Name: 유기체 배양을 사용하여 마우스 전립선 상피 세포의 분화 능력 평가 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-22T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 38 s
Description: 배우세요 마우스 전립선 상피 세포의 3D 오가노이드 배양법을 통해 분화 능력을 평가하는 방법을. 단백질 라이세이트 수집과 전체 마운트 공초점 현미경 기술을 활용하여 생물학적 메커니즘을 연구할 수 있습니다.

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PDC와 JMG는 루스 L. 커슈슈타인 국가 연구 서비스 상 GM007185에 의해 지원됩니다. JAD는 T. 하슨과 사울 마르티네즈 장학금에 수여 (R25GM055052)의 국립 국립 연구소의 일반 의학 연구소에 의해 지원됩니다. ASG는 스피처 가족 재단 기금과 길 엔다우먼트의 지원을 받고 있습니다. 이 작품은 미국 암 학회 (RSG-17-068-01-TBG), 국방부 (W81XWH-13-1-0470), 마가렛 E에 의해 지원되었다. 초기 의학 연구 신탁, NIH/NCI (전립선암의 P50CA092131/UCLA SPORE), 로즈 힐스 재단, UCLA의 존슨 종합 암 센터, 브로드 줄기 세포 연구 센터, 임상 및 중개 과학 연구소 및 비뇨기과 종양학 연구소의 지원.

여기에 설명된 모든 방법은 로스앤젤레스 캘리포니아 대학의 기관 검토 위원회의 승인을 받았습니다.
참고: 그림 1에는이 백서에 설명된 접근 방식을 설명하는 회로도가 제공됩니다.
1. 형광 활성화 세포 선별 (FACS)을 사용하여 마우스 기저 및 발광 전립선 상피 세포를 분리 - 타이밍 : 30 분
참고: 어둠 속에서 1.3-1.5 단계를 수행합니다.
<ol><li>로손 외16에기재된 바와 같이 총 마우스 전립선으로부터 세포를 해리한 후, 세포를 FACS 튜브로 옮기고 해리매액의 100 μL에서 0.1-5 x 106 세포를 다시 중단한다(표1).</li>
	<li>CD45, CD31, Ter-119, EpCAM 및 CD49f : 다음과 같은 직접 공액 1 차 항체의 적절한 볼륨을 추가합니다.</li>
	<li>20 분 동안 빛으로부터 보호 된 얼음에 배양하십시오. 참고: 얼룩이 없고 단일 염색된 대조군을 위해 총 해리 된 세포의 10 %를 사용하는 것이 좋습니다. 이러한 컨트롤은 분류에 대한 올바른 보정 및 전압을 설정하는 데 필요합니다.</li>
	<li>각 샘플에 해리 매체 1 mL을 첨가하여 항체 칵테일을 담금질합니다. 실온(RT)에서 800 x g에서 5분 동안 원심분리하여 세포를 펠렛하고 흡인하여 상류자를 제거한다.</li>
	<li>1 μg/mL 4', 6-디아미디노-2-페닐린달(DAPI)을 함유하는 해리매의 적절한 부피(1 x 106세포당 250 μL)로 세포를 재중단시. FACS로 진행합니다. 마우스 기저 및 발광 전립선 상피 세포의 격리를 입증하는 유세포 분석 플롯은 도 2에예시되어 있다.</li>
</ol>2. 1 차 마우스 오르가노이드 문화에 정렬 된 전립선 상피 세포를 도금 - 타이밍 : 2-3 H (폴리 HEMA 코팅 플레이트 준비 제외)
참고: 플레이트는 매트릭스 겔 아래 웰의 표면에 2D 콜로니 형성을 방지하기 위해 폴리 HEMA로 코팅된다. 폴리-HEMA 코팅 플레이트를 1일 전에 준비하여 정렬된 기저 또는 발광 전립선 상피 세포를 마우스 오르가노이드 배양으로 도금합니다. 감소된 성장 인자 매트릭스 겔의 1 mL aliquots를 해동, 이하 매트릭스 겔로 지칭, 얼음에 2 시간 전에 단계 2.1. Y-27632(ROCK 억제제)는 2.1단계 직전에 마우스 오르가노이드 매체에 첨가되어야 한다. 얼음에 2.1-2.8 단계를 수행합니다.
<ol><li>800 x g에서 원심분리에 의해 5 mL 둥근 바닥 튜브에서 세포를 4°C에서 5분 동안 펠렛하고 상월체를 흡인한다.</li>
	<li>500 μL의 마우스 오르가노이드 매체로 세포 펠릿을 세척(표 2)14.</li>
	<li>펠렛 세포를 800 x g에서 4°C에서 5분 동안 원심분리하고 상월체를 흡인한다.</li>
	<li>1,000 세포 /μL의 세포 밀도에서 마우스 오르가노이드 매체에 다시 중단하십시오.</li>
	<li>마스터 믹스를 준비하려면 마우스 오르가노이드 매체에 부유한 상피 세포를 매트릭스 겔과 혼합하여 25% 세포/매질 및 75% 매트릭스 겔을 포함하는 최종 혼합물을 생성합니다. 기저 세포는 일반적으로 100-2,000 세포/80 μL의 농도로 도금되는 반면, 발광 세포는 일반적으로 2,000-10,000 세포/80 μL의 농도로 도금됩니다. 도금 된 셀의 밀도는 예상 재료 수집 일 및 원하는 다운스트림 응용 프로그램에 따라 다릅니다. 참고: 마스터 믹스 준비 5분 전에 적절한 크기의 튜브를 식힙니다. 매트릭스 겔이 취급하는 동안 경화되지 않도록 하려면 매트릭스 겔을 새 튜브로 옮기기 전에 매트릭스 겔을 3-4회 파이펫팅하여 파이펫 팁을 냉각시키는 것이 중요합니다.</li>
	<li>24웰 플레이트의 웰당 매트릭스 젤/셀 혼합물 80 μL을 첨가합니다. 폴리 HEMA 코팅과의 직접적인 접촉을 피하면서 우물의 하반부에 액적을 피펫팅하는 것이 좋습니다. 매트릭스 겔을 추가한 후, 플레이트를 소용돌이돌려 매트릭스 겔/셀 혼합물이 우물 의 테두리 주위에 고리를 형성할 수 있도록 한다.</li>
	<li>24웰 플레이트를 매트릭스 겔이 부분적으로 경화되도록 10분 동안 37°C 5%CO2 인큐베이터 우측에 놓습니다. 참고: 인큐베이터에 24웰 플레이트를 배치한 직후 37°C에서 마우스 오르가노이드 매체를 온난화하기 시작한다.</li>
	<li>10 분 동안 배양 한 후, 24 웰 플레이트를 거꾸로 뒤집고 매트릭스 젤이 완전히 굳어질 수 있도록 추가로 50 분 동안 배양하십시오.</li>
	<li>350 μL의 미리 온난한 마우스 오르가노이드 매체를 각 우물의 중앙에 떨어뜨립니다. 참고: 매트릭스 겔의 무결성을 유지하기 위해, 매염을 첨가하면서 매트릭스 겔 링을 피하는 것이 중요하다.</li>
	<li>매체를 첨가한 후, 24웰 플레이트를 37°C 5%CO2 인큐베이터로 되돌린후.</li>
</ol>3. 마우스 오르가노이드 미디어 보충 — 타이밍: 24웰 플레이트당 10-15분
참고: 기존 미디어는 48시간마다 새로운 매체로 교체해야 합니다. 각 미디어가 변경되기 전에 마우스 오르가노이드 미디어를 미리 따뜻하게 합니다. 보충에 사용되는 미디어에 ROCK 억제제를 추가할 필요는 없습니다.
<ol><li>매트릭스 젤 링을 피하면서 24 웰 플레이트를 45° 각도로 기울이고 p1000 파이펫을 사용하여 각 웰의 중앙에서 기존 용지를 부드럽게 제거합니다.</li>
	<li>2.9단계에서와 같이 350 μL의 미리 온난마우스 오르가노이드 매체를 첨가합니다. 주요 영양소와 성장 인자의 급속한 고갈을 방지하기 위해 5 일 이상 배양 된 오르가노이드에 더 많은 양의 미디어 (최대 1 mL)를 추가하는 것이 좋습니다.</li>
</ol>4. 웨스턴 블롯 분석을 위한 전립선 오르가노이드에서 단백질 용해물 추출 — 타이밍: 2.5-4 H
참고: 단백질 용해성 추출을 위한 오르가노이드를 수집하기 전에, 미리 온난디스파스 함유 매체를 준비하고 준비한다(표 1).
<ol><li>3.1단계에서뿐만 아니라 각 미디어에서 미디어를 제거합니다.</li>
	<li>오르가노이드를 수집하기 위해, 전체 링이 빠질 때까지 매트릭스 겔 링에 직접 디스파스 함유 매체 1 mL을 피펫팅하여 매트릭스 겔을 반복적으로 폭발시키고, 1.5 mL 마이크로센트리퓨지 튜브로 옮김을 한다. 참고: 폴리-HEMA 코팅 웰과의 직접적인 접촉을 피하는 것이 중요합니다. 직접 접촉은 세포 생존에 부정적인 영향을 미칠 수있는 Poly-HEMA로 수집 된 물질의 오염을 일으킬 수 있습니다.</li>
	<li>1.5 mL 미세원원지 튜브(들)를 37°C 5%CO2 인큐베이터에 30분 내지 1시간 동안 배치하여 디스파스에 의해 매트릭스 겔의 완전한 소화를 허용한다.</li>
	<li>펠렛 오르가노이드를 RT에서 800 x g에서 5분 동안 원심분리하고 마이크로파이펫을 사용하여 상상체를 제거한다.</li>
	<li>인산염 완충 식염수(PBS)를 오르가노이드 펠릿에 넣고 부드럽게 쓸어넘기면서 다시 돌릴 수 있습니다. 참고: 오르가노이드 펠릿을 충분히 재중단시키지 않으면 잔류 디스파스 또는 매트릭스 겔로 오르가노이드 물질의 오염이 발생할 수 있다.</li>
	<li>RT에서 5 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 마이크로 파이펫을 사용하여 상위를 제거합니다.</li>
	<li>각 튜브를 드라이 아이스와 메탄올을 함유한 용액에 넣어 오르가노이드 펠릿을 빠르게 동결시. 튜브를 -80°C에서 나중에 사용할 때까지 보관하십시오. 대안적으로, 추출물 단백질은 4.6단계 바로 다음에 해내한다.</li>
	<li>단백질 용해 완충액의 100 μL에서 오르가노이드 펠릿을 다시 일시 중단(표 1)포장 된 세포 볼륨의 10 μL 당. 플릭하여 다시 일시 중단합니다. 참고: 빠른 동결 후 재개하는 경우, 인산염 및 프로테아제 활성을 방지하기 위해 용해 완충액을 즉시 시료에 추가해야 하므로 -80 °C에서 샘플을 제거하기 전에 단백질 용해 완충액이 해동되도록 하십시오.</li>
	<li>적어도 45 분 동안 얼음에 단백질 용해 완충제에 샘플을 배양. 참고: 핵 단백질 회복의 효율성을 높이기 위해 얼음에 배양하기 전에 초음파 처리하는 것이 좋습니다. 그러나 초음파 처리는 필요하지 않습니다. 초음파 처리가 수행되지 않으면 4.10 단계로 진행하십시오.<ol>
<li>초음파 처리하려면 젖은 얼음에 튜브를 잠수하고 소닉 디스메브레이터의 끝을 미세 원심 분리튜브 의 외부에 부드럽게 적용하십시오. 20 kHz에서 40 s에 대한 초음파.</li>
	</ol>
</li>
	<li>확립된 프로토콜에 따라 서부 블롯으로 진행합니다.</li>
</ol>5. 전체 마운트 공초점 현미경 검사법에 의한 면역 조직 화학 분석을위한 전립선 오르가노이드 고정 및 염색
<ol><li>
24 웰 플레이트에서 전립선 오르가노이드 수집 — 타이밍: 45-60분 참고: 공초점 현미경 검사법을 위해 처리하기 위하여 전립선 오르가노이드를 수집할 때, 그들의 구조물을 유지하기 위하여 주의하여 취급하는 것이 중요합니다. 아래의 수집 프로토콜은 격리 하는 동안 유기 체 구조의 중단을 줄이기 위해 설계 되었습니다.<ol>
<li>3.1단계에서뿐만 아니라 각 미디어에서 미디어를 제거합니다.</li>
		<li>37°C 5%CO2 인큐베이터에서 30분 동안 500 μL의 디스파제 함유 매폐(표1)로배양하여 매트릭스 겔을 소화한다.</li>
		<li>미세 원심 분리튜브에 소화 된 오르가노이드 현탁액을 수집하고 RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리하여 오르가노이드를 펠렛하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
전립선 오르가노이드의 전체 마운트 면역 형광 염색 — 타이밍: 3-4 일 (1-5 시간 /일)
	<ol>
<li>PBS에 4% 파라포름알데히드의 500 μL을 넣고 부드러운 흔들림으로 RT에서 2시간 동안 배양합니다.</li>
		<li>RT에서 800 x g에서 3 분 동안 원심 분리로 오르가노이드를 펠렛하고 상류물을 제거하고 부드러운 흔들림으로 15 분 동안 PBS 1 mL로 펠릿을 씻으십시오.</li>
		<li>5.2.2 단계에서와 같이 펠릿을 2회 더 세척합니다.</li>
		<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다. 차단 솔루션에 1 μg/mL DAPI를 추가합니다(표1). RT에서 2 시간 동안 배양하거나 부드러운 흔들림으로 4 °C에서 밤새 배양하십시오.</li>
		<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다. 1차 항체(토끼 항-p63, 마우스 항-시토케라틴 8)를 차단 용액에 넣고 4°C에서 밤새 배양하고 부드러운 흔들림으로 배양한다.</li>
		<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다. 펠릿을 1 mL의 PBS로 15분 동안 부드럽게 흔들어 주세요.</li>
		<li>5.2.6 단계에서와 같이 펠릿을 2회 더 세척합니다.</li>
		<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다. 이차 항체(염소 항토끼 IgG-Alexa Fluor 594, 염소 항 마우스 IgG-Alexa Fluor 488)를 차단 용액에 넣고 부드러운 흔들림으로 4°C에서 밤새 배양한다.</li>
		<li>RT에서 800 x g에서 3 분 동안 원심 분리로 오르가노이드를 펠렛하고 상류물을 제거하고 부드러운 흔들림으로 15 분 동안 PBS 1 mL로 펠릿을 씻으십시오.</li>
		<li>5.2.9 단계에서와 같이 펠릿을 2회 더 세척합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. 전체 마운트 공초점 현미경 검사법용 스테인드 전립선 오르가노이드의 조직 정리 및 장착 — TIMING: 7 H
<ol><li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다.</li>
	<li>PBS에 30% 자당의 1 mL을 1% 트리톤 X-100으로 넣고 RT에서 부드러운 흔들림으로 2시간 동안 배양합니다.</li>
	<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다.</li>
	<li>PBS에 45% 자당의 1 mL을 1% 트리톤 X-100으로 넣고 RT에서 부드러운 흔들림으로 2시간 동안 배양합니다.</li>
	<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리에 의해 오르가노이드를 펠렛하고 상류를 제거합니다.</li>
	<li>PBS에 60% 자당의 1 mL을 1% 트리톤 X-100으로 넣고 RT에서 부드러운 흔들림으로 2시간 동안 배양합니다.</li>
	<li>RT에서 3 분 동안 800 x g에서 원심 분리하여 오르가노이드를 펠렛하고 상수의 95 %를 제거합니다. 참고: 자당의 농도가 높아지면 펠릿이 느슨해집니다. 자외선 아래에서 DAPI 염색 된 오르가노이드를 관찰하여 상층부 제거 중에 손실되지 않은지 확인하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>남은 현탁액의 10-20 μL 액적을 챔버 커버슬립으로 옮기고 공초점 현미경으로 진행한다. 참고: 커버슬립 조각은 스페이서로서 사용할 액적의 양쪽에 배치될 수있다(도 4C). 이들은 표지슬립이 물방울 위에 놓일 때 오르가노이드가 붕괴되는 것을 방지합니다.</li>
</ol>

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<li>Chua, C. W., Shibata, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+luminal+epithelial+progenitors+can+generate+prostate+organoids+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Single luminal epithelial progenitors can generate prostate organoids in culture.</a> Nature Cell Biology. 16 (10), 951-961 (2014).</li>
</ol>

저자는 공개 할 것이 없다.

전립선 상피 세포 분화는 정상 전립선 생물학2,3,4,5,6,7 및 질병 생물학8,10,11,12모두에 연루되어 있다. 그러나 이 프로세스의 마스터 레귤레이터는 정의되지 않은 상태로 유지됩니다. 전립선 상피 세포 분화의 주요 조절기를 식별하는 것은 그것을 모델링하기 위하여 잘 확립된 문맥의 부재 때문에 부분적으로 어려웠습니다. 2D 단층 배양은 분화11,12를모델링하는데 사용될 수 있지만, 이러한 맥락은 복잡한 전립선 미세환경을 재화하지 못한다. 또한, 모델 차별화에 생체 내 컨텍스트는 조작하기 어렵기 때문에 기계론적 연구에 자신을 빌려주지 않습니다. 따라서, 조작하기 쉬운의 식별, 아직 생리학적으로 관련된 맥락, 분화를 연구하는 것은 중요하다.
전립선 오르가노이드 모델은 기저에서 발광 분화에 대한 기저체가 발생하는 우아한 생체 내 맥락을 나타낸다. 전립선 오르가노이드를 확립하는 방법은 잘 확립된 14; 그러나 이러한 메서드의 추가 최적화가 필요합니다. 또한 분석을 위해 전립선 오르가노이드를 수확하고 준비하는 접근법은 명확하게 설명되지 않습니다. 이 논문은 마우스 전립선에서 유기체 배양으로 분리된 판상피 세포에 대한 접근법을 설명합니다. 이 접근법은 (1) 오르가노이드 형성 동안 2D 콜로니의 발생을 방지하고, (2) 미디어 보충 동안 매트릭스 젤에 대한 중단의 위험을 감소시키고, (3) 오르가노이드를 보다 효과적으로 계산할 수 있게 한다. 또한,이 원고는 서양 얼룩 분석, 또는 전체 마운트 공초점 현미경 검사법에 대한 준비를위한 오르가노이드를 수확하는 접근 방식을 설명합니다. 중요한 것은, 공초점 현미경 검사법을 위한 오르가노이드를 준비하는 데 이용된 접근은 그것의 기간을 통해 오르가노이드의 손상의 본래 구조를 유지합니다, 이는 심상 취득의 앞에 오르가노이드 손상을 감소시킵니다. 전부, 기술된 접근은 전립선 오르가노이드 분석의 기능을 확장합니다.
특히, 기저 및 발광 세포의 오르가노이드 형성 능력은 각각의 인구를 격리하는 데 사용되는 방법, 및 배양 조건에 의해 모두 변경될 수 있습니다. 이 분석에서 사용된 오르가노이드 배양 조건은 카르타우스 외13에의해 처음 기술되었다. 카르타우스 외. 기저 세포는 더 높은 오르가노이드 형성 능력을 가지고 있다고보고 한 반면 (15%) 발광 세포(1%)13,Chua 등은 뚜렷한 절연 방법 및 배양 조건을 사용하여 발광 세포(0.2-0.3%)가 있다고 보고했습니다. 기저세포(0.03%)보다 오르가노이드 형성 능력이20%더 높다. 전반적으로, Karthaus 등. 에 의해 기술된 방법은 기저 및 발광 세포 둘 다를 위한 더 높은 organoid 형성 비율로 이끌어 내고, 아마 기저 및 발광 세포를 격리하기 위하여 이용된 접근에 있는 다름을반영합니다 13,발광 세포에서 organoid 대형에 대하여 편견하는 배양 조건과는 반대로. 이 원고에 기술된 프로토콜이 다능한 발광 선조또는 헌신적인 발광선조로부터의발광 오르가노이드 형성을 선호하는지 여부는 불분명합니다 9. 시기 와 비용 금지, 생체 내 계보 추적 연구는 유기 성 분석에서 해명 뚜렷한 전립선 상피 계보와 관련된 선조 기능을 검증하는 데 사용할 수 있습니다.
발달, 분화 및 변환과 같은 프로세스는 전립선 생물학과 관련이 없을 뿐만 아니라 뇌, 폐, 내장, 췌장 및 간을 포함한 다른 조직의 생물학과도 관련이 있습니다. 설명된 방법은 전립선뿐만 아니라 광범위한 조직에서 이러한 과정을 연구하기 위해 오르가노이드 모델의 활용을 용이하게합니다.

기저 및 발광 세포는 전립선 상피1의대부분을 포함한다. 리니지 트레이싱 연구는 이러한 세포 유형이 성인 마우스2에서뚜렷한 선조에 의해 우세하게 지속된다는 것을 밝혔다; 그러나, 기저 전구체로부터의 발광 분화는 발달3,4,조직 재생5,염증6,7 및 전립선암 개시2,8을포함한 여러 맥락에서 관찰되었다. 더욱이, 신흥 데이터는 다능한 발광 선조뿐만 아니라 발광 에 전능한 선조9의존재를 지원합니다. 전이성 전립선암에서, AR 의존성 발광 계보로부터 기저 및 신경 내분비 기능을 가진 AR-무관심 혈통으로의 분화는 안드로겐 통로 억제제10,11,12에대한 내성의 점점 더 인정되는 메커니즘을 나타낸다. 따라서, 정상 생리학에서 분화가 연루됨에 따라, 암 개시 및 치료에 대한 내성, 전립선 상피 세포 분화의 주요 분자 조절기를 해명하는 것이 중요하다.
마우스 전립선 오르가노이드 모델은 전립선 상피 세포 분화를 연구하는 우아한 생체 내 문맥으로등장9,13,14. 이 분석에서, 개별 상피 세포는 1 주 안에 기저 세포와 발광 세포를 모두 포함하는 선 구조를 생성하는 3D 매트릭스로 도금됩니다. 오르가노이드 배양으로 세포를 도금하기 위한 기존 접근법은 오르가노이드를 효율적으로 생성하는 데 사용될 수 있지만, 이러한 접근법은 추가최적화(14)를필요로 한다. 전립선 오르가노이드 배양과 관련된 주목할 만한 과제는 (1) 분석으로부터 Matrigel(매트릭스 겔) 아래에 형성되는 2차원(2D) 콜로니를 제외하고, (2) 매질의 변화 동안 매트릭스 겔의 무결성을 유지하고, (3) 오르가노이드를 정확하게 계수하는 것을 포함한다. 이 논문은 마우스 전립선에서 분리된 상피 세포에서 오르가노이드를 생성하는 접근법을 간략하게 설명합니다. 설명된 접근법은 2D 콜로니의 발생을 방지하기 위해 폴리(2-하이드록세틸 메타크릴레이트)(Poly-HEMA)를 가진 코팅 판을 수반한다. 게다가, 세포는 매트릭스 젤 디스크보다는 매트릭스 젤 반지로 도금되고, 이는 매체를 바꾸고 오르가노이드를 세는 것을 덜 도전하게 합니다. 이 기술은 연구원이 어떻게 유전 변경 또는 작은 분자가 분화와 같은 중요한 프로세스를 바꾸기 전에, 또는 도중, 유기체 대형이 어떻게 소개되는지 더 쉽게 조사하는 것을 허용합니다.
전체 마운트 공초점 현미경 검사법에 의한 서쪽 얼룩 또는 면역 조직 화학 분석을 위한 전립선 오르가노이드의 수확은분화13에귀중한 기계론적인 통찰력을 제공할 수 있습니다, 그러나 그 같은 기술에 대한 오르가노이드를 준비하는 잘 확립된 프로토콜은 부족합니다. 이 원고는 (1) 단백질 용해물 또는 (2) 공초점 현미경 검사법에 대한 고정 및 염색에 대한 오르가노이드를 수확하는 방법을 설명합니다. 중요한 것은, 전립선 오르가노이드를 고정하고 염색하기 위해 기술된 접근법은 기존 방법과 관련하여 상당히 개선된다. 이들은 단면도 오르가노이드(15)에의존하는 동안, 이 원고에 기술된 방법은 견본 준비 도중 오르가노이드 손상으로부터 보호하는 것을 돕는 손상되지 않은 오르가노이드를 이용합니다. 조합에서 사용될 때, 서쪽 얼룩 및 공초점 현미경 검사법은 분화의 분자 조정기로 귀중한 통찰력을 제공할 수 있습니다. 또는 이러한 접근 방식을 사용하여 개발 및 변환과 같은 다른 프로세스를 모델링할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&마이크로;-Dish 35 mm, 고</td><td>ibidi</td><td>81156</td><td></td></tr><tr><td>16% 파라포름알데히드</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>50-980-487</td><td></td></tr><tr><td>4',6-디아미디노-2-페닐린돌(DAPI)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>A83-01</td><td>Tocris</td><td>2939</td><td></td></tr><tr><td>Advanced DMEM/F-12</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12634010</td><td></td></tr><tr><td>APC/Cy7 anti-mouse CD326 (Ep-CAM) 항체, 100 &mu; g</td><td>BioLegend</td><td>118218</td><td></td></tr><tr><td>B-27 보충제(50개), 무혈청</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>Complete Protease Inhibitor Cocktail</td><td>Sigma</td><td>11836145001</td><td></td></tr><tr><td>(DiHydro)testosterone (5&alpha;-Androstan-17&beta;-ol-3-one)</td><td>Sigma</td><td>A-8380</td><td></td></tr><tr><td>Dispase II, Powder</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17-105-041</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F8667</td><td></td></tr><tr><td>FITC anti-mouse CD31 항체 (0.5 mg/mL, 50 &mu; g)</td><td>BioLegend</td><td>102405</td><td></td></tr><tr><td>FITC anti-mouse CD45 항체 (0.5 mg/mL, 50 &mu; g)</td> <td>BioLegend</td><td>103107</td><td></td></tr><tr><td>FITC 안티 마우스 TER-119 / 적혈구 세포 항체 (0.5 mg / mL, 50 &mu; g)</td> <td>BioLegend</td><td>116205</td><td></td></tr><tr><td>염소 안티 마우스 IgG-Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A28175</td><td></td></tr><tr><td>염소 안티 토끼 IgG-Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>A11012</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>35050061</td><td></td></tr><tr><td>Halt Phosphatase Inhibitor</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>78428</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel GFR 멤브레인 매트릭스</td><td>코닝</td><td>CB-40230C</td><td></td></tr><tr><td>마우스 안티 사이토케라틴 8</td><td>BioLegend</td><td>904804</td><td></td></tr><tr><td>N-아세틸-L-시스테인</td><td>시그마</td><td>A9165</td><td></td></tr><tr><td>노모신</td><td>써모 피셔 사이언티픽</td><td>ant-nr-1</td><td></td></tr><tr><td>PE anti-human/mouse CD49f 항체</td><td>BioLegend</td><td>313612</td><td></td></tr><tr><td>페니실린-스트렙토마이신(10,000 U/mL)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15-140-122</td><td></td></tr><tr><td>폴리(2-하이드록시에틸 메타크릴레이트) (폴리-HEMA)</td><td>Sigma</td><td>P3932-25G</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit anti-p63</td><td>BioLegend</td><td>619002</td><td></td></tr><tr><td>Radioimmunoprecipitation assay (RIPA)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>PI89901</td><td></td></tr><tr><td>재조합 인간 EGF, 무동물</td><td>PeproTech</td><td>AF-100-15</td><td></td></tr><tr><td>재조합 인간 Noggin</td><td>PeproTech</td><td>120-10C</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 매체, HEPES (10의 cs)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>22400105</td><td></td></tr><tr><td>Sonic Dismembrator</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>FB120</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S0389-500G</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>X100-5ML</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632 dihydrochloride (ROCK 억제제)</td><td>Selleck 화학</td><td>S1049-50MG</td><td></td></tr></tbody></table>

유기체 배양을 사용하여 마우스 전립선 상피 세포의 분화 능력 평가

Evaluating the Differentiation Capacity of Mouse Prostate Epithelial Cells Using Organoid Culture

전립선 상피는 기저 세포와 발광 세포의 우세하게 구성됩니다. 생체 내 계보 추적은 개발, 조직 재생 및 변형 동안 마우스 전립선 기저 및 발광 세포의 분화 능력을 정의하는 데 활용되어 왔다. 그러나, 계보 추적 접근법을 사용하여 전립선 상피 분화 용량의 세포 내재 및 외인성 조절제를 평가하는 것은 종종 광범위한 번식을 필요로 하며 비용 부담이 될 수 있다. 전립선 오르가노이드 분석에서, 기저 및 발광 세포는 전립선 상피 ex 생체를 생성한다. 중요하게도, 원발성 상피 세포는 임의의 유전적 배경또는 마우스의 마우스로부터 3차원(3D) 배양으로 도금되기 전이나 후에 임의의 수의 소분자로 치료된 마우스로부터 분리될 수 있다. 분화 능력의 평가를 위한 충분한 재료는 7-10일 후에 생성된다. (1) 웨스턴 블롯에 의한 단백질 분석및 (2) 전체 마운트 공초점 현미경으로 손상되지 않은 오르가노이드의 면역 조직 화학 적 분석을 위한 기저 유래 및 발광 유래 오르가노이드의 수집은 연구원이 생체 내 분화를 평가할 수 있게 합니다 전립선 상피 세포의 용량. 조합에서 사용될 때, 이 2개의 접근은 유전 또는 약리학 조작에 응하여 전립선 기저 및 발광 세포의 분화 능력에 관하여 상보적인 정보를 제공합니다.

전립선 상피 세포는 마우스 오르가노이드 배양으로 도금되어 오르가노이드를 형성하며, 이는 하류 분석을 위한 준비 전에 수확된다(그림1).
기저 및 발광 상피 세포는 FACS를 사용하여 단리된다. DAPI+ 세포를 배제하고 린+세포(CD45, CD31, Ter119)를 고갈한 후, 기저 및 광도 세포는 EpCAM 및 CD49f의 차분발 발현에 기초하여 구별된다(도2). 유기 체양 배양으로 플레이트 전립선 기저 및 발광 세포를 설명하는 접근 방식은 수반 : (1) 매트릭스 겔 링으로 세포를 도금, 및 (2) 폴리 HEMA와 우물코팅. 고리로 도금은 이전에 Agarwal 외9에기술되었습니다. 이러한접근법(그림 3A)을활용하여 연구자들은 매질의 둘레를 따라 서거노이드를 보다 쉽게 카운트하면서 매트릭스 겔을 보다 쉽게 피할 수 있다(3단계). 폴리-HEMA를 가진 코팅 우물은 망막 오르가노이드(17)에있는 2D 식민지 대형을 방지하기 위하여 보였습니다; 그러나, 이 접근법은 전립선 오르가노이드 모델에서 활용되지 않았다. 중요한 것은, 폴리-HEMA(표3)로코팅웰을 하여 오르가노이드 형성을 방해하지 않고 2D 콜로니의 발생을 제거한다(도3B). 이러한 변형은 전립선 오르가노이드 분석법의 기능을 확장합니다.
기저 및 발광 세포는 뚜렷한 형태와 오르가노이드를 형성한다(그림 4A). 대부분의 기저 유래 오르가노이드는 배양 7일 후 크기(100-300 μm 직경)와 유사하지만, 발광 유래 오르가노이드는 상당한 이질성(30-450 μm 직경)을 나타낸다. 또한, 대부분의 기저 유래 오르가노이드는 다층 상피에 둘러싸인 루멘을 포함(그림 4A, 상단),반면 발광 유래 오르가노이드는 중공에서 형태학 범위, 단층 상피고체로, 운하화하지 않는 세포의 다층 코드(그림 4A, 아래쪽). 위에서 설명한 접근법은 하류 분석을 위한 오르가노이드를 준비하기 위해(단계 4, 5), 이러한 표현형 차이가 계보 마커 발현의 차이를 반영하는지 여부를 조사하는 데 사용되었다. 서양 얼룩 분석은 기저 및 발광 유래 오르가노이드가 기저 및 발광 1 차 세포와 관련된 특징을 유지하는 것으로 나타났습니다. 기저 유래 오르가노이드는 기저 마커 시토케라틴 5(K5)의 상부를 발현하는 반면, 발광 유래 오르가노이드는 광마커 사이토케라틴 8(K8)의 상부를 발현한다(도4B). 기저 및 발광 마커는 모두 벌크 집단에서 기저 및 발광 유래 오르가노이드에서 검출되었으며, 아마도 분화의암시(도 4B).
우리는 기저 유래 오르가노이드에서 계보 마커 발현을 특성화하고 형태학적으로 뚜렷한 발광 유래 오르가노이드가 그대로 유기체를 염색하고 공초점 현미경 검사법을 수행함으로써 마커 발현에 차이가 있는지 여부를 결정하려고했습니다(그림 4D). 기저 유래 오르가노이드는 기저 마커 p63의 높은 수준을 발현하는 외부 층을 가진 다층 상피와 발광 마커 K8 (p63hi,K8mid)및 P8의 검출 가능한 수준 및 높은 수준의 K8 (p63lo,K8hi)의내부 층을 포함하였다(도 4D, 상단). K8에 대해 단층 발광 유래 오르가노이드의 모든 세포가 긍정적으로 염색되었지만, 선택된 세포만 핵 p63(그림4D, 아래)을함유하였다. 이 데이터는 서양 얼룩 또는 공초점 현미경 검사법에 의하여 분석을 위한 organoids를 수확하고 준비하는 접근을 확인하고 그것으로 분화를 포함하여 중요한 세포 프로세스를 공부하는 organoid 분석결과의 기능을 확장합니다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60223/60223fig1.jpg"> 그림 1: 수집 및 분석을 위한 전립선 오르가노이드를 생성하는 회로도 예시 워크플로우. 총 마우스 전립선은 해리되고 기저 및 발광 전립선 상피 세포는 확립된프로토콜(18,19)을통해 형광 활성화 세포 선별에 의해 단리된다. 마우스 오르가노이드 및 매트릭스 겔의 혼합물에서 현탁된 기저 또는 발광 세포는 매트릭스 겔 링으로 도금된다. 배양의 5 7 일 후에, 유기노이드는 서쪽 얼룩 또는 공초점 현미경 검사법에 의하여 분석을 위해 수확됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60223/60223fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60223/60223fig2.jpg"> 도 2: 형광 활성화 세포 선별(FACS)을 사용하여 마우스 기저 및 발광 전립선 상피 세포의 분리. 마우스 전립선에서 해리 된 세포는 DAPI로 염색되어 죽은 세포와 살아있는 것을 구별하고 표면 항체를 구별하여 FACS 이전에 기저와 발광 세포를 구별합니다. 왼쪽 = DAPI- 셀에 게이트. FSC-A = 정방향 분산. 중앙 = 린에 게이트- 세포 (CD45로,CD31로,Ter119로). SSC-A = 측면 분산. 오른쪽 = 기저 세포 (Bas) (EpCAMhi,CD49fhi),루미날 셀 (Lum) (EpCAMhi,CD49f중간). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60223/60223fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60223/60223fig3.jpg"> 그림 3: 마우스 전립선 오르가노이드의 확립. (a)24웰 플레이트의 웰에서 매트릭스 겔 링을 생성하는 도식예 접근법. (B)대표적인 위상 대조 이미지 오르가노이드(3D 성장 평면) 및 2차원 콜로니(2D 성장 평면)는 전립선 상피 세포를 코팅되지 않은(Poly-HEMA(-)) 또는 코팅(Poly-HEMA(+)) 24웰 플레이트로 도금한 후 7일 후에 형성되었다. 2D 성장 평면 내의 박스영역은 오른쪽에 확대됩니다. 배율 막대 = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60223/60223fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60223/60223fig4.jpg"> 그림 4: 웨스턴 블롯 및 전체 마운트 공초점 현미경 검사법에 의한 전립선 오르가노이드의 계보 마커 발현 분석. (A)7일 배양 후 기저 유래(상단) 및 발광 유래(아래) 오르가노이드의 대표적인 위상 대조 이미지. 스케일 바 = 100 μm.(B)배양 5일 후 기저 유래(Bas) 및 발광 유래(Lum) 오르가노이드의 서양 블롯 분석. 기저 마커, 시토케라틴 5(K5) 및 발광 마커, 시토케라틴 8(K8) 및 로딩 제어, 히스톤 H3(HH3)에 대한 염색. (C)스페이서와 챔버 커버 슬립을 보여주는 회로도. (D)대표적인 차등 간섭 콘트라스트(DIC) 및 기저 유래(상부) 및 발광 유래(하단) 오르가노이드의 면역형광 이미지는 7일 배양 후. p63 (빨강), K8 (녹색) 및 DAPI (파란색)에 대 한 염색 을 개별적으로 병합 합니다. 배율 막대 = 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60223/60223fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">조리법</td>
		</tr>
<tr>
<td>디스파스 함유 미디어</td>
			<td>고급 DMEM F12에서 1 mg/mL 디스파제 + 10 μM ROCK 억제제. 0.22 μm 필터를 사용하여 필터 살균.</td>
		</tr>
<tr>
<td>해리 매체</td>
			<td>RPMI 1640에서 10 % FBS + 1 x 페니실린 - 스트렙토 마이신. 0.22 μm 필터를 사용하여 필터 살균.</td>
		</tr>
<tr>
<td>단백질 라기스 완충제</td>
			<td>RIPA 완충제 + 인산염 억제제 + 프로테아제 억제제</td>
		</tr>
<tr>
<td>차단 솔루션</td>
			<td>0.2% 트리톤 X-100으로 PBS에서 10% FBS</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 주요 솔루션 준비에 대한 지침입니다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>구성 요소</td>
			<td>농도</td>
		</tr>
<tr>
<td>B-27</td>
			<td>1x (50x 농축액에서 희석)</td>
		</tr>
<tr>
<td>글루타맥스</td>
			<td>1x (100x 농축액에서 희석)</td>
		</tr>
<tr>
<td>N-아세틸-L-시스테인</td>
			<td>1.25 mM</td>
		</tr>
<tr>
<td>노르모신 ("것")</td>
			<td>50 μg/mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>재조합 인간 EGF, 동물 무료</td>
			<td>50 ng/mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>재조합 인간 노긴</td>
			<td>100 ng/mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>R-스폰딘 1-컨디셔닝 미디어</td>
			<td>10% 컨디셔닝 된 미디어</td>
		</tr>
<tr>
<td>A83-01</td>
			<td>200 nM</td>
		</tr>
<tr>
<td>Dht</td>
			<td>1 nM</td>
		</tr>
<tr>
<td>Y-27632 디하이드로클로라이드 (ROCK 억제제)</td>
			<td>10 μM</td>
		</tr>
<tr>
<td>고급 DMEM/F-12</td>
			<td>베이스 미디어</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">R-spondin 1-컨디셔닝된 매체는 드로스트, 외13에기재된 바와 같이 생성된다. 모든 성분을 첨가한 후 0.22 μm 필터를 사용하여 마우스 오르가노이드 매체를 살균합니다. ROCK 억제제는 오가노이드의 문화 확립 및 통과 중에만 첨가됩니다.</td>
		</tr>
</tbody></table>표 2: 마우스 오르가노이드 의 제조를 위한 지침.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">폴리 헤마 코팅 플레이트 를 준비하기위한 프로토콜</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td>50 mL 98 % EtOH에 0.25 g의 폴리 헤마를 추가하십시오. 쉐이커에 37°C에서 폴리 헤마를 용해시다. 이 프로세스는 적어도 4 시간이 걸립니다.</td>
		</tr>
<tr>
<td>2</td>
			<td>0.22 μm 필터를 사용하여 폴리 HEMA를 살균하는 필터.</td>
		</tr>
<tr>
<td>3</td>
			<td>24웰 플레이트의 웰당 폴리-HEMA 용액 200 μl을 첨가합니다.</td>
		</tr>
<tr>
<td>4</td>
			<td>폴리-HEMA를 첨가한 후 24웰 플레이트에서 뚜껑을 제거하고 용액이 하룻밤 사이에 증발할 수 있도록 하십시오.</td>
		</tr>
<tr>
<td>5</td>
			<td>각각 잘 PBS로 두 번 씻고 최종 세척 후 보관하기 전에 우물이 완전히 건조되었는지 확인하십시오. 참고: 세척 중 폴리-HEMA 코팅을 방해하면 상피 세포를 유기체 배양으로 도금하면 2차원 성장에 기여할 수 있습니다. 폴리 헤마 코팅 웰의 손상을 방지하려면 세척 하는 동안 파이펫 팁과 직접 접촉 하지 마십시오. 폴리-HEMA 코팅 웰의 무결성은 파이펫 팁에 의해 폴리-HEMA가 긁히지 않는 한 그대로 유지됩니다.</td>
		</tr>
<tr>
<td>6</td>
			<td>폴리-HEMA 코팅 플레이트는 최대 2주 동안 4°C에서 보관할 수 있다. 참고: 보관 전에 파라필름에 포장플레이트를 포장하면 오염 위험이 줄어듭니다.</td>
		</tr>
</tbody></table>표 3: 폴리 HEMA 코팅 플레이트의 제조를 위한 프로토콜.

마우스 전립선 오르가노이드는 분화를 조절하는 메커니즘을 평가하는 유망한 맥락을 나타낸다. 이 논문은 전립선 오르가노이드를 확립하기 위한 개선된 접근법을 설명하고, (1) 오르가노이드로부터 단백질 용해액을 수집하고, (2) 전체 마운트 공초점 현미경검사법에 대한 수정 및 얼룩 오르가노이드를 수집하는 방법을 소개합니다.

The prostate epithelium is comprised predominantly of basal and luminal cells. In vivo lineage tracing has been utilized to define the differentiation ...

3D 오르가노이드 시스템은 2D assays보다 생리적으로 더 관련이 있는 것으로 간주되며, 그렇지 않으면 취득하기가 어려울 생물학에 대한 귀중한 정보를 제공할 수 있습니다. 이것은 우리가 생체 내 접근을 사용하는 것보다 더 적은 시간과 상당히 낮은 비용으로 약리학 및 유전 조작을 시험할 수 있는 적응형 시스템입니다. 매트릭스 평가판은 실온에 도달하면 고체화되기 때문에 처리하기가 매우 까다롭습니다.그것은 액체일 때만 파이펫을 통해 그릴 수 있으며 얼음 위에 유지해야합니다. 링의 무결성을 유지하는 것이 중요합니다. 구조가 중단되면 오르가노이드 성장에 부정적인 영향을 미칠 수 있으며 미디어를 변경할 때 재료를 쉽게 잃을 수 있습니다.텍스트 프로토콜에 설명된 바와 같이 마우스 기저 및 발광 전립선 상피 세포의 준비와 함께이 절차를 시작합니다. 마우스 오르가노이드 미디어의 500 마이크로리터에서 세포 펠릿을 세척한 다음 마이크로리터 당 1, 000 세포의 세포 밀도로 펠릿을 다시 중단합니다. 마스터 믹스를 준비하려면 마우스 오르가노이드 미디어에 매달려 있는 상피 세포를 매트릭스 젤과 혼합하여 25%의 세포와 75%의 매트릭스 젤을 포함하는 최종 혼합물을 생성합니다.다운스트림 적용에 따라, 기저 세포는 전형적으로 80 마이크로리터 당 100 에서 2, 000 세포의 농도로 도금되는 반면, 발광 세포는 80 마이크로리터 당 2, 000 에서 10, 000 세포의 농도로 도금됩니다. 각 세포 혼합물에 대해, 24웰 플레이트의 웰 당 매트릭스 젤의 80 마이크로리터를 추가합니다. 파이펫은 폴리 헤마 코팅과의 직접적인 접촉을 피하면서 우물 벽의 하반부에 액적.매트릭스 젤을 추가한 후, 매트릭스 젤 세포 혼합물이 우물의 테두리 주위에 링을 형성할 수 있도록 플레이트를 소용돌이시다. 24웰 플레이트를 섭씨 37도, 5%C02 인큐베이터 오른쪽에 10분 동안 올려 매트릭스 젤이 부분적으로 경화되도록 합니다. 10분 동안 배양한 후 24웰 플레이트를 거꾸로 뒤집어 50분 간 추가로 배양하여 매트릭스 젤이 완전히 굳어지게 합니다.그런 다음, 미리 따뜻워진 마우스 오르가노이드 미디어 드롭 와이즈의 350 마이크로리터를 각 웰의 중앙에 첨가합니다. 미디어를 추가한 후 24웰 플레이트를 인큐베이터에 반환합니다. 마우스 오르가노이드 매체를 보충하려면 24웰 플레이트를 45도 각도로 기울이고 매트릭스 젤 링을 피하면서 P1000 파이펫을 사용하여 각 웰의 중심에서 기존 미디어를 부드럽게 제거합니다.이전과 같이 미리 따뜻해지는 마우스 오르가노이드 미디어 350 마이크로리터를 추가합니다. 주요 영양소와 성장 인자의 급속한 고갈을 방지하기 위해 5 일 이상 배양 된 오르가노이드에 더 많은 양의 미디어를 추가하는 것이 좋습니다. 이전과 마찬가지로 각 미디어에서 미디어를 제거합니다.오르가노이드를 수집하려면, 전체 링이 빠질 때까지 미리 따뜻워진 디스파스 함유 매체의 1밀리리터를 매트릭스 젤 링에 직접 피펫팅하여 매트릭스 젤을 반복적으로 폭발시다. 1.5 밀리리터 마이크로 원심분리기 튜브로 빠진 매트릭스 젤 오르가노이드 혼합물을 전달한다. 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 완전한 소화에 따라 오르가노이드 펠릿에 인산염 완충식식염을 추가하고 부드럽게 플릭하여 다시 중단합니다.실온에서 5분 동안 800회 G에서 원심분리로 오르가노이드를 펠렛하고 마이크로 파이펫을 사용하여 상퍼를 제거합니다. 포장 된 세포 부피의 10 마이크로 리터 당 단백질 용해 버퍼의 100 마이크로 리터에서 오르가노이드 펠릿을 다시 중단합니다. 다시 일시 중단하는 플릭.이제 젖은 얼음에 튜브를 잠그고 소닉 비엠블레이터의 끝을 마이크로 원심분리기 튜브 의 바깥쪽에 부드럽게 적용하여 오르가노이드를 초음파 처리합니다. 20킬로헤르츠에서 40초 동안 초음파 처리한 후 확립된 프로토콜로 서부 블로팅으로 진행합니다. 24웰 플레이트에서 전립선 오르가노이드를 수집하려면 전과 마찬가지로 각 에서 미디어를 제거하십시오.37도, 5%CO2 인큐베이터에서 30분 동안 디스파스 함유 매체 500 마이크로리터를 배양하여 매트릭스 젤을 소화합니다. 마이크로 원심 분리기 튜브에서 소화된 오르가노이드 서스펜션을 수집합니다. 이어서, 실온에서 3분 동안 800회 G에서 원심분리에 의한 오르가노이드를 펠릿하고, 상류체를 제거한다.전립선 오르가노이드의 전체 마운트 면역 형광 염색을 수행하려면 먼저 PBS에 4 % 파라 포름알데히드의 500 마이크로 리터를 추가하십시오. 부드러운 흔들림으로 실온에서 2 시간 동안 오르가노이드를 배양하십시오. 텍스트 프로토콜에 설명된 바와 같이 펠릿을 세척한 후 차단 용액에 DAPI 얼룩의 밀리리터당 1마이크로그램을 추가하고 실온에서 2시간 동안 배양합니다.이 단계에서 인큐베이션 중에 빛으로부터 샘플을 보호합니다. 이전과 같이 오르가노이드의 원심 분리에 따라, 차단 용액에 1 차 항체를 추가하고 부드러운 흔들림과 섭씨 4도에서 하룻밤 을 배양. 오르가노이드를 다시 펠릿으로 만들고, 부드러운 흔들림으로 15분 동안 PBS 1밀리터로 펠릿을 씻습니다.이 세탁 절차를 두 번 반복하십시오. 그런 다음 차단 용액에 이차 항체를 추가하고 부드러운 흔들림으로 섭씨 4도에서 하룻밤 동안 배양합니다. 인큐베이션에 따라, 골라기를 펠릿, 그리고 추가 두 번 펠릿을 세척.1%트리톤 X-100을 펠릿 오르가노이드에 1%트리톤 X-100으로 PBS에 30%의 자당 1밀리리터를 넣습니다. 그런 다음 부드러운 흔들림으로 실온에서 2 시간 동안 배양하십시오. 오르가노이드를 다시 펠릿한 후 PBS에 1mm의 45% 자당을 1%트리톤 X-100으로 넣고 실온에서 2시간 동안 부드럽게 흔들어 줍니다.그런 다음, 1 %트리톤 X-100PBS에서 60 %의 자당 1 밀리리터를 추가하는 것을 제외하고는 절차를 반복하십시오. 실온에서 3분 동안 800회 G에서 원심분리로 오르가노이드를 펠릿하고, 상류체의 95%를 제거합니다. UV 빛 아래의 펠릿을 관찰하여 상퍼를 제거하는 동안 분실되지 않은지 확인합니다.자당의 농도가 높아짐에 따라 펠릿이 느슨해집니다. 나머지 서스펜션의 10~20마이크로리터를 챔버 커버슬립으로 옮기고 공초점 현미경 검사법을 진행한다. 기저 및 발광 세포는 뚜렷한 형태를 가진 오르가노이드를 형성합니다.대부분의 기저 유래 오르가노이드는 배양에서 7일 후에 크기가 비슷하지만, 발광 유래 오르가노이드는 상당한 이질성을 나타낸다. 또한, 대부분의 기저 유래 오르가노이드는 다층 상피에 둘러싸인 루멘을 함유하고 있는 반면, 발광 유래 오르가노이드는 단일 층 상피가 있는 중공에서 항중 으로 항성하지 않는 다층 된 세포 로 고체에 이르기까지 형태학에 구역이 있습니다. 서양 얼룩 분석은 기저 및 발광 유래 오르가노이드가 기저 및 발광 1 차 세포와 관련된 특징을 유지한다는 것을 밝혔습니다.기저 유래 오르가노이드는 기저 마커 사이토케라틴 5의 상부를 표현하는 반면, 발광 유래 오르가노이드는 광막 마커 사이토케라틴 8의 상부를 표현한다. 기저 및 발광 마커 는 대량 인구에서 기저 및 발광 유래 오르가노이드에서 검출되었으며, 아마도 분화의 암시일 수 있습니다. 기저 유래 오르가노이드는 다층 상피를 함유하고 있으며, 외부 층은 기저 마커 p63의 높은 수준을 발현하고, 내층은 검출할 수 없는 수준을 갖는다.외부 층은 또한 발광 마커 사이토케라틴 8의 적당한 수준을 표현하고, 내부 층은 높은 수준을 가지고 있습니다. 1층 발광 유래 오르가노이드의 모든 세포가 사이토케라틴 8에 대해 긍정적으로 염색되지만, 선택 된 세포만이 핵 p63를 함유했다. 요가노이드 배양으로 세포를 도금하기 전에 경화하지 않도록 매트릭스 젤을 취급할 때주의를 기울여야 합니다.현미경 검사법에 사용되는 DAPI는 피부 자극을 일으킬 수 있습니다. 자외선도 유해할 수 있습니다. 적절한 개인 보호 장비가 필수적입니다.우리는 RNA 순서를 수행하기 위해 오르가노이드에서 RNA를 수집 할 수 있으며, 이는 유전자 발현 프로필이 오르가노이드 형성 중 또는 조작에 대한 응답으로 어떻게 변화하는지 에 대해 알려줄 것입니다. 이 모델은 전립선 분야가 상피 생물학의 근본적인 측면을 연구하고 개발 및 차별화에 있는 레귤레이터를 확인하기 위하여 재현가능한 ex vivo 분석이 있는 가능하게 했습니다.

evaluating-differentiation-capacity-mouse-prostate-epithelial-cells

Research

연구

JoVE Journal

Cancer Research

암 연구

이 비디오에서는 매트릭스 겔링 기반 배양 기술을 사용하여 분리된 마우스 전립선 상피 세포를 배양하는 방법을 보여줍니다. 이 접근법은 유전적 또는 약리학적 조작에 반응하여 3D 선상 구조를 형성하기 위한 전립선 상피 세포의 분화 능력에 대한 보완적인 정보를 제공할 수 있습니다.

전립선 오가노이드 분석법(Prostate Organoid Assay): 전립선 상피 세포의 분화 능력을 연구하기 위한 매트릭스 겔 링 기반 생체 외 배양 기술

이 비디오에서는 기저막 매트릭스 고리에서 배양된 전립선 오가노이드에서 단백질 용해물을 추출하는 방법을 보여줍니다. 추출된 단백질 분획을 분석하면 오가노이드의 계통 마커 발현을 연구하는 데 도움이 될 수 있습니다.

단백질 용해물 추출: 세포 단백질을 수집하기 위해 오가노이드를 용해하는 기술

유전자 조작된 생쥐 전립선 암 메커니즘을 조사를 위해 유용한 모델이 있습니다. 여기를 식별 하 고 마우스 비뇨 생식 기 시스템에서 전립선 엽 해 부, 조직학에 따라 구분 하 고 분리 다운스트림 분석에 대 한 spheroids로 기본 전립선 세포에는 생체 외에서 문화 프로토콜 선물이.

식별, 조직학 특성화 및 체 외 3D 회전 타원 체 문화 모델에 대 한 마우스 전립선 돌출부의 해 부

여기, 우리 인간의 기본 전립선 organoid 처리 안내 다음 끝점 표현 형을 평가 하는 것이 좋습니다 프로토콜을 제시. 시드, 문화 유지 보수, 매트릭스 젤에서 복구 형태 론 적 정량화, 포함 및 단면, FFPE 단면, 전체 마운트 얼룩, 및 상업적인 분석의 응용 프로그램 설명 합니다.

처리 및 인간의 기본 전립선 Organoid 문화에 대 한 평가

우리는 전립선 종양 해부에 초점을 맞춘 마우스 전립선 암 모델의 부검 및 해부를위한 방법을 보여줍니다. 마우스 전립선 종양 오르가노이드의 생성을 위한 단계별 프로토콜도 제시된다.

전립선암의 유전자 조작 마우스 모델에서 종양 오르가노이드의 생성

여기에 제시된 것은 전립선 상피 오르가노이드의 약리학적 반응을 연구하는 프로토콜이다. 오르가노이드는 생체 생물학과 밀접하게 유사하며 환자 유전학을 재현하여 매력적인 모델 시스템을 만듭니다. 전립선 오르가노이드는 야생형 전립선, 유전자 조작 마우스 모델, 양성 인간 조직 및 고급 전립선암에서 확립될 수 있습니다.

약리학적 반응에 유전형과 돌연변이 단면도를 번역하는 공구로 전립선 오르가노이드 문화

환자 BMPC 견본및 뼈 전이성 전립선암의 이종이식의 3차원 배양은 낭종, 스페로이드 및 복잡한, 종양 같이 organoids의 결과로 그들의 본래 종양의 기능적인 이질성을 유지합니다. 이 원고는 IFC를 사용하여 이기종 환자 유래 샘플 및 이들의 분석의 3D 배양에 대한 최적화 전략 및 프로토콜을 제공한다.

환자 전립선암 뼈 전이 표본 및 이종이식에서 파생된 3차원(3D) 오르가노이드의 설립 및 분석

전립선암 이질성과 치료 저항성은 여전히 과제로 남아 있습니다. 우리는 주요 부모 종양 특성을 보존하는 환자 유래 오가노이드(PDO)를 생성하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 이 표준화된 모델은 약물 스크리닝 및 정밀 의학 발전을 지원합니다.

환자 유래 전립선암 오가노이드의 확립 및 유지: 상세한 실험 프로토콜

이 프로토콜은 2D에서 성장된 쥐 전립선 오가노이드 기반 모델 생성을 설명합니다. 이 과정에는 오가노이드 해리, 세포 시딩, 분화, 상피 완전성 평가, 그리고 요로병원성 대장균에 의한 시험관 내 감염이 포함됩니다. 이 모델은 끝부분 접근성을 제공하며 숙주-병원체 상호작용 연구에 적합하여 전통적인 3D 오르가노이드 시스템의 한계를 극복합니다.

숙주-병원체 상호작용 연구를 위한 마우스 전립선 오가노이드 기반 모델 생성

이 프로토콜은 유세포분석, 면역염색, 오가노이드 배양 등 후속 분석을 위해 성체 암컷 쥐 요도의 상피 내막을 분리하는 최적화된 방법을 제시합니다. 이 방법들은 유세포 분석, 전체 장착 영상, 효율적인 오가노이드 형성 등으로 입증된 농축되고 생존 가능한 요도 상피 세포를 얻었습니다.

암컷 마우스 요도 상피를 단일 세포 및 면역형광 분석을 위한 최적화된 방법

배우세요 마우스 전립선 상피 세포의 3D 오가노이드 배양법을 통해 분화 능력을 평가하는 방법을. 단백질 라이세이트 수집과 전체 마운트 공초점 현미경 기술을 활용하여 생물학적 메커니즘을 연구할 수 있습니다.

유기체 배양을 사용하여 마우스 전립선 상피 세포의 분화 능력 평가

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