Name: LarvaSPA, 장기 시간 경과 이미징을 위한 초파리 유충을 장착하는 방법 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: 배우세요 LarvaSPA를 이용해 Drosophila 유충을 10시간 이상 장기 이미징하는 방법을. 말초 감각 신경원의 수상돌기 발달과 퇴행 과정을 실시간으로 관찰하여 신경 발달 역학을 연구할 수 있습니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

우리는 LarvaSPA 방법의 이전 버전을 설정 링펑 탕 감사합니다; 이미징 챔버의 초기 프로토 타입을 만들기위한 코넬 올린 홀 기계 가게에서 글렌 스완; 금속 프레임을 구성하고 PDMS 입방체 를 만들기에 대한 제안을 제공하기위한 필립 Isermann; 현미경에 접근을 위한 코넬 BRC 화상 진찰 시설 (NIH 교부금 S10OD018516에 의해 투자됨); 원고의 비판적 독서에 대한 마리아 사파르. 이 작품은 H.J.에게 수여 된 코넬 펠로우십에 의해 지원되었다; 코넬 스타트업 펀드와 NIH 보조금(R01NS099125 및 R21OD023824)은 C.H.H.J. 및 C.H.에게 수여되어 프로젝트를 구상하고 실험을 설계했습니다. H.J.는 실험을 수행하였다. H.J와 C.H.는 원고를 썼습니다.

1. 이미징 챔버 만들기
<ol><li>금속 프레임은 일반적인 기계 공장의 알루미늄 블록으로 구성할 수 있습니다. 프레임의 사양은 그림 1A에나와 있습니다.</li>
	<li>이미징 챔버를 구성하려면 긴 커버슬립(22mm x 50mm)과 UV접착제(그림 1A)를사용하여 금속 프레임의 바닥을 밀봉합니다. 핸드 헬드 UV 램프를 사용하여 UV 접착제를 경화.</li>
</ol>2. PDMS 입방체 만들기
<ol><li>PDMS 입방체에 대한 금형을 준비합니다.<ol>
<li>직사각형(80mm x 55mm) 페트리 접시 또는 원형 셀 배양 판의 내부 표면에 포장 테이프 층을 부착합니다. 1층(두께 0.063 mm)을 제2 스타 애벌레에, 2층(두께 0.126mm)을 초기 3인성 애벌레에 사용하거나, 3층(두께 0.189mm)을 후반 3층 애벌레(그림1B)에사용한다.</li>
		<li>면도날로 테이프를 특정 너비의 스트립으로 자르세요: 1층 테이프의 경우 1.5mm, 2층 또는 3층 테이프의 경우 2mm입니다. 스트립의 폭 과 두께는 최종 PDMS 입방체가 보유 할 수있는 애벌레의 크기를 결정합니다. 두 스트립 사이에 최소 5mm 의 공간을 둡니다. 공간을 덮는 테이프 레이어를 제거합니다(그림1B).</li>
		<li>끈적끈적한 테이프를 사용하여 플레이트 의 내부 표면에서 먼지를 제거합니다. 금형을 사용할 준비가 되었습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PDMS 믹스를 준비합니다.<ol>
<li>PDMS 염기 7 g과 경화제 0.7 g(10:1 비율)을 작은 용기에 완전히 섞습니다.</li>
		<li>용기를 진공 건조기에서 적어도 15분 동안 놓고 혼합물에서 공기를 제거합니다.</li>
		<li>1-2 mm 두께에 도달하기 위해 금형에 PDMS 혼합물 약 5.5 g을 천천히 붓습니다(그림 1B).</li>
		<li>PDMS 혼합물을 진공 건조기에서 적어도 15분 동안 다시 놓고 혼합물에서 남은 기포를 제거합니다. 파이펫 팁으로 마지막 몇 개의 거품을 부수게 합니다.</li>
		<li>65°C에서 2시간 동안 열 인큐베이터에서 평평한 표면에서 PDMS를 경화한다.</li>
		<li>면도날을 사용하여 금형 가장자리를 따라 경화 된 PDMS를 느슨하게하고 금형에서 분리하십시오. PDMS를 두 개의 큰 스티커 테이프 사이에 실온에서 보관하십시오.</li>
		<li>초기 및 후반 세 번째 instar 애벌레의 경우, 테이프 스트립에 의해 생성 된 홈을 배치하여 8 mm x 2mm x 1 mm 입방체 (그림 1B의점선을 따라)로 PDMS를 잘라 (단계 2.1.2) 입방체의 긴 측면의 중심에(그림 1B,C). 두 번째 인스타 애벌레의 경우, 입방체를 8mm x 1mm x 1mm로 자른다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 장기 시간 경과 이미징을 위한 애벌레 장착
<ol><li>상단 커버슬립을 준비하여 장착합니다.<ol>
<li>유충의 크기와 일치하는 홈여섯 PDMS 입방체를 선택합니다. 2.1.1단계, 2.1.2 및 2.2.7단계를 기준으로 PDMS의 권장 홈 및 크기를 따릅니다.</li>
		<li>끈적끈적한 테이프로 PDMS 표면에서 먼지를 제거합니다.</li>
		<li>나중에 PDMS 입방체를 고정하기 위해 긴 커버 슬립 (22mm x 50mm)에 양면 테이프 4 개 (12mm x 5mm)를 부착하십시오. 양면 테이프의 두 조각 사이의 공간은 PDMS 홈의 폭과 동일해야 합니다.</li>
		<li>각 PDMS 입방체의 홈에 UV 접착제의 작은 방울 (~ 1.2 μL)을 적용하고 커버 슬립에 양면 테이프 사이의 공간에 UV 접착제 의 여섯 방울을 추가합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>장착을 위해 애벌레를 준비합니다.<ol>
<li>한 쌍의 집게를 사용하여 애벌레를 물에서 청소하여 신체 표면에서 음식을 제거하십시오.</li>
		<li>깨끗한 애벌레를 작은 티슈 페이퍼에 뚜껑없이 작은 (35mm) 페트리 접시에 놓습니다. 작은 페트리 접시를 마른 티슈 페이퍼가 들어 있는 대형 페트리 접시에 넣습니다. 화학 후드에 플라스틱 이송 파이펫을 사용하여 이소플루란 8-12 방울 (160-240 μL)을 건조 티슈 페이퍼에 바르고 큰 페트리 접시의 뚜껑을 닫습니다.</li>
		<li>애벌레를 모니터링하는 동안 2-3 분 기다립니다. 입걸이 움직이지 않는 큰 페트리 접시에서 애벌레를 꺼내십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>동물을 마운트합니다.<ol>
<li>동물의 등쪽 의 등쪽 구조에 구조물을 이미지하려면 고정 된 유충을 커버 슬립의 양면 테이프 사이에 UV 접착제에 놓고 등쪽 표피절을 덮음 슬립을 향하게합니다.</li>
		<li>PDMS 블록으로 각 애벌레를 덮고 유충의 트렁크를 PDMS의 홈에 맞춥습니다. 머리와 유충의 꼬리를 PDMS 홈 바깥쪽에 둡니다. 접착제에 의해 애벌레의 첨탑을 차단하지 마십시오.</li>
		<li>홈에 힘을 가하지 않고 PDMS 블록의 끝을 양면 테이프에 누릅니다. 부드럽게 PDMS 아래 표피를 평평하게 하기 위해 애벌레의 꼬리를 당깁니다.</li>
		<li>높은 설정에서 휴대용 UV 램프를 사용하여 4 분 동안 UV 접착제를 경화하십시오 (약 0.07 mW / mm2). 주의: UV 램프를 사용하는 동안 안전 안경으로 눈을 보호하십시오.</li>
		<li>커버슬립을 거꾸로 뒤집고 3.3.4단계를 반복합니다.</li>
		<li>20 μL-30 μL의 물로 렌즈 용지(15mm x 30mm)를 적시세요. 이미징 챔버 의 하단에 촉촉한 렌즈 용지를 놓습니다(그림 1A, D).</li>
		<li>애벌레가 챔버의 내부를 향할 수 있도록 챔버에 덮개 슬립을 놓습니다. UV 접착제를 사용하여 커버 슬립의 양쪽 끝을 금속 표면에 부착하십시오(그림 1A, D). 유충의 등쪽은 공초점 현미경의 밑에 화상 진찰을 위해 준비됩니다(그림 1E).</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 이미징
<ol><li>적절한 현미경을 가진 이미지 애벌레. 이 프로토콜에 도시된 모든결과(그림 2, 도 3, 비디오 S2, 비디오 S3,및 비디오 S4)는40x(1.30 NA) 오일 스레커즈를 가진 공초점 시스템을 사용하여 획득하였다.</li>
</ol>5. 이미징 챔버 및 PDMS 입방체의 회복
<ol><li>이미징 후 렌즈 용지를 사용하여 상단 커버슬립의 오일을 제거합니다. 상단 커버슬립을 면도날로 커버슬립과 금속 프레임 사이의 공간으로 절단하여 상단 커버슬립을 금속 프레임에서 분리합니다. 이미징 챔버는 재사용할 준비가 되었습니다.</li>
	<li>PDMS 입방체를 상단 커버슬립에서 집게로 분리합니다. 끈적끈적한 테이프에 PDMS 입방체를 굴려 접착제 잔여물과 먼지를 제거합니다. PDMS 입방체는 재사용할 준비가 되어 있습니다.</li>
</ol>

<ol><li>Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tiling+of+the+Drosophila+epidermis+by+multidendritic+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons.</a> Development. 129 (12), 2867-2878 (2002).</li>
<li>Schmid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+site-specific+changes+of+glutamate+receptor+composition+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo.</a> Nature Neuroscience. 11 (6), 659-666 (2008).</li>
<li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72 (2), 202-230 (2011).</li>
<li>Daniele, J. R., Baqri, R. M., Kunes, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+axonal+trafficking+via+a+novel+live-imaging+technique+reveals+distinct+hedgehog+transport+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Analysis of axonal trafficking via a novel live-imaging technique reveals distinct hedgehog transport kinetics.</a> Biology Open. 6 (5), 714-721 (2017).</li>
<li>Csordas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+immunostaining+of+hemocyte+compartments+in+Drosophila+for+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">In vivo immunostaining of hemocyte compartments in Drosophila for live imaging.</a> PLoS One. 9 (6), 98191(2014).</li>
<li>Han, C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancer-driven+membrane+markers+for+analysis+of+nonautonomous+mechanisms+reveal+neuron-glia+interactions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Enhancer-driven membrane markers for analysis of nonautonomous mechanisms reveal neuron-glia interactions in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (23), 9673-9678 (2011).</li>
<li>He, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direction+Selectivity+in+Drosophila+Proprioceptors+Requires+the+Mechanosensory+Channel+Tmc%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Direction Selectivity in Drosophila Proprioceptors Requires the Mechanosensory Channel Tmc.</a> Current Biology. 29 (6), 945-956 (2019).</li>
<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism%2C+segment%2C+and+somatic+body+wall+musculature%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> The Journal of Neuroscience. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li>
<li>Vaadia, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Proprioceptive+System+Dynamics+in+Behaving+Drosophila+Larvae+Using+High-Speed+Volumetric+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Characterization of Proprioceptive System Dynamics in Behaving Drosophila Larvae Using High-Speed Volumetric Microscopy.</a> Current Biology. 29 (6), 935-944 (2019).</li>
<li>Mishra, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+microfluidics+chips+for+live+imaging+and+study+of+injury+responses+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in Drosophila larvae.</a> Journal of Visualized Experiments. (84), e50998(2014).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+the+Drosophila+larval+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of the Drosophila larval neuromuscular junction.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 481-489 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+an+imaging+chamber+for+in+vivo+imaging+of+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 476-480 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+Drosophila+larval+neuromuscular+junction+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of Drosophila larval neuromuscular junction morphology.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 490-493 (2012).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+Drosophila+larval+neuromuscular+junctions+to+study+synapse+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of Drosophila larval neuromuscular junctions to study synapse assembly.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 407-413 (2012).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+intact+Drosophila+larvae+at+sub-cellular+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of intact Drosophila larvae at sub-cellular resolution.</a> Journal of Visualized Experiments. (43), e2249(2010).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nature Protocols. 2 (12), 3285-3298 (2007).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+depresses+glutamate+release+by+reducing+neuronal+excitability+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction.</a> The Journal of Physiology. 558, Pt 2 489-502 (2004).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+reduces+excitability+of+Drosophila+larval+motoneurons+by+activating+a+hyperpolarizing+leak+conductance%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance.</a> Anesthesiology. 108 (3), 434-446 (2008).</li>
<li>Chaudhury, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+chip+cryo-anesthesia+of+Drosophila+larvae+for+high+resolution+in+vivo+imaging+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">On chip cryo-anesthesia of Drosophila larvae for high resolution in vivo imaging applications.</a> Lab on a Chip. 17 (13), 2303-2322 (2017).</li>
<li>Han, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrins+regulate+repulsion-mediated+dendritic+patterning+of+drosophila+sensory+neurons+by+restricting+dendrites+in+a+2D+space%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space.</a> Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).</li>
<li>Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrins+establish+dendrite-substrate+relationships+that+promote+dendritic+self-avoidance+and+patterning+in+drosophila+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in drosophila sensory neurons.</a> Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).</li>
<li>Grueber, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projections+of+Drosophila+multidendritic+neurons+in+the+central+nervous+system%3A+links+with+peripheral+dendrite+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology.</a> Development. 134 (1), 55-64 (2007).</li>
<li>Poe, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+space-filling+requires+a+neuronal+type-specific+extracellular+permissive+signal+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Dendritic space-filling requires a neuronal type-specific extracellular permissive signal in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (38), 8062-8071 (2017).</li>
<li>Han, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+cells+are+the+primary+phagocytes+in+the+fragmentation+and+clearance+of+degenerating+dendrites+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila.</a> Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).</li>
<li>Song, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+Drosophila+sensory+neuron+axons+and+dendrites+is+regulated+by+the+Akt+pathway+involving+Pten+and+microRNA+bantam%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%2C+Development%22%5BJournal%5D)">Regeneration of Drosophila sensory neuron axons and dendrites is regulated by the Akt pathway involving Pten and microRNA bantam.</a> Genes, Development. 26 (14), 1612-1625 (2012).</li>
<li>Stone, M. C., Albertson, R. M., Chen, L., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrite+injury+triggers+DLK-independent+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dendrite injury triggers DLK-independent regeneration.</a> Cell Reports. 6 (2), 247-253 (2014).</li>
<li>Sapar, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylserine+Externalization+Results+from+and+Causes+Neurite+Degeneration+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylserine Externalization Results from and Causes Neurite Degeneration in Drosophila.</a> Cell Reports. 24 (9), 2273-2286 (2018).</li>
<li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468 (7326), 921-926 (2010).</li>
<li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+Mouse+Imaging%3A+From+Two-Photon+Microscopy+to+Blood+Oxygen+Level-Dependent+Functional+Magnetic+Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%3A+Cognitive+Neuroscience+and+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Awake Mouse Imaging: From Two-Photon Microscopy to Blood Oxygen Level-Dependent Functional Magnetic Resonance Imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li>
<li>Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+optical+brain+imaging+in+live+adult+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Long-term optical brain imaging in live adult fruit flies.</a> Nature Communications. 9 (1), 872(2018).</li>
<li>Low, R. J., Gu, Y., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+resolution+optical+access+to+brain+regions+in+fissures%3A+imaging+medial+prefrontal+cortex+and+grid+cells+in+entorhinal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cellular resolution optical access to brain regions in fissures: imaging medial prefrontal cortex and grid cells in entorhinal cortex.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (52), 18739-18744 (2014).</li>
</ol>

저자는 경쟁적인 이익을 선언하지 않습니다.

여기에서 우리는 LarvaSPA, 장기 시간 경과 화상 진찰을 위한 살아있는 초파리 애벌레를 설치의 다재다능한 방법을 기술합니다. 이 방법은 유충을 복구하거나 재장착할 필요가 없기 때문에 중단 없는 이미징이 가능합니다. 따라서 모수석 변성 및 재생과 같이 완료하는 데 몇 시간이 걸리는 생물학적 과정을 추적하는 데 이상적입니다. 이 방법은 또한 화상 진찰 세포 내 칼슘 역학 및 microtubule 성장과 같은 세포내 사건을 위해 이용될 수 있습니다. 애벌레 몸벽이 이미징 중에 안정되기 때문에, 공간 및 시간적 해상도는 이미징 응용 프로그램에 맞게 조정할 수 있습니다(예: 빠른 세포내 소포 움직임을 추적하거나 뉴런 분기 패턴의 느린 글로벌 변화를 모니터링하기 위해). 또한,이 방법은 다양한 발달 단계에서 애벌레와 호환되며 특수 장비가 필요하지 않습니다. 따라서, 애벌레는 잠재적으로 다양 한 질문을 해결 하기 위해 많은 Drosophila 실험실에 의해 사용할 수 있습니다.
<p class="...

타임랩스 라이브 이미징은 동적 세포 과정을 연구하는 강력한 방법입니다. 타임랩스 영화에서 제공하는 공간적 및 시간적 정보는 세포 생물학 질문에 답하기 위한 중요한 세부 사항을 나타낼 수 있습니다. Drosophila 애벌레는 그것의 투명한 바디 벽이 내부 구조물의 비침범성 화상 진찰을 허용하기 때문에 살아있는 화상 진찰을 사용하여 조사를 위한 대중적인 생체 내모형이었습니다 1,2. 또한, 수많은 유전 도구는 형광 적으로 해부학 구조 및 거대 분자 를 라벨 에 Drosophila에서 사용할 수 있습니다3. 그러나, 초파리 유충의 장기 시간 경과 화상 진찰은 도전적입니다. 고정된 초기 태아 또는 pupae와는 달리, Drosophila 애벌레는 살아있는 화상 진찰을 위한 고정화를 필요로 하는 끊임없이 움직입니다. 살아있는 Drosophila 유충을 고정시키는 효과적인 방법은 클로로포름4를가진 할로카본 오일에 장착, 이소플루란 또는 디클로르보스 용액5를사용하여 마취하고, 커버슬립과 현미경슬라이드(6)사이를 압축하는 것을 포함한다. 이 방법 중 일부는 현미경 검사법을 위해 이용되었더라도, 그(것)들의 아무도는 장기 살아있는 화상 진찰을 위해 효과적이지 않습니다. 다른 방법은 기존의 공초점 현미경 또는 광시트 현미경7,8,9를사용하여 유충을 크롤링하는 체내 벽 뉴런을 이미징하기 위해 개발되었다. 그러나, 이러한 방법은 애벌레의 움직임으로 인해 세포 역학을 모니터링하는 데 이상적이지 않습니다.
새로운 방법은 초파리 애벌레의 장기 시간 경과 영상을 달성하기 위해 개발되었다. 다디디메틸실록산(PDMS) "유충 칩"을 사용하여, 드로소필라 유충은 마취 없이 특수 마이크로챔버에서 진공 생성 흡입을 통해 효과적으로 고정화될 수 있다. 그러나,이 방법은 세포 생물학 연구에 대한 높은 시간적 해상도를 제공하지 않으며 동물 크기10에엄격한 제한이 있습니다. 마취 장치를 이용한 또 다른 방법은 여러 시점에서 초파리 유충의 실시간 이미징을 달성하고 신경근접합부 11,12,13,14,15,16을연구하기 위해 적용되었다. 그러나, 이 방법은 또한 30분 이상 연속적인 이미징을 허용하지 않으며,17,18을연구한 생물학적 과정에 영향을 미칠 수 있는 데스플루란을 반복적으로 사용해야 한다. 최근에는 미세유체 장치와 극저온 마취를 결합하는 새로운 방법이 단기간(분)19시간동안 다양한 크기의 유충을 고정시키는 데 사용되고 있다. 그러나, 이 방법은 냉각 시스템과 같은 특수 장치를 필요로하고 고정화의 긴 기간은 유충의 반복 냉각을 필요로한다.
여기에서 우리는 10 시간 이상 동안 중단 없는 시간 경과 화상 진찰과 호환되는 Drosophila 애벌레를 고정시키는 다재다능한 방법을 제시합니다. 우리가 "부분 부착에 의한 애벌레 안정화"(LarvaSPA)라고 부르는이 방법은 맞춤형 이미징 챔버에서 이미징을위한 커버 슬립에 애벌레 표피를 부착하는 것을 포함합니다. 이 프로토콜은 이미징 챔버를 만드는 방법과 다양한 발달 단계에서 애벌레를 장착하는 방법을 설명합니다. LarvaSPA 방법에서, 원하는 바디 세그먼트는 UV 반응성 접착제를 사용하여 커버슬립에 부착된다. PDMS 입방체는 또한 유충에 압력을 가하여 탈출을 방지합니다. 이미징 챔버의 공기와 습기는 이미징 중에 부분적으로 고정된 유충의 생존을 보장합니다. 다른 기술에 비해 LarvaSPA의 장점은 다음과 같습니다 : (1) 높은 시간 및 공간 해상도와 시간 동안 그대로 Drosophila 유충의 지속적인 라이브 이미징을 허용하는 첫 번째 방법입니다; (2) 방법은 애벌레 크기에 적은 제한이; (3) 이미징 챔버 와 PDMS 입방체는 최소한의 비용으로 제조 할 수 있으며 재사용할 수 있습니다.
애벌레 장착 방법을 설명하는 것 외에도, 우리는 초파리 수지상 arborization (da) 뉴런의 모수석 개발 및 모수석 변성을 연구하기위한 응용 프로그램의 몇 가지 예를 제공합니다.

<table><tbody><tr><td>6061 알루미늄 바</td><td>McMaster-Carr</td><td>9246K421</td><td></td></tr><tr><td>3M 양면 테이프</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16093</td><td></td></tr><tr><td>3M 스카치 포장 테이프</td><td>3M</td><td></td><td>1.88"W x 22.2 Yards</td></tr><tr><td>DUMONT #3 Forceps</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-241-34</td><td></td></tr><tr><td>유리 커버슬립</td><td>Azer Scientific</td><td>1152250</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Midwest Veterinary Supply</td><td>193.33161.3</td><td></td></tr><tr><td>Leica Confocal Microscope</td><td>Leica</td><td>SP8 공진장치 장착 스캐너</td><td></td></tr><tr><td>렌즈 용지</td><td>버크셔</td><td>LN90.0406.24</td><td></td></tr><tr><td>페트리 접시(중)</td><td>VWR</td><td>25373-085</td><td></td></tr><tr><td>페트리 접시(소)</td><td>VWR</td><td>10799-192</td><td></td></tr><tr><td>면도날</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>121-20</td><td></td></tr><tr><td>직사각형 페트리 접시</td><td>VWR</td><td>25384-322</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD 184 kit (PBMS kit)</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>24236-10</td><td></td></tr><tr><td>이송 피펫</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>1371126</td><td></td></tr><tr><td>UV glue</td><td>Norland products</td><td>#6106, NOA 61</td><td>굴절률 1.56</td></tr><tr><td>UV 램프 (Workstar 2003)</td><td>Maxxeon</td><td></td><td></td>MXN02003</tr><tr><td>진공 데시케이터</td><td>전자 현미경 과학</td><td>71232</td><td></td></tr><tr><td>물티슈</td><td>Kimberly-Clark</td><td>Kimwipes</td><td></td></tr></tbody></table>

larvaspa, 장기 시간 경과 이미징을 위한 초파리 유충을 장착하는 방법

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

살아있는 화상 진찰은 세포 생물학 질문을 조사하기 를 위한 귀중한 접근입니다. Drosophila 애벌레는 애벌레 바디 벽 및 대부분의 내부 기관이 투명하기 때문에 생체 내 살아있는 화상 진찰을 위해 특히 적당합니다. 그러나, 30분 이상 온전한 초파리 유충의 지속적인 실시간 영상촬영은 오랜 시간 동안 비침습적으로 고정화하기 어렵기 때문에 도전적이다. 여기에서 우리는 10 시간 이상 높은 시간 및 공간 해결책을 가진 살아있는 Drosophila 애벌레의 연속적인 화상 진찰을 허용하는 LarvaSPA에게 불린 애벌레 장착 방법을 제시합니다. 이 방법은 UV 반응성 접착제를 사용하여 커버 슬립에 유충을 부분적으로 부착하고 폴리디메틸실록산 (PDMS) 블록을 사용하여 애벌레 의 움직임을 추가로 억제하는 것을 포함합니다. 이 방법은 두 번째 instar에서 방황 세 번째 instar에 개발 단계에서 애벌레와 호환됩니다. 우리는 수상 돌기 성장 및 부상 유발 모수석 변성을 포함하여 Drosophila 체감각 뉴런의 동적 과정을 연구하는이 방법의 응용 프로그램을 보여줍니다. 이 방법은 또한 애벌레 바디 벽 의 가까이에 일어나는 많은 그밖 세포 프로세스를 공부하기 위하여 적용될 수 있습니다.

유충 이미징 챔버는 맞춤형 금속 프레임과 두 개의 커버슬립을 함께 접착하여 구성됩니다. 금속 프레임의 설계는 그림 1A에지정되어 있습니다. 챔버 내부의 초파리 유충은 UV 접착제 및 PDMS 입방체의 도움으로 상부 커버 슬립에 부착된다. PDMS 입방체 및 양면 테이프에 홈은 유충을 보유하는 공간을 만들기 위해 부착된다(도 1B,C). PDMS는 또한 애벌레 바디 벽을 평평하게 하고 애벌레 운동을 물리적으로 제한하기 위하여 온화한 압력을 가합니다. 마지막으로, 습식 렌즈 용지의 작은 조각은 수분을 제공하기 위해 챔버의 바닥에 배치됩니다. 이 설치는 연속적인 화상 진찰을 위해 10 시간 이상 동안 Drosophila 애벌레를 고정시킬 수 있습니다. 동물의 대부분은 10 시간 후에 살아 있고 pupal 단계로 성장하기 위하여 복구될 수 있습니다. 이미징 챔버는 한 번에 최대 9개의...

이 프로토콜은 그대로 살아있는 동물에서 중단없는 시간 경과 이미징의 10 시간 이상을 달성하기 위해 Drosophila 애벌레를 장착하는 방법을 설명합니다. 이 방법은 애벌레 몸벽에 가까운 많은 생물학적 과정을 이미지화하는데 사용될 수 있다.

LarvaSPA, 장기 시간 경과 이미징을 위한 초파리 유충을 장착하는 방법

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because ...

애벌레SPA는 높은 시간적 및 공간 해상도로 10 시간 이상 동안 그대로 drosophila 애벌레의 지속적인 라이브 이미징을 허용하는 첫 번째 방법입니다. 이 방법은 유충 말초 감각 뉴런의 동적 세포 과정을 공개하고 애벌레 바디 월 근처에서 일어나는 많은 다른 세포 과정을 연구하는 데 사용됩니다. 이 방법은 사용하기 쉽고 애벌레 크기에 대한 제한이 적습니다.6~9개의 애벌레는 이미징 챔버에 동시에 장착될 수 있어 실험을 가능하게 한다. PDMS cuboids의 이미징 챔버는 최소한의 비용으로 제조 될 수 있으며 재사용 가능합니다. 이 방법은 drosophila 애벌레 수지상 승인 뉴런을 사용하여 민들레 발달 및 말단 변성의 메커니즘을 연구하는 데 특히 유용합니다.시간 동안 동일한 뉴런을 이미지화할 수 있다는 것은 개별 분기 수준에서 단기 적인 행동에서 수지상 패턴의 장기적인 글로벌 변화가 얼마나 오래 발생하는지 알 수 있습니다. 애벌레의 크기에 맞는 PDMS cuboids를 사용하면 유충의 성공률이 높아집니다. 문제 해결 섹션에서 더 유용한 테이프를 찾아보십시오.기계 가게에서 알루미늄 블록을 생성 한 후, UV 접착제긴 커버 슬립을 사용하여 금속 프레임의 바닥을 밀봉. 핸드헬드 UV 램프를 사용하여 30초 동안 UV 단서를 치료합니다. 직사각형 페트리 접시 또는 둥근 세포 배양 판의 내부 표면에 포장 테이프층을 부착합니다.두 번째 별 애벌레에 1 층, 초기 세 번째 별 애벌레에 대한 두 층, 또는 세 번째 별 애벌레에 대한 세 층을 사용합니다. 테이프를 면도날로 특정 폭의 이동으로 자르고, 1층 테이프의 경우 1.5밀리미터, 2층 또는 3층 테이프의 경우 2밀리미터를 줄입니다. 두 스트립 사이에 적어도 5밀리미터 의 공간을 둡니다.공간을 덮는 테이프 레이어를 제거합니다. 끈적끈적한 테이프를 사용하여 플레이트 의 내부 표면에서 먼지를 제거합니다. 그 후, 금형은 사용할 준비가되어 있습니다.PDMS 믹스를 준비하려면 7 그램 PDMS 베이스를 0.7 그램의 경화제를 작은 용기에 완전히 섞습니다. 혼합물에서 공기를 제거하기 위해 적어도 15 분 동안 진공 건조기에 용기를 놓습니다. 약 5.5그램의 PDMS 혼합물을 금형에 천천히 부어 1~2밀리미터 두께에 도달합니다.PDMS 혼합물을 진공 건조기에 다시 넣고 혼합물에서 남은 기포를 제거하기 위해 적어도 15분 동안 다시 배치합니다. 파이펫 팁으로 마지막 몇 개의 거품을 끊습니다. 2시간 동안 섭씨 65도의 열 인큐베이터에서 평평한 표면의 PDMS를 치료합니다.그런 다음 면도날을 사용하여 금형 가장자리를 따라 경화 된 PDMS를 풀고 금형에서 분리합니다. 실온에서 큰 끈적 끈적한 테이프 두 조각 사이에 PDMS를 저장합니다. 3차 스타 애벌레의 경우, 양포형의 긴 면 중앙에 테이프 스트립이 만든 홈을 배치하여 PDMS를 8x 2x 1mm 의 큐비드로 자른다.두 번째 별 애벌레의 경우, 1 밀리미터에 의해 8로 cuboid를 잘라. 장착을 위한 상단 커버 슬립을 준비하려면 애벌레의 크기와 일치하는 홈이 있는 6개의 PDMS 큐코이드를 선택합니다. 스티커 테이프로 PDMS 표면에서 먼지를 제거합니다.나중에 PDMS cuboids를 고정하기 위해 22 x 50mm의 긴 커버 슬립에 12 x 5 mm 크기의 양면 테이프 4 개를 부착하십시오. 양면 테이프의 두 조각 사이의 공간을 PDMS 홈의 너비와 동일하게 조정합니다. 각 PDMS 큐비드의 홈에 UV 접착제의 작은 방울을 적용하고 커버 슬립에 양면 테이프 사이의 공간에 UV 접착제의 여섯 작은 방울을 추가합니다.장착을 위해 애벌레를 준비하려면, 한 쌍의 포셉을 사용하여, 몸 표면에서 음식을 제거하기 위해 물에 애벌레를 청소하십시오. 깨끗한 유충을 작은 페트리 접시에 뚜껑없이 작은 페트리 접시에 넣고 작은 페트리 접시를 마른 티슈 페이퍼가 들어 있는 큰 페트리 접시에 넣습니다. 화학 후드에서 플라스틱 이송 파이펫을 사용하여 160~240마이크로리터의 이소플루란을 건조 티슈 용지에 바르고 큰 페트리 접시의 뚜껑을 닫습니다.애벌레를 모니터링하는 동안 2 ~3 분 기다립니다. 입갈고리가 움직이지 않는 후, 큰 페트리 접시에서 애벌레를 꺼내라. 커버 슬립의 양면 테이프 사이에 고정된 애벌레를 UV 접착제에 놓고 등쪽 큐티클이 커버 슬립을 향합니다.각 애벌레를 PDMS 블록으로 덮고 유충의 트렁크를 PDMS의 홈에 맞춥시게 합니다. PDMS 홈 바깥에 애벌레의 머리와 꼬리를 둡니다. 접착제에 의해 애벌레의 첨탑을 차단하지 마십시오.홈에 힘을 가하지 않고 양면 테이프에 PDMS 블록의 끝을 누릅니다. 유충의 꼬리를 부드럽게 당겨 PDMS 아래의 큐티클을 평평하게 합니다. 안전 안경을 착용하고 핸드헬드 UV 램프를 사용하여 높은 환경에서 4 분 동안 UV 접착제를 치료하십시오.커버를 거꾸로 뒤집어 UV 램프를 사용하여 UV 접착제를 4분 더 치료합니다. 이미징 챔버 의 바닥에 15 x 30 밀리미터크기의 작은 렌즈 용지를 놓습니다. 20~30마이크로리터의 물로 종이를 적분시합니다.애벌레가 챔버 의 내부를 향하고 있도록 챔버에 덮개 슬립을 놓습니다. UV 접착제를 사용하여 커버의 양쪽 끝을 금속 표면에 부착하십시오. 애벌레의 등쪽 면은 공초점 현미경의 밑에 화상 진찰을 위한 준비가 됩니다.이미징 후 렌즈 용지를 사용하여 상단 커버 슬립의 오일을 제거합니다. 커버 슬립과 면도날의 금속 프레임 사이의 공간으로 절단하여 상단 커버 슬립을 금속 프레임에서 분리합니다. 이미징 챔버는 재사용할 준비가 되어 있습니다.상단 커버 슬립에서 PDMS 큐파이드를 집게로 분리합니다. 접착제 잔류물과 먼지를 제거하기 위해 끈적 끈적한 테이프에 PDMS 큐비드를 굴려. PDMS 큐코이드는 재사용할 준비가 되어 있습니다.이 프로토콜에서, drosophila 애벌레는 연속적인 화상 진찰을 위해 10 시간 이상 동안 고정되었습니다. 이 그림은 챔버에 장착 된 여섯 늦은 세 번째 별 애벌레를 보여줍니다. 유충의 트렁크는 고정되어 있었고, 머리와 꼬리는 자유롭게 움직일 수 있었다.여기서, 우리는 모델로 클래스 4 DA 뉴런을 사용하여 신경 원간 역동성과 원달수 변성을 연구에 애벌레SPA의 응용 프로그램을 보여줍니다. 이 방법을 사용하여 유충을 성공적으로 고정하려면 입 후크가 움직이지 못하게하고 유충이 완전히 일어나기 전에 UV 접착제를 치료하면 애벌레를 이소플루란에 노출시키는 것을 중단하는 것이 중요합니다. 원원기 변성 및 재생을 연구하기 위해, 레이저 부상은 애벌레가 이미징 챔버에서 고정될 때 수행될 수 있다.LarvaSPA는 우리가 어떻게 역동적인 성장 하는 원더라이트 간 세포 proteoglycans에서 처럼 피감 세포 내면에 실패 하 고 어떻게 phosphatidylserine 레이저 부상 후 퇴행성 원더 라이트에 노출 이해 하는 데 도움이. UV 램프를 사용하는 동안 안전 안경으로 눈을 보호하십시오. 이소플루란을 사용하여 애벌레를 노크하는 것은 연기 후드에서 수행되어야한다.

larvaspa-method-for-mounting-drosophila-larva-for-long-term-time

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

Mesoscopic 형광 tomography는 조직 sectioning 형광 현미경의 침투 제한없는 운영하고 있습니다. 이 기술은 다중 투영 조명 및 광자 수송 설명을 기반으로합니다. 우리의 morphogenesis의 인 - 생체내 전체 - 몸 3D 시각화 GFP - 표현에 날개 imaginal 디스크를...

에 대한 Mesoscopic 형광 Tomography 인 - 생체내</em개발> 이미징 Drosophila</em

이 프로토콜은 그대로의 anesthetization 및 이미징을위한 신뢰할 수있는 방법을...

서브 세포 해상도 손상 Drosophila의 애벌레의 생체내 이미징에서

출처: Hellerman, M. B.,  et al.  Pupal Eye의 실시간 이미징. J. Vis. Exp. (2015){{TAG_ 28}}이 비디오는 Drosophila melanogaster 번데기의 눈 패턴을 연구하기 위한 실시간 이미징 기술을 보여줍니다. 녹색 형광 단백질(GFP) 태그 마커를 사용하면 발달 중인 눈 구조가 형성되는 동안 세포 조직 및 분화를 시각화할 수 있습니다.

형광 현미경을 사용한 Drosophila Pupal Eye의 라이브 이미징

이 논문은 직접 번데기를 통해 이미지 세포 행동에 빠른 스캐닝 공 초점 현미경을 사용하는 방법을 보여줍니다. 그대로 번데기 경우를 떠남으로서,이 방법은 직접 공부하기 어려운 초파리 개발의 단계에서 관찰하고 역동적 인 세포 프로세스의 측정을 할 수 있습니다.

의 번데기 케이스를 통해서 영상<em&gt; 초파리</em

여기서 우리는 측면 관점에서 초파리 성인 및 애벌레 돌연변이 표현형의 고품질 디지털 영상을 획득하는 간단하고 널리 접근 현미경 기술을 설명합니다.

의 고품질의 디지털 비디오 취득 초파리 측면 관점에서 애벌레 및 성인 동작

이 프로토콜은 살아있는 초파리 번데기 눈 신경 상피를 이미징하는 효율적인 방법을 제시합니다. 이 방법은 조직의 움직임과 불균일한 토폴로지를 보상하고, 여러 GFP 태그가 지정된 접합 단백질을 사용하여 세포 경계의 시각화를 향상시키며, 쉽게 조립할 수 있는 이미징 장비를 사용합니다.

의 라이브 영상 초파리 번데기 눈

이 프로토콜은 장기적인 ex vivo 배양과 Drosophila imaginal disc의 라이브 영상에 대한 상세한 방법을 설명합니다. 눈 디스크의 10 시간의 라이브 영상에서 광 수용체의 분화 및 구강 내 회전을 보여줍니다. 이 프로토콜은 간단하며 값 비싼 설정이 필요하지 않습니다.

장기의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 아이 디스크

여기 우리는 vivo에서높은 spatio 시간적 해상도에서 라이브 이미징 상처 복구와 관련 된 염증 반응에 대 한 프로토콜을 제시. 이 메서드는 초파리 개발 장기 이미징 및 시간이 지남에 따라 특정 세포 인구의 추적을 가능 하 게 하의 번데기 단계를 활용 하 고 효율적인 RNAi 중재 유전자 비활성화와 호환 됩니다.

초파리 번데기 내에서 염증 성 세포 역학의 장기 Vivo에서 추적

여기에서는 Drosophila 애벌레 뇌의 실시간 준비에서 매우 운동성 수지상 필로포디아를 이미지화하기 위해 사용한 방법과 수상돌기의 정량적 평가를 위해 시간 경과 3D 이미징 데이터 세트를 정량화하기 위해 개발한 프로토콜을 설명합니다. 신경 세포 개발에 역학.

초파리 뉴런 개발시 빠른 수지상 분지 역학의 시간 경과 라이브 이미징 및 정량화

광 시트 기반 형광 현미경 검사는 발달 생물학에서 가장 가치있는 도구입니다. 비교 연구의 주요 문제는 주변 분산입니다. 우리의 프로토콜은 여러 표본의 동시 라이브 이미징을위한 실험 프레임 워크를 설명하고, 따라서, 적극적으로이 문제를 해결.

샘플 챔버 기반 광시트 형광 현미경에서 여러 곤충 배아의 동시 라이브 이미징

여기에서는 번데기를 완전히 제거하는 번데기 단계에서 초파리 다리의 장기 라이브 이미징을 위한 프로토콜이 제시됩니다. 이 프로토콜은 다른 조직에도 적용할 수 있습니다.

번데기 제거 후 Drosophila Pupal 다리 발달의 장기 라이브 이미징

배우세요 LarvaSPA를 이용해 Drosophila 유충을 10시간 이상 장기 이미징하는 방법을. 말초 감각 신경원의 수상돌기 발달과 퇴행 과정을 실시간으로 관찰하여 신경 발달 역학을 연구할 수 있습니다.

LarvaSPA, 장기 시간 경과 이미징을 위한 초파리 유충을 장착하는 방법

더 많은 동영상 탐색