Name: 현장에서 미토콘드리아 에너지를 측정하기 위한 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실 개발 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 54 s
Description: 학습하세요 야생동물 현장에서 미토콘드리아 호흡률을 측정하는 이동식 실험실 방법을. 포획 스트레스를 줄이고 생태학적 맥락에서 생물의학 기술을 적용하여 동물 에너지학을 연구합니다.

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저자는 AU MitoMobile의 구조 및 전기 의장을 지원한 Auburn University의 Samuel Ginn College of Engineering의 전기 및 컴퓨터 공학과의 Mark Nelms와 John Tennant에게 감사를 표합니다. 또한 저자는 AU MitoMobile을 꾸미기 위한 자금과 Auburn University Presidential Awards for Interdisciplinary Research(PAIR) 보조금의 연구를 인정합니다.

다음 섹션에서는 미토콘드리아 실험실 방법에 대해 설명합니다. 모든 동물 취급 및 조직 수집 절차는 Auburn University Institutional Animal Care and Use Committee(#2019-3582)의 승인을 받았습니다.
1. 데이터 수집에 사용되는 버퍼에 대한 설명
참고: 이 완충액은 고정식 실험실에서 준비하고 현장 학습 전에 이동식 실험실로 이동할 수 있습니다(아래에 달리 명시되지 않는 한).
<ol><li>표 1에서 볼 수 있듯이 소 혈청 알부민(BSA)으로 골격근 미토콘드리아 분리 완충액을 준비합니다.<ol><li>지방산이 없는 BSA를 제외한 탈이온수(~ 90% 부피)에 화학 물질을 녹입니다. 온도가 4 °C가 될 때까지 버퍼를 냉장고에 넣으십시오.</li>
		<li>온도를 7.5°C로 유지하면서 용액을 pH 4로 조정합니다.</li>
		<li>무지방산 BSA를 첨가하고 부피를 100%로 올립니다. 용액을 50mL 코니컬 튜브에 분취합니다. 이 용액을 사용할 때까지 -20°C에서 보관하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>표 1에서 볼 수 있듯이 BSA가 없는 골격근 미토콘드리아 분리 완충액을 준비합니다.<ol><li>화학 물질을 탈 이온수 (~ 90 % 부피)에 녹입니다. 온도가 4 °C가 될 때까지 버퍼를 냉장고에 넣으십시오.</li>
		<li>온도를 7.5°C로 유지하면서 용액을 pH 4로 조정합니다.</li>
		<li>볼륨을 100%로 올립니다. 용액을 50mL 코니컬 튜브에 분취합니다. 이 용액을 사용할 때까지 -20°C에서 보관하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>표 1에 나타낸 바와 같이 골격근 재현탁 완충액을 준비한다.<ol><li>화학 물질을 탈 이온수 (~ 90 % 부피)에 녹입니다. 온도가 4 °C가 될 때까지 버퍼를 냉장고에 넣으십시오.</li>
		<li>온도를 7.4°C로 유지하면서 용액을 pH4로 조정합니다.</li>
		<li>볼륨을 100%로 올립니다. 용액을 50mL 코니컬 튜브에 분취합니다. 이 용액을 사용할 때까지 -20°C에서 보관하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>표 2에 나타낸 바와 같이 골격근 호흡 완충액을 준비한다.<ol><li>지방산이 없는 BSA를 제외한 화학 물질을 탈이온수(~ 90% 부피)에 녹입니다. 온도가 37°C가 될 때까지 버퍼를 가열합니다.</li>
		<li>온도를 7.0°C로 유지하면서 용액을 pH 37로 조정합니다.</li>
		<li>무지방산 BSA를 첨가하고 부피를 100%로 올립니다. 용액을 50mL 코니컬 튜브에 분취합니다. 이 용액을 사용할 때까지 -20°C에서 보관하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>표 2와 같이 호흡 기질을 준비합니다.<ol><li>이러한 기질이 100mM Tris-HCl, pH 7.4에서 데이터 수집 당일에 신선하게 만들어져 있는지 확인하십시오. 사용할 때까지 얼음 위에 보관하십시오. 참고: 제공된 값은 미토콘드리아가 흡수하기에 충분한 기질에 대해 충분히 농축된 용액을 만들기 위한 것입니다. 기질의 최종 농도는 2mM 피루브산, 2mM 말레이트, 10mM 글루타메이트 및 5mM 숙시네이트입니다.</li>
	</ol></li>
</ol>2. 미토콘드리아 분리 수행(그림 2)
알림: 미토콘드리아 분리 및 미토콘드리아 호흡 측정은 이동식 실험실의 실험실 벤치 영역에서 수행되며 달리 명시되지 않는 한 모든 용액은 4°C에서 유지해야 합니다.
<ol><li>이동식 실험실을 평지에 주차합니다. 발전기를 켜고 차량의 수평을 맞춥니다. 슬라이드를 확장하고 장비를 설정합니다.</li>
	<li>원하는 양의 버퍼를 동결합니다. 참고: 일반적으로 근육당 30mL의 골격근 분리 완충액과 BSA가 없는 골격근 분리 완충액 10mL가 필요합니다.</li>
	<li>미토콘드리아 호흡 챔버를 원하는 실험 온도와 제조업체의 지침에 따라 현재 기압으로 설정하고 보정합니다. 실험에 사용되는 특정 챔버에 대해서는 재료 표를 참조하십시오.</li>
	<li>참수를 통해 동물을 안락사시킵니다. 참고: 현재 연구는 안락사를 위해 참수를 사용했다. 이산화탄소 및 이소플루란과 같은 일부 가스는 미토콘드리아 기능에 영향을 미칩니다18,19,20; 이러한 효과는 각 연구에 가장 적합한 안락사 방법을 선택할 때 고려되어야 합니다. 각 연구에 대해 어떤 방법을 수행해야 하는지는 질문되는 과학적 질문에 따라 결정됩니다.</li>
	<li>골격근을 절제하고, 지방과 결합 조직을 빠르게 제거하고, 체중을 측정하고, BSA(최소 1/10 w/v)가 있는 골격근 분리 완충액에 근육을 넣습니다(예: 골격근 1g에서 완충액 10mL).</li>
	<li>얼음 위에서 가위로 골격근을 다집니다.</li>
	<li>절단된 5mL 피펫 팁을 사용하여 다진 조직을 50mL 원심분리 튜브로 옮깁니다. 칼날( 재료 표 참조)로 5초 동안 50% 전력으로 균질화합니다. 프로테아제(습윤 근육 5mg/g)를 넣고 30초마다 용액을 섞으면서 7분 동안 소화합니다. BSA와 동일한 부피의 분리 완충액을 첨가하여 반응을 종료합니다.</li>
	<li>균질액을 500× g 에서 10분 동안 원심분리합니다. 절단된 5mL 피펫 팁을 사용하여 이중층 무명천을 통해 상층액을 깨끗한 50mL 원심분리 튜브에 옮깁니다. 상층액을 3,500× g 에서 10분 동안 원심분리하여 갈색 미토콘드리아 펠릿을 침전시킵니다.</li>
	<li>남은 상층액을 붓습니다. BSA가 있는 동일한 부피의 분리 버퍼를 원심분리기 튜브에 추가합니다. 유연한 스크레이퍼(경찰관)로 미토콘드리아 펠릿을 원심분리기 튜브의 벽에서 부드럽게 분리하여 미토콘드리아 펠릿을 재현탁합니다. 3,500 × g 에서 10분 동안 원심분리</li>
	<li>남은 상층액을 붓습니다. BSA가 없는 동일한 부피의 분리 완충액을 원심분리기 튜브에 추가합니다. 깨끗한 경찰관과 함께 미토콘드리아 펠릿을 원심분리기 튜브의 벽에서 부드럽게 분리하여 미토콘드리아 펠릿을 다시 부유시킵니다. 3,500 × g 에서 10분 동안 원심분리합니다.</li>
	<li>상층액을 디캔팅하고 깨끗한 경찰관과 함께 미토콘드리아 펠릿을 원심분리기 튜브의 벽에서 부드럽게 작동시켜 미토콘드리아 펠릿을 재현탁 완충액에 다시 현탁시킵니다. 참고: 재현탁액의 부피는 미토콘드리아 펠릿의 크기에 따라 달라집니다.</li>
	<li>재현탁된 미토콘드리아를 절단된 1mL 피펫 팁이 있는 Dounce 균질화기로 옮깁니다. Dounce 균질화기를 사용하여 4-5번의 패스로 서스펜션을 조심스럽게 균질화합니다.</li>
	<li>다른 절단된 1mL 피펫 팁을 사용하여 라벨이 부착된 2mL 미세 원심분리 튜브에 미토콘드리아 현탁액을 넣습니다.</li>
</ol>3. 미토콘드리아 호흡 측정(그림 3)
<ol><li>복합 I 기판<ol><li>챔버에 945μL의 호흡 완충액을 추가합니다. 교반기가 회전하고 버퍼 온도가 37°C로 유지되는지 확인합니다. 데이터 수집 기록을 시작합니다.</li>
		<li>산소 농도가 안정화되면 미토콘드리아 20μL를 추가하고 챔버에 뚜껑을 놓습니다. 소프트웨어에서 미토콘드리아가 챔버에 추가되었음을 나타냅니다.</li>
		<li>개별 주사기를 사용하여 10μL의 1M 글루타메이트, 10μL의 200mM 말레이트, 10μL의 200mM 피루브산을 챔버에 추가하고 신호가 안정화될 때까지 기다립니다. 소프트웨어에서 기판이 추가되었음을 나타냅니다. 참고: 이 기질은 일반적으로 탄수화물 유도 호흡을 측정하는 데 사용됩니다. 지방 유도 호흡을 측정하기 위해 사용되는 기질의 다른 조합에 대해서는21을 참조하십시오.</li>
		<li>별도의 주사기로 5μL의 ADP를 추가하고 빠른 산소 소비량을 관찰합니다(상태 3). 소프트웨어에서 ADP가 추가되었음을 나타냅니다. 알림: 추가된 ADP의 인산화 후 산소 소비율은 상태 4로 정체됩니다.</li>
		<li>상태 4 데이터 수집 4분 후 기록을 종료합니다. 데이터 파일을 저장합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>복합 II 기판<ol><li>963μL의 호흡 완충액을 챔버에 추가합니다. 교반기가 회전하고 버퍼 온도가 37°C로 유지되는지 확인합니다. 데이터 수집 기록을 시작합니다.</li>
		<li>산소 농도가 안정화되면 미토콘드리아 20μL를 추가하고 챔버에 뚜껑을 놓습니다. 소프트웨어에서 미토콘드리아가 용액에 추가되었음을 나타냅니다.</li>
		<li>별도의 주사기를 사용하여 2μL의 4μg/μL 로테논과 10μL의 500mM 숙시네이트를 챔버에 추가하고 신호가 안정화될 때까지 기다립니다. 소프트웨어에서 기판이 추가되었음을 나타냅니다.</li>
		<li>별도의 주사기를 사용하여 5μL의 ADP를 추가하고 빠른 산소 소비량을 관찰합니다(상태 3). 소프트웨어에서 ADP가 추가되었음을 나타냅니다. 알림: 추가된 ADP의 인산화 후 산소 소비율은 상태 4로 정체됩니다.</li>
		<li>상태 4 데이터 수집 4분 후 기록을 종료합니다. 데이터 파일을 저장합니다.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Toews, D. P., Mandic, M., Richards, J. G., Irwin, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Migration%2C+mitochondria%2C+and+the+yellow-rumped+warbler%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution%22%5BJournal%5D)">Migration, mitochondria, and the yellow-rumped warbler.</a> Evolution. 68 (1), 241-255 (2014).</li>
<li>Scott, G. R., Richards, J. G., Milsom, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+respiration+in+flight+muscle+from+the+high-altitude+bar-headed+goose+and+low-altitude+birds%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Control of respiration in flight muscle from the high-altitude bar-headed goose and low-altitude birds.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 297 (4), 1066-1074 (2009).</li>
<li>Kjeld, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+conserving+mitochondrial+adaptations+in+the+skeletal+muscles+of+breath+hold+divers%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Oxygen conserving mitochondrial adaptations in the skeletal muscles of breath hold divers.</a> PLoS One. 13 (9), 0201401(2018).</li>
<li>Hochachka, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+metabolic+mechanisms+during+liver+ischemia%3A+transferable+lessons+from+long-diving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Protective metabolic mechanisms during liver ischemia: transferable lessons from long-diving animals.</a> Molecular and Cellular Biochemistry. 84 (1), 77-85 (1988).</li>
<li>Muleme, H. M., Walpole, A. C., Staples, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+metabolism+in+hibernation%3A+metabolic+suppression%2C+temperature+effects%2C+and+substrate+preferences%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Biochemical+Zoology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial metabolism in hibernation: metabolic suppression, temperature effects, and substrate preferences.</a> Physiological and Biochemical Zoology. 79 (3), 474-483 (2006).</li>
<li>Brown, J. C., Chung, D. J., Belgrave, K. R., Staples, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+metabolic+suppression+and+reactive+oxygen+species+production+in+liver+and+skeletal+muscle+of+hibernating+thirteen-lined+ground+squirrels%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial metabolic suppression and reactive oxygen species production in liver and skeletal muscle of hibernating thirteen-lined ground squirrels.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 302 (1), 15-28 (2012).</li>
<li>Daan, S., Masman, D., Groenewold, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Avian+basal+metabolic+rates%3A+their+association+with+body+composition+and+energy+expenditure+in+nature%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Avian basal metabolic rates: their association with body composition and energy expenditure in nature.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 259 (2), 333-340 (1990).</li>
<li>Thompson, S. D., Nicoll, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basal+metabolic+rate+and+energetics+of+reproduction+in+therian+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Basal metabolic rate and energetics of reproduction in therian mammals.</a> Nature. 321 (6071), 690-693 (1986).</li>
<li>Stier, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+stress+and+mitochondrial+responses+to+stress+exposure+suggest+that+king+penguins+are+naturally+equipped+to+resist+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Oxidative stress and mitochondrial responses to stress exposure suggest that king penguins are naturally equipped to resist stress.</a> Scientific Reports. 9 (1), 8545(2019).</li>
<li>Nicholls, D. G., Ferguson, S. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNicholls%2C+DG+%22Bioenergetics+3.+Third+edition%22">Bioenergetics 3. Third edition</a>. , Academic Press. (2002).</li>
<li>Brand, M. D., Nicholls, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+mitochondrial+dysfunction+in+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Journal%22%5BJournal%5D)">Assessing mitochondrial dysfunction in cells.</a> Biochemical Journal. 435 (2), 297-312 (2011).</li>
<li>Mowry, A. V., Donoviel, Z. S., Kavazis, A. N., Hood, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+function+and+bioenergetic+trade-offs+during+lactation+in+the+house+mouse+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial function and bioenergetic trade-offs during lactation in the house mouse (Mus musculus).</a> Ecology and Evolution. 7 (9), 2994-3005 (2017).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+activity+before+breeding+improves+reproductive+performance+by+enhancing+mitochondrial+function+and+biogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">High activity before breeding improves reproductive performance by enhancing mitochondrial function and biogenesis.</a> Journal of Experimental Biology. 221 (7), (2018).</li>
<li>Zhang, Y., Humes, F., Almond, G., Kavazis, A. N., Hood, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mitohormetic+response+to+pro-oxidant+exposure+in+the+house+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">A mitohormetic response to pro-oxidant exposure in the house mouse.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 314 (1), 122-134 (2018).</li>
<li>Boutagy, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+mitochondria+from+minimal+quantities+of+mouse+skeletal+muscle+for+high+throughput+microplate+respiratory+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Isolation of mitochondria from minimal quantities of mouse skeletal muscle for high throughput microplate respiratory measurements.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (105), e53217(2015).</li>
<li>Djafarzadeh, S., Jakob, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+intact+mitochondria+from+skeletal+muscle+by+differential+centrifugation+for+high-resolution+respirometry+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Isolation of intact mitochondria from skeletal muscle by differential centrifugation for high-resolution respirometry measurements.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55251(2017).</li>
<li>Garcia-Cazarin, M. L., Snider, N. N., Andrade, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+isolation+from+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial isolation from skeletal muscle.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (49), e2452(2011).</li>
<li>Pravdic, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+I+and+ATP+synthase+mediate+membrane+depolarization+and+matrix+acidification+by+isoflurane+in+mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Complex I and ATP synthase mediate membrane depolarization and matrix acidification by isoflurane in mitochondria.</a> European Journal of Pharmacology. 690 (1-3), 149-157 (2012).</li>
<li>Brooks, S. P., Lampi, B. J., Bihun, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+euthanasia+methods+on+rat+liver+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">The influence of euthanasia methods on rat liver metabolism.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 38 (6), 19-24 (1999).</li>
<li>Overmyer, K. A., Thonusin, C., Qi, N. R., Burant, C. F., Evans, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+and+euthanasia+on+metabolomics+of+mammalian+tissues%3A+studies+in+a+C57BL%2F6J+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia and euthanasia on metabolomics of mammalian tissues: studies in a C57BL/6J mouse model.</a> PLoS One. 10 (2), 0117232(2015).</li>
<li>Kuzmiak, S., Glancy, B., Sweazea, K. L., Willis, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+function+in+sparrow+pectoralis+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial function in sparrow pectoralis muscle.</a> Journal of Experimental Biology. 215 (12), 2039-2050 (2012).</li>
<li>Bradford, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+sensitive+method+for+the+quantitation+of+microgram+quantities+of+protein+utilizing+the+principle+of+protein-dye+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.</a> Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).</li>
<li>Figueiredo, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+lifelong+sedentary+behavior+on+mitochondrial+function+of+mice+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gerontol+A+Biol+Sci+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Impact of lifelong sedentary behavior on mitochondrial function of mice skeletal muscle.</a> J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 64 (9), 927-939 (2009).</li>
<li>Scheibye-Knudsen, M., Quistorff, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+mitochondrial+respiration+by+inorganic+phosphate%3B+comparing+permeabilized+muscle+fibers+and+isolated+mitochondria+prepared+from+type-1+and+type-2+rat+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Regulation of mitochondrial respiration by inorganic phosphate; comparing permeabilized muscle fibers and isolated mitochondria prepared from type-1 and type-2 rat skeletal muscle.</a> European Journal of Applied Physiology. 105 (2), 279-287 (2009).</li>
<li>Kuznetsov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+mitochondrial+function+in+situ+in+permeabilized+muscle+fibers%2C+tissues+and+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Analysis of mitochondrial function in situ in permeabilized muscle fibers, tissues and cells.</a> Nature Protocols. 3 (6), 965-976 (2008).</li>
<li>Hughey, C. C., Hittel, D. S., Johnsen, V. L., Shearer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respirometric+oxidative+phosphorylation+assessment+in+saponin-permeabilized+cardiac+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Respirometric oxidative phosphorylation assessment in saponin-permeabilized cardiac fibers.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2431(2011).</li>
<li>Gaviraghi, A., et al. Mechanical permeabilization as a new method for assessment of mitochondrial function in insect tissues. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGaviraghi%2C+A+%22Mitochondrial+Medicine.+Vol.+2%3A+Assessing+Mitochonndria%22">Mitochondrial Medicine. Vol. 2: Assessing Mitochonndria</a>. , Springer US. 67-85 (2021).</li>
<li>Hedges, C. P., Wilkinson, R. T., Devaux, J. B. L., Hickey, A. J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hymenoptera+flight+muscle+mitochondrial+function%3A+Increasing+metabolic+power+increases+oxidative+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology+Part+A%3A+Molecular+%26+Integrative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Hymenoptera flight muscle mitochondrial function: Increasing metabolic power increases oxidative stress.</a> Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 230, 115-121 (2019).</li>
<li>Picard, M., Taivassalo, T., Gouspillou, G., Hepple, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondria%3A+isolation%2C+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mitochondria: isolation, structure and function.</a> Journal of Physiology. 589 (18), 4413-4421 (2011).</li>
<li>Picard, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+structure+and+function+are+disrupted+by+standard+isolation+methods%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial structure and function are disrupted by standard isolation methods.</a> PLoS One. 6 (3), 18317(2011).</li>
<li>Kuznetsov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+mitochondrial+function+in+situ+in+permeabilized+muscle+fibers%2C+tissues+and+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Analysis of mitochondrial function in situ in permeabilized muscle fibers, tissues and cells.</a> Nature Protocols. 3 (6), 965(2008).</li>
<li>Abolins, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+comparative+immunology+of+wild+and+laboratory+mice%2C+Mus+musculus+domesticus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">The comparative immunology of wild and laboratory mice, Mus musculus domesticus.</a> Nature Communications. 8, 14811(2017).</li>
<li>Swart, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+wild+animal+as+a+research+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Agricultural+and+Environmental+Ethics%22%5BJournal%5D)">The wild animal as a research animal.</a> Journal of Agricultural and Environmental Ethics. 17 (2), 181-197 (2004).</li>
<li>Calisi, R. M., Bentley, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lab+and+field+experiments%3A+Are+they+the+same+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Lab and field experiments: Are they the same animal.</a> Hormones and Behavior. 56 (1), 1-10 (2009).</li>
</ol>

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

이동식 미토콘드리아 생리학 실험실을 통해 연구원들은 미토콘드리아를 분리하고 원격 현장 현장에서 조직 채취 후 2시간 이내에 미토콘드리아 호흡수를 측정할 수 있습니다. 여기에 제시된 결과는 AU MitoMobile에서 수행된 미토콘드리아 호흡의 측정이 대학 연구 실험실에서 수행된 측정과 유사하다는 것을 시사합니다. 구체적으로, 여기에 제시된 야생 유래 Mus musculus에 대한 상태 3, 상태 4 및 RCR의 값은 동일한 실험실 및 다른 실험실에서 이전에 발표된 결과와 비교할 수 있습니다(표 3)12,23. 그러나 사용된 마우스 균주와 방법이 다르기 때문에 이러한 연구를 직접 비교할 수 없다는 점에 유의해야 합니다. 이러한 결과는 이 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실에서 미토콘드리아 호흡 측정에 대한 개념 증명을 보여줍니다.
미...

현재까지 미토콘드리아 에너지를 측정하기 위해 고안된 연구는 실험실 동물 또는 기존 생리학 실험실 근처에서 포획한 동물로 제한되어 과학자들이 이동, 잠수 및 동면과 같은 활동 중에 동물로부터 수집한 조직에서 미토콘드리아 생체 에너지 연구를 수행하는 것을 배제했습니다 1,2,3,4,5,6 . 많은 연구자들이 야생동물의 기초 및 최대 대사율과 일일 에너지 소비량을 성공적으로 측정했지만(7,8), 미토콘드리아의 성능을 측정하는 연구자들의 능력은 여전히 제한되어 있다(1,4,9 참조). 이는 부분적으로 미토콘드리아를 분리하기 위한 신선한 조직과 신선한 조직을 얻은 후 약 2시간 이내에 분리를 수행하기 위한 실험실 시설이 필요하기 때문입니다. 미토콘드리아가 분리되면 미토콘드리아 호흡 측정도 ~1시간 이내에 완료되어야 합니다.
분리된 미토콘드리아 호흡수는 일반적으로 Clark 전극에 연결된 밀폐된 용기에서 산소 농도를 측정하여 수행됩니다. 이 방법의 이면에 있는 이론은 산소가 산화적 인산화 동안 미토콘드리아 호흡의 마지막 전자 수용체라는 기본 관찰에 기반을 두고 있습니다. 따라서, 실험 중에 산소 농도가 떨어지면, 아데노신 삼인산(adenosine triphosphate, ATP)의 생성이 발생한다고 가정한다10. 소비된 산소는 생성된 ATP의 대용물입니다. 연구원들은 다양한 기질을 사용하여 특정 실험 조건을 만들고 챔버에 미리 결정된 양의 ADP를 추가하여 아데노신 이인산(ADP) 자극 호흡(상태 3)을 시작할 수 있습니다. 외인성 ADP를 ATP로 인산화한 후, 산소 소비율은 감소하고, 상태 4에 도달하여 측정할 수 있다. 또한, 특이적 억제제의 첨가는 누출 호흡 및 비결합 호흡에 관한 정보를 얻을 수 있게 한다10. 상태 3과 상태 4의 비율은 전체 미토콘드리아 커플링10,11의 지표인 호흡 조절 비율(RCR)을 결정합니다. RCR 값이 낮을수록 전반적인 미토콘드리아 기능 장애를 나타내고, RCR 값이 높을수록 미토콘드리아 결합의 범위가 더 넓다는 것을 나타낸다10.
앞서 언급했듯이 생물학적 물질 수집, 미토콘드리아 분리 및 호흡수 측정은 조직 획득 후 2시간 이내에 완료되어야 합니다. 동물을 기존 실험실로 먼 거리로 운송하지 않고 이 작업을 수행하기 위해 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실을 건설하여 이러한 데이터를 수집할 수 있는 현장 위치로 가져갔습니다. 2018년형 Jayco Redhawk 레저용 차량은 이동식 분자 생리학 실험실로 개조되어 Auburn University(AU) MitoMobile로 명명되었습니다 (그림 1A). 빌트인 냉장고, 냉동고, 물 저장 탱크 및 배관, 12볼트 배터리로 구동되는 전기, 가스 발생기, 프로판 탱크 및 셀프 레벨링 시스템 때문에 레저용 차량이 선택되었습니다. 또한 레저용 차량은 데이터 수집을 위해 원격 사이트에 밤새 머무를 수 있는 기능을 제공합니다. 차량의 전면은 변경되지 않았으며 운전 및 수면 공간을 제공합니다 (그림 1B). 기존에 차량 후면에 설치된 침실 어메니티(침대, TV, 수납장)와 쿡탑은 제거되었습니다.
맞춤형 스테인리스 스틸 선반과 80/20 알루미늄 프레임으로 지지되는 맞춤형 석영 조리대가 침실 편의 시설과 쿡탑 대신 설치되었습니다 (그림 1C). 실험실 벤치는 데이터 수집을 위한 적절한 공간을 제공합니다 (그림 1D). 각 장비(예: 냉장 원심분리기, 미토콘드리아 호흡 챔버, 플레이트 판독기, 컴퓨터, 균질기, 저울, 휴대용 초냉동고 및 기타 일반 실험실 용품)의 전력 소비가 고려되었습니다. 원심분리기의 큰 전압 및 전류 수요를 지원하기 위해 전기 시스템을 항공기 등급 장비로 업그레이드했습니다. 차량 후면의 외부 구획은 액체 질소 저장 및 운송에 대한 미국 교통부의 지침을 충족하는 액체 질소 저장 베이로 변환되었습니다. 이 저장 장치는 스테인리스 스틸로 제작되었으며 팽창하는 질소 가스가 차량의 승객실로 누출되는 것을 방지하기 위해 적절한 환기 장치가 있습니다.
모바일 실험실이 미토콘드리아 생체 에너지 연구에 사용될 수 있는지 확인하기 위해 미토콘드리아를 분리하고 야생 유래 집쥐(Mus musculus) 뒷다리 골격근의 미토콘드리아 호흡수를 측정했습니다. Mus musculus는 모델 유기체이기 때문에 이 종의 미토콘드리아 호흡수는12,13,14로 잘 확립되어 있습니다. 이전 연구들이 차등 원심분리를 통한 미토콘드리아 분리를 문서화했지만(15,16,17), 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실 방법에서 사용되는 방법에 대한 간략한 개요가 아래에 설명되어 있습니다.

<table><tbody><tr><td>1.7 mL 원심분리기 튜브</td><td>VWR</td><td>87003-294</td><td></td></tr><tr><td>2.0 mL 원심분리기 튜브</td><td>VWR</td><td>87003-298</td><td></td></tr><tr><td>50 mL 원심분리기 튜브</td><td>VWR</td><td>21009-681</td><td>Nalgene Oak Ridge 원심분리기 튜브</td></tr><tr><td>ADP</td><td>VWR</td><td>97061-104</td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>VWR</td><td>700009-070</td><td></td></tr><tr><td>Bradford</td><td>VWR</td><td>7065-020</td><td></td></tr><tr><td>투명 96 웰 플레이트</td><td>VWR</td><td>82050-760</td><td>Greiner Bio-One</td></tr><tr><td>Dounce 균질화 VWR</td><td></td><td>22877-284</td><td>Corning</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>VWR</td><td>EM-4100</td><td></td></tr><tr><td>Hansatech</td><td></td><td></td><td>OxyGraph에 포함</td></tr> 된 <tr><td>유리 지방산 BSA VWR</td><td></td><td>89423-672</td><td></td></tr><tr><td>포도</td>당 <td>VWR</td><td>BDH8005-500G</td><td></td></tr><tr><td>글루타메이트</td><td>VWR</td><td>A12919</td><td></td></tr><tr><td>해밀턴 주사기</td><td>VWR</td><td>60373-985</td><td>가스라이트 1700 시리즈 주사기</td></tr><tr><td>Hansatech OxyGraph</td><td>Hansatech Instruments Ltd</td><td></td><td>카탈로그 번호는 없지만 제품 아래에서 찾을 수 있습니다 --> 전극 제어 장치</td></tr><tr><td>KH2PO4 VWR</td><td></td><td>97062-350</td><td></td></tr><tr><td>Malate</td><td>VWR</td><td>97062-140</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol</td><td>VWR</td><td>97061-052</td><td></td></tr><tr><td>Membrane</td><td></td><td></td><td>포함 Hansatech OxyGraph</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>VWR</td><td>97063-152</td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>VWR</td><td>80503-004</td><td></td></tr><tr><td>Policeman</td><td>VWR</td><td>470104-462</td><td></td></tr><tr><td>Polytron</td><td>Thomas Scientific</td><td>11090044</td><td></td></tr><tr><td>염화칼륨 (KCl)</td> <td>VWR</td><td>97061-566</td><td></td></tr><tr><td>프로테아제</td><td>VWR</td><td>97062-366</td><td>트립신이 일반적으로 사용되지만 다른 프로테아제를 사용할 수 있습니다.</td></tr><tr><td>피루브산</td><td>VWR</td><td>97061-448</td><td></td></tr><tr><td>나트륨 디티오나이트</td><td>VWR</td><td>AA33381-22</td><td></td></tr><tr><td>숙시네이트</td><td>VWR</td><td>89230-086</td><td></td></tr><tr><td>자당</td><td>VWR</td><td>BDH0308-500G</td><td></td></tr><tr><td>트리스 베이스</td><td>VWR</td><td>97061-794</td><td></td></tr><tr><td>트리스 -HCl</td><td>VWR</td><td>97061-258</td><td></td></tr></tbody></table>

현장에서 미토콘드리아 에너지를 측정하기 위한 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실 개발

Development of a Mobile Mitochondrial Physiology Laboratory for Measuring Mitochondrial Energetics in the Field

미토콘드리아 에너지학은 동물 생화학 및 생리학의 중심 주제이며, 연구자들은 미토콘드리아 호흡을 대사 능력을 조사하기 위한 지표로 사용합니다. 미토콘드리아 호흡 측정값을 얻으려면 신선한 생물학적 샘플을 사용해야 하며 전체 실험실 절차는 약 2시간 이내에 완료되어야 합니다. 또한 이러한 실험실 분석을 수행하려면 여러 특수 장비가 필요합니다. 이로 인해 생리학 실험실에서 멀리 떨어진 야생 동물의 조직에서 미토콘드리아 호흡을 측정하는 데 어려움이 있는데, 이는 살아있는 조직이 현장에서 수집된 후 오랫동안 보존될 수 없기 때문입니다. 또한 살아있는 동물을 장거리로 운송하는 것은 스트레스를 유발하여 미토콘드리아 에너지를 변화시킬 수 있습니다.
이 원고는 야생 동물에서 채취한 조직의 미토콘드리아 대사를 측정하기 위해 현장에서 사용할 수 있는 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실인 Auburn University(AU)의 MitoMobile을 소개합니다. 이동식 실험실의 기본 기능과 격리된 미토콘드리아 호흡수를 측정하기 위한 단계별 방법이 제시됩니다. 또한 제시된 데이터는 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실을 갖추고 미토콘드리아 호흡 측정을 수행하는 것이 성공적이었음을 입증합니다. 이동식 실험실의 참신함은 현장으로 운전하여 현장에서 포획한 동물의 조직에 대한 미토콘드리아 측정을 수행할 수 있는 능력에 있습니다.

본 논문은 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실에서 야생 유래 Mus musculus(n=7, 수컷=5, 암컷=2, 나이=1.30± 0.2세)의 미토콘드리아 호흡을 조사했습니다(그림 1). 골격근 미토콘드리아 호흡을 측정하기 위해 뒷다리 전체, 즉 유산소 및 혐기성 근육을 미토콘드리아 분리에 사용했습니다(그림 2). 원시 미토콘드리아 호흡 데이터의 예는 그림 3에 나와 있습니다. 그림 3A와 그림 3B는 복잡한 I 구동 미토콘드리아 호흡을 나타냅니다. 그림 3A에서 관찰된 가파른 경사는 높은 최대 호흡수를 나타냅니다. 이 값은 추가 데이터 분석에 사용됩니다. 뒷다리 골격근에서 미토콘드리아를 성공적으로...

우리는 현장에서 포획한 야생 동물의 고립된 미토콘드리아에서 호흡수를 측정하기 위해 이동식 실험실을 설계하고 건설했습니다. 여기에서는 이동식 미토콘드리아 실험실의 설계 및 의장과 관련 실험실 프로토콜에 대해 설명합니다.

Mitochondrial energetics is a central theme in animal biochemistry and physiology, with researchers using mitochondrial respiration as a metric to ...

이동식 미토콘드리아 실험실의 개발로 생리학자들은 자신의 연구를 현장으로 가져갈 수 있으며, 그 결과 동물이 나타내는 다양한 에너지 문제를 평가할 수 있습니다. 포획은 많은 동물에게 스트레스를 주기 때문에 이동식 실험실을 사용하면 동물을 실험실로 다시 데려오는 대신 실험실을 동물에게 맡길 수 있습니다. 현장에서 미토콘드리아 호흡을 분리하고 측정할 수 있는 능력을 통해 생물 의학에서 주로 사용되던 기술을 이제 생태학적 및 진화론적 맥락에서 사용할 수 있습니다.이동식 실험실을 평지에 주차한 다음 발전기를 켜고 차량의 수평을 맞추십시오. 장비를 설치하기 전에 슬라이드를 확장하십시오. 제조업체의 지침에 따라 미토콘드리아 호흡 챔버를 원하는 실험 온도와 현재 기압으로 설정하고 보정합니다.절단된 5밀리리터 피펫 팁을 사용하여 다진 조직을 50밀리리터 원심분리기 튜브로 옮기고 5초 동안 50% 전력으로 칼날로 조직을 균질화합니다. 조직을 소화시키기 위해 젖은 근육 1g당 5mg의 프로테아제를 7분 동안 첨가하고 30초마다 용액을 혼합합니다. BSA를 함유하는 동일한 부피의 분리 완충액을 첨가하여 반응을 종료합니다.다음으로, 균질액을 500 G에서 10 분 동안 원심 분리 한 다음 절단 된 5 밀리리터 피펫 팁을 사용하여 상층액을 이중층 무명천을 통해 깨끗한 50 밀리리터 원심 분리기 튜브로 옮긴 다음 여과 된 상층액을 3, 500 G에서 10 분 동안 원심 분리하여 갈색 미토콘드리아 펠릿을 침전시킵니다. 상층액을 버린 후, BSA를 포함하는 격리 완충액의 동일한 부피를 원심 분리기 튜브에 추가하고, 원심 분리기 튜브의 벽에서 미토콘드리아 펠릿을 부드럽게 작동시켜 유연한 스크레이퍼로 미토콘드리아 펠릿을 재현탁 한 다음 3, 500 G에서 튜브를 10 분 동안 원심 분리합니다. BSA 없이 분리 완충액에 펠릿을 재현탁하여 앞에서 설명한 대로 원심분리 단계를 반복합니다.두 번째 원심분리 후 깨끗하고 유연한 스크레이퍼를 사용하여 재현탁 완충액에 미토콘드리아 펠릿을 재현탁시키고 재현탁된 미토콘드리아를 절단된 1밀리리터 피펫 팁이 있는 Dounce 균질화기로 옮깁니다. 균질화기를 사용하여 미토콘드리아 현탁액을 4-5회 통과하여 조심스럽게 균질화합니다. 새로 절단된 1밀리리터 피펫 팁을 사용하여 균질화된 미토콘드리아 현탁액을 라벨이 부착된 2밀리리터 마이크로 원심분리 튜브로 이송합니다.복합체 기질의 미토콘드리아 호흡 측정을 위해 미토콘드

development-mobile-mitochondrial-physiology-laboratory-for-measuring

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

세포의 mitochondrial 기능을 프로 파일링하는 방법에 대한 설명이 제공됩니다. 기초 호흡 속도, ATP 링크된 호흡, 양자 누설, 그리고 예비 용량 : 생성된 mitochondrial 프로필 한 실험에서 측정할 수 mitochondrial 함수의 네 가지 매개 변수를 제공합니다.

C2C12 Myoblast 세포를 사용하여 Bioenergetic 프로필 실험

샘플 간의 미토콘드리아 막 전위를 비교하면 세포 상태에 대한 귀중한 정보를 얻을 수 있습니다. 형광을 사용하여 미토콘드리아를 분리하고 억제제 및 언커플러에 대한 반응을 평가하기 위한 자세한 단계가 설명되어 있습니다. 이 프로토콜의 방법과 유용성은 세포 배양 및 세포 스트레스의 동물 모델을 사용하여 설명됩니다.

분리 및 배양 세포 및 마우스 조직에서 미토콘드리아의 기능적 분석

제시된 방법은 최소한의 마우스 골격근에서 분리된 미토콘드리아를 사용하여 마이크로플레이트 기반 호흡 측정 분석 모음의 수행을 위한 단계별 지침을 제공합니다. 이러한 분석은 일반적으로 사용되는 동물 모델에서 미토콘드리아 산소 소비량의 기계론적 변화/적응을 측정할 수 있습니다.

높은 처리량 마이크로 호흡 측정을위한 마우스 골격근의 최소 수량에서 미토콘드리아 격리 사용

이전에 냉동 보관 된 고체 조직에서 미토콘드리아 농축 샘플의 준비는 다양한 실험 양식에서 미토콘드리아의 기능적 및 분석 평가를 모두 수행 할 수 있었습니다. 이 연구는 냉동 심장 조직에서 미토콘드리아농축 제제를 준비하고 미토콘드리아의 분석 평가를 수행하는 방법을 보여줍니다.

소우의 자손에서 이전에 냉동 된 심장 조직에서 미토콘드리아 전자 전송 복합체 측정 : 운동 유발 미토콘드리아 생물 에너지 변화를 평가하는 모델

여기에서는 마우스 골격근으로부터의 미토콘드리아를 분리하는 상세한 방법과 마이크로플레이트 기반 호흡 측정법을 사용하여 산소 소모율(OCR)에 의한 호흡의 후속 분석을 설명한다. 이 파이프 라인은 미토콘드리아 대사에 대한 여러 환경 또는 유전 적 개입의 효과를 연구하는 데 적용될 수 있습니다.

호흡 측정을 위한 마우스 골격근으로부터 미토콘드리아의 분리

대사 세포외 플럭스 분석기를 사용하여 마우스와 인간 호중구 및 HL60 세포의 미토콘드리아 호흡을 측정하는 단계적 프로토콜을 설명합니다.

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여기에서 우리는 분자 산소를 소비하는 능력과 독립적으로 포유류 세포의 미토콘드리아 기능을 직접 측정하기 위한 분석 모음을 제시합니다.

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현장에서 미토콘드리아 에너지를 측정하기 위한 이동식 미토콘드리아 생리학 실험실 개발

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