Name: 인간 유도 만능 줄기 세포에서 뇌 미세 혈관 내피 세포의 파생, 확장, 냉동 보존 및 특성화 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-11-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: 배우세요 인간 iPSC에서 뇌 미세 혈관 내피 세포를 분화, 확장, 냉동 보존하는 방법을. 혈뇌장벽 기능과 질병 모델링에 활용할 수 있습니다.

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이 작품은 혁신적인 새로운 과학자에 대한 정신 건강 생물 행동 연구 상국립 연구소에 의해 지원되었다 (BRAINS) 상 R01MH113858 (R.K.), 건강의 국립 연구소 상 KL2 TR002542 (PL). 국립 정신 건강 임상 과학자 개발 상 K08MH086846 (R.K.), 시드니 R Baer Jr 재단 보조금 (P.L.) 도리스 듀크 자선 재단 임상 과학자 개발 상 (R.K.), 라이언 리히트 상 양극성 재단 (R.K.), 필리스 & 제롬 라일 라파포트 재단 (R.K.), 하버드 줄기 세포 연구소 (R.K.) 및 스티브 윌리스와 엘리사 프로이트 (R.K.에). 애니 카투리아 박사님의 비판적 독서와 원고에 대한 피드백에 감사드립니다.

인간 iPSCs는 매사추세츠 종합 병원 및 맥린 병원의 기관 검토 위원회에 의해 승인된 프로토콜을 사용하여 건강한 기증자의 섬유아세포에서 재프로그래밍되고, 이전 연구결과 44,45,46에기술된 것과 같이 특징지어졌습니다.
참고 : 간단히, 섬유 아세포는 mRNA 기반의 유전자 재프로그래밍(47)을통해 iPSC로 다시 프로그래밍되었다. iPSC는 줄기 세포 배지(SCM)(재료 목록 참조)에서 유지되고 SCM의 1mL을 가진 ~1.2 x 102 세포/mL의 밀도로 저장되고, rho 관련 단백질 키나아제 억제제(ROCKi) Y-27632를 가진 10 μM, 및 10% (v/v) 디메틸 황화물(DMSO), 액체 질소에서 냉동 보존 바이알 -160°C. 아래의 모든 절차는 달리 명시되지 않는 한 생물 안전 캐비닛에서 수행됩니다.
1. 지하 멤브레인 매트릭스 희석 및 판 코팅
<ol><li>희석 (1:50) 성장 인자는 페놀 레드없이 덜벡코의 수정 독수리 매체 (DMEM)에서 엥겔브레스 - 홈 군단 종양에서 정제 된 지하 막 매트릭스를 감소시켰다.</li>
	<li>희석 된 지하 막 매트릭스 (즉, 6 웰 플레이트 = 1mL, 12 웰 플레이트 = 0.5 mL)의 적절한 양량으로 세포 배양 판을 코팅하고 적어도 1 시간 동안 37 °C에서 이러한 플레이트를 배양한다.</li>
</ol>2. iPSC 유지 보수
참고: 6웰 의 평평한 바닥 플레이트에서 웰당 최대 수렴성은 ~1.2 x 106 셀입니다.
<ol><li>10 μM Y-27632로 SCM에 냉동 보존 iPSC를 해동하고 희석 된 성장 인자 감소 지하 멤브레인 매트릭스로 코팅 된 6 웰 플레이트에 플레이트.</li>
	<li>해동 후 처음 24시간 동안 10μM Y-27632로 SCM에서 iPSC를 유지합니다. 24시간 후에 신선한 매체로 전환하십시오.</li>
	<li>세포가 통과하기 전에 80-90% 합류에 도달할 때까지 SCM에서 iPSC를 유지합니다.<ol>
<li>분화(15,600셀/cm2)를 양면적으로 곱하여 분화에 필요한 iPSC수를 계산합니다. 6웰 플랫 바닥 플레이트의 경우, 총 149,760 셀/웰에 대해 15,600셀/cm2x 9.6cm2를 곱합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>통과하려면 행크스의 균형 잡힌 소금 용액 (HBBS)으로 세포를 씻으시면 됩니다. 이어서, 비효소 에틸렌디아민테트라아세트산(EDTA)으로 세포를 37°C에서 5분간 배양한다.<ol>
<li>셀 스크레이퍼를 사용하여 셀을 부드럽게 들어 올립니다. 신선한 SCM에서 세포를 수집합니다.</li>
		<li>플레이트 세포는 희석된 SCM로 코팅된 세포 배양판에 코팅되어 2.3단계에서 설명한 바와 같이 세포를 유지하거나 SCM 1mL에서 ~1.2 x 106 세포/mL, 10μM Y-27632 및 10% DMSO(v/v)에서 액체 질소 온도에서 액체 질소의 온도에서 보존된 바이알에 저장한다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. IPSC를 BC로 차별화
참고: 비 효소 EDTA는 세포를 덩어리로 분리합니다. 효소 EDTA(재료표 참조)는 세포를 단일 세포 현탁액으로 분리합니다. 망리노산(RA)은 빛으로부터 보호되어야 합니다.
<ol><li>DPBS(DPBS)로 iPSC를 한 번 세척합니다. 효소 EDTA(6웰 플레이트용 1mL, 12웰 플레이트용 0.5mL, 24웰 플레이트용 0.25mL)로 37°C에서 약 5분간 배양하여 단일 셀 서스펜션을 산출한다.</li>
	<li>실온에서 5분 동안 세포와 원심분리기를 300 x g(상대 원심력)로 수집합니다. 10 μM Y-27632를 포함하는 SCM에서 세포 펠릿을 재중단합니다.</li>
	<li>Trypan Blue 및 자동 셀 카운터 또는 혈전계 장치를 사용하여 세포 밀도를 결정합니다. 플레이트 셀은 15,600 셀/cm2 또는 149,760 셀/웰의 6웰 플랫 바닥 플레이트(표면적 9.6cm 2/well)의 밀도로 24시간 동안 10μM Y-27632를 함유하고 있다.</li>
	<li>SCM을 E6 매체로 변경하여 24시간 후에 차별화를 시작합니다. 다음 4 일 동안 매일 E6 매체를 변경합니다.</li>
	<li>차별화 4일째에 E6 배지를 희석(1:200) B27 보충제, 20ng/mL bFGF, 10 μM RA로 보충한 hESFM으로 교체하십시오. 다음 48시간 동안 이 매체를 변경하지 마십시오.</li>
	<li>희석 (1:200) B27hESFM200mL을 준비하여, 50x 농축 B27 보충제 의 1mL을 hESFM 199mL에 혼합한다.</li>
	<li>200 μg/mL 스톡 용액을 만들기 위해 트리스 버퍼(5mM Tris, pH 7.6, 150m MM NaCl)의 250 μL에서 bFGF 50 μg를 재구성하여 bFGF 20ng/mL을 준비합니다. 200 μg/mL bFGF의 20 μL을 hESFM 200mL로 혼합하여 20 ng/mL bFGF를 함유한 200mL의 hESFM을 준비한다.</li>
	<li>10μM RA를 먼저 100 mg의 RA 분말에 DMSO 2.5 mL를 추가하여 RA 스톡 용액 40 mg/mL을 제조하여 준비하십시오. 이 농도를 3 mg/mL로 희석하여 10mM 스톡 솔루션을 만듭니다. 200mL hESFM에 10μM RA의 200 μL을 혼합하여 10 μM RA를 포함하는 200mL의 hESFM을 준비하십시오.</li>
</ol>4. iPSC-파생 BMEC의 정화를 위한 코팅 콜라겐 IV(COL4) 및 섬유네틴(FN) 매트릭스
<ol><li>1 mg / mL FN 재고 용액을 만들기 위해 FN 2 mg에 멸균 수2 mL을 추가하십시오. 1 mg / mL COL4 재고 용액을 만들기 위해 5 mL의 멸균 수를 COL4 5 mg에 추가하십시오.<ol>
<li>FN이 37°C에서 30분 이상 용해되고 COL4가 실온에서 용해되도록 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>멸균 물에 FN 스톡 솔루션을 희석하여 최종 농도100 μg/mL 및 COL4 스톡 용액을 400 μg/mL의 최종 농도로 희석시다.</li>
	<li>원하는 플레이트(6웰 플레이트 = 1mL 의 COL4/FN 용액, 12웰 플레이트 = 0.5mL, 24웰 플레이트= 0.25mL, 및 12-트랜스웰 여과판 = 0.25 mL)을 400 μg/mL COL4 및 100μg/mL FN의 혼합물로 코팅합니다.</li>
	<li>37°C에서 최소 2시간 또는 하룻밤 동안 플레이트를 배양합니다. 트랜스웰 여과 플레이트의 경우 최소 4시간이 권장됩니다.</li>
</ol>5. iPSC 파생 BMEC의 하위 배양 및 정화
참고: 효소 EDTA를 가진 잠복기는 분화의 6일에 세포의 연결에 따라 15 분 이상 걸릴 수 있습니다.
<ol><li>차별화 6일째에 DPBS로 셀을 두 번 씻으시면 됩니다. 단일 세포 현탁액이 얻어질 때까지 37°C에서 적어도 15분 동안 효소 EDTA 1mL로 배양한다.</li>
	<li>실온에서 5분 동안 300 x g에서 원심 분리를 통해 세포를 수집합니다. 희석 (1:200) B27 보충, 20 ng /mL bFGF 및 10 μM RA와 신선한 hESFM으로 세포 펠릿을 다시 중단합니다.</li>
	<li>400 μg/mL COL4 및 100 μg/mL FN의 혼합물로 코팅된 플레이트에 종자 셀은 6웰 플레이트의 1웰 비율을 12웰 플레이트의 3웰, 12웰 여과판의 3웰 또는 24웰 플레이트의 6웰을 사용하여 코팅하였다.</li>
	<li>종자 미분화 된 iPSCs는 TEER 분석을 위한 부정적인 제어로 COL4/FN 코팅 된 12-트랜스웰 여과 판에 동일한 세포주에서 분리되지 않았다.</li>
	<li>24 시간 의 하위 배양 후, B27 보충만 hESFM에 매체를 변경합니다. 이 단계 후에는 중간 변경이 필요하지 않습니다.</li>
</ol>6. 발아 분석
<ol><li>8일 iPSC 유래 BMEC를 수집하고 지하 멤브레인 매트릭스 200 μL/cm2로 새로 코팅된 24웰의 평평한 바닥 플레이트에 100,000개의 세포/우물로 시드합니다.</li>
	<li>이러한 세포를 hESFM로 희석 (1:200) B27 및 40 ng/mL의 혈관 내피 성장 인자 A (VEGFA165)로 치료한다.</li>
	<li>24시간마다 세포를 관찰하고 2일마다 배지를 변경합니다.</li>
</ol>7. 면역 세포 화학 (ICC)
참고 : ICC는 24 잘 평평한 바닥 플레이트에 수행됩니다.
<ol><li>48시간의 하위 배양(8일째) 후에는 DPBS로 두 번 세척합니다. 4% 파라포름알데히드(PFA)로 세포를 20분 간 수정합니다.</li>
	<li>DPBS로 셀을 세 번 씻고, 세척당 5분. DPBS의 실온에서 1시간 동안 전블록 셀을 5% 당나귀 혈청과 0.3% 트리톤 X-100(v/v).</li>
	<li>1차 항체가 있는 인큐베이션: 마우스 항인간-PECAM1 (1:100, 주식 0.5 mg/mL), 토끼 항인간-TJP1 (1:200, 주식 0.53 mg/mL), 마우스 항인간-CLDN5 (1:200, 주식 0.5 mg/mL), 마우스 항인간-OCLN (1:200, 주식 0.5 mg/mL), 토끼 안티 인간-SLC2A1 (1:100, 주식 0.2 mg/mL) DPBS에 1박 5%<ol>
<li>DPBS로 세포를 한 번 헹구고 DPBS로 세척당 5분간 5회 세척합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>이차 항체를 가진 세포를 배양: 당나귀 항 토끼 알렉사 플루오 555 (1:200) 및 당나귀 항 마우스 488 (1:200) DPBS에서 5% 당나귀 혈청을 1 시간 동안 포함하는.</li>
	<li>이 배양에 이어, 10분 동안 DPBS에 Hoechst 33342 트리하이드로염 삼수화물 희석(1:1000)을 첨가한다.<ol>
<li>Hoechst 33342 용액을 제거하고 DPBS로 한 번 헹구고 DPBS로 4번 세척하면 세척당 5분간 세척합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>형광 현미경에 세포를 시각화하여 세포 제조업체의 발현 및 국소화를 찾습니다.</li>
</ol>8. TEER 측정 및 분석
참고: 코닝 12-트랜스웰 여과 판에는 1.12cm2 폴리에틸렌 테레프탈레이트 멤브레인과 0.4 마이크로미터 모공으로 구성된 필터가 장착되어 있습니다. TEER 측정은 기술적(웰당 3개) 및 생물학적 복제(세포주 당 3웰 및/또는 상태)에서 수득됩니다.
<ol><li>서브 배양 후 24시간(7일차)은 24시간마다 젓가락 전극과 볼토름계를 사용하여 TEER를 측정합니다. 측정 에 대한 구체적인 지침은 voltohmmeter 사용자 설명서를 참조하십시오.<ol>
<li>TEER을 측정하려면 전날 밤 화산계 장비를 충전하십시오. 안전 후드에 넣기 전에 기기와 젓가락 전극을 70% 에탄올로 가볍게 닦으릅니다.</li>
		<li>제조업체에서 권장하는 대로 전원을 켜고 옴 미터를 보정합니다.</li>
		<li>젓가락 전극을 연결하고 전극을 70% 에탄올로 헹구고 DPBS가 그 뒤를 따릅니다.</li>
		<li>더 짧은 말단 전극을 트랜스웰 인서트(apical chamber)에 넣고 더 긴 끝을 바소포측 챔버에 넣습니다.</li>
		<li>먼저 COL4/FN만 코팅된 빈 웰을 측정합니다. 그런 다음 다른 우물을 측정합니다.</li>
		<li>다른 조건(즉, 다른 세포주를 측정)할 때 DPBS가 70% 에탄올로 젓가락 전극을 빠르게 헹구고 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>모든 측정 (Ω)이 기록 된 후, 70 %의 에탄올과 젓가락 전극을 헹구고 물을 멸균합니다. 전극을 부드럽게 닦아 안전 후드에서 공기를 건조시키십시오.</li>
	<li>빈 우물에서 (Ω)의 삼중 TEER 값을 평균하고 조건에 따라 각 원시 TEER 값에서이 평균 값을 뺍니다.<ol>
<li>빼낸 값을 평균하고 1.12cm 2(12-트랜스웰 인서치의 표면적)로 곱합니다.</li>
		<li>6단계에서 변형된 값을 사용하여 TEER 값과 TEER 측정의 일일 표준 오류를 보여주는 그래프를 생성합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>9. Efflux 운송 활동 및 분석
참고 : Efflux 수송 활동 분석은 24 웰 평면 바닥 플레이트에서 수행됩니다. 관심있는 Efflux 운송업체로는 ABCB1과 ABCC1이 있습니다. 각 조건은 제어 우물 (즉, 각각의 억제제없이 빈 우물)와 triplicate에서 수행되어야한다는 것이 좋습니다.
<ol><li>48시간 의 하위 배양(8일째) 후, 37°C에서 1시간 동안 10μM 발스포다르(ABCB1 억제제) 또는 10μM MK571(ABCC1 억제제)으로 세포를 배양한다.<ol>
<li>DMSO의 412 μL에서 5 mg의 분말(1214.64 g/mol)을 용해하고 10 μM의 작동 농도로 희석하여 10mM Valspodar 재고를 준비하십시오. 예를 들어, 10 μM Valspodar와 hESFM의 10mL를 만들려면, hESFM의 10 mL와 10 mM Valspodar 재고의 10 μL을 혼합합니다.</li>
		<li>931 μL에 5 mg 분말 (537.07 g/mol)을 용해하고 10 μM의 작업 농도로 희석하여 10 mM MK571 재고를 준비하십시오. 예를 들어, 10 μM MK571로 hESFM 10mL를 만들려면 10mM MK571 재고의 10 μL을 hESFM 10mL와 혼합한다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>1시간 후, 10μM 로다민 123(ABCB1 기판) 또는 10 μM 2',7'-디클로로디하이드로플루오레세이션(H2DCFDA, ABCC1 기판)을 37°C에서 1시간 동안 각각의 억제제 유무로 배양한다.<ol>
<li>DMSO 875 μL에서 10 mg의 분말(380.82 g/mol)을 용해하고 10 μM의 작동 농도로 희석하여 10mM 로다민(123)을 준비한다. 예를 들어, 10 μM 로다민 123으로 hESFM 10mL을 만들기 위해 10mM 로다민 123의 10 μL을 hESFM 10mL과 혼합한다.</li>
		<li>10mM H2DCFDA는 DMSO 10.26mL에서 50 mg의 분말(487.29 g/mol)을 용해하고 10 μM의 작동 농도로 희석하여 10mM H2DCFDA를 준비합니다. 예를 들어, 10 μM 로다민 123으로 hESFM 10mL을 만들기 위해 10mM 로다민 123의 10 μL을 hESFM 10mL과 혼합한다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>5% 트리톤-X(v/v)를 함유한 DPBS를 사용하여 DPBS 및 lyse의 0.5mL로 셀을 두 번 세척합니다.</li>
	<li>멀티 플레이트 또는 마이크로 플레이트 판독기를 사용하여 용액 세포의 형광을 측정합니다(재료 목록 참조).<ol>
<li>형광 플레이트 판독기 기기를 485 나노미터 발산 및 530 나노미터 방출로 설정하고 이러한 파장에서 형광을 측정합니다.</li>
		<li>수송기 분석에서 사용되지 않는 우물의 경우, 세포 핵 정량화를 위해 4 % PFA로 고정하기 전에 DPBS로 두 번 세포를 세척하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hoechst 33342 트리하이드로염 삼수화물 희석 (1:1000)을 10 분 동안 DPBS로 세포를 배양한다. 각 우물의 여러 시각적 필드를 이미지하여 형광 현미경을 사용하여 평균 세포 핵 수를 계산합니다.</li>
	<li>피지를 사용하여 핵을 계산하고 이러한 카운트에 세포 단위로 형광 값을 정규화.<ol>
<li>각 조건의 원어형 축적 값을 각 빈 값에서 빼서 형광의 평균 축적을 계산합니다.</li>
		<li>각 조건에 대한 평균 빼기 값입니다.</li>
		<li>평균 값을 9.6.1 단계에서 평균 셀 수로 나눕니다. 이러한 값을 사용하여 셀당 형광 값을 정규화합니다.</li>
		<li>정규화된 값을 사용하여 각 억제제 조건에 대한 그래픽 표현을 생성하고 필요한 통계 분석을 수행합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>10. 패시징, 확장 및 냉동 보존 BME
<ol><li>희석 (1:200) B27로 보충된 신선한 hESFM으로 8 BMEC 배양을 보충하고 세포가 COL4/FN 매트릭스에서 이틀 더 확장할 수 있도록 합니다.</li>
	<li>새로운 12-Transwell 여과 판과 400 μg/mL COL4 및 100 μg/mL FN과 100 μg/mL FN과 24웰 플랫 바닥 플레이트를 4시간 동안 코팅합니다.</li>
	<li>10일째에, DPBS로 세포를 세척하고 단일 세포 현탁액이 얻어질 때까지 37°C에서 적어도 15분 동안 효소 EDTA1mL로 배양한다.</li>
	<li>실온에서 5분 동안 300 x g에서 원심 분리를 통해 세포를 수집합니다.<ol>
<li>이 세포를 극저온보존하기 위하여는, 30% 태아 소 혈청 (FBS) 및 10% DMSO와 신선한 hESFM로 세포 펠릿을 재중단합니다.</li>
		<li>iPSC 유래 BMEC를 -80°C에서 처음 24시간 동안 이소프로판올 용기에 냉동 보존 된 바이알에 저장한 다음 -160 °C에서 장기 저장을 위해 액체 질소에 놓습니다.</li>
		<li>이러한 세포를 통과하기 위해, 희석 (1:200) B27로 보충 신선한 hESFM으로 세포 펠릿을 다시 중단.</li>
	</ol>
</li>
	<li>10.2 단계에서 준비된 코팅 된 접시에 종자 세포를 종자 세포. 종자 세포는 12-트랜스웰 여과 판의 3웰에 6웰 플레이트의 1웰의 비율을 사용하고 24웰 플레이트의 6웰을 사용한다. 세포가 24시간 동안 성장하고 확장할 수 있도록 합니다.</li>
	<li>11일, 8단계에 나열된 단계를 수행하여 TEER를 측정합니다.</li>
	<li>12일, 9단계에 나열된 단계를 수행하여 ICC를 수행하십시오.</li>
	<li>냉동 보존 된 BMEC를 해동하려면 냉동 보존 된 유리알을 따뜻한 물이나 비드 욕조에 37oC에 놓습니다. 그런 다음 해동된 BMEC를 희석(1:200) B27로 보충한 hESFM 5mL로 전송한다.<ol>
<li>실온에서 5분 동안 300 x g에서 원심 분리를 통해 세포를 수집합니다. 희석 (1:200) B27, 10 μM RA 및 10 μM Y-27632로 보충 hESFM에서 세포를 다시 중단합니다.</li>
		<li>24시간 후, 라없이 희석 (1:200) B27 및 10 μM Y-27632로 보충 된 hESFM으로 매체를 전환하십시오.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

수정 및 문제 해결
본 프로토콜에서, 우리는 BMEC의 파생을 위해 iPSC 배양 하는 동안 일반적으로 사용되는 세포 외 매트릭스 및 세포 배양 매체를 사용 하 여 몇 가지 수정을 했다(그림 1). 이러한 변화는 Lippmann 프로토콜1에설명된 바와 같이 인간 iPSC로부터 BMECS를 파생하는 기능에 영향을 미치지 않았다. 다른 건강한 기증자의 iPSC 라인은 이 수정된 프로토콜이 다른 라인1과이전 연구와 유사한 결과를 나타낸다는 것을 보여주기 위해 사용되었습니다. 냉동 보존을 위해, B27 보충 대신에 사용 되었다 1% 혈소판 가난한 혈장 유래 혈청 (PDS)40,하지만이 후속 배양에 BMEC 충실도 영향을. 문제 해결과 관련하여 TEER 값은 안정화되기 전에 빠르...

혈액-뇌 장벽 기능 혈액-뇌 장벽 (BBB) 뇌에 혈액에서 물질의 움직임을 제한 하는 경계를 형성. BBB는 혈관을 안대기하는 단층층을 형성하는 뇌 미세 혈관 내피 세포 (BMEC)로 구성됩니다. BMEC는 성상 세포, 뉴런, pericytes, microglia 및 세포외 매트릭스와 함께 신경 혈관 단위를 형성합니다. BMEC는 BBB가 고트랜스 내피성 내피성 내성(TEER)을 유지할 수 있도록 엄격하게 조절된 파라세포 구조를 가지며, 이는 수동 확산을 제한하고 장벽 무결성1,2의지표역할을 한다. BMEC는 또한 면역 반응 도중 백혈구의 사치뿐만 아니라 내분비증, transcytosis 및 환원과 같은 세포간 운동을 지원하는 단백질이있습니다 3. BMEC는 뇌3의동종 성 균형을 유지하기 위해 폐기물의 영양 및 제거를위한 유입 및 efflux 수송에 의존합니다. 예를 들어, solute carrier family 2 멤버 1(SLC2A1)은 BBB4를가로지르는 포도당의 이동을 담당하는 유입 수송기이며, ATP 결합 카세트 서브패밀리 B 멤버 1(ABCB1) 및 ATP 결합 카세트 서브패밀리 C멤버 1(ABCC1)과 같은 efflux 수송기는 기판을혈류량3,5,6, 7,7, 7, 7, 7, 7, 7, 6, 7로되돌리는 역할을 한다. ABCB1 기판에는 모르핀, 베라파밀4,그리고 올란자핀 과 리스페리돈8과같은 항정신병제를 포함하고 있으며, ABCC1 수송기는 황산염 침추, 빈크리스틴 및 글루큐로니드 컨쥬게이트4를포함한 다양한 기판을 가지고 있다.
정신 장애에서 BBB 모델의 응용 프로그램 BBB 기능 장애는 정신 분열증과 양극성 장애9,10을포함하여 다수의 신경 및 정신 장애에 연루되었습니다. 최근에는 iPSC 유래 전 생체내 세포 모델이 정신 질환의 세포 및 분자 기초를 심문하는 데 활용되고 있지만, 이들 모델은 현재 신경혈관수(11,12,13)에의해 잠재적인 역할을 고려하지 않고 있다. 혈액에서 순환하는 말초 염증 성 사이토카인이 BBB 14,15,16,17에부정적인 영향을 줄 수 있지만, 세포세포18,19,20,21,22,세포간23,24,25, 25,26,27,28, 29,및 외세포 매트릭스 20,29,29,및 외세포 매트릭스20,29, 39이상을 기여하는 증거가 있다고 가설된다. BBB의 중단은 뇌 완두콩에 들어가는 혈액의 내용이 생상세포 및/또는 마이크로글리아를 활성화하여 염증성 사이토카인을 방출하는 결과를 초래할 수 있으며, 이는 차례로 뇌에 해로운 영향을 미칠 수 있는 염증 반응33을 개시한다. BMEC는 BBB의 주요 구성 요소이며 이러한 세포의 구조와 기능을 검사하면 신경 및 정신 장애에서 BBB 기능 장애에 대한 이해를 향상시킬 수 있습니다.
대체 BMEC 모델 iPSC1,6,35,36에서BMEC를 도출하기위한 효율적인 프로토콜의 개발에 앞서 연구자들은 BBB 기능을 연구하기 위해 불멸의 BMEC37을 사용했습니다. 그러나, 이들 모델의 대부분은 바람직한 BBB 표현형을 달성하지 못했으며, 이러한 생리학적 범위의 TEER값(38,39). iPSC를 활용하는 것은 세포가 파생되는 개별의 유전적 배경을 유지하는 장점이 있다. 과학자들은 인체 뇌의 구조와 기능을 재구성하는 iPSC 유래 ex vivo 마이크로 환경 모델을 확립하기 위해 적극적으로 노력하고 있습니다. 연구원은 생체 내에서 발견되는 BMEC와 구조적이고 생리적으로 유사한 BMEC를 파생시키는 방법을 개발했습니다. iPSC 유래 BMEC의 정제된 인구를 획득하는 방법은 지난 몇 년 동안최적화되는프로토콜과 다른 단계의 숫자를 필요로1,6,35,36. 일반적으로 iPSC 유래 BMEC는 4일 동안 에센셜 6(E6) 배지에서 배양되며, 그 다음으로 기본적인 섬유아세포 성장인자(bFGF), 망막산(RA) 및 B27 보충제로 보충된 인간 내피 혈청 프리 배지(hESFM)에서 2일 간 배양된다. 세포는 콜라겐 IV (COL4) 및 섬유 넥틴 (FN) 매트릭스에 배양되어 >90 % 균질 BMEC1을얻습니다.
BMEC의 정체는 혈소판-내피 세포 접착 분자-1(PECAM1), SLC2A1 및 타이트 접합 단백질 1(TJP1), 클로르딘(OCLN), 클라딘-5(CLDN5) 및 클라딘-5(CLDN5)와 같은 단단한접합 단백질을 포함하는 BMEC 단백질의 공동 발현을 보여주는 면역형광에 의해 확인된다. 발아 된 술은 iPSC 유래 BMEC의 혈관 신생 잠재력을 확인하는 데 사용되었습니다. 6 BMEC의 BBB 무결성은 체외 TEER 값(~2000Ω x cm2)37 및 ABCB1 및 ABCC11,6,36과같은 efflux 수송자에 대한 측정 가능한 활동의 존재에 의해 평가된다. Lippmann 그룹에 의한 최근의 방법론적 진보는 iPSC 유래 BMEC 프로토콜로 이어졌으며 실험 가변성을 감소시키고 재현성을향상시켰습니다. 그러나 하위 배양 단계를 넘어 확장되고 통과 될 수 있는지 여부는 알려져 있지 않습니다. 당사의 수정된 프로토콜은 iPSC에서 파생된 BMEC를 8일째 이후로 통과시키고 냉동 보존 후 BBB 특성을 유지하기 위해 더 확장될 수 있는지 여부를 평가하여 이 문제를 해결하는 것을 목표로 합니다. iPSC 유래 BMEC의 패싱을 설명한 연구는 없지만, 동결 해동주기(40)를겪은 후 생리적 BBB 특성을 유지하는 BMEC 냉동 보존에 대한 프로토콜이 존재한다. 그러나, 동결 후 BMEC는 BBB 속성을 통과하고 유지할 수 있다는 것은 알려져 있지 않다.
Lippmann 프로토콜을 사용하여 iPSC에서 파생된 BMEC는 헌팅턴병7과같은 신경 장애의 BBB 중단을 모델링하는 데 활용되었다. 이러한 iPSC 유래 BMEC는 또한 혈액-CSF 장벽 및 BBB의 중단에 Neisseria 뇌막염 또는 B 연쇄상 구균과 같은 세균 감염의 효력을 각각41,42에조사하는 데 사용되었습니다. 또한, 정신 분열증을 가진 22q 삭제 증후군 환자에서 iPSC 유래 BMEC를 사용하여, 연구원은 뇌로 백혈구의 모집 및 사치를 돕는 BMECs에 있는 주요 접착 분자-1 (ICAM-1)의 증가를 관찰했습니다43. 종합하면, 이 연구 결과는 복잡한 신경 정신병 장애에 있는 BBB 중단을 공부하기 위한 iPSC 파생한 BMECs의 유용성을 보여줍니다.

<table><tbody><tr><td>2&prime;,7&prime;-dichlorodihydrofluorescein diacetate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D6883-50MG</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A6964-100mL</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 당나귀 안티 마우스 IgG</td><td>Life Technologies</td><td>A-21202</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 555 당나귀 안티 토끼 IgG</td><td>Life Technologies</td><td>A-31572</td><td></td></tr><tr><td>B27 보충제</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>CD31 (PECAM-1) (89C2) 마우스 mAb</td><td>세포 신호</td><td>3528S</td><td></td></tr><tr><td>CLDN5 (Claudin-5)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>35-2500</td><td></td></tr><tr><td>콜라겐 IV 인간 태반에서 Sigma</td><td>Aldrich</td><td>C5533-5mg</td><td></td></tr><tr><td>Corning 2 mL 내부 나사식 폴리프로필렌 극저온 바이알&nbsp;</td><td>코닝</td><td>&nbsp; 8670</td><td></td></tr><tr><td>코닝&nbsp; Costar Flat Bottom Cell Culture Plates (6-wells)</td><td>코닝</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>Corning&nbsp; Falcon Flat Bottom Cell Culture Plates (24-wells)</td><td>Corning</td><td>353047</td><td></td></tr><tr><td>Corning Transwell Multiple Well Plate with Permeable Polyester Membrane Inserts (12-wells)</td><td>Corning</td><td>3460</td><td></td></tr><tr><td>Countess slides</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C10228</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12 (페놀 레드 제외)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>&nbsp; </td><td></td>A1413202</tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D2438-50mL</td><td></td></tr><tr><td>당나귀 혈청</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D9663-10ML</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (+/+)</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>14040-117</td><td></td></tr><tr><td>상피 볼트/옴(TEER) 측정기(EVOM2) STX2</td><td>World Precision Instruments</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>필수 6 매체(Thermo Fisher)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>A1516401 Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F2442</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F2006-2mg</td><td></td></tr><tr><td>Geltrex LDEV-Free Reduced Growth Factor Basement Membrane Matrix</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A1413202</td><td></td></tr><tr><td>Hanks' Balance Salt Solution with calcium and magnesium&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>24020-117</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342, Trihydrochloride, Trihydrate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>H3570</td><td></td></tr><tr><td>인간 내피 혈청이 없는 매체</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11111044</td><td></td></tr><tr><td>InCell Analyzer 6000</td><td>General Electric</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Invitrogen&nbsp; Countess Automated Cell Counter</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>해당 사항 없음</td><td></td></tr><tr><td>MK-571</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7571-5MG</td><td></td></tr><tr><td>NutriStem</td><td>Stemgent</td><td>01-0005</td><td></td></tr><tr><td>Occludin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>33-1500</td><td></td></tr><tr><td>파라포름알데히드 16%</td><td>전자 현미경 서비스</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>Perkin Elmer Envision 2103 멀티 플레이트 독자</td><td>Perkin Elmer</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>재조합 인간 VEGF 165</td><td>Peprotech</td><td>100-20</td><td></td></tr><tr><td>재조합 인간 FGF-basic (154 a.a.)</td><td>Peprotech</td><td>100-18B</td><td></td></tr><tr><td>레티노산</td><td>시그마 Aldrich</td><td>R2625-100MG</td><td></td></tr><tr><td>로다민 123</td><td>시그마 Aldrich</td><td>83702-10MG</td><td></td></tr><tr><td>SLC2A1 (GLUT-1)</td><td>ThermoFisher</td><td>PA1-21041</td><td></td></tr><tr><td>SOX17</td><td>세포 신호</td><td>81778S</td><td></td></tr><tr><td>TJP-1 (ZO-1)</td><td>ThermoFisher</td><td>PA5-28869</td><td></td></tr><tr><td>트리톤 X-100</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T8787-50ML</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue Stain (0.4%) Countess Automated Cell Counter와 함께 사용</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>T10282</td><td></td></tr><tr><td>Valspodar (Sigma) (cyclosporin A)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>SML0572-5MG</td><td></td></tr><tr><td>Versene 용액</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15040066</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632 dihydrochloride (ROCK inhibitor)</td><td>Tocris/ 써모 피셔 사이언티픽</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

인간 유도 만능 줄기 세포에서 뇌 미세 혈관 내피 세포의 파생, 확장, 냉동 보존 및 특성화

Derivation, Expansion, Cryopreservation and Characterization of Brain Microvascular Endothelial Cells from Human Induced Pluripotent Stem Cells

뇌 미세 혈관 내피 세포 (BMEC)는 혈액 뇌 장벽 (BBB) 기능을 연구하기위한 전 생체 세포 모델을 개발하기 위해 인간 유도 만능 줄기 세포 (iPSC)와 분화 될 수있다. 이 수정된 프로토콜은 이전 프로토콜에 보고된 프로토콜과 는 다른 기증자 및 시약을 사용하여 인간 iPSC로부터 BME를 파생, 확장 및 냉동 보존하는 세부 단계를 제공합니다. iPSC는 4일 동안 필수 6배지로 처리되며, 그 다음으로 기본적인 섬유아세포 성장인자, 망막산 및 B27 보충제로 보충된 인체 내피 성 혈청 없는 배양 배지의 2일 이후에 이어지며. 6일째에, 세포는 2일 동안 콜라겐/섬유넥틴 매트릭스에 하위 배양된다. 면역 세포화학은 CLDN5, OCLN, TJP1, PECAM1 및 SLC2A1을 사용하여 BMEC 마커 분석을 위해 8일째에 수행됩니다. 서양 블로팅은 BMEC 마커 발현, 및 SOX17의 부재, 내피 마커를 확인하기 위해 수행된다. 혈관 신생 잠재력은 발아 분석으로 입증됩니다. 트랜스 내피 전기 저항(TEER)은 7일부터 젓가락 전극 및 화산계를 사용하여 측정됩니다. ATP 결합 카세트 서브패밀리 B 멤버 1 및 ATP 바인딩 카세트 서브패밀리 C 멤버 1에 대한 Efflux 수송 활성은 8일째에 멀티 플레이트 판독기를 사용하여 측정된다. BMEC의 성공적인 파생은 관련 세포 마커의 존재에 의해 확인된다, SOX17의 낮은 수준, 혈관 신생 잠재력, 수송 활성 및 TEER 값 ~2000 Ω x cm2. BMEC는 갓 코팅 된 콜라겐 / 섬유 네틴 플레이트 또는 냉동 보존에 전달하기 전에 10 일까지 확장됩니다. 이 프로토콜은 iPSC 유래 BMEC를 적어도 한 번 확장하고 통과할 수 있음을 보여줍니다. 그러나, 낮은 TEER 값및 BMEC 마커의 가난한 지역화가 극저온 보존 후에 관찰되었다. BMEC는 다른 세포 유형 (뉴런, 신경교, pericytes)와 공동 배양 실험, 3 차원 뇌 모델 (장기 칩 및 하이드로겔),뇌 오르가노이드의 혈관화, 신경 정신 장애에서 BBB 기능 장애를 연구하는 데 활용할 수 있습니다.

BMEC 차별화 이 프로토콜의 몇 가지 중요한 단계를 정확하게 따라야합니다(그림 1). 1일째에 E6 배지 사용은 여러세포주(36)에걸쳐 재현 가능한 결과를 산출하는 비교적 짧은 기간 내에 iPSC로부터 신경 절제술 혈통을 유도하는 데 자주 사용되기 때문에 중요하다. 또 다른 중요한 단계는 E6 배지를 희석 (1:200) B27, 20 ng /mL bFGF 및 10 μM RA로 hESFM로 전환하여 iPSC 유래 BMEC를 확장하는 차별화의 4 일째에 있습니다. B27 보충제의 첨가는 혈청이 없는 세포 배양1을지원하기 위해 소 혈청에 대한 대안으로 사용되며, bFGF는 iPSC 유래 BMEC6의성장을 용이하게 하기 위해 첨가되며, RA는 BBB 표현형35의개발을 용이하게 ...

이 프로토콜은 인간 유도 만능 줄기 세포를 분화하여 얻은 뇌 미생물 내피 세포를 도출, 확장 및 냉동 보존하고, 전 생체 모델에서 혈액 뇌 장벽 특성을 연구하는 적응된 방법을 자세히 설명합니다.

Brain microvascular endothelial cells (BMECs) can be differentiated from human induced pluripotent stem cells (iPSCs) to develop ex vivo cellular models ...

iPSC에서 생성된 BMEC는 혈액 뇌 장벽 기능 및 기능 장애를 연구하기 위한 새로운 실험 모델을 제공합니다. 우리는 이 프로토콜을 사용하여 BMEC가 팽창 및 동결 보존 후에도 장벽 특성을 유지하는지 여부를 조사했습니다. 이 기술을 사용하면 혈액-뇌 장벽 파괴가 질병의 병태 생리학에서 중요한 역할을 하는 질환을 가진 환자로부터 질병 특이적 BMEC를 생성할 수 있습니다.BMEC와 인간 iPSC의 분화를 유도하기 위해, DPBS로 confluent iPSC 배양액을 한 번 세척한 후 섭씨 37도에서 약 5분 동안 적절한 양의 효소 EDTA로 세포를 배양합니다. 단일 세포 현탁액이 얻어지면 원심분리로 세포를 수집하고 계수를 위해 10 마이크로몰 ROCK 억제제가 보충된 적절한 부피의 줄기 세포 배지에 펠릿을 재현탁합니다. 세포를 1.56 곱하기 10으로 희석하여 입방 센티미터 농도당 네 번째 세포로 희석하고 2밀리리터의 세포를 6웰 평평한 바닥의 개별 웰에 파시드합니다.세포 배양 인큐베이터에서 24시간 후 각 웰의 상층액을 E6 배지로 교체하고 플레이트를 4일 동안 인큐베이터에 다시 넣습니다. iPSC 유래 BMEC를 정제하려면 웰당 적절한 양의 새로 준비된 콜라겐 IV 및 피브로넥틴 용액으로 subculturing plate를 코팅하고 섭씨 37도에서 최소 2시간 동안 플레이트를 배양합니다. 분화 6일차에 원심분리로 세포를 수집하고 B27, 염기성 섬유아세포 성장 인자 및 레티노산이 보충된 적절한 양의 신선한 인간 내피 무혈청 배지에 펠릿을 재현탁합니다.TEER 분석을 위해 분화된 세포를 콜라겐 및 피브로넥틴으로 코팅된 12-트랜스웰 여과 플레이트의 각 웰에 플레이트로 고정합니다. 유출 수송체 활성 분석을 위해 세포를 콜라겐과 피브로넥틴이 코팅된 24웰 평면 바닥 플레이트의 각 웰에 플레이트화합니다. subculture의 24 시간 후에, 각 우물에 있는 상청액을 B27 보충교재로만 보충된 신선한 인간적인 내피 혈청 자유로운 매체로 대체하십시오.TEER을 사용하여 BMEC의 혈액 뇌 장벽 특성을 측정하려면 TEER 기기를 밤새 충전하고 기기와 젓가락 전극을 70% 에탄올로 가볍게 닦은 후 안전 후드에 넣으십시오. 전원을 켜고 제조업체의 사양에 따라 옴 미터를 보정하십시오. 전극을 연결하고 70% 에탄올로 한 번, DPBS로 한 번 헹굽니다.전극의 짧은 쪽 끝을 인서트의 비정형 챔버에 넣고 긴 쪽 끝을 빈 웰의 기저측 챔버에 놓습니다. 음성 대조 반응을 측정한 후 시연된 대로 전극을 빠르게 헹구고 첫 번째 실험 웰을 측정합니다. 모든 측정값을 기록한 후 젓가락 전극을 다시 헹구고 전극을 부드럽게 닦고 안전 후드에서 자연 건조시킵니다.세포의 유출 수송체 활성을 평가하기 위해 배양 8일째에 적절한 수의 웰을 10마이크로몰 유출 수송체 억제제 용액으로 처리하고 섭씨 37도에서 1시간 동안 인큐베이터에 넣습니다. 배양이 끝나면 인큐베이터에서 1시간 동안 10마이크로몰 유출 수송체 기질 용액으로 세포를 처리합니다. 배양이 끝나면 웰당 500마이크로리터의 DPBS로 각 웰을 두 번 세척한 후 웰당 5%Triton-X가 보충된 500마이크로리터 DPBS로 세포를 용해합니다.5분 후, 마이크로플레이트 리더를 사용하여 485 나노미터 여기(excitation) 및 530 나노미터 방출(emission)에서 용해된 세포의 형광을 측정합니다. transporter assay에 사용되지 않은 wells의 경우, 세포 핵 정량화당 4%파라포름알데히드로 고정하기 전에 DPBS로 세포를 두 번 세척합니다. E6 배지에서 하루 동안 배양한 후 세포 형태는 iPSC와 유사합니다.4일째가 되면 세포는 iPSC와 눈에 띄게 구별되며 대부분의 웰을 덮고 있습니다. 인간 내피 무혈청 배지에서 2일 동안 배양하면 세포에서 길쭉한 조약돌 모양이 유도됩니다. 여덟 번째 날에는 개별 세포가 대부분 큰 조약돌 패턴을 형성합니다.iPSC 유래 BMEC의 혈관신생 가능성을 입증하기 위해 발아 분석을 수행할 수 있습니다. 이것은 성장 인자 치료 3일 후에 튜브와 같은 구조의 발달로 이어집니다. 이 프로토콜을 사용하여 생성된 iPSC 유래 BMEC는 뇌, 폐, 간 및 신장의 내피 세포에서 발현되는 밀접 연접 단백질과 혈액 뇌 장벽에서 발현되는 혈관 내피 마커를 공동 발현했습니다.관찰된 바와 같이, 하위 배양 및 배지 변화 후 48시간 후에 iPSC 유래 BMEC는 쥐 1차 성상세포와 공동 배양된 iPSC 유래 BMEC에 대해 설명된 범위 내에서 TEER 값을 나타냅니다. 유출 수송체 활동도 이 단계에서 관찰되었습니다. 동결 보존 후 TEER 측정값은 새로 파생된 BMEC에 비해 낮습니다.웨스턴 블롯 분석은 오클루딘(occludin)과 같은 밀접 접합 마커(tight junction marker)의 감소된 수준을 보여주는 반면, 면역세포화학(immunocytochemistry)은 밀접 접합 단백질의 주근깨 및/또는 해어진 패턴을 보여줍니다. iPSC 밀도가 너무 높거나 낮으면 분화 효율에 영향을 미치고 적절한 혈액 뇌 장벽 특성의 발달에 영향을 미칩니다. 이 방법을 사용하면 개별화된 BMEC를 사용하여 장벽 특성, 세포 신호 전달 및 수송체 활성을 조사하여 혈액-뇌 장벽 기능의 생리학 및 병태 생리학을 모델링할 수 있습니다.

derivation-expansion-cryopreservation-characterization-brain

Research

연구

JoVE Journal

Neuroscience

신경과학

우리는 심혈관 수리를 위해 인간의 심장 progenitors 및 기능 cardiomyocytes의 큰 공급 파생을 가능하게 작은 분자와 함께 정의된 조건 하에서 유지 pluripotent 인간 배아 줄기 세포에서 직접 cardioblasts의 유도를위한 프로토콜을 설립했습니다.

작은 분자와 유도 Pluripotent 인간 배아 줄기 세포로부터 인간 심장 엽 성의 전구 물질과 Cardiomyocytes의 효율 유도

이 비디오는 유도 만능 줄기 세포를 뇌 내피 세포로 분화시키는 프로토콜을 보여줍니다.

유도 만능 줄기 세포에서 뇌 내피 세포 생성

이 동영상은 인간 iPSC를 뇌 미세혈관 내피 세포로 분화하는 다단계 과정을 보여줍니다. 이렇게 분화된 세포는 긴밀한 연접을 특징으로 하는 뇌 미세혈관 내피 세포를 밀접하게 모방하여 뇌 질환 연구에 이상적입니다.

Differentiating Human-Induced Pluripotent Stem Cells into Brain Microvascular Endothelial Cells

이 비디오 10-12 일 이내에 배아 전뇌에서 내피 세포의 순수 문화의 준비를위한 간단하고 신뢰할 수있는 전략을 설명하고 뇌 혈관의 여러 측면에 초점을 맞춘 연구를 위해 도움이 될 것입니다.

배아 전뇌에서 내피 세포의 분리 및 문화

혈액 뇌 장벽 (BBB) 단단히 뇌 항상성을 조절 하는 다세포 신경 혈관 단위. 인간 iPSCs와 오르간 온 칩 기술을 결합하여 질병 모델링 및 CNS 약물 침투성 예측에 적합한 맞춤형 BBB 칩을 생성했습니다. BBB 칩의 생성 및 작동에 대해 상세한 프로토콜이 설명된다.

인간 iPSC 기반 혈액-뇌 장벽 칩 생성

여기에 설명된 프로토콜은 유도만능줄기세포 유래 뇌유사 내피세포의 분화, 감염을 위한 Neisseria meningitidis 준비 및 기타 분자 분석을 위한 샘플 수집의 주요 단계를 강조합니다.

Neisseria meningitidis 유도만능줄기세포 유래 뇌내피세포의 감염

여기에 제시된 것은 약 1 주일 내에 인간 다 능성 줄기 세포로부터 혈구 내피 세포의 유도 분화를위한 간단한 프로토콜이다.

인간 만능 줄기 세포로부터 혈구 내피 세포의 유도 분화

여기에서는 만능 줄기 세포를 뇌 미세혈관 내피 세포(BMEC) 유사 세포로 분화할 수 있는 프로토콜인 확장된 내피 세포 배양 방법(EECM)에 대해 설명합니다. 이들 세포는 내피 세포 부착 분자 발현을 보여주므로 시험관 내에서 면역 세포 상호작용을 연구하기에 적합한 인간 혈액-뇌 장벽 모델입니다.

인간 유도 만능 줄기 세포를 성숙한 면역 표현형을 가진 뇌 미세혈관 내피 세포 유사 세포로 분화

여기에는 내피 세포와 인간 만능 줄기 세포를 구별하는 간단한 워크플로우와 기계적 자극에 대한 자세한 프로토콜이 설명되어 있습니다. 이를 통해 내피 세포의 발달 역학을 연구할 수 있습니다. 이 접근법은 기계적 자극 후 배양 칩에서 수집된 살아있는 세포의 다운스트림 분석과 호환됩니다.

In Vitro (시험관내) 발달 기계생물학을 연구하기 위한 태아 인간 혈관 온칩 모델

이 프로토콜은 인간 만능 줄기세포를 사용하여 혈관 오가노이드를 생성하는 방법을 제시합니다.

인간 유도 만능 줄기 세포(Human-Induced Pluripotent Stem Cells)에서 혈관 오가노이드 생성

우리는 유도만능줄기세포(iPSC) 유래 조혈전구세포(HPC)를 오가노이드 개발에 통합하여 상주 미세아교세포를 가진 인간 뇌 오가노이드를 생성하는 프로토콜을 제시합니다.

Microglia 발달을 통한 인간 뇌 오가노이드의 유도

배우세요 인간 iPSC에서 뇌 미세 혈관 내피 세포를 분화, 확장, 냉동 보존하는 방법을. 혈뇌장벽 기능과 질병 모델링에 활용할 수 있습니다.

인간 유도 만능 줄기 세포에서 뇌 미세 혈관 내피 세포의 파생, 확장, 냉동 보존 및 특성화

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