March 28th, 2018
CDNA 끝 (3' 경주)의 두 개의 서로 다른 3' 급속 한 확대 프로토콜 설명된 여기 확인 지도 열려있는 독서 프레임 (ORF), 정지 codon 그리고는 전체 3' UTR RNA를 사용 하 여 증명서의 세그먼트를 포함 하는 시퀀스를 두 개의 서로 다른 DNA polymerases의 사용 다른 암 세포 선에서 얻은.
이 절차의 전반적인 목표는 2개의 후속 PCR에서 전사체 특이적 중첩 프라이머를 사용하고 정제된 PCR 산물을 염기서열분석함으로써 3-프라임 말단에서 단백질 코딩 영역 내 영역까지의 mRNA 전사체의 염기서열을 결정하는 것입니다. 이 방법은 폴리아데닐화 신호, 정지 코돈 및 전사체의 3-프라임 번역되지 않은 영역의 염기서열 결정과 같은 유전 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 열린 판독 프레임의 작은 영역의 서열이 종양 특이적 융합 유전자 및 스플라이스 변이체를 검출할 수 있기 때문에 이 기술의 의미는 암 진단으로 확장되는 경우 모든 전사체에 적용할 수 있다는 것입니다.
이 방법에 대한 아이디어는 이전에 특성화되지 않고 3개의 프라임이 있는 번역되지 않은 영역이 있는 새로운 전사체를 식별했을 때 처음 떠올랐습니다. 프로토콜을 시작하려면 페놀과 구아니딘 이소티오시아네이트 세포 혼합물을 얼음에서 해동합니다. 해동되면 PCR 후드의 미세 원심분리기 튜브에 클로로포름 100마이크로리터를 추가합니다.
혼합물이 분홍색과 불투명해질 때까지 10-15초 동안 샘플을 소용돌이치게 합니다. 다음으로, 얼음 위에서 15분 동안 샘플을 배양합니다. 배양 후 20, 800g 및 섭씨 4도에서 15분 동안 샘플을 원심분리합니다.
상부 무색 수성상을 조심스럽게 제거하고 새로운 1.5ml 마이크로 원심분리기 튜브로 옮깁니다. 그런 다음 침전으로 이동하여 샘플에 동일한 부피의 이소프로판올을 추가합니다. 1마이크로리터의 보조 침전제를 샘플에 추가하여 RNA의 운반체 역할을 하고 후속 단계에서 RNA를 시각화하는 데 도움을 줍니다.
샘플을 섭씨 80도에서 최소 4시간 동안 배양합니다. 배양 후 샘플을 냉각된 원심분리기로 옮기고 섭씨 20, 800g 및 섭씨 4도에서 35분 동안 회전합니다. 스핀 후 RNA는 튜브 바닥에 파란색 사양으로 나타납니다.
샘플에서 이소프로판올을 조심스럽게 제거합니다. 500마이크로리터의 80% 에탄올을 추가하고 3초 동안 잠시 와류로 펠릿을 재현탁합니다. 샘플을 다시 원심분리하십시오.
샘플에서 모든 에탄올을 제거하고 샘플을 약 10분 동안 자연 건조시킵니다. 샘플이 건조되면 35마이크로리터의 RNase-free 물에 재현탁합니다. 그런 다음 샘플을 가열 블록에 놓습니다.
섭씨 65도에서 5분 동안 설정하여 RNA가 용액에 완전히 들어가도록 합니다. 가열 후에는 즉시 튜브를 얼음 위에 올려 놓으십시오. 최종 반응 부피가 50마이크로리터인 경우 총 22마이크로리터의 총 부피에 물이 첨가된 총 RNA 4마이크로그램을 새 튜브에 추가합니다.
10마이크로몰 프라이머 용액에서 Oligo dT 25 프라이머 2마이크로리터를 추가합니다. 역전사 키트에서 RNase 억제제 2마이크로리터, 5x 반응 완충액 8마이크로리터, 10밀리몰 dNTP 4마이크로리터 및 역전사효소 2마이크로리터를 추가합니다. 음성 대조군으로 작용하기 위해 역전사효소 없이 반응을 설정합니다.
튜브를 섭씨 42도에서 1시간 동안 배양합니다. 배양 후 튜브를 가열 블록으로 운반하기 전에 튜브를 얼음으로 직접 옮깁니다. 그런 다음 튜브를 섭씨 75도에서 5분 동안 가열합니다.
섭씨 75도로 가열한 후 튜브를 얼음 위에 올려 놓습니다. 2마이크로리터의 cDNA를 새로운 0.5ml PCR 튜브로 옮깁니다. 10 밀리몰 프라이머 용액에서 1 마이크로 리터의 정방향 프라이머와 1 마이크로 리터의 역방향 프라이머를 추가합니다.
8.5 마이크로리터의 뉴클레아제가 없는 물을 첨가하여 최대 12.5 마이크로리터를 만들고 12.5 마이크로리터의 2x PCR을 겔 마스터 믹스에 첨가합니다. 그런 다음 화면에 나열된 PCR 열 순환 조건을 입력하고 PCR을 실행합니다. PCR 후 브롬화 에티듐으로 염색된 1% 아가로스 젤을 준비합니다.
100ml의 트리아세테이트 또는 TAE 완충액에 아가로스 1g을 250ml 플라스크에 녹입니다. 내용물을 전자레인지에 끓입니다. 젤을 1분 동안 식히고 흄 후드에 7.5마이크로리터의 브롬화 에티듐 용액을 추가합니다.
플라스크를 휘젓아 잘 섞습니다. 내용물을 수평 젤 장치에 붓고 젤이 배기 후드의 실온에서 최소 30분 동안 응고되도록 합니다. 겔을 1x TAE 완충액으로 덮고 PCR 산물 10마이크로리터를 DNA 분자량 래더 3-5마이크로리터와 함께 아가로스 겔에 로드합니다.
젤을 175볼트에서 10분 동안 실행합니다. 첫 번째 PCR의 경우, 1마이크로리터의 cDNA를 PCR 튜브에 옮기고 5마이크로리터의 10x Pfu 반응 완충액을 추가합니다. 10밀리몰 용액에서 첫 번째 중첩 전방 프라이머 1마이크로리터, T7 Oligo dT 25 프라이머 1마이크로리터, dNTP 1마이크로리터를 추가합니다.
40마이크로리터의 물을 추가하여 최대 49마이크로리터의 총 부피를 만듭니다. Pfu DNA 폴리메라이제 1 마이크로 리터를 첨가하고 잘 섞습니다. 그런 다음 PCR을 실행합니다.
다음으로, 제2 PCR을 준비한다. 첫 번째 PCR에서 생성물 2마이크로리터를 새 PCR 튜브로 옮기고 5마이크로리터의 10x Pfu ultra two 반응 완충액과 혼합합니다. 두 번째 중첩 PCR 프라이머 1마이크로리터, T7 프라이머 1마이크로리터 및 dNTP 1마이크로리터를 추가합니다.
39 마이크로리터의 물을 첨가하고 1 마이크로리터의 Pfu DNA 중합효소를 첨가하여 최대 49 마이크로리터의 총 반응 부피를 만듭니다. 첫 번째 PCR 설정과 동일한 PCR 프로필을 사용하여 PCR을 실행합니다. 양자택일로, Pfu DNA 폴리메라이제를 사용하는 대신에, 키메라 DNA 폴리메라이제는 2개의 다른 PCRs에서 이용될 수 있다.
두 번째 PCR 산물 5-10 마이크로 리터를 가져 와서 아가로 스 겔에서 실행하십시오. 마지막으로 이미저에서 결과를 시각화합니다. 이 아가로스 젤은 동일한 앞으로 뇌관 그러나 다른 반전 뇌관 및 명백한 앞으로와 반전 뇌관이 있는 명백한 PCR 제품에는 이용하는 2개의 명백한 PCR 제품을 보여줍니다.
PCR 기반 반응에 사용할 수 있는 이상적인 프라이머는 하나의 별개의 PCR 산물을 제공하는 프라이머입니다. Pfu DNA 중합효소 및 키메라 DNA 중합효소를 사용한 두 번째 PCR 반응의 산물은 3 프라임 RACE에 대한 PCR 사이클링 조건이 달랐음에도 불구하고 동일한 크기의 PCR 산물을 생성했습니다. 역전사효소 음성 대조군은 cDNA 합성뿐만 아니라 후속 다운스트림 반응에 사용된 RNA의 게놈 오염을 보여주지 않았습니다.
염기서열분석을 위해 겔 정제된 PCR 산물을 보냈습니다. 염기서열 크로마토그램의 대표적인 Sanger 염기서열은 정지 코돈의 위치, 추정 폴리아데닐화 신호 및 부위뿐만 아니라 three-prime RACE 산물에서 폴리 A 꼬리를 식별했습니다. 이 절차를 시도하는 동안 항상 보호 장비와 장갑을 착용해야 한다는 것을 기억하는 것이 중요합니다.
또한 시약, 튜브 및 기타 일회용품에 멸균 DNase 및 RNase를 사용하십시오. 페놀과 클로로포름으로 작업하는 것은 매우 위험할 수 있다는 것을 잊지 마십시오. 그리고 이 절차를 수행하는 동안 후드에 시약을 사용하고 지정된 폐기물 용기에 물질을 버리는 것과 같은 예방 조치를 항상 취해야 합니다.
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이 기사는 암 세포주에서 mRNA 서열을 매핑하기 위해 다른 DNA 중합효소를 사용하는 두 가지 별개의 3' RACE 프로토콜을 설명합니다. 주 초점은 전사체의 개방 판독 프레임, 종결 코돈, 그리고 3' UTR을 식별하는 데 있습니다.
Mapping transcript architecture from the 3' end into coding regions enables precise characterization of mRNA isoforms, a critical step in target validation for oncology drug discovery. By identifying tumor-specific fusion genes and splice variants, this method supports mechanistic de-risking and improves predictive confidence in early-stage target selection. The approach enhances translational continuity by linking molecular findings to functional transcript stability elements such as miRNA binding sites and AU-rich regions.
The method fits within the discovery continuum from target identification through lead optimization, particularly when transcript integrity influences target druggability or biomarker potential.