Name: 생쥐의 쇄 골 정 맥 천자를 통한 혈액 채취 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: 배우세요 생쥐 쇄골정맥 천자를 통한 혈액 채취 방법으로, 약 200마이크로리터의 혈액을 안전하게 수집할 수 있습니다. 이 기술은 동물 복지를 고려한 경제적이고 부드러운 대안으로, 반복적인 혈액 샘플링이 필요한 관찰 연구에 적합합니다.

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이 작품은 중국의 국립 자연 과학 재단에서 보조금에 의해 지원 되었다 81670269, No. 81500355 및 81500226.

이 연구는 두 번째 시앙 야 병원 (중국 창사)에서 동물 연구를 위한 중앙 남 대학교 윤리 위원회의 승인을 받았습니다. 원고는 도착 (동물 연구: 생체 내 실험의 보고) 가이드라인12에 따라 제조 하였다.
1. 재료와 동물
<ol><li>필요한 재료를 준비 하십시오: 75% 에탄올, 접착 테이프, 제 모기, 2ml 튜브, 1.0 주사기 (26G), 전자 저울, 헤 파 린 및 생리 식 염 수가 연결 되어 있습니다 ( 재료 표참조).</li>
	<li>동물: 6-8 주, 쿤밍 쥐 10 개를 준비 하 고, 무게 21.6g( 재료 표참조) 실험실 동물의 관리 및 사용에 대 한 가이드에 따라 마우스를 유지13.</li>
</ol>2. 마 취 및 동물 포지셔닝
<ol><li>마 취 제의 필요한 복용량을 계산 하기 위해 마우스를 무게.</li>
	<li>전신 마 취를 유도 하기 위해 복 강 내 주사를 통해 나트륨 pentobarbital (60 mg/kg)을 주입 한다 (도 1). 노출 된 눈에 손상을 방지 하기 위해 절차의 시작 부분에 무 균 눈 윤 활 연 고를 적용 합니다. 참고: 마우스는 페달 철수 반사, 꼬리 핀치, 또는 복 부 피부 핀치의 테스트에 모터 반응을 표시 하지 않는 경우 충분히 마 취 되는 것으로 간주 됩니다.</li>
	<li>마우스를 작업 테이블에 배치 하 고 테이블 가장자리에서 2-4 센티미터 떨어진 곳에서 정 맥 천자를 용이 하 게 합니다 (그림 2). 그림 2와 같이 편안한 자세로 사지를 고정 합니다. 전체 절차에는 삽 관 또는 기계 환기가 필요 하지 않습니다.</li>
	<li>면봉으로 infraclavicular 공간 주위에 제 모를 바릅니다.</li>
	<li>3 분 후, 제 모를 젖은 면봉으로 씻은 후 털과 눈에 보이는 먼지를 제거 하십시오.</li>
	<li>Infraclavicular 공간을 75% 에탄올로 소독 한 다음 깨끗 한 거 즈로 말립니다.</li>
</ol>3. 쇄 골 정 맥 천자 및 혈액 채취
<ol><li>손가락으로 쇄 골 뼈의 위치와 우수한 흉 포를 식별 합니다.</li>
	<li>쇄 골 뼈의 중간에 가까운 펑크 사이트를 찾아 그것을 꼬리. 피부와 피하 조직을 고정 하기 위해 왼쪽 검지 손가락을 천자 부 위에 놓습니다 (그림 3).</li>
	<li>바늘을 위로 이동 하 고 뛰어난 흉 골을 향해 크랭크 합니다. 바늘이 피하 조직에 들어가면 오른손의 링 핑거를 뒤로 움직여 부 압을 형성 합니다 (그림 3). 참고:이 단계 동안, 연산자 ´ s 오른손의 위치는 바늘이 수평 평면 보다 위쪽으로 이동 하기 위해 작업 테이블 보다 약간 낮은 해야 합니다. 동물이 테이블의 가장자리 근처에 배치 되는 이유입니다.</li>
	<li>주사기를 앞쪽으로 3-4 mm로 이동 하 되 주사기에 혈액이 배출 되지 않는 경우에는 멈 추 십시오. 그런 다음 주사기를 천천히 다시 그려 음수 압력을 유지 합니다. 대부분의 경우, 혈액은 다시 그릴 때 주사기에 들어갑니다.</li>
	<li>혈액이 주사기에 들어가면 주사기를 고정 하 고 필요한 양 (200 µ L)이 주사기에 수집 될 때까지 음압을 유지 합니다.</li>
	<li>혈액 수집 후, 찔린 바늘을 철회 하 고 출혈을 멈추게 하려면 1-2 분 동안 면봉으로 펑크 부위를 누르십시오. 그런 다음 마우스를 케이지에 반환 합니다. 참고: 때때로, 하나는 그/그녀의 첫 번째 시도에서 혈액을 얻을 수 없습니다. 바늘의 방향을 횡 방향으로 조정 하 고 3.3-3.5 단계를 반복 합니다. 3 번의 시도가 혈액 샘플을 얻지 못하면 다른 쪽으로 전환 하십시오.</li>
	<li>혈액 샘플을 혈장 튜브에 옮겨 넣습니다.</li>
</ol>4. 생쥐 회복
<ol><li>Pentobarbital 마 취가 적용 되는 동안 마우스가 다시 움직일 때까지 열 지원을 제공 하 여 회복 속도를 향상 시킵니다.</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

선언 되지 않았습니다.

이 보고서는 쥐 (11)에 있는 쇄 골 정 맥 천자를 통한 혈액 샘플링에 대 한 이전 연구의 확장을 나타낸다. 마우스가 가장 일반적으로 사용 되는 연구 동물 이기 때문에,이 기술은 또한 마우스에 적용 할 수 있는지 확인 하는 것이 가치가 있을 것 이다. 도전은 쇄 골 정 맥의 상대적으로 더 작은 직경에서 옵니다.
본 연구에서, 우리는 쥐에 있는 쇄 골 조류 천자가 혈액을 수집 하는 것이 가능 하 고 신뢰할 수 있는 방법 임을 발견 했습니다. 꼬리 정 맥 절단 또는 궤도 혈액 채취와 같은 종래의 방법과 비교 하 여, 본 방법의 윤리적 문제가 없다. 모든 동물은 혈액 추출의 약 200 µ L 후에 액체 보충 없이이 절차 후에 살아 나 고, 동물은 추가 실험 연구를 위해 이용 될 수 있었습니다. 이론적으로, 총 시료 부피 추출은 총 순환 혈 량의 10% 이상에 도달 하지 못하고 성인 동물의 총 부피는 55 내지 70의 몸 무게 이다. 이 연구에서 사용 된 쥐에 대 한 (21.6-28.3 g), 최대 부피 추출은 약 200 µ L 이어야 한다. 우리는 따라서 각 마우스에 대 한 200 µ L 주위 혈액 샘플링 금액을 설정. 혈압, 심 박수 및 기타 스트레스 매개 변수를 측정 할 수 없다는 것이이 보고서의 주요 제한 사항입니다.
충분 한 전신 마 취는 펑크의 성공을 보장 하는 또 다른 중요 한 문제입니다. 쥐는 바늘에 의해 혈관을 인 발 하는 리스크를 피하기 위하여 펑크 절차 도중 조용히 남아 있어야 합니다. 우리는 pentobarbital 나트륨에서 전신 마 취를 위한 60 밀리 그램/kg의 이상적인 마 취 깊이를 만족 시킬 수 있음을 발견 했습니다. 이 에이전트의 단점은 상대적으로 긴 복구 시간 (평균 약 30 분)입니다. 몇몇 기관에서, 아이 소 루 레인 흡입은 짧은 회복 시간을 위해 이용 되 고 대체 무감각 선택15로 고려 되어야 합니다.
쇄 골 정 맥의 위치는 도 4에 나타내 었 다. 정 맥의 얇은 벽과 저압 때문에, 쇄 골 정 맥의 전방 및 후방 벽은 바늘이 전진 하는 동안 바늘의 압력 하에 서로 부착 됩니다 (그림 5a). 플런저를 천천히 거꾸로 철회 하는 동안, 부착 된 벽은 자발적으로 분리 되 고, 바늘의 끝이 용기의 진정한 공동에 진입 할 수 있었고 혈액은 지속적인 부 압 하에서 주사기로 배출 될 수 있습니다 (그림 5b). 진공 혈액 수집 시스템의 사용16 또한 혈액 수집을 선호 수 있습니다. 생쥐의 쇄 골 정 맥의 직경이 상대적으로 작기 때문에 숙련 된 운전자 에게도 고장이 발생할 수 있습니다. 초보자를 위해, 우리는 보고 된 쥐에 쇄 골 정 맥 천자를 권장11. 쥐에서 여러 성공적인 펑크 시도 후, 쥐에서 쇄 골 정 맥 천자의 성공률은 크게 향상 될 수 있었다. 정확한 천공 위치는 쇄 골 뼈의 중간에 꼬리 있는지 확인. 위쪽으로 움직이는 바늘과 우수한 흉 골에 두개골은 성공적인 펑크를 보장 하는 다른 핵심 포인트입니다.
결론적으로, 쇄 골 정 맥 천자는 생쥐의 혈액 채취를 위한 안전 하 고 효과적인 방법입니다. 꼬리 정 맥 절단 및 복고풍 궤도 신경 총 혈액 수집 외에도이 방법은 실행 가능 하 고 안전 하며 마우스의 여러 시간 지점에서 관측 연구에 적합 합니다.

마우스에서 혈액 샘플 수집은 대부분의 연구 실험실에서 필수적입니다. 마우스에서 혈액 수집을 위한 종래의 접근법은 샘플의 100 µ L 미만이 필요한 경우 꼬리 절단이 필요하다. 그러나, 비 말단 시간 지점에서 혈액의 100 µ L 이상이 요구 되는 경우에, 레트로바이러스, 턱 밑 출혈 또는 정신 혈액 수집은 가장 일반적으로 고려 되는 기술2입니다. 어떤 경우에, 외과 적 절 개를 통한 경 정 맥 도관은 대안적인 방법3으로 채택 되었다.
그럼에도 불구 하 고, 상기 방법은 생쥐에 게 유해 합니다. 우리의 지식의 최고에, 레트로 궤도 방법은 합병증의 잠재적인 위험 때문에 널리 받아들여지지 않는다4,5. 수술 관련 외상은 가시 영역 (6)에서 발생 뿐만 아니라, 깊이 궤도 내에서6. 게다가, 턱 아래 혈액 수집은 스트레스가8 이 고 과도 한 출혈2,9와 관련 될 수 있습니다. 우리의 이전 연구10,11에 기초 하 여, 여기에 우리는 쥐에 있는 쇄 골 정 맥에서 혈액 수집을 위한 새로운 전략을 소개 합니다. 이 기술을 사용 하 여 안전, 타당성 및 얻은 혈액 부피를 제시 하 고 논의 합니다.

<table><tbody><tr><td>1.0 mL 주사기</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75 % 에탄올</td><td>약학과, Central South University의 두 번째 Xiangya 병원</td><td>, Central South University의 두 번째 Xiangya 병원 약학과, Central South Univesity</td><td></td></tr><tr><td>접착 테이프</td><td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Germany)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td></td><td>마취</td><td></td><td></td>전자 저울용 캔버스 장갑</tr><tr><td></td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, Guangdong Province, China)</td><td>KP-3000</td><td></td></tr><tr><td>제모제</td><td>France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (광저우, 광동성, 중국)</td><td>8281744</td><td></td></tr><tr><td>헤파린(사용 농도 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU)</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (난징, 장쑤성, 중국)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>생쥐</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, Hunan Province, China)&nbsp;</td><td>쿤밍 spcies</td><td></td></tr><tr><td>바늘, 26G, 0.45mm x 16mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>펜토 바르비탈 나트륨 (사용 용액 1 %)</td><td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr><tr><td>생리 식염수, 100mL</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, Hunan Province, China)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>stastical software</td><td>국제 비즈니스 머신</td><td>SPSS 통계 25</td><td></td></tr><tr><td>튜브, 2 mL</td><td>후베이 Jinxing 기술 및 Development Co. Ltd (중국 후베이 성 우한)</td> <td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

생쥐의 쇄 골 정 맥 천자를 통한 혈액 채취

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

마우스는 인간의 질병과 인간의 건강을 연구 하기 위한 가장 중요 한 포유류 모델입니다. 그러나, 쥐에서 혈액 샘플 수집은 연구 작업에서 도전적입니다. 꼬리 혈액 수집은 소량의 혈액 샘플이 필요할 때 인기 있는 방법입니다. 많은 양의 혈액이 필요 하지만이 혈액 수집 방법은 윤리적 문제가 있는 경우 궤도 동맥을 고려할 수 있습니다. 이전에는 쥐에서 쇄 골 정 맥 천자를 통해 혈액 샘플 수집의 타당성과 안전성을 입증 했으며, 여기에서이 방법이 쥐에 사용 될 수 있는지 여부를 조사 합니다. 이 방법은 생쥐의 혈액 채취에 안전 하 고 실용적 이라고 보고 합니다. 생쥐의 쇄 골 정 맥 천자를 통한 혈액 채취는 일상적인 연구 작업에서 편리한 방법이 될 수 있다.

이 과정을 10 번의 쿤밍 마우스에서 반복 하였다 (남성 n=5, 암컷 n=5, 중량 25.4 ± 2.0 g). 오른쪽에 9 개의 절차가 성공 했습니다. 한 케이스는 오른쪽에 있는 3 개의 시도에서 실패 하 고 혈액 수집은 왼쪽에 성공 했습니다. 시간 과정 (펑크에서 필요한 혈 중 량을 얻기까지)이 35-126 초 (평균 68.4 ± 26.4 s)에 해당 합니다. 혈액 채취 량은 약 200 µ L (평균 203 ± 11.6 µ L)으로 설정 하였다. 혈액 수집은 1 ~ 4 회 시도에 성공 했습니다. 혈액 샘플링은 두 마우스의 첫 번째 시도에 성공 하 고 한 번의 마우스에서 4 시도 후; 샘플링은 다른 마우스에서 2-3 시도를 했다. 모든 데이터는 표 1에 예시 하였다. 모든 동물은 혈액 채취 후 30 분 이내에 생존 하 고 회복 했습니다. 모든 관찰 된 매개 변수에 대 한 남녀 사이에 큰 차이가 없었다 (표 1).
<img alt="실험실 마우스 주사 절차, 주사기 바늘, 장갑 손잡이, 실험 설정." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> 그림 1 : 복 강 내 주사를 통한 전신 마 취 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="마우스 연구 설정; 파란색 표면에 검사를 위해 부착된 마우스에서 수술 절차를 테스트합니다." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> 그림 2 : 마우스의 부정사 위치. 참고: 여백 및 마우스 사이의 거리는 2-4 cm입니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="마우스 마취 설정, 주사 방법, 생의학 실험, 수술 전 준비, 실험실 연구." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> 그림 3 : 펑크 사이트와 운전자 손의 자세. 오른손의 링 핑거는 뒤로 이동 하 여 부 압을 형성 합니다. 왼손은 피부와 피하 조직을 고정 하기 위해 펑크 부 위에 횡 방향으로 배치 됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="흉골상와, 쇄골골, 쇄골하정맥 경로를 보여주는 마우스 해부학도." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> 그림 4 : 쇄 골 조류 정 맥의 위치, 골 지 뼈 및 우수한 흉 선 포 사. 쇄 골의 정 맥에 있는 코스는 골 지 뼈 아래에 있으며 수 페리 어 포 사 아래에 있는 수 페리 어에 게 배출 됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="채혈 과정을 위한 카테터 삽입을 보여주는 동맥혈 샘플링 다이어그램." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> 그림 5 : 시 술 중 용기 벽과 바늘 사이의 관계. (A) 쇄 골 정 맥의 벽은 바늘이 앞으로 이동함에 따라 서로 부착 되므로 혈액이 인출 될 수 없습니다. (B) 바늘을 뒤로 후퇴 시키면서, 벽은 서로 분리 되 고 피는 밖으로 인출 될 수 있다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>변수</td>
			<td>합계 (n=10)</td>
			<td>수 놈 (n=5)</td>
			<td>암컷 (n=5)</td>
			<td>P 값</td>
		</tr>
<tr>
<td>본체 중량 (g)</td>
			<td>25.3 ± 2.2</td>
			<td>25.3 ± 3.0</td>
			<td>25.4 ± 1.3</td>
			<td>0.926</td>
		</tr>
<tr>
<td>혈액 량 (μ l)</td>
			<td>203.0 ± 11.6</td>
			<td>208 ± 13.0</td>
			<td>198 ± 8.4</td>
			<td>0.187</td>
		</tr>
<tr>
<td>시간 코스</td>
			<td>68.4 ± 26.4</td>
			<td>70.6 ± 35.1</td>
			<td>66.2 ± 18.0</td>
			<td>0.809</td>
		</tr>
<tr>
<td>인출</td>
			<td>2.3 ± 0.9</td>
			<td>2.4 ± 1.1</td>
			<td>2.2 ± 0.8</td>
			<td>0.760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">모든 관찰 된 매개 변수에 대 한 중요 한 성 차이가 없었다, 모든 P 값은 0.05 &gt;.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 남녀 간의 관찰 된 매개 변수

여기서, 우리는 마우스의 쇄 골 정 맥 으로부터 혈액 샘플을 채취 하는 프로토콜을 제시 한다.

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

쥐에서 서브 클라비아 정맥 구멍을 통해 혈액 수집. 마우스에서 혈액 샘플 수집은 대부분의 연구 실험실에서 필수적이다. 마우스의 혈액 수집을 위한 전통적인 접근은 100 마이크로리터 견본이 필요한 때 꼬리 절단입니다.그러나, 비단말 시점에서 100개 이상의 마이크로리터가 필요한 경우, 레트로 궤도, 형량 출혈 또는 과형 혈액 수집이 가장 일반적으로 고려되는 기술이다. 일부 위치에서경정맥 절개 또는 카테터화는 대체 방법으로 채택되었다. 그럼에도 불구하고, 위의 방법은 마우스에게 상처를 줍니다.우리의 공식적인 연구에 기초하여, 여기에서 우리는 마우스에 있는 subclavian 정맥에서 혈액 수집을 위한 새로운 경제적이고 온화한 전략을 소개합니다. 안전성과 타당성, 그리고 이 기술로 혈액량을 획득하여 제시되고 논의된다. 전신 마취 후, 마우스를 supine 위치에 놓습니다.75%에탄올로 적외선 공간을 청소하십시오. 천자 전에 쇄골과 상골 포사를 확인합니다. 쇄골 중간에 있는 천자 부위를 식별합니다.바늘을 우월하고 위쪽으로 위로 움직인다. 3~4밀리미터 앞으로 이동한 후 주사기에 음압을 유지하고 천천히 바늘을 다시 그립니다. 혈액은 철수하는 동안 주사기로 배출됩니다.혈액 수집 후, 출혈을 중지하려면 1 ~ 2 분 동안 부드럽게 펑크 사이트를 누릅니다. 바늘, 전자 스케일, 헤파린 및 식염수와 연결된 75%에탄올, 접착 테이프, 상피 제, 튜브, 1.0 밀리리터 주사기를 포함한 필수 재료를 준비합니다. 만족스러운 전신 마취 후, 마우스를 수술대에 올려놓고 테이블 가장자리에서 2~4센티미터 떨어진 곳에 배치하여 정맥 구멍을 용이하게 합니다.그림 2와 같이 팔다리를 편안한 자세로 고정합니다. 전체 절차에서 삽관이나 기계적 환기가 필요하지 않았습니다. 면 봉면으로 적외선 공간 주변에 상피 제를 적용하십시오.3 분 후, 젖은 면봉으로 에필링 제를 씻고 털과 눈에 보이는 먼지를 제거합니다. 75%에탄올로 적외선 공간을 살균한 다음 깨끗한 거즈로 건조시다. 한 손가락으로 쇄골 뼈와 상골 포세의 위치를 식별합니다.천자 부위를 쇄골 뼈 의 중간에 가깝게 찾아 서 그것에 붙잡혔다. 왼쪽 검지 손가락을 천공 부위에 넣어 피부와 피하 조직을 고치게 합니다. 두개골에 바늘을 위로 이동 하여 수프라스네 알 포사쪽으로 누른다.바늘이 피하 조직에 들어가면 오른손의 링 핑거가 뒤로 움직여야 음압을 형성해야 합니다. 주사기를 3~4밀리미터 앞으로 이동하지만 주사기에 혈액 배출이 없다면 멈춥니까. 그런 다음 주사기를 천천히 다시 끌어내고 부정적인 압력을 유지합니다.대부분의 경우 혈액은 다시 그리는 과정에서 주사기에 들어갑니다. 혈액이 주사기에 들어가면 주사기를 고정하고 주사기에서 필요한 양의 혈액이 수집 될 때까지 음압을 유지하십시오. 혈액 수집 후, 펑크 바늘을 철회하고, 출혈을 중지하기 위해 1 ~ 2 분 동안 약간 면봉으로 펑크 부위를 누릅니다.혈액 샘플을 헤파린 튜브로 옮기습니다. 우리는 10 퀴미 마우스에서이 절차를 반복했다. 9개의 절차가 오른쪽에 성공했습니다.한 번은 오른쪽에서 세 번의 시도에서 실패했고, 혈액 수집은 왼쪽에서 성공했다. 시간 과정은 35초에서 126초 사이입니다. 혈액 수집 량은 약 200 마이크로 리터로 설정되었습니다.혈액 수집은 1 ~ 4 번의 시도로 성공했습니다. 혈액 샘플링은 2개의 마우스에 있는 첫번째 시도에서, 및 다른 마우스에 있는 2- 3시도에서 1개의 마우스에 있는 4개의 시도에서 성공했습니다. 모든 데이터는 표 1에 설명되었습니다.모든 동물은 살아남았고, 혈액 샘플링 후 30 분 이내에 회복되었습니다. 관찰된 모든 매개 변수에 대한 섹스 사이에는 큰 차이가 없었습니다. 결론적으로, 서브클라비아 정맥 천자는 마우스에서 혈액 수집을 위한 안전하고 효과적인 방법입니다.꼬리 정맥 절단 및 복고풍 궤도 신경총 혈액 수집 외에,이 방법은 마우스의 여러 시점에서 관측 연구에 적합하고 가능합니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

여기, 선물이 쥐 하 정 맥에서 혈액 샘플을 수집 하는 프로토콜.

쥐에서 혈액 샘플 컬렉션의 대체 방법으로 빵 꾸 하 정 맥

이 연구 보고 안경 돋보기와 진공 추출 튜브 시스템을 사용 하 여 쥐에서 꼬리 정 맥에서 혈액 샘플링 합니다. 우리의 방법은 연습을 쉽게 이며 쥐에 반복 혈액 샘플링에 사용 될 수 있었다.

진공 혈액 수집 시스템 및 안경 돋보기와 비 취 쥐의 꼬리 정 맥에서 혈 수정된

본 프로토콜은 쥐의 쇄골 하 정맥으로부터 혈액을 수집하는 간단하고 효율적인 방법을 기술한다. 마취 없이 빠르고 시기적절하며 쉽게 식별할 수 있는 샘플링이 가능하며 반복적인 샘플 수집을 통해 고품질 혈액을 얻을 수 있습니다.

의식 쥐의 쇄골 하 정맥에서 반복적 인 혈액 샘플링

여기에서는 마취 없이 쥐에서 빠르고 안전하며 반복적인 채혈을 가능하게 하는 효과적인 쥐 제한과 쇄골하 정맥 천자 방법의 조합을 제시합니다.

의식이 있는 쥐의 쇄골하 정맥 혈액 샘플링

여기에서는 란셋을 사용한 안면 정맥 천자를 통해 쥐 피험자의 최적화된 채혈 기술을 위한 프로토콜을 제시합니다. 우리는 유세포 분석 평가와 함께 이 기술을 사용하여 형질전환, 선천성 및 리포터 균주의 세포 표현형을 특성화합니다. 혈청 사이토카인 분석 및 당뇨병 연구에도 적합합니다.

쥐 채혈을 위한 안면 정맥 정맥 천자

쇄골하 심장 천자는 마우스에서 말기 혈액을 채취하는 간단하고 신뢰할 수 있는 방법입니다. 조작이 쉽고 고순도 샘플을 보장합니다.

쥐에서 쇄골하 천자를 통한 심장 혈액 수집

인간 패혈증 연구에 유용한 도구로 cecal 내고 주사의 마우스 모델입니다.

Cecal 내고의 찔린 절차

신생아 생쥐의 중추 신경계에 치료 요원들을 소개하는 뇌 (intracerebroventricular)와 (정맥 주사) 2) 체계로 : 1)이 문서 분사의 두 가지 방법을 보여줍니다.

마우스에 Intracerebroventricular을 통해 치료 대리점 납품 (ICV)과 정맥 (IV) 사출

바이오 마커는 질병이나 건강의 직접 측정 한 생물학적 지표입니다. 인구 및 사회 과학, 바이오 마커, 전송을 쉽게 얻을 수 있으며, 분석 할 필요가있다. 말린 혈액 스팟 (DBS) 컬렉션이이 요구 사항을 충족, 높은 응답 속도로 현장에서 수집하고 생체의 다양한 분석 할 수 있습니다.

건강 바이오 마커의 혈액 스팟 컬렉션 인구 연구에의 참여를 극대화하기 위해 건조

Intravital 현미경 검사는 동물에서 망막 혈관 직경, 혈류 속도 및 총 망막 혈류를 시각화하고 측정하는 데 사용할 수 있습니다.

생쥐의 망막 혈류에 대한 Intravital Video Microscopy 측정

배우세요 생쥐 쇄골정맥 천자를 통한 혈액 채취 방법으로, 약 200마이크로리터의 혈액을 안전하게 수집할 수 있습니다. 이 기술은 동물 복지를 고려한 경제적이고 부드러운 대안으로, 반복적인 혈액 샘플링이 필요한 관찰 연구에 적합합니다.

생쥐의 쇄 골 정 맥 천자를 통한 혈액 채취

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