Name: GFP 발현 골세포의 쥐 두개골 분획을 통한 1차 골세포 획득 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: 배우세요 GFP 발현 골세포를 쥐 두개골 분획을 통해 효율적으로 분리하는 방법을. FACS와 dmp1-topaz 형질전환 마우스 모델을 활용하여 처리 시간을 단축하고 세포 수율을 높이는 이 기술은 골세포 분자 기능 연구에 필수적인 도구를 제공합니다.

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이 연구는 일본 과학 진흥 협회 (H.K.에 No. 19K10397, I.M.에 No. 18K09862)의 JSPS KAKENHI 보조금으로 부분적으로 지원되었습니다.

모든 동물 시술과 동물 관리는 도호쿠 대학의 규칙과 규정에 따라 수행되었습니다.
1. 신생아 dmp1-topaz 마우스 calvaria의 해부
<ol><li>이 프로토콜의 경우 C57BL/6-Tg(Dmp1-Topaz)1Ikal/J 마우스의 6-1일 된 새끼를 사용합니다. 5% 이소플루란 흡입으로 마우스를 안락사시킨 다음 새끼를 70% 에탄올로 옮깁니다.</li>
	<li>안락사된 강아지를 처리되지 않은 배양 접시에 옮깁니다.</li>
	<li>가위와 핀셋을 사용하여 두개골 바닥의 피부를 잡고 절개하십시오.</li>
	<li>첫 번째 절개를 시작점으로 하여 귀 앞쪽 두개골의 양쪽 측면을 절단하고 피부를 제거하고 두개골을 노출시킵니다.</li>
	<li>비강 다리에서 머리를 잡고 lambdoid 봉합사를 따라 calvaria를 자릅니다. 정수리 뼈의 측면 가장자리를 따라 자르고 정면 부분을 포함하도록 확장합니다.</li>
	<li>밑에있는 뇌 조직에서 calvaria를 분리하십시오. 알림: 최소한의 연조직 부착으로 깨끗한 뼈 두개골을 보장하려면 뼈 깊숙이 자르지 마십시오. 참고로 뼈 아래 가위의 그림자를 볼 수 있어야 합니다.</li>
	<li>calvaria를 인산염 완충 식염수(PBS, 프로토콜 전반에 걸쳐 pH 7.4)로 옮깁니다. 오목한 부분이 위쪽을 향하고 있는지 확인하십시오.</li>
</ol>2. 신생아 마우스 calvaria의 분획
<ol><li>5 mL의 2 mg/mL 콜라게나제 용액이 들어 있는 50 mL 원뿔형 튜브에 최대 5개의 calvariae를 옮깁니다. 사용 직전에 준비된 신선한 콜라게나제 용액을 사용하십시오.<ol><li>신선한 콜라게나제 용액을 제조하기 위해, 콜라게나제 분말을 2 mg/mL의 분리 완충액(70 mM NaCl, 10 mM NaHCO 3, 60 mM 소르비톨,3 mM K 2 HPO4, 1 mM CaCl2, 1 mg/mL 소 혈청 알부민(BSA), 5 mg/mL 포도당 및 25 mM HEPES)에 첨가한다. 콜라게나제 분말을 자석 교반기에 녹입니다.</li>
		<li>0.22μm 멸균 필터 장치를 통해 콜라게나제 용액을 50mL 튜브에 넣고 프로토콜 내내 얼음 위에 보관합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>칼바리아를 37°C에서 300rpm의 진탕기 상에서 20분 동안 인큐베이션하여 분획 1을 얻었다.</li>
	<li>분획 1의 분해물을 버리고, 5mL의 인산염 완충 식염수(PBS)로 칼바리아를 세척한 후 세척액을 폐기합니다.</li>
	<li>300rpm의 진탕기에서 15분 동안 37°C에서 PH 7.4의 PBS, PH 7.4에 1mg/mL BSA를 포함하는 5mM 에틸렌디아민테트라아세트산(EDTA) 5mL에 칼바리아를 배양합니다.</li>
	<li>50mL 원뿔형 튜브에 다이제스트를 수집합니다. 5mL의 PBS로 calvaria를 세척하고 세척 용액을 소화제에 첨가하십시오. 참고: 소화제를 수집하고 세척하는 각 지점에서 용액에 뼈를 피펫팅하여 뼈에서 세포를 분리하고 이중선 및 세포 응집체를 방지합니다.</li>
	<li>분획 2를 얻기 위해, 분해물을 4°C에서 300 x g 에서 5분 동안 원심분리한다. 상층액을 버리고 10% 소 태아 혈청(FBS), 100IU/mL 페니실린 G 및 100μg/mL 스트렙토마이신을 함유한 8mL의 α-최소 필수 배지(MEM)에 펠릿을 다시 현탁합니다. 10cm 배양 접시에 씨앗을 뿌린다. 분획 2를 5%CO2 하에 37°C에서 인큐베이션한다.</li>
	<li>칼바리아를 37°C에서 300 rpm의 진탕기 상에서 20분 동안 37°C에서 5 mL의 콜라게나제 용액에 인큐베이션한다.</li>
	<li>분수 3을 구하려면 2.5-6단계를 반복합니다. 분획 3을 5%CO2 하에 37°C에서 배양한다. 알림: 이 시점에서 뼈는 작아지고 조각으로 축소됩니다. 뼈가 실수로 분해물로 흡인되어 공정에서 세포 손실이 발생하지 않도록 하려면 분해물을 수집할 때 작은 팁 피펫(1000\u2012200 μL 피펫 팁)을 사용하십시오.</li>
	<li>칼바리아를 37°C에서 300 rpm의 진탕기 상에서 20분 동안 37°C에서 5 mL의 콜라게나제 용액에 인큐베이션한다.</li>
	<li>분수 4를 수집하려면 2.5-6단계를 반복합니다. 분획 4를 5%CO2 하에 37°C에서 배양한다.</li>
	<li>300rpm의 진탕기에서 15분 동안 37°C에서 PBS(pH 7.4) 중 1mg/mL BSA를 포함하는 5mM EDTA 5mL에서 칼바리아를 배양합니다.</li>
	<li>분수 5를 수집하려면 2.5-6단계를 반복합니다. 분획 5를 5%CO2 하에 37°C에서 배양한다. Osteocytes는 같은 날 분류를 위해 준비하거나 분류 전에 최대 24시간 동안 배양할 수 있습니다.</li>
</ol>3. 형광 활성화 세포 분류를 위한 골세포의 제조
<ol><li>각 세포 분획의 배지를 흡인하고 PBS 10mL로 부드럽게 세척합니다.</li>
	<li>PBS에 0.5% Trypsin-EDTA 5mL를 넣고 37°C에서 5분 동안 세포를 배양합니다. 5mL의 10% FBS α-MEM과 피펫을 추가하여 세포를 부드럽게 분리합니다. 40μm 세포 여과기를 통해 50mL 원뿔형 원심분리기 튜브에 체로 쳐서 각 분획의 세포를 결합합니다.</li>
	<li>10mL의 PBS로 세포를 세척하고 40μm 세포 여과기를 통해 50mL 원추형 원심분리기 튜브에 체로 쳐서 수집합니다. 세포를 4°C에서 300 x g 에서 5분 동안 원심분리합니다.</li>
	<li>상청액을 흡인하고 펠릿에 10% FBS α-MEM을 추가합니다. 세포 농도를 약 1 x 107 cells/mL로 조정합니다.</li>
	<li>35μm 나일론 메쉬 캡 튜브에서 세포를 여과합니다. 이제 셀이 FACS에 대한 준비가 되었습니다.</li>
	<li>이 프로토콜의 경우 100μm 크기의 노즐을 사용합니다. 수집 유체는 10% FBS α-MEM으로 구성되어야 합니다. 교반 중에 분류되는 샘플을 유지하고 가능하면 분류 내내 4°C에서 유지합니다.</li>
	<li>정렬하기 전에 측면 산란(SSC) 영역과 전방 산란(FSC) 영역을 조정하여 아티팩트와 셀을 제거하도록 게이팅을 최적화합니다. SSC-너비 대 SSC-높이 및 FSC-영역 대 FSC-너비를 조정하여 이중선을 제거합니다. GFP 음성 골세포는 분류 기기의 매개변수를 조정하기 위한 대조군으로 사용해야 합니다.</li>
	<li>세포 수집이 완료된 후, 세포를 4°C에서 300 x g 에서 10분 동안 원심분리한다. PBS로 세포를 세척하십시오. 세포를 4°C에서 300 x g 에서 5분 동안 원심분리합니다.</li>
	<li>셀을 다시 일시 중단하고 10% FBS α-MEM을 사용하여 원하는 대로 숫자를 조정합니다.</li>
</ol>

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</ol>

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최초로 분리된 골세포는 닭 calvaria7 (OB7.3) 또는 PHEX의 조류 변이체를 사용하여 분리하였다; 그러나, 이 방법은 또한 종 특이적인 골세포 특이적 항체가 제조되어야 하기 때문에 실행 가능한 항체의 가용성에 의해 제한됩니다. 연구자들은 마우스와 쥐의 긴 뼈에서 골 세포를 얻기 위해 순차적 효소 과정의 다른 변형을 사용했습니다. 보고된 이러한 배양물의 순도는 약 70%로 설정되었습니다9. cre 마우스 모델의 개발은 표면에 GFP를 발현하는 관절 세포를 조작할 수 있게 해주었습니다. 이 마우스 모델은 FACS와 함께 1차 골세포20의 순수 배양물을 얻는 데 사용되었습니다.
분수 1과 분수 6의 사용은 생략했는데, 이 분획에서 소량의 골세포가 떨어져 나가기 때문입니다. 분획 2\u20125를 사용하면 최단 처리 시간 동안 최상의 골세포 수율을...

Osteocytes는 분비된 기질1에 묻힌 조골세포 전구체로부터 말단적으로 분화된 세포입니다. 그들은 뼈 세포 집단 중에서 가장 풍부하고 가장 오래 사는 세포입니다. 그들은 lacunae 내에 거주하며 주변 환경 및 뼈 표면과의 광범위한 통신 및 대사 교환 네트워크를 형성하는 canaliculi라는 채널을 통해 확장되는 수상 돌기와 함께 특징적인 별 모양 형태를 가지고 있습니다2. 골세포는 뼈 리모델링에서 조골세포와 파골세포 역할을 모두 수행하며,기계적 부하에 대한 적응을 부여하는 주요 기계감각 세포이며3, 인산염 항상성(phosphate homeostasis)4 및 골기질 광물화(bone matrix mineralization)5에 관여하며, 열수관(lacunocanalicular) 시스템과 함께 먼 조직에 신호를 보내는 내분비 기관으로 작용한다6.
Osteocytes는 광물화된 매트릭스 내에 위치하여 접근성을 제한하고 분리를 어렵게 만들어 체외 조사를 방해합니다. 첫 번째 분리 방법 중 하나는 나중에 PHEX(X 염색체의 엔도펩티다아제와 상동성을 갖는 PHosphate-regulating gene)8의 조류 변이체로 알려진 골세포 특이적 단클론 항체(OB7.3)를 사용하여 닭 두개골에서 골세포를 분리하는 것이었습니다. 다른 연구자들은 쥐9 또는 마우스 10 긴 뼈의 순차적 소화를 사용하여 골세포 순도가 약70 %인 것으로 보고된 골세포가 풍부한 분획을 얻었습니다9. 이 절차의 한계에는 골세포 이외의 다른 세포 유형으로 오염된 배양물의 최적이 아닌 순도와 골세포가 분열하는 능력을 상실했기 때문에 배양 중인 다른 세포에 의해 골세포가 잠재적으로 과도하게 자랄 수 있다는 것이 포함됩니다. 이러한 문제는 장기 문화의 유용성을 제한합니다.
이러한 한계를 극복하기 위해 다양한 골세포 세포주가 개발되었습니다. MLO-Y4 세포주11 및 MLO-A5 세포주12는 특히 초기 단계 골세포 연구에 유용한 가장 널리 연구된 세포주입니다. 그러나 이들은 성숙한 골세포 마커인 sclerostin과 FGF2313의 낮은 수준을 발현하기 때문에 성숙한 골세포 신호 전달을 연구하는 데 덜 유용하다. IDG-SW314 및 Ocy45415를 포함하는 다른 세포주는 높은 수준의 스클레로스틴 및 FGF23을 발현하며 후기 골세포 단계를 연구하는 데 유용합니다. 세포주는 유용한 연구 도구임이 입증되었습니다. 그럼에도 불구하고, 그들은 일차 세포의 생물학을 완전히 나타내지 않기 때문에 제한없이 오지 않습니다. 상이한 세포주는 골세포 성숙 스펙트럼의 상이한 발달 단계를 나타내며, 세포주는 원발성 골세포의 이질성을 나타내지 못한다16,17.
일차 골세포의 순수 배양을 얻기 위해, 연구자들은 8kb dmp1 프로모터가 골세포에서 녹색 형광 단백질(GFP) 발현을 유도하는 데 사용되는 cre 마우스 모델을 활용했다18,19. Paic et al.19에 의한 이중 형질전환 마우스(pOB-Col 2.3-GFP-cyan 및 DMP1-GFP-topaz)와 Nakashima et al.20에 의한 dmp1-topaz 형질전환 마우스를 사용하여 골세포 개체군을 얻었습니다. 그들은 1차 골세포의 배양물을 획득하기 위해 GFP를 발현하는 골세포의 순차적 소화 및 FACS를 사용했습니다19,20. tdTomato 단백질을 활성화시키는 10kb dmp1 리포터 마우스 Ai9에서 cre의 방향은 골수, 조골세포, 근육 및 골수 내 세포에 존재하는 것으로 나타났습니다. 8-kb dmp1 프로모터는 동일한 발현 패턴을 가졌지만, 조골세포와 골수 세포의 일부만이 단백질을 발현하였으며, 이는 8-kb dmp1 프로모터가 더 특이적임을 나타낸다21. 그럼에도 불구하고, 8kb dmp1 프로모터를 사용하여 얻은 결과는 주의해서 해석되어야 하며, 유전자 발현 프로파일은 얻어진 집단이 충분히 높은 순도를 갖도록 하기 위해 골세포 대 조골세포 특이적 마커를 사용하여 일상적으로 수행되어야 합니다.
파골세포 마커 OSCAR 및 Ddcamp는 조혈되지 않은 고갈 대 고갈된 골세포 집단에서 발견되었으며, 이 발견으로 인해 저자는 8kb dmp1-topaz 신생아 calvaria 및 GFP 분류의 분획에서 얻은 소화가 조혈 세포로 오염되어 있다고 결론지었습니다. GFP 양성 조혈 세포는 GFP 양성 중간엽 세포(골세포)보다 GFP 강도가 상당히 낮기 때문에 조혈 세포의 오염은 GFP 분류 게이트를 조임으로써 완화될 수 있었습니다22.
시험관 내에서 골세포를 연구하는 방법은 골세포 생물학에 대한 최근의 풍부한 정보에 기여했습니다. 그러나 골세포 분리는 세포 수율이 낮은 노동 집약적이고 긴 절차로 남아 있습니다. 콜라게나제와 EDTA를 사용하여 종종 분획 823까지 뼈 소화의 설명 된 방법은 골 세포 생존력에 세금이 부과되는 몇 시간이 걸립니다. 연구자들은 세포 분류를 위해 분획(fractions)(2\u20125)을 사용했다고 보고했으며20, 조골세포와 관련된 유전자의 발현 프로필과 조골세포의 유전자 발현 프로필이 순수한 골세포 개체군을 분리하는 데 성공했음을 확인해준다는 것을 보여주었다20. 이 기사에서는 분획(2\u20125)을 얻는 과정을 설명하고 분획 1부터 8까지 시작하는 각 분획의 골세포 수율을 비교하여 각 분획에서 골세포의 반환을 결정합니다. 우리는 또한 신생아 dmp1-topaz 마우스 calvaria의 해부와 collagenase 및 ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)를 사용한 calvarial 소화뿐만 아니라 FACS를위한 세포의 준비에 대해 설명합니다.

<table><tbody><tr><td>BD FACSDiva 소프트웨어</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>데이터 수집 및 분석</td></tr><tr><td>BD Falcon Tube</td><td>BD Biosciences</td><td>352235</td><td>12 x 75 mm 튜브 with Cell Strainer Cap, 35 &mu; M 나일론 메쉬.</td></tr><tr><td>소 혈청 알부민 (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich, MO, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>콜라겐 분해 효소</td><td>Wako, Osaka, Japan</td><td>034-22363</td><td>0.2 % (w / v), C. histolyticum에서 공급되는 조 콜라겐 분해 효소 믹스.</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Dojindo, Kumamoto, Japan</td><td></td><td>0.1% BSA</td></tr><tr><td>FACSAriaTM II</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum (FBS)</td><td>Biowest, Nuaill&eacute;, France</td><td></td><td></td></tr><tr><td>절연 완충액</td><td></td><td></td><td>70mM NaCl, 10mM NaHCO, 60mM 솔비톨, 3mM K2HPO4, 1mM CaCl2, 0.1%(w/v) BSA, 0.5%(w/v) 포도당 및 25mM HEPES</td></tr><tr><td>Millex 멸균 필터 장치</td><td>Merck Millipore, 아일랜드</td><td>SLGV033RS</td><td>0.22&mu; m</td></tr><tr><td>나일론 셀 스트레이너</td><td>FALCON, NY, USA</td><td></td><td>40&mu; m</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Life Technologies, NY, USA</td><td></td><td>0.5% x10. PBS</td></tr><tr><td>&alpha;-MEM</td><td>Wako, Osaka, Japan</td><td></td><td>10% 소 태아 혈청, 100IU/ml 페니실린 G 및 100μ를 함유하여 x1로 희석; g/ml 스트렙토마이신</td></tr></tbody></table>

gfp 발현 골세포의 쥐 두개골 분획을 통한 1차 골세포 획득

Obtaining Primary Osteocytes Through Murine Calvarial Fractionation of GFP-Expressing Osteocytes

한때 기계적 부하를 감지하는 무대 뒤 기능을 감안할 때 뼈의 수동적 거주자로 생각되었던 골 세포는 이제 주목을 받고 있으며 세포 외 기질을 능동적으로 수정하고 내분비 기관을 형성하는 것과 같은 여러 주요 기능을 가지고 있는 것으로 나타났습니다. 시험관 내에서 분리된 일차 골세포에서 골세포 유사 세포주로 골세포를 테스트할 수 있게 된 방법 덕분에 골세포는 이제 구조와 기능에 대한 엄청난 관심과 지식의 급증을 경험하고 있습니다. 골세포 생물학의 많은 측면과 다른 분자 구성 요소와의 상호 작용은 아직 발견되지 않았습니다. 이 프로토콜에서 우리는 세포 분획 및 이후 FACS에 의한 1차 골세포의 배양을 통해 골세포에서 녹색 형광 단백질을 발현하는 dmp1-topaz 신생아 마우스 calvaria에서 1차 골세포의 효율적인 분리를 자세히 설명합니다.

이 프로토콜의 목적은 칼슘 킬레이트화를 위해 콜라겐 매트릭스 및 EDTA를 분해하기 위해 콜라게나제를 사용하는 분획 과정을 통해 dmp1-topaz 신생아 마우스 종아리에서 1차 골세포의 배양을 얻는 과정을 입증하는 것이며, 그 후 세포는 다른 세포 집단에서 골세포를 분리하기 위해 FACS를 위해 준비됩니다.
신생아 마우스 calvaria에서 일차 골세포를 얻는 방법은 종종 분류를 위한 분획(1\u20128)의 사용을 설명한다23. 이 방법의 효율성을 테스트하기 위해 분획 1에서 8까지 시작하여 하나의 dmp1-topaz 마우스 calvaria에서 얻은 골세포의 수율을 비교했습니다. 분획 1-20128을 개별적으로 분류하여 각 분획에서 골세포의 백분율과 수율을 결정했습니다. 분류 후, 우리는 파종된 세포의 밀도를 비교하기 위해 96웰 플레이트에서 24시간 동안 골세포를 배양했습니다. 분획 2-0125의 골세포 밀도는 분획 1의 밀도보다 ...

이 프로토콜은 형광 활성화 세포 분류(FACS)를 위한 골세포 준비 외에도 신생아 dmp1-topaz 마우스 두개골의 해부와 세포 소화 및 분획을 통해 녹색 형광 단백질을 발현하는 골세포의 분리를 설명합니다.

GFP 발현 골세포의 쥐 두개골 분획을 통한 1차 골세포 획득

The osteocyte, once thought to be a passive resident of the bone given the backstage function of sensing mechanical loading, is now brought to the ...

원발성 골세포 분리는 종종 낮은 세포 영역에서 누락되는 긴 절차입니다. 이 프로토콜은 많은 수의 1차 GFP 발현 골세포를 분리하기 위한 효율적인 방법을 제공합니다. 이 프로토콜은 처리 시간을 줄이고 조혈 세포 또는 중간엽 세포의 오염을 최소화하면서 단일 절차로 더 많은 수의 골세포를 얻을 수 있습니다.GFP 발현 골세포를 분리하기 위해, 안락사된 출생 후 6-7일째, 형질전환 생쥐 새끼를 처리되지 않은 배양 접시에 넣고 가위와 핀셋을 사용하여 두개골 기저부의 피부를 잡습니다. 가위를 사용하여 들어올린 피부를 먼저 절개한 다음 귀 앞 두개골 양쪽을 따라 절개합니다. 피부를 제거하여 갈바리아를 노출시키고 콧대에서 머리를 잡고 람보이드 봉합사를 따라 두정골 가장자리를 따라 조직의 전두부까지 갈바리아를 자릅니다.밑에 있는 뇌 조직에서 칼바리아를 분리하고 뼈의 오목한 면이 위로 향하도록 PBS에 놓습니다. 분획 1을 얻으려면 50ml 튜브당 최대 5calvaria를 새로 준비한 2mg/1mm 콜라겐분해효소 5ml에 모으고 조직을 섭씨 37도에서 분당 300회전으로 20분 동안 배양합니다. 배양이 끝나면 분획 1의 다이제스트를 버리고 PBS 5ml로 칼바리아를 세척합니다.세척 후 5밀리리터의 5밀리몰 EDTA로 교체하고 PBS에 소 혈청 알부민 1밀리리터당 1밀리그램을 보충하여 섭씨 37도에서 15분 동안 흔들어 줍니다. 배양이 끝나면 다이제스트를 50ml 원뿔형 튜브로 옮기고 5ml의 PBS로 칼베리아를 세척합니다. 그런 다음 세척 용액을 다이제스트에 옮깁니다.분획 2를 얻으려면 원심분리를 위해 절단물을 놓고 상층액을 버립니다. 10%의 소 태아 혈청(FBS)과 항생제를 함유한 8ml의 알파 최소 필수 배지에 펠릿을 다시 현탁시키고 세포를 10cm 배양 접시에 파종합니다. 그런 다음 분획 2 세포를 세포 배양 incubator에 넣습니다.방금 시연한 것처럼 분수 3과 4를 수집하고 배양한 후. PBS에서 소 혈청 알부민 1밀리리터당 1밀리그램을 보충한 5밀리리터의 5밀리몰 EDTA에 칼베리아를 섭씨 37도에서 15분 동안 진탕하면서 배양합니다. 배양이 끝나면 분수 2, 3, 4에 대해 입증된 대로 분수 5를 수집하고 배양합니다.분획 직후, 분류를 위해 세포를 수집합니다. 또는 배지를 흡인하여 배양 24시간 후에 세포를 수집하고 세척당 접시당 10ml의 PBS로 세포를 두 번 부드럽게 세척합니다. 두 번째 세척 후 플레이트당 PBS에 0.5%tripsin EDTA 5ml로 세포를 처리합니다.섭씨 37도에서 5분 후, 각 플레이트에 5ml의 완전 알파 최소 에센셜 배지를 첨가하고 피펫팅으로 세포를 부드럽게 분리합니다. 각 분획의 세포를 결합하려면 40미크론 세포 여과기를 통해 세포 현탁액을 단일 50ml 원추형 원심분리기 튜브로 여과합니다. PBS 10ml로 세포를 세척한 후 튜브에 추가합니다.스트레이너를 통해 세포를 여과하고 원심분리로 세포를 수집합니다. 세포가 펠릿화되면 펠릿을 매체 농도 밀리리터당 10-7번째 세포의 1배로 완전한 최소 필수 배지에 다시 현탁시키고 35미크론 나일론 메쉬 캡 튜브를 통해 세포를 여과합니다. 이 방법의 효율성을 테스트하기 위해 분획을 별도로 분류하고 24시간 동안 배양하여 각 분획에서 골세포의 비율과 수율을 측정했습니다.분획 2 내지 5에서 골세포의 밀도는 분획 1에서 관찰된 것보다 높았으며 분획 6, 7 및 8에서 현저하게 감소했습니다. 모든 분획 사이에서 얻어진 골세포의 비율은 통계적으로 유의하지 않지만, 골세포의 밀도는 분획 간에 현저히 다릅니다. 여기에서는 형광 활성화 세포 분류를 통해 GFP 음성 골 세포를 GFP 음성 골 세포로부터 분리하기 위한 게이팅 전략이 나와 있습니다.분류 후, 관심 있는 골세포 마커의 발현을 위해 골세포를 분석할 수 있습니다. 이 분석에서 골세포 마커 유전자는 높은 골세포 분획으로 알려진 presort fraction two에 비해 분리된 GFP 양성 골세포에서 더 높은 수준으로 발현되었습니다. 여기에서 플라스틱 배양 접시에서 배양 24시간 후 세포체에서 뻗어 있는 수상돌기가 있는 별 모양을 유지하는 GFP 양성 골세포의 형태를 관찰할 수 있습니다.다이제스트를 흡입할 때 칼베리아가 미세한 펠릿으로 줄어들므로 주의하십시오. 세포 손실을 방지하기 위해 작은 팁 흡입기를 사용하는 것을 잊지 마십시오. 골세포(osteocyte)는 뼈에 묻혀 있기 때문에 수수께끼 같습니다.이 기술은 골세포 분자 상호 작용과 파골세포 및 조골세포에 대한 골세포 조절을 연구하는 길을 열었습니다.

obtaining-primary-osteocytes-through-murine-calvarial-fractionation

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

골절 치료에 뼈 전구 기능의 정량적 측정은 고해상도 시리얼 이미징 기술을 필요로한다. 여기에, 프로토콜은 이미지를 순차적으로 골절을 수리하는 과정에서 내생 골 형성 줄기 / 전구 세포의 이동, 증식과 분화를 정량화의 intravital 현미경과 osteo-혈통 추적을 사용하여 제공됩니다.

순차<em&gt; 생체 내</em&gt; 골절 치료시 골 형성 줄기 / 전구 세포의 이미징

레티노 산으로 기본 마우스 조골 세포의 치료는 골 세포의 형태 학적 및 분자 기능 베어링 분지 세포의 균일 한 인구를 생산하고 있습니다. 방법은 획득 및 배양 주 골 세포를 유지의 어려움을 극복하고, 형질 전환 모델 유래 세포를 연구하는 것이 유리할 수있다.

기본 마우스 조골 세포에서 골 세포 배양을 구하는 레티노 산의 적용

조혈 줄기 및 전구 세포 (HSPCs) 및 골수 틈새 시장 사이의 상호 작용의 본질은 제대로 이해된다. 맞춤형 하드웨어 변형 및 다단계 획득 프로토콜은 생체 화상 골수 영역 내에 홈 표지 HSPCs 추적 상호 작용과 움직임 이광자 및 공 초점 현미경의 사용을 허용한다.

성인 마우스 두개골 골수에서 조혈 줄기 및 전구 세포의 생체 내 4 차원 추적에서

파골 세포는 신체의 주요 뼈 재 흡수 세포이다. 많은 수의 파골 세포를 분리 할 수​​있는 능력은 파골 세포 생물학의 이해에 상당한 발전을 가져왔다. 이 프로토콜에서는 배양 및 in vitro에서 파골 세포 활성을 정량화, 단리하는 방법을 설명한다.

마우스 골수에서 파골 세포의 유도

이 문서에서는, 우리는 분리 하 고 마우스 긴 뼈에서 골 수 기질 세포와 조 혈 줄기 세포 분화 방법 제시. 두 개의 서로 다른 프로토콜에는 저조한 다른 세포 인구 확장 및 차별화 osteoblasts, adipocytes, osteoclasts에 적합 되 게 됩니다.

절연, 문화, 및 골 수 기질 세포와 생쥐에서 Osteoclast 창시자의 차별화

파 골 세포는 조 혈 간세포의 대 식 세포 혈통에서 유래한 조직 특유의 대 식 세포 폴 리 에틸렌 이다. 이 프로토콜은 기존의 방법에서 발견 되는 사고의 위험을 줄이면서 많은 양의 파 골 세포를 얻을 수 있도록 골 수 셀을 분리 하는 방법을 설명 합니다.

쥐 골 골에서의 파 골 세포 전 구체의 분리, 정제 및 분화

이 프로토콜은 살아있는 동물 내 생물체 검사를 사용하여 실시간으로 CCL5 매개 periosteal skeletal 줄기 세포 이동의 검출을 설명합니다.

쥐에 있는 Periosteal 골격 줄기 세포의 CCL5 유도된 이동의 실시간 화상 진찰

우리는 여기에서 2개의 광자 현미경 검사를 사용하여 살아있는 마우스의 두개골 뼈의 골수에 있는 거대 karyocytes 및 proplatelet를 화상 진찰하는 방법을 설명합니다.

인 비보 마우스 두개골 골수에 있는 메가카르요세포와 프로플라틀의 2광화상

현재 논문에서는 마우스 세 번째 중족골의 조직 수준 기계적 부하에 대한 반응으로 생체 내에서 내장된 골세포의 기계적으로 유도된 칼슘 신호를 실시간으로 관찰하기 위해 생체 내 이미징 접근 방식을 수행하는 방법을 설명합니다.

마우스 골세포에서 부하 유도 칼슘 신호 역학을 연구하기 위한 형광 생체 내 이미징 접근 방식

이 연구는 전산 유체 역학(CFD) 분석을 위해 LCN(lacunar-canalicular network) 내에서 골세포의 3차원(3D) 모델을 시각화하고 개발하는 방법을 설명합니다. 이 방법을 사용하여 생성된 모델은 건강하거나 병든 뼈에서 골세포 기계감각을 이해하는 데 도움이 됩니다.

골세포(osteocyte)의 분석 및 이미징

생체 내 현미경 검사를 통해 조직 재생 및 종양 발달과 같은 동적 생물학적 과정을 연구할 수 있습니다. 매우 역동적인 조직인 calvarial bone marrow는 조혈과 혈관 기능에 대한 통찰력을 제공합니다. 생체 적합성 3D 프린팅 머리 고정 임플란트를 사용하면 반복적인 종방향 이미징이 가능하여 조직 역학 및 종양 미세환경에 대한 이해가 향상됩니다.

Intravital Longitudinal Imaging of Vascular Dynamics in the Calvarial Bone Marrow(갈바리골수에서 혈관 역학의 생체 내 종단 영상)

배우세요 GFP 발현 골세포를 쥐 두개골 분획을 통해 효율적으로 분리하는 방법을. FACS와 dmp1-topaz 형질전환 마우스 모델을 활용하여 처리 시간을 단축하고 세포 수율을 높이는 이 기술은 골세포 분자 기능 연구에 필수적인 도구를 제공합니다.

GFP 발현 골세포의 쥐 두개골 분획을 통한 1차 골세포 획득

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