄인 다음 488 레이저 출력을 높이면서 405 레이저 출력을 점진적으로 줄여 분자의 깜박임을 가능한 한 빠르고 중간 밀도로 유지하십시오. 최대 강도에서 561 여기 레이저와 결합된 488 레이저 라인은 형광단의 켜짐 및 꺼짐 속도를 모두 증가시키는 반면, 405 레이저 라인은 켜짐 속도만 증가시킵니다. 500, 000 또는 그 이상의 국소화에 도달했거나 더 이상 분자가 깜박이지 않을 때 수집을 중지합니다.그런 다음 STORM 수집의 원시 데이터를 CZI 형식으로 저장합니다. PAL-Drift 도구를 사용하여 이미지 재구성을 수행하려면 최대 8개 크기의 자동 세그먼트가 있는 모델 기반 보정 유형을 선택합니다. 드리프트가 수정될 때까지 연속으로 적용을 여러 번 누릅니다.이 모델 기반 보정은 드리프트를 수정하는 교차 상관 분석을 기반으로 하는 알고리즘을 적용합니다. PAL 필터 도구를 사용하여 가장 잘 국소화된 분자만 선택하여 STORM 이미지의 모양을 개선합니다. 예를 들어, 국소화 정밀도를 30나노미터로, PSF를 120-180나노미터로 제한합니다.PAL-Render 도구를 사용하면 5 또는 10 나노미터의 픽셀 해상도와 텍스트 프로토콜에 따른 매개변수를 사용할 수 있습니다. 95% 값으로 자동 동적 범위 HR 렌더링을 선택하고 90% 값으로 자동 동적 범위 SWF를 렌더링합니다. 그런 다음 최상의 품질 렌더링을 선택합니다.처리 탭의 PALM 메뉴에서 PALM 변환을 선택합니다. 선택을 누른 다음 적용합니다. 마지막으로, 생성된 이미지를 CZI가 아닌 LSM 형식으로 저장합니다.이 그림은 Alexa 647로 면역 라벨링된 비멘틴 필라멘트의 D-STORM 이미지의 일반적인 예를 보여줍니다. 해상도의 증가는 표준 광시야 현미경으로 획득한 이미지와 비교하면 명확하게 관찰할 수 있습니다. 이 그래프에 제시된 형광 강도 프로파일은 초고해상도 현미경 이미징이 비멘틴 다발의 해상도를 허용한다는 것을 보여줍니다.D-STORM 해상도는 번들에 존재하는 필라멘트의 수를 계산하기에 충분합니다. 다음은 Alexa 647 및 Alexa 555로 각각 면역 표지된 비멘틴 및 미세소관 네트워크의 이중 색상 D-STORM 이미징의 일반적인 예입니다. 좋은 vimentin 이미지는 마이크로미터 제곱당 최소 5, 000개의 국소화와 미세소관의 경우 마이크로미터 제곱당 2, 500개의 국소화를 가져야 합니다.이 기술을 숙달하면 제대로 수행되면 3일 안에 완료할 수 있습니다. 이 절차를 시도하는 동안 이미징될 단백질에 대한 고정 및 매개변수화 방법을 적용하는 것이 중요합니다. 예를 들어, 글루타르알데히드만 사용한 고정은 중간 필라멘트에 대해서는 좋지 않은 결과를 제공하지만 미세소관 고정에는 가장 좋습니다.갓 준비된 샘플과 용액, 특히 pH를 신중하게 조정해야 하는 MEA를 사용하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 개발 후 이 기술은 세포 생물학 분야의 연구자들이 나노 세포 구조의 형태를 탐구할 수 있는 길을 열었습니다. 이 동영상을 시청한 후에는 중간 필라멘트 및 미세소관의 2D 이중 색상 D-STORM 이미지의 시료 준비, 이미지 획득 및 재구성을 수행하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.일부 솔루션, 특히 PFA, NABH4로 작업하는 것은 매우 위험할 수 있으므로 이 절차를 수행하는 동안 항상 장갑 착용, 화학 물질 후드 아래에서 작업, 특정 쓰레기통 사용과 같은 예방 조치를 취해야 한다는 것을 잊지 마십시오.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

우리는 고속 3D 라이브 세포 형광 현미경과 고해상도 cryo - 전자 단층 촬영을 결합하여 상호 현미경 방법을 설명합니다. 우리는 이미지 동적 호스트 헬라 세포와 상호 작용하는 작은 HIV-1 입자에 의해 상호 방식의 기능을 보여줍니다.

동적 상호 작용의 3 차원 구조 분석을위한 상호 현미경

살아있는 세포 내부의 동적 단백질에 대한 시공간 정보는 생물학을 이해하는 데 매우 중요합니다. f3D-SIM(fast 3D-structured illumination microscopy)이라고 하는 초고해상도 현미경 검사의 한 유형은 박테리아의 사이토키네틱 Z 고리에 대한 고유한 정보, 즉 구슬 모양의 모양과 고리 내 FtsZ의 빠른 역학을 모두 보여줍니다.

고속 3D 구조 조명 현미경을 사용하여 라이브 박테리아의 Cytokinetic Z 반지의 슈퍼 해상도 이미징 (F3D-SIM)

T 세포 면역학적 시냅스에서 필라멘트 액틴의 유속과 방향성을 조사하기 위해 라이브 셀 초해상도 이미징을 내부 전반사 형광과 결합하고 시공간 이미지 상관 분광법으로 정량화합니다.

구조화 조명 현미경 데이터의 시공간적 이미지 상관 분광학에 의해 정량화 T 세포에서 대뇌 피질 굴지 흐름

우리는 접착 포유류 세포에서 액틴 세포 골격의 이미징에 간섭 광 활성화 지역화 현미경 (iPALM), 3 차원 단일 분자 지역화 초 해상 현미경 법의 적용 프로토콜을 제시한다. 이 방법은 다른 기존의 회절 제한 광학 현미경으로 해결되지 않은 남아있을 것입니다 나노 구조적 특징의 빛 기반 시각화 할 수 있습니다.

입체 슈퍼의 간섭 광 활성화 현지화 현미경으로 F-액틴 필라멘트의 해상도 현미경 (iPALM)

이 프로토콜은 시험관 내 표면 분석법을 사용하여 미세 소관의 무, 고대비, 고속 이미징을 위한 표준 형광 현미경에 간섭 반사 현미경 을 구현하기 위한 가이드입니다.

마이크로소관의 라벨이 없는 고속 이미징을 위한 간섭 반사 현미경 검사법 구현

칩 기반 의 초고해상도 광학 현미경 검사법은 형광 현미경 검사법에 대한 새로운 접근법이며 비용 효율성과 처리량에 이점을 제공합니다. 여기에서, 칩 준비 및 화상 진찰을 위한 프로토콜은 TIRF 현미경 검사법 및 현지화 기지를 둔 초고해상도 현미경 검사법을 위해 도시됩니다.

포토닉 칩을 사용한 고처리량 총 내부 반사 형광 및 직접 적층 광학 재건 현미경

직접 관면 광학 재구성 현미경 검사법 (dSTORM)은 빛 현미경 검사법의 전형적인 회절 한계를 우회하고 나노 미터 척도에서 엑소좀을 보는 데 사용됩니다. 엑소좀을 특성화하기 위해 2차원과 3차원에서 모두 사용할 수 있다.

3 차원에서 세포 외 소포의 직접 스토카스틱 광학 재건 현미경 검사

여기서, TIRF 현미경 기반 시험관내 재구성 분석법이 제시되어 두 미세소관 집단의 역학을 동시에 정량화하고 비교한다. 가교된 미세소관 다발 및 단일 미세소관 상에서 다수의 미세소관-관련 단백질의 집단 활성을 동시에 보는 방법이 기술된다.

TIRF 현미경에 의한 시험관 내에서 가교 및 단일 미세 소 관 의 역학의 동시 시각화

우리는 동적 미세 소관 및 형광 표지 된 미세 소관 관련 단백질의 동시 이미징을 위해 간섭 반사 현미경 검사 및 전체-내부-반사-형광 현미경을 구현하기위한 프로토콜을 제시합니다.

동시 간섭 반사 및 전체 내부 반사 형광 현미경 검사 이미징 동적 미세 소관 및 관련 단백질

차동 동적 현미경 (DDM)은 동적 광산란과 현미경의 기능을 결합합니다. 여기서, DDM을 사용하여 비멘틴 네트워크에서 입자의 서브확산 및 케이징된 역학을 정량화함으로써 재구성된 세포골격 네트워크를 특성화하는 과정과 활성 미오신 구동 액틴-미세소관 복합체의 탄도 운동이 제시된다.

차등 동적 현미경을 사용하여 세포 골격 역학 정량화

이 프로토콜은 단일 대물렌즈 광시트 형광 현미경을 구축하는 방법과 세포골격 네트워크 시각화를 위한 사용법에 대해 자세히 설명합니다.

세포골격 네트워크의 시각화를 위한 맞춤형 단일 대물렌즈 광시트 형광 현미경의 설계 및 구축

배우세요 2D 이중색 dSTORM 현미경법을 사용하여 고정된 U373 세포에서 미세소관과 중간 필라멘트를 고해상도로 이미징하는 방법을. 이 기술은 세포골격 네트워크의 물리적 상호작용을 나노미터 수준에서 정밀하게 분석할 수 있게 합니다.

중간 필 라 멘 트와 2 차원 직접 확률적 광학 재건 현미경으로 Microtubules 이미징

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