2018년 4월 30일
이 프로토콜 varicosities 뉴런에서의 빠르고 가역 유도 순수 관련, 압력 액체 접근 방식을 설명합니다.
이 가압 유체 설정의 전반적인 목표는 배양된 뉴런의 축삭을 따라 반복 가능하고 일관된 팽창을 생성하는 것입니다. 이 방법은 손상 후 뉴런의 세포 내 형태학적 변화의 메커니즘과 같은 뇌 손상 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 이 방법이 시간이 지남에 따라 복구되는 일관되고 반복 가능한 형태학적 변화를 생성한다는 것입니다.
이것은 우리가 실험실에서 개발한 매우 중요한 기술입니다. 이는 기계-스트레스에 의한 축삭돌기 형태 변화를 관장하는 분자 메커니즘을 새로운 형태의 신경 가소성으로 규명하기 위해 이 시스템을 사용할 수 있을 뿐만 아니라, 경증 또는 외상성 뇌 손상에 대한 신약 및 치료 전략을 식별하기 위한 스크리닝 도구로 시스템을 사용할 수 있기 때문입니다. 이 절차를 시작하려면 12mm 또는 25mm 커버슬립 상자를 하나 이상 70%질산이 함유된 유리 비커에 넣고 실온에서 밤새 커버슬립을 배양합니다.
다음 날, 모든 커버슬립을 2.5리터의 이중 증류수로 채워진 4리터 비커에 옮깁니다. 커버슬립이 들어 있는 비커를 100RPM으로 1시간 동안 흔들고, 흔드는 동안 고무줄을 사용하여 비커를 잡는 것을 잊지 마십시오. 그런 다음 청소한 커버 슬립을 금속 덮개가 있는 마른 플라스크로 옮깁니다.
커버슬립을 섭씨 225도의 오븐에서 6시간 동안 굽습니다. 그런 다음 실온으로 식히고 사용할 때까지 멸균된 플라스틱 용기에 보관하십시오. 이제 24웰 플레이트의 각 웰에 하나의 커버슬립을 놓습니다.
30mm 커버슬립에 12마이크로리터의 커버슬립 코팅 용액을 넣고 소용돌이칩니다. 그런 다음 각 웰에 1ml의 멸균 PBS를 추가합니다. 플레이트는 즉시 사용하거나 최대 1주일 동안 멸균 PBS에서 섭씨 4도에서 보관할 수 있습니다.
박리 당일에는 플레이트에서 PBS를 제거합니다. 자연 건조하고 플레이트를 자외선 아래에 2-4시간 동안 두십시오. 배양을 위해 해마 뉴런을 해리하려면 프로테아제 효소 용액을 해동하고 도금 매체를 섭씨 37도에서 예열합니다.
다음으로 절개된 해마를 SLDS로 헹굽니다. 그런 다음 제거하고 프로테아제 효소 용액 2ml를 넣고 섭씨 37도에서 15분 동안 샘플을 배양합니다. 그 후, 5-10 밀리리터의 도금 배지로 해마 외식물을 두 번 세척하고 5 밀리리터의 도금 배지를 첨가합니다.
1 밀리리터 플라스틱 팁이있는 피펫을 사용하여 작은 소용돌이를 생성하여 해마 외식을 단일 세포로 해리합니다. 용액이 흐려지고 큰 외식 조각이 남지 않을 때까지 산소 기포의 형성을 피하면서 약 40 회 위아래로 피펫을 사용하십시오. 다음으로, 1, 125 배 중력에서 3 분 동안 세포를 원심 분리하십시오.
세포가 배지에 잠긴 상층액을 제거하고 145ml의 도금 배지에 세포를 다시 현탁시킵니다. 그런 다음 웰당 1ml의 세포 현탁액을 24웰 플레이트에 추가합니다. 도금 매체에서 세포를 섭씨 37도에서 2-4시간 동안 배양합니다.
그런 다음 도금 매체를 제거하고 새 유지 보수 매체로 교체하십시오. 2일 후, 섬유아세포, 내피 및 신경교세포의 성장을 억제하기 위해 배지의 절반을 유지 배지에 용해된 2개의 마이크로몰 RSC로 교체합니다. 그런 다음 세포를 2일 동안 RSC에 노출시킨 후 배지를 새로운 유지 배지로 교체합니다.
세포 형태학의 시각화를 위해 transfection하려면 Opti-MEM 배지 및 와류에서 마이크로리터당 1마이크로그램으로 스톡에서 구조체를 희석합니다. 그런 다음 Opti-MEM 배지 및 와류에서 리포좀 매개 transfection 시약을 희석합니다. 그 후, 각 웰에 대해 하나의 건설 희석액과 하나의 형질 주입 희석액을 준비합니다.
다음으로, 구조체와 Opti-MEM 배지 및 트랜스펙션 시약과 Opti-MEM 배지 및 와류의 일대일 혼합물을 준비합니다. 혼합물을 실온에서 20분 동안 배양합니다. 20분 후 각 웰에서 배지의 절반을 제거하고 이 배지를 깨끗한 원뿔형 튜브로 옮깁니다.
튜브를 인큐베이터에 보관한 다음 이전 단계에서 준비한 혼합물 100마이크로리터를 웰의 나머지 매체에 추가합니다. 세포가 섭씨 37도에서 20-30분 동안 배양하도록 합니다. 배양 중에 원뿔형 튜브의 배지에 한 부피의 신선한 유지 관리 배지를 추가하고 혼합물을 동일한 인큐베이터에 넣습니다.
배양 후, 웰에서 transfection 용액이 포함된 배지를 제거하고 원뿔형 튜브에서 오래된 유지 배지와 새로운 유지 관리 배지의 일대일 혼합물로 교체합니다. 이 절차에서는 피펫을 마이크로 매니퓰레이터의 나사 상단에 삽입하여 제자리에 고정합니다. 마이크로 매니퓰레이터 암에 부착된 금속 플랫 탑 나사를 나사로 조여 고무 튜브가 부착된 바로 위에 있는 피펫의 당기지 않은 끝을 잡습니다.
피펫을 커버슬립이 포함된 뉴런 표면과 45도 각도로 각도를 맞춥니다. 형광 필터를 켭니다. 조리개를 열고 대물렌즈를 통해 들어오는 형광 반점을 볼 수 있는지 확인합니다.
micromanipulator를 사용하여 피펫을 팁과 형광 반점과 일치하는 위치로 이동하고 피펫을 세포 배양 접시 높이 바로 위의 위치로 내립니다. 제자리에 고정되면 투과광을 켜고 형광을 끕니다. 핀셋을 사용하여 세포가 세포 배양 플레이트에서 피펫을 향하도록 커버슬립 하나를 실온에서 2ml의 Hank's buffer가 들어 있는 세포 배양 접시로 옮깁니다.
미세 초점 손잡이와 20 폴드 대물렌즈를 사용하여 셀 위로 약 4바퀴 회전하는 평면에 초점을 맞춥니다. 그런 다음 micromanipulator를 사용하여 피펫 팁이 접안렌즈를 통해 볼 때 초점이 맞춰지고 평면의 중앙 왼쪽에 위치하도록 배치합니다. 피펫이 제자리에 놓이면 관심 영역이 포함된 평면에 현미경의 초점을 맞춥니다.
7개의 div를 촬영한 결과, GFP로 transfection된 쥐 해마 뉴런은 퍼핑 전후의 축삭돌기를 보여주었으며, 이후 10분의 회복 기간을 보여주었습니다. 다음은 동일한 뉴런의 타임랩스 이미징의 Kymograph입니다. 빨간색 화살표는 30초부터 시작하여 190밀리리터 H2O 퍼핑 150초 후에 형성된 정맥류를 나타냅니다.
이 기술을 숙달하면 제대로 수행하면 3시간 안에 완료할 수 있습니다. 이 절차에 따라 전체 세포 기록, 타임 랩스 FRET 및 TIRF 이미징, 칼슘 이미징과 같은 다른 방법을 수행하여 기계적 스트레스가 신경 및 전기 및 칼슘 신호에 미치는 영향, 단백질 운송 및 상호 작용과 같은 추가 질문에 답할 수 있습니다. 개발 후, 이 기술은 사진 외상성 뇌 손상 연구자들이 살아있는 뉴런의 축삭 정맥류 형성의 기저에 있는 분자 메커니즘을 설명할 수 있는 길을 열었습니다.
이 비디오를 시청하고 나면 중심 뉴런의 기계감각을 연구하기 위한 실험을 수행하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.
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이 프로토콜은 배양된 뉴런에 빠르고 가역적인 팽창을 유도하기 위한 가압 유체 접근법을 설명합니다. 이는 기계적 스트레스로 인한 세포하 형태학적 변화의 메커니즘을 규명하는 것을 목표로 하며, 이는 신경 가소성 및 뇌 손상 치료 연구에 가치가 있습니다.
This pressurized fluid system enables rapid, reversible induction of axonal varicosities in central neurons, providing a controlled model to study mechanosensitive pathways relevant to traumatic brain injury and neuronal plasticity. By linking mechanical stress to subcellular morphological changes and protein dynamics, the method supports target de-risking in early discovery, particularly for ion channel and cytoskeletal targets. Its compatibility with live imaging, electrophysiology, and drug perfusion allows integration into screening cascades for mechanistic validation and lead optimization in neurodegeneration and injury models.
The method fits within the discovery continuum from target validation through phenotypic screening to preclinical efficacy testing, particularly for neuroprotective and neurorestorative candidates.