Name: 마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: 학습하세요 마우스 비침습적 기관내 삽관법으로 호흡기 기능을 반복 측정하는 방법을. 이 기법은 천식, COPD, 폐섬유증 등 만성 폐질환 연구에 필수적이며 실험 변이성을 줄이고 동물 복지를 향상시킵니다.

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저자들은 루시아 로사스, 로렌 두리틀, 리사 조셉, 린지 퍼거슨의 기술 지원과 동물 보호 지원을 위한 대학 실험실 동물 자원에 감사드립니다. 이 작품은 NIH T35OD010977 및 R01-HL102469에 의해 지원됩니다.

여기에 설명된 모든 동물 활동은 오하이오 주립 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며 AAALAC 공인 시설에서 수행되었습니다.
1. 절차 준비
<ol><li>삽관 플랫폼을 구성합니다. 적절한 플랫폼 경사를 달성하려면 3인치(7.6cm) 3링 바인더를 사용하십시오. 3-0 실크 또는 다른 스레드 재료의 15-20cm 길이를 반으로 접고 기울어진 플랫폼의 상단에 실의 끝을 테이프로 부착하여 서스펜션 루프를 만듭니다(그림 1).</li>
	<li>적절한 크기와 길이의 캐뉼라를 선택합니다. 참고: 20-30g 마우스의 경우 1-1.5인치(2.5−3.8cm) 길이의 카테터를 최대 18G까지 사용할 수 있습니다. 본 연구를 위해, 18주령 암컷 BALB/c 및 10주된 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 사용하였다. 불투명한 백색 카테터 칼집은 최상의 경피 적 시각화를 제공합니다.</li>
	<li>카테터의 말단 끝에서 경사를 자르고 연마용지로 절단된 표면을 부드럽게 하여 둥근 경사팁을 만듭니다. 경사에서 약 1cm 떨어진 캐뉼러에 약간의 굴곡을 부드럽게만듭니다(그림 2). 참고: 각 마우스에 새 카테터를 사용해야 합니다.</li>
	<li>케타민 (5.4 mg / g 체중)과 자일라진 (16 μg / g 체중)으로 마우스를 심상 으로 투여하여 마취시.  멸균 된 ophthalimic 연고를 눈에 바르고. 참고: 적당한 마테스테틱 깊이는 단단한 발가락 핀치에 마우스의 반응의 부족에 의해 달성됩니다.</li>
	<li>각진 표면의 상단에 있는 실크 실 주위의 상부 절개를 연결하여 삽관 플랫폼상의 척추 위치에서 마우스를 일시 중단합니다(그림3). 마우스가 등지 의 자세로 배치되면, 부드럽게 꼬리의 베이스를 잡고 테이블쪽으로 꼬리를 철회. 테이프 조각을 꼬리 밑면 위에 놓아 마우스를 고정합니다.</li>
	<li>제모 크림(재료표)을복부 자궁 경부 부위에 30-45 s의 경우 마른 거즈를 사용하여 자궁 경부 부위에서 모든 제모 크림을 제거하십시오. 필요한 경우 신청 프로세스를 반복합니다. 식염수 나 증류수로 피부를 철저히 헹구어 잔여물을 제거한 다음 건조시하십시오.</li>
</ol>2. 삽관 절차
<ol><li>캐뉼라의 도입을 위해 입을 충분히 여는 방식으로 혀를 부드럽게 후퇴시키기 위해 비지배적 인 손에 똑바로 평평한 집게를 사용하십시오. 참고: 쥐 치집이 혀를 손상시킬 수 있기 때문에 사용해서는 안됩니다.</li>
	<li>지배적 인 손으로 캐뉼라를 입안으로 전진시키면 약간의 굴곡에 말단이 피험자의 입의 지붕에 닿도록합니다.</li>
	<li>혀를 풀어 내고 닫힌 집게의 평평한 가장자리를 복부 목에 따라 미끄러져 마누브리움에 도달 할 때까지 밀어 내십시오. 이 운동은 측면타액선을 변위시키고 기관을 덮는 근육을 평평하게 합니다. 기관선은 흰색 선으로 경피적으로 나타납니다(그림 3A). 필요한 경우, 캐그 방향으로 피부에 장력을 유지하면서 격노 방향으로 집게를 회전하여 측면 변위된 타액선이 최고조에 달하게 합니다. 이 기동은 기관 주위에서 더 많은 대비를 만듭니다(그림 3B). 참고: 기관을 붕괴시키고 호흡을 손상시킬 수 있으므로 복부 목에 과도한 힘을 피하십시오.</li>
	<li>동시에 손목의 동시 굴곡으로 지배적 인 손의 supination에 의해 캐뉼라의 원위 끝을 통풍구로 낚시하면서 캐뉼라를 진행합니다.</li>
	<li>캐뉼라의 적절한 배치는 기관내의 불투명 캐뉼라의 시각화에 의해 표시됩니다(그림 4B, D). 캐뉼라가 매스터 근육의 기원 수준을 지나서 진행된 경우 기관내 캐뉼라의 시각화가 확인되지 않은 경우, 캐뉼라를 철회하고 기동을 다시 시도한다.</li>
	<li>폐 인플레이션 전구를 캐뉼라에 연결하고 장치의 동시 우울증으로 흉부 확장을 관찰하여 적절한 캐뉼라 배치를 확인하십시오.</li>
	<li>캐뉼라를 대체하지 않고 삽관 플랫폼에서 마우스의 앞니를 조심스럽게 풀습니다. 마우스를 수평플랫폼(재료 표)으로이동하고 캐뉼라를 인공호흡기의 어댑터에 삽입합니다. 깊은 인플레이션에 따라, 60 s에 대 한 마우스를 환기 다음 호흡 저항을 측정.</li>
</ol>3. 복구
<ol><li>절차가 완료되면 마우스를 데운 플랫폼으로 이동합니다. 가벼운 발가락이나 꼬리 핀치를 통해 일정한 자극을 제공하여 자발적인 호흡을 장려하십시오.</li>
	<li>마우스가 그냥 츄를 시작하면 절전이 발생할 수 있습니다. 허브 의 수준에서 캐뉼라를 잡고 캐뉼라가 피사체의 입에서 완전히 제거 될 때까지 튜브를 두개골에서 조심스럽게 당기고 마우스에서 멀리 당깁니다. 참고: 복구 과정에서 가능한 한 오랫동안 경질 캐뉼라와 함께 기도 지지체를 제공하는 것이 바람직하다.</li>
	<li>일단 방출되면, 열 지원깨끗한 복구 케이지에 마우스를 전송합니다. 마우스가 완전히 외래되고 복구가 완료될 때까지 마우스를 계속 모니터링합니다.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

저자는 공개 할 것이 없다.

경피 적 기관 시각화 기술을 사용하여 삽관은 표준 피부 절개 방법에 대한 세련된 접근 방식을 제공합니다. 몇 가지 주요 단계에 특별한주의를 기울여 삽관을 쉽고 빠르게 달성 할 수 있습니다. 동물은 부드러운 후퇴에 고정 된 마우스와 삽관 플랫폼에 등도 recumly에 정사각형으로 배치해야합니다. 이렇게 하면 동물을 수직 정렬과 삽관에 대한 적절한 위치로 확장합니다. 또한, 제모 크림은 30-45 s 이상 동물의 피부에 접촉하지 않아야하며 모든 잔류 물을 제거하기 위해 철저히 헹구어야합니다. 제모 크림과의 피부 접촉이 확대되면 동물에 불필요한 통증을 유발하고 궤양은 기관의 시야를 방해할 수 있습니다9. 지배적 인 손이 강변염에 카테터를 도입하기 때문에 적절한 손목 움직임을 사용하는 것이 필수적입니다. 지배적 인 손목은 손이 신의 움직임으로 움직이는 동안 구부러져야합니다. 또한 기관지를 시각화하기 위해 집게의 평평한 가장자리가 복부 목에 눌려있기 때문에 피사체를 면밀히 모니터링하는 것이 중요...

실험실 마우스는 인간 호흡기 질환에 대한 일반적인 동물 모델입니다. 따라서, 치료 및 호흡 역학의 측정의 주입 모두를 목적으로 마우스 삽관에 대한 몇 가지 게시 된 방법이 있다. 기재된 절차의 대부분은 후두경 또는 광섬유 광원11, 2,23,34,4,5,,66,7과같은 특수 장비를 사용하여 구강을 통한 구강 을 통한 글로티스의 시각화가 필요합니다. 그러나, 이것은 상대적으로 큰 캐뉼라가 필요할 때, 연구원의 견해를 모호하게 할 수 있기 때문에 어려울 수 있습니다. Limjunyawong 등8은 작은 절단 절개가 기관의 시각화를 허용하는 복부 목의 중간선을 따라 이루어지는 삽관의 방법으로 이러한 우려를 해결했습니다. 절차에 따라 절개는 조직 접착제로 닫힙됩니다.
빈번한 반복된 삽관을 요구하는 연구 결과를 위해, 이 사이트의 연속적인 절개 및 폐쇄는 복부 목에 피부 여백 및 조직 외상의 신부전을 요구합니다. 경구 삽관에 대한 경피적 기관 시각화 접근법의 목적은 마우스에서 반복된 삽관 연구뿐만 아니라 단일 삽관 이벤트에 특히 적합한 정제된 비침습적 기술을 제공하는 것입니다.

<table><tbody><tr><td>18 G x 1 1/4" 정맥 내 카테터, Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>삽관용 캐뉼라</td></tr><tr><td>70% 에탄올, 10 L</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>세척 캐뉼라</td></tr><tr><td>연마지(사포)</td><td>Porter-Cable</td><td>74001201</td><td>캐뉼라 준비</td></tr><tr><td>AnaSed(자일라진 멸균 용액) 주사제(100mg/mL)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td><td>마취</td></tr><tr><td>블루 라벨링 테이프 (0.5 in x 14 yds)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>삽관 플랫폼에 대한 구속</td></tr><tr><td>바늘 없는 꼰 실크 봉합사, 비멸균, (3-0)</td><td>Henry Schein</td><td>Item #1007842</td><td>삽관 플랫폼</td></tr><tr><td>Deltaphase 등온 패드</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>마우스 체온 조절 및 회복</td></tr><tr><td>Deltaphase 운영 보드</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>마우스 회수 (발관 전)</td></tr><tr><td>증류수</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>제모 후 마우스 청소</td></tr><tr><td>눈 가위, 각지고 날카 롭고 날카로운</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8437</td><td>캐뉼라 준비</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX 모듈 2)</td><td>Scireq</td><td>N / A</td><td>폐 기능 데이터 기록 (절차를 수행하는 데 필요하지 않으며 이 연구에서 절차를 검증하는 데 사용됨)</td></tr><tr><td>거즈 스폰지</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-761-52</td><td>제모</td></tr><tr><td>헤비 듀티 3" 3-링 뷰 바인더</td><td>스테이플</td><td>24690CT</td><td>삽관 플랫폼</td></tr><tr><td>Instat 소프트웨어</td><td>Graphpad</td><td>N/A</td><td>통계 분석 소프트웨어</td></tr><tr><td>인슐린 주사기(0.5 cc, U100)</td><td>Fisher Scientific</td><td>329461</td><td>마취 투여</td></tr><tr><td>케타민 HCl 주사, USP (100 mg/mL)</td><td>Llyod Laoratories</td><td>List No. 4871</td><td>Anesthesia</td></tr><tr><td>Lung inflation bulb</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-9083</td><td>캐뉼라 배치 확인</td></tr><tr><td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-0445</td><td>캐뉼라 시각화</td></tr><tr><td>를 위해 혀를 집어넣고 목에 긴장을 만듭니다.Nair (제모 로션), 9 oz 병</td><td>Church & 드와이트</td><td>42010440</td><td>제모</td></tr> 멸<tr><td>균 식염수(0.9%), 10mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9054335</td><td>마취, 제모 후 피부 세척</td></tr></tbody></table>

마우스에서 반복된 orotracheal 삽관

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

문헌은 기관에서 캐뉼라 배치의 직접적인 확인을 위해 구강 또는 복부 목에 절개를 통해 글로티스의 시각화를 필요로하는 마우스 삽관에 대한 몇 가지 방법을 설명합니다. 이러한 절차에 의해 피험자에게 유도된 상대적 어려움 또는 조직 외상은 종적 연구를 수행하는 조사자의 능력에 장애가 될 수 있다. 이 문서는 복부 목에서 모발을 제거하기 위해 제모를 사용한 후 마우스의 물리적 조작이 피부의 정도에 관계없이 orotracheal 삽관을 위한 기관의 경피적 시각화를 허용하는 기술을 보여줍니다. 착 색. 이 방법은 대상에 무해하고 쉽게 뮤린 해부학의 제한된 이해로 달성된다. 이 정제된 접근법은 질병의 진행을 모니터링하거나 치료의 주입을 모니터링하는 데 필요할 수 있는 반복적인 삽관을 용이하게 합니다. 이 방법을 사용하면 호흡기 질환의 마우스 모델에서 폐 기능을 측정하는 데 필요한 동물 및 기술 기술의 감소가 발생할 수 있다.

기준선 폐 기능의 직렬 모니터링 18주령 암컷 BALB/c 및 10주령 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 0일째, 3일, 10일 및 17일에 기재된 방법을 사용하여 삽관하였다. 매일 삽관에 이어, 피험자는 100%산소(재료표)를공급받은 기계식 인공호흡기에 연결하였다. 호흡 저항성(Rrs)은 5s에 대해 25 cmH2O로깊은 인플레이션을 따라 60s에 대한 강제 진동 기술을 사용하여 측정하였다. 생리적 범위 내의 Rrs 값과 함께 이 지속적인 호흡과 관련된 소프트웨어 오류는 캐뉼라의 적절한 배치에 대한 추가 지원을 제공합니다. 데이터는 각 스트레인 내의 시간 점 사이에서 관찰된 측정된 Rrs의 유의한 차이를 밝혀냈다(그림5). 시간이 지남에 따라 Rrs의 증가가 없는 것은 4개의 연속적인 시간 지점에 걸쳐 호흡기에 있는 외상 관련 염증에 부족을 나타낸다는 것을 가정합니다.
<p...

이 문서의 목적은 실험실 마우스의 정교한 삽관 방법을 설명하는 것입니다. 이 방법은 비침습적이며, 따라서 호흡기 기능의 연속 모니터링 및 / 또는 폐로의 치료 의 주입을 필요로하는 연구에 이상적입니다.

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

이 프로토콜은 연구원이 개별 마우스에 있는 폐 기능의 반복 측정을 능력을 발휘하는 것을 허용할 것입니다, 실험가가 감소하고 각 실험에 필요한 마우스의 수를 감소시킵니다. 이 프로토콜의 주요 장점은 구강 또는 목의 외상성 해부를 통해 기관의 시각화를 필요로하지 않는다는 것입니다. 이 방법은 천식, COPD, 폐기종 및 폐 섬유증과 같은 만성 및 진보적인 폐 질환을 연구하는 연구자에게 특별한 가치가 있을 것입니다.이 프로토콜의 시각적 데모는 복부 목의 피부를 통해 기관을 식별하는 방법을 이해하는 것이 방법의 중심이기 때문에 중요합니다. 앤드류 넬슨과 함께 기술을 시연하는 것은 내 실험실에서 수의사 케이트 놀란이 될 것입니다. 삽관 플랫폼을 만들려면 15~20cm 길이의 3-0 실크를 반으로 접고 스레드 끝을 3인치 3링 바인더 의 상단에 테이프로 묶습니다.적절한 크기와 길이의 캐뉼라를 선택하고 카테터의 말단 끝에서 벨을 자른다. 연마 용지로 절단 된 표면을 부드럽게하여 둥근 팁을 만들고 베벨에서 약 1 센티미터 떨어진 캐뉼라에서 약간 구부러집니다. 재료가 준비되면 마취 된 마우스에서 발가락 꼬집어 에 대한 응답부족을 확인하고 플랫폼의 각진 표면 의 상단에있는 실크 실 주위의 상부 절개를 연결하여 마우스를 supine 위치에 놓습니다.마우스가 등갈 에 정사각형으로 배치되면, 부드럽게 꼬리의 기초를 잡고 테이블쪽으로 꼬리를 철회. 꼬리 의 바닥에 테이프 조각을 놓고 마우스를 고정하고 복부 자궁 경부 부위에 탈모 크림을 바르습니다. 30~45초 후에는 마른 거즈를 사용하여 크림을 제거하고 식염수 또는 증류수로 피부를 완전히 헹구십시오.지배적이지 않은 손에 집게를 사용하여, 캐뉼라의 도입을 위해 입을 충분히 열어주는 방식으로 혀를 부드럽게 철회합니다. 지배적 인 손으로, 약간의 굴곡에 해반되는 끝이 동물의 입의 지붕에 대해 있도록 입으로 캐뉼라를 진행합니다. 주브리움이 타액 땀샘을 대체하고 기관지를 덮는 근육을 평평하게 하기 위해 주브리움에 도달할 때까지 혀를 풀어 주며 복부 목을 따라 밀폐된 집게의 평평한 가장자리를 밀어내십시오.기관체는 흰색 선으로 경피적으로 나타납니다. 필요한 경우, 코달 방향으로 피부에 긴장을 유지하면서 집게를 회전하여 측면 변위 타액 선이 최고조에 달하고 기관 주위의 대비를 더 높입니다. 손목의 동시 굴곡으로 지배적 인 손을 수호하고 캐뉼라의 황실 끝을 동시에 잡는 동시에 캐뉼라를 전진시다.캐뉼라가 제대로 배치된 경우 기관 내에서 관찰됩니다. 적절한 배치를 확인하려면 폐 인플레이션 전구를 캐뉼라에 연결하고 장치의 동시 우울증과 흉부 확장을 관찰하십시오. 캐뉼라를 대체하지 않고, 조심스럽게 삽관 플랫폼에서 마우스의 절개를 풀고 마우스를 수평 플랫폼에 옮은 다음, 공실기의 어댑터에 캐뉼라를 부착하고 깊은 인플레이션에 따라 호흡 저항을 측정하기 전에 60 초 동안 마우스를 환기시하십시오.절차가 완료되면 마우스를 따뜻하게 한 플랫폼으로 옮기고 가벼운 발가락 이나 꼬리 핀치를 통해 일정한 자극을 제공하여 자발적인 호흡을 장려합니다. 일단 자발적인 호흡이 관찰되면, 시각적으로 동물을 감시합니다. 호흡 속도가 정상으로 돌아오면 허브 수준에서 캐뉼라를 잡고 동물의 입에서 캐뉼라가 완전히 제거 될 때까지 마우스에서 조심스럽게 튜브를 밀고 멀리 당깁니다.일단 추방되면, 완전히 외래때까지 모니터링과 열 지원깨끗한 복구 케이지로 마우스를 전송합니다. 본 대표적인 실험에서, 호흡저항은 기계적 환기의 5및 60초 동안 25cm의 물에서 깊은 인플레이션에 따라 강제 진동 기술을 사용하여 0, 3, 10 및 17일에 측정하였다. 각 균주 내에서 측정된 호흡 저항에 있는 유의한 다름은 각 긴장 내의 시간 점 사이에서 관찰되지 않았으며, 시간이 지남에 따라 호흡 저항의 증가의 부재가 4개의 연속적인 시간 점을 통해 호흡기에서 기능적으로 중요한 삽관 외상 관련 염증의 부족을 나타낸다는 것을 건의합니다.이 관관 절차는 실험 물질의 설치 및 호흡기 기능의 직렬 모니터링을 위한 기관에 대한 액세스를 제공하는 데 사용할 수 있습니다. 이 기술은 침습적 기관 절제술없이 폐 기능의 평가를 허용, 동일한 마우스 내에서 만성 및 진보적 인 질병의 여러 시간 지점에서 모니터링을 용이하게.

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

쥐 호흡 생리학과기도 염증 세포의 샘플링의 반복 측정이 바람직하지만, 일반적으로 가능하지 않습니다. 여기 구두기도 염증 세포의기도 기능 항 진성과 샘플링의 반복 측정을 허용 쥐를 intubating에 대한 반복 방법을 설명합니다.

에어웨이 저항 측정 및 마우스에 Bronchoalveolar 세척 유체 샘플링에 대한 가역, 비침습 방법

우리는 2.0 mm 검경과 이경을 사용하여 직접 후두경을 통해 마우스에서 기관 내 삽관을위한 간단하고 신뢰할 수있는, 그리고 상대적으로 저렴한 방법을 개발했습니다. 이 기술은 atraumatic이고 만성 실험에서 반복 측정에 사용될 수있다. 우리는 우수한 기관 절개 또는 이전에 비수술 적 방법을보고 찾을 수 있습니다.

마우스의 기관 내 삽관<em&gt;를 통해</em이경 사용&gt; 직접 후두경

본 논문은 폐 기능 측정 또는 쥐가 복구 나중에 시간에 공부를 할 수 있습니다 폐 기지에 대한 쥐를 intubating의 striaghforward하고 효율적인 방법을 설명합니다. 절차는 직접 기관을 비춰 저렴한 fiberoptic 광원을 포함한다.

마우스 폐 삽관 법의 간단한 방법

인간 폐 질환의 상태를 본뜬 모델의 사용은 특정 질환의 병태 생리학 및 / 또는 병인을 연구 및 치료 적 개입을 개발에 중요하다. 여기에 직접 마우스의 폐에 외인성 물질을 제공 할 수있는 비 침습적 인 기관 내 삽관 방법이 제시된다.

비 침습적 기관 내 삽관 마우스 폐의 병리학 및 생리학을 연구하는

이 문서에서는 삽관을 통해 마우스 기관에 직접 블레오 마이신 관리를위한 신속하고 간단한 방법을 제공합니다. 이러한 방법의 주요 장점은 마스터 높은 재현성 쉽고, 특수 장비 나 긴 회복 시간을 요구하지 않는다는 점이다.

마우스의기도 신속 삽관 용 개선 된 방법

여기, 선물이 측면 thoracotomy 통해 가로 대동맥 수축 (TAC)의 프로토콜. 이 기술은 압력 과부하 및 마우스 활용 표준 전술 실험실 설정에서에서 심장 마비를 시뮬레이션을 최소 침 습, 닫힌 가슴 수술입니다.

마우스에 가로 대동맥 수축 유도를 폐쇄 가슴 모델

환기를 유지하고 저산소증을 피하면서 왼쪽 폐 허혈 재관류 (IR) 손상을 만드는 마우스 수술 모델.

Orotracheal 삽관 및 환기 폐 허혈 재관류 수술의 마우스 모델

여기에서 우리는 비침습적 구인두 기관내 삽관을 통한 기관내 지질다당류(LPS) 전달을 위한 프로토콜을 제안합니다. 이 방법은 동물에 대한 수술 절차의 외상을 최소화하고 LPS를 기관으로 정확하게 전달한 다음 폐로 전달합니다.

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

여기에서는 생체 내 쥐 모델에서 흉부 기관의 침습적 환기 및 노출이 필요한 비생존 응용 프로그램의 정밀도와 재현성을 향상시키는 것을 목표로 하는 쥐에서 기관절개술과 개흉술을 통한 기관내 삽관에 대한 표준화된 절차를 소개합니다.

Non-survival 응용 프로그램을 위한 쥐의 기관절개술을 통한 기관내 삽관 및 후속 흉곽절개술

우리는 폐동맥 밴딩에 의해 유발된 우심실 압력 과부하의 쥐 모델을 설명합니다. 삽관, 수술 및 심장 초음파에 의한 표현형에 대한 자세한 프로토콜이 논문에 포함되어 있습니다. 삽관 및 수술에는 맞춤형 기구가 사용되어 모델을 빠르고 저렴하게 복제할 수 있습니다.

압력 과부하로 인한 우심실 비대와 폐동맥 밴딩에 의한 실패의 Murine 모델

이 프로토콜은 마우스를 최적으로 배치하고 카메라 기반 검이경을 경구로 삽입하면 성문을 시각화하고, 조직 외상을 최소화하면서 신속한 삽관을 수행하며, 폐에 액체를 일관되게 전달할 수 있는 방법을 보여줍니다.

쥐의 폐에 액체를 전달하기 위한 개선된 방법론: 소비자 검이경을 사용한 삽관

학습하세요 마우스 비침습적 기관내 삽관법으로 호흡기 기능을 반복 측정하는 방법을. 이 기법은 천식, COPD, 폐섬유증 등 만성 폐질환 연구에 필수적이며 실험 변이성을 줄이고 동물 복지를 향상시킵니다.

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

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