Name: Ixodes 견갑골에 대한 진드기 인공 막 공급 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-11-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: 학습하세요 진드체 인공 막 공급 기술을 통해 Ixodes scapularis의 다양한 생활사 단계를 체외에서 포식시키는 방법을. 이 기술은 병원체 노출 및 치료제 테스트를 동물 없이 가능하게 하여 진드기-병원체 상호작용 연구에 필수적입니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. 진드기 막 챔버 준비
<ol><li>유리 평면 또는 암 스탠드의 세라믹 코팅 금속베이스와 같은 평평하고 비 다공성 인 표면을 70 % 에탄올로 닦아서 준비한 다음 플라스틱 랩의 단일 층으로 덮어 플라스틱 랩이 평평하고 기포 나 주름이 없는지 확인하십시오 ( 그림 1A 참조).</li>
	<li>준비된 표면에 100% 레이온 렌즈 청소지를 테이프로 붙입니다. 용지의 네 면 모두에 테이프로 평평하고 약간 팽팽한지 확인합니다. 렌즈 용지 4인치 x 6인치 두 장을 1.3단계에서 설명한 부피를 사용하여 멤브레인으로 만들 수 있습니다. 알림: 이것은 최대 12개의 공급 챔버를 구성하기에 충분합니다( 그림 1B 참조). 멤브레인이 애벌레 진드기 용인 경우 렌즈 청소용 용지 대신 운류 종이를 사용하십시오.</li>
	<li>일회용 용기에 실리콘 키트의 각 부분 5mL를 측정하여 00-10 경도 실리콘 혼합물을 준비하고 두 액체를 가볍게 혼합한 후 1.5mL의 헥산을 추가합니다. 혼합물이 균질하고 완전히 혼합 될 때까지 계속 혼합하십시오. 알림: 성인 진드기 용 멤브레인을 만드는 경우 00-50 경도 실리콘을 사용하십시오.</li>
	<li>작은 스퀴지를 사용하여 렌즈 용지 위에 실리콘 혼합물을 분배하십시오. 실리콘이 렌즈 용지에 스며들었는지 확인하기 위해 1분 동안 그대로 두십시오. 소량의 하향 압력을 사용하여 스퀴지로 과도한 실리콘을 꾸준히 긁어냅니다. 아래쪽 압력을 가하지 않고 스퀴지로 두 번째 패스를 수행하여 실리콘 라인을 제거하고 매끄러운 층을 생성합니다. 참고 : 절차의이 단계는 각 수명 단계 (성인 : 150-200 μm, 님프 : 90-120 μm, 유충 : 80-100 μm)에 대해 최적의 두께의 멤브레인을 생산하기 위해 약간의 연습이 필요할 수 있습니다. 더 두꺼운 멤브레인(수명 단계의 공급 허용 오차 내)은 일반적으로 챔버의 응축을 줄이고 멤브레인의 자가 치유 특성을 개선하여 더 나은 결과를 생성합니다.</li>
	<li>유충의 경우에만 공급 챔버 상단을 Fluon 불소 중합체 수지(PTFE-30)에 여러 번 담그면 적용 사이에 건조되어 일관된 층을 생성할 수 있습니다. 알림: Fluon을 적용하면 붙지 않는 요리 팬과 유사한 불소 중합체 수지의 붙지 않는 층이 형성됩니다. 이것은 챔버(21)의 상단으로 올라가는 유충의 수를 감소시킬 것이다.</li>
	<li>다음 단계로 넘어가기 전에 밀폐된 화학 물질 또는 생물안전 캐비닛과 같은 먼지가 없는 환경에서 멤브레인을 최소 24시간 동안 경화되도록 두십시오. 실리콘이 건조된 후 레이온 렌즈 용지가 어떻게 보이는지는 그림 1C 를 참조하십시오.</li>
	<li>실리콘 혼합물 A 및 B의 동일한 부분을 혼합하여 멤브레인에 챔버를 부착하기 위해 30-경도 실리콘 혼합물을 준비합니다.</li>
	<li>폴리카보네이트 챔버를 실리콘 혼합물에 약 6mm(1/4인치) 정도 담근 다음 테이프가 겹치지 않도록 주의하면서 멤브레인 시트에 놓습니다(그림 1D).</li>
	<li>부착된 실리콘이 다음 단계로 이동하기 전에 최소 24시간 동안 경화되도록 합니다.</li>
	<li>메스를 사용하여 부착된 각 챔버 주변의 멤브레인을 조심스럽게 자르고 측면을 많이 긁지 않고 6웰 플레이트의 웰에 부드럽게 맞도록 가장자리를 자릅니다(그림 1E). 멤브레인의 접착력을 최대화하기 위해 챔버 외부에 충분한 재료를 허용하십시오. 알림: 외부 재료가 너무 많이 남아 있는 경우 6웰 플레이트에서 챔버를 반복적으로 제거하면 멤브레인이 챔버에서 부분적으로 분리될 수 있습니다. 분리 된 멤브레인 수리는 섹션 5에 설명되어 있습니다.</li>
	<li>멤브레인 시트의 각 모서리와 중앙에서 남은 멤브레인의 작은 조각을 자릅니다. 각 조각에서 플라스틱 랩을 제거하십시오. 마이크로 미터로 조각을 측정하여 평균 멤브레인 두께를 결정하십시오. 알림: 멤브레인 두께가 수명 단계의 허용 오차 범위에 속하지 않으면 (1.4 단계 참조) 멤브레인을 폐기하고 다시 만들어야합니다. Unryu 종이 두께는 두꺼운 섬유 가닥과 얇은 영역으로 인해 매우 다양합니다. 이 특성을 통해 유충은 최적의 두께 영역을 찾을 수 있지만 실제 막 두께를 결정하기가 어렵습니다.</li>
	<li>챔버당 하나의 O-링과 함께 공급 챔버를 유리 비커에 넣고 121°C에서 최소 20분 동안 오토클레이브하여 멸균합니다. 챔버를 사용하기 전에 식히십시오.</li>
</ol>2. 틱 피드 설정
<ol><li>조명이 16 시간 동안 켜진 다음 8 시간 동안 꺼지도록 램프 나 방을 준비하십시오. 램프를 사용하는 경우 다음 단계의 수조가 8시간 동안 어둠 속에 있는지 확인하십시오.</li>
	<li>34 ° C에서 수조를 설치하고 지지대로 6 웰 플레이트가 약간 앉고 떠있을 수 있도록합니다. 수조에 가라앉은 작은 유리 비커를 지지대로 사용하십시오. 진드기에 대한 밝은 어두운주기를 유지하기 위해 수조에 투명한 덮개를 사용하십시오. 필요한 경우 T- 스탠드와 플라스틱 랩을 사용하여 덮개를 만드십시오. 오염 위험을 줄이려면 0.02 % 벤잘 코늄 클로라이드를 수조에 첨가하고 다른 수조를 36 ° C로 설정하여 냉장 혈액을 따뜻하게하십시오.</li>
	<li>사전 준비된 오토클레이브 멤브레인 챔버를 꺼내 챔버 주위에 O-링을 배치한 다음(그림 1F) 멤브레인을 덮을 만큼 충분한 70% 에탄올로 각 챔버를 채웁니다. 6웰 플레이트 웰에 5분 동안 그대로 둔 다음 챔버와 멤브레인 사이 및 멤브레인 자체에 누출이 있는지 확인합니다. 알림: 멤브레인이 누출되면 에탄올이 우물 바닥에 축적됩니다. 새는 멤브레인은 폐기해야합니다.</li>
	<li>챔버에서 에탄올을 비운 다음 생물 안전 캐비닛 또는 층류 후드 내부에서 자연 건조시킵니다. 알림: 주변 습도에 따라 몇 분 정도 걸릴 수 있습니다.</li>
	<li>기다리는 동안 56 ° C에서 40 분 동안 가열하여 혈액의 보체를 열 비활성화시킵니다. 기계적으로 결핍된 소 혈액에 2 g/L 포도당을 보충하십시오.</li>
	<li>멤브레인이 건조된 후 ~20μL의 식자극제를 챔버 내부에 적용한 다음 챔버를 기울여 표면 주위에 퍼뜨립니다. 진드기 frass에서 식균 자극제를 준비하는 것에 관한 지침은 섹션 6을 참조하십시오.</li>
	<li>브러시 또는 집게로 진드기를 챔버에 추가하기 전에 식균 자극제가 마를 때까지 기다리십시오. 탈출을 방지하기 위해 진드기를 챔버로 옮길 때 가능한 한 빨리 작업하십시오. 진드기를 얼음 위의 튜브에 1-2 분 동안 넣은 다음 옮기기 전에 탈출 능력을 늦추십시오. 진드기가 옮겨진 후, 파라 필름으로 상단을 밀봉하십시오. 수조의 열로 인해 파라 필름이 찢어 질 수 있으므로 파라 필름을 과도하게 늘리지 마십시오. 알림: 집게는 님팔 및 성인 생활 단계에서 가장 잘 작동하고 브러시는 애벌레 생활 단계에서 가장 잘 작동합니다.</li>
	<li>웰/챔버당 열 불활성화 혈액 5mL를 원뿔형 튜브에 넣고 36°C로 설정된 수조에 넣습니다. 진드기를 노출시키기 전에 식힌 혈액을 적어도 실온으로 가져 오십시오. 챔버를 쉽게 취급할 수 있도록 6웰 플레이트당 4개의 챔버를 따로 두십시오. 플레이트 당 더 많은 챔버는 피해야하지만, 수조의 크기에 따라 더 많은 플레이트를 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>혈액 5mL당 3mM ATP 5μL와 페니실린/스트렙토마이신/곰팡이존 100배 재고 50μL를 튜브에 추가합니다.</li>
	<li>4.5mL의 혈액을 6웰 플레이트의 웰에 옮긴 다음 챔버를 웰에 부드럽게 넣고 챔버의 O-링 높이를 조정하여 멤브레인이 혈액에 위치하지만 측면 주변의 혈액 농도가 웰을 넘지 않도록 합니다. 혈액과 막 사이에 기포가 형성되지 않도록 우물을 혈액에 비스듬히 놓습니다. 참고: 완성된 플레이트는 그림 2에 나와 있습니다.</li>
	<li>6 웰 플레이트의 뚜껑을 공급 챔버 위에 놓습니다. 그 후, 챔버가 있는 6-웰 플레이트를 준비된 34°C 수조에 넣고 뚜껑을 닫는다. 알림: 상단의 뚜껑은 응축수가 파라 필름과 접촉하여 우물의 혈액을 희석시키는 것을 막는 데 도움이됩니다.</li>
</ol>3. 12 시간마다 혈액을 교체하여 먹이 진드기 유지
<ol><li>웰당 열 불활성화된 혈액 5mL를 튜브에 분취하고, 36°C 수조에서 예열한다. ATP와 페니실린/스트렙토마이신/곰팡이존을 수조에서 동시에 해동합니다.</li>
	<li>웰당 5μL의 3mM ATP와 50μL의 100배 페니실린/스트렙토마이신/곰팡이존 재고를 혈액 튜브에 추가합니다. 4.5mL의 혈액을 신선한 6웰 플레이트의 웰에 옮깁니다.</li>
	<li>수조에서 진드기 챔버가있는 6 웰 플레이트를 꺼냅니다. 웰로부터 챔버를 제거하고, 챔버 및 멤브레인의 외부를 멸균 1x PBS 10mL로 헹구어 혈액을 제거한다.</li>
	<li>오토클레이브 여과지를 사용하여 멤브레인과 챔버를 부드럽게 두드려 건조시켜 과도한 PBS를 제거합니다. 챔버 상단의 파라 필름을 교체하십시오. 챔버 내부에 많은 응결이 있는 경우 새 파라필름으로 밀봉하기 전에 오토클레이브 여과지로 젖은 부분을 두드려 건조시킵니다.</li>
	<li>진드기 챔버를 신선한 혈액이 있는 새 6웰 플레이트에 넣고 필요한 경우 O-링 높이를 조정합니다. 플레이트의 각 챔버에 대해 3.3-3.5단계를 반복합니다. 6웰 플레이트의 뚜껑을 챔버 상단 위에 놓습니다. 새로운 6-웰 플레이트를 34°C 수조로 다시 옮깁니다.</li>
	<li>진드기 피드가 끝날 때까지 12 시간마다 3.1-3.5 단계를 반복하십시오. 진드기가 충혈되었을 때 진드기가 스스로 막에서 분리될 때까지 기다리거나 부분적으로 충혈된 진드기를 얻기 위해 부착된 상태에서 부드러운 터치 핀셋으로 막에서 부드럽게 제거합니다.</li>
</ol>4. 항진균제
알림: 막에 곰팡이 성장이 보일 때만 수행하십시오. 곰팡이는 먹이가 충분한 지속 시간이면 막의 혈액 쪽에 형성 될 수 있습니다. 곰팡이 오염의 첫 번째 징후는 막에 보이는 응고 된 혈액의 작은 (1-3mm) 조각입니다. 곰팡이 오염이 발견되면 항진균 처리는 실험 기간을 연장하고 충혈 성공을 향상시킬 수 있습니다.
<ol><li>증류수 당 10,000 U nystatin을 증류수, 공급 챔버 당 5 mL에 용해시킨다. 0.1μm 주사기 필터로 필터 멸균합니다.</li>
	<li>새 6웰 플레이트의 웰당 5mL의 나이스타틴 용액을 각 공급 챔버에 대해 하나의 웰에 추가합니다.</li>
	<li>PBS로 헹군 챔버를 용액에 넣습니다. 10분 동안 그대로 두십시오.</li>
	<li>신선한 혈액에 다시 넣기 전에 PBS로 처리 된 막을 헹굽니다.</li>
	<li>실험이 완료 될 때까지 2-3 일마다 (곰팡이 오염 정도에 따라 다름) 항진균 처리를 반복하십시오.</li>
</ol>5. 시아 노 아크릴 레이트 접착제로 분리 된 멤브레인 재 접착
알림: 멤브레인 분리가 감지된 경우에만 수행하십시오.
<ol><li>멤브레인은 특히 6-웰 플레이트에서 제거하는 동안 공급 챔버에서 부분적으로 분리될 수 있습니다. 이런 일이 발생하면 PBS로 혈액막을 헹굽니다.</li>
	<li>감염된 부위를 부드럽게 말리십시오. 완벽하게 건조 할 필요는 없지만 습기가 있으면 접착제가 더 빨리 굳습니다. 알림: 멤브레인을 다시 접착하면 작업 시간이 제한되지만 분리 크기에 따라 더 빠른 경화 시간이 바람직할 수 있습니다.</li>
	<li>멤브레인이 챔버에서 당겨진 틈새에 소량의 시아 노 아크릴 레이트 접착제를 짜냅니다. 접착제가 굳을 수 있도록 ~2분 동안 제자리에 고정합니다.</li>
	<li>챔버를 6웰 플레이트의 혈액에 다시 넣습니다.</li>
</ol>6. 식자극제 만들기
알림: 공급이 끝날 때 또는 멤브레인 공급이 시작되기 전에 수행하십시오.
<ol><li>이전의 막 사료 또는 다른 먹이 진드기 공급원에서 진드기 배설물을 수집하십시오. 식균 자극제를 만들기 전에 대변을 -20 ° C에 보관하십시오. 진드기 배설물의 펠릿을 부수고 물 1mL 당 0.1g을 섞는다. 1mM 트리펩타이드 환원 글루타티온을 넣고 용해하고 볼텍싱하여 완전히 혼합합니다.</li>
	<li>0.1μm 주사기 필터로 필터 멸균합니다.</li>
	<li>필요할 때까지 -20 °C에서 얼립니다.</li>
</ol>

<ol><li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs%3A+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+territories%2C+2004-2016%5BTitle%5D)+AND+%22Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016.</a> Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).</li>
<li>Busch, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+movement+of+invasive+cattle+fever+ticks+%28Rhipicephalus+microplus%29+in+southern+Texas+leads+to+shared+local+infestations+on+cattle+and+deer%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer.</a> Parasites & Vectors. 7, 188(2014).</li>
<li>Süss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+makes+ticks+tick%3F+Climate+change%2C+ticks%2C+and+tick-borne+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Travel+Medicine%22%5BJournal%5D)">What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases.</a> Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).</li>
<li>Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Peña, A., Kahl, O., Lindgren, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+climate+change+on+ticks+and+tick-borne+diseases+in+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Interdisciplinary+Perspectives+on+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe.</a> Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232(2009).</li>
<li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. , Oxford University Press. New York. (1991).</li>
<li>Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+an+outer+surface+protein+on+Borrelia+burgdorferi+during+tick+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).</li>
<li>Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+of+a+variant+strain+of+Anaplasma+phagocytophilum+to+infect+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice.</a> The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).</li>
<li>Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Borrelia+burgdorferi+surface+protein+Lmp1+facilitates+pathogen+dissemination+through+ticks+as+studied+by+an+artificial+membrane+feeding+system%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1910(2018).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Lyme+borreliae+proteins+promoting+vertebrate+host+blood-specific+spirochete+survival+in+Ixodes+scapularis+nymphs+using+artificial+feeding+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+and+Tick-Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).</li>
<li>Hart, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+tropism+determination+by+convergent+evolution+of+immunological+evasion+in+the+Lyme+disease+system%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system.</a> PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).</li>
<li>Bernard, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+in+early+immune+evasion+strategies+of+a+bacterial+pathogen%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).</li>
<li>Pierce, A. E., Pierce, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+note+on+the+cultivation+of+Boophilus+microplus+%28Canestrini%2C+1887%29+%28Ixodidae%3A+Acarina%29+on+the+embyonated+hen+egg%5BTitle%5D)+AND+%22Australian+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg.</a> Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).</li>
<li>Doube, B. M., Kemp, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+temperature%2C+relative+humidity+and+host+factors+on+the+attachment+and+survival+of+Boophilus+microplus+%28Canestrini%29+larvae+to+skin+slices%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices.</a> International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+feeding+assay+to+test+acaricides+for+control+of+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks.</a> Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life-cycle+of+the+bont+tick+Amblyomma+hebraeum+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro.</a> International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+silicone+membrane+for+in+vitro+feeding+of+Ixodes+scapularis+%28Ixodida%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).</li>
<li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infection+of+immature+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29+by+membrane+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding.</a> Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).</li>
<li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+dynamics+and+antibiotic+elimination+of+symbiotic+Rickettsia+buchneri+in+the+tick+Ixodes+scapularis+%28Acari%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae).</a> Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).</li>
<li>Graham, E. E., Poland, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+Fluon+conditioning+for+capturing+cerambycid+beetles+in+different+trap+designs+and+persistence+on+panel+traps+over+time%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time.</a> Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).</li>
<li>Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment%2C+maintenance+and+description+of+cell+lines+from+the+tick+Ixodes+scapularis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis.</a> Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).</li>
<li>Lehane, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+single+and+coinfections+of+human+pathogens+in+Ixodes+ticks+from+five+geographical+regions+in+the+United+States%2C+2013-2019%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+and+Tick-Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).</li>
<li>González, J., Bickerton, M., Toledo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+artificial+membrane+feeding+for+ixodid+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Tropica%22%5BJournal%5D)">Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks.</a> Acta Tropica. 215, (2021).</li>
<li>Król, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+transmission+paths+for+three+different+Bartonella+spp.+in+Ixodes+ricinus+ticks+using+artificial+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Microorganisms%22%5BJournal%5D)">Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding.</a> Microorganisms. 9 (5), 901(2021).</li>
<li>Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Infectious+Disease+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Biology of ticks.</a> Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).</li>
</ol>

진드기의 인공 막 공급은 다양한 실험 절차에 유용한 도구를 제공하지만 모든 응용 분야에서 동물 사료를 대체 할 가능성은 없습니다. 동물 먹이없이 모든 생애 단계에서 진드기의 큰 식민지를 유지하는 것은 일반적으로지지 할 수 없습니다. 대신, 인공 사료 공급 시스템은 모델 숙주에 의해 지원되지 않는 병원체로 진드기를 감염시키거나, 단순화 된 사료 공급 환경에서 진드기에 대한 화합물 또는 미생물의 통제 된 투여 량의 영향을 평가하거나, 실험실에서 쉽게 이용할 수없는 숙주 동물에 의존하는 진드기의 작은 식민지를 사육하는 것과 같은 다른 목적에 유용합니다8, 10,11,23,24,25....

진드기 매개 질병은 전 세계 인간과 동물의 건강에 큰 영향을 미치며 2004년부터 2016년까지 미국에서 발생한 모든 매개체 관련 질병의 2/3 이상을 차지합니다1. 또한 최근 몇 년 동안 사례 수가 증가하고 있으며 더 많은 사람과 가축이 진드기 및 관련 질병의 영향을 받고 있습니다 2,3. 사례 수의 증가 추세에는 여러 가지 원인이있을 수 있지만 기후 변화는 중요한 요소입니다 3,4. 진드기 매개 질병 사례의 지속적인 증가는 진드기와 진드기가 전염시키는 병원체 간의 관계를 조사하기 위한 새로운 도구를 개발해야 할 필요성을 강조합니다.
진드기는 먹이를 먹는 동안 생리학 및 유전자 발현의 변화를 겪고 이러한 변화가 병원체 전파에 중요한 역할을하는 것으로 알려져 있습니다 5,6. 특히 설치류 모델이 특정 병원체에 감염되기 쉽지 않은 상황에서 동물 모델을 사용하여 병원체 전파 및 획득에 대한 전체 및 부분 섭식의 영향을 조사하는 연구를 수행하는 것은 어려울 수 있습니다. 예를 들어, Anaplasma phagocytophilum Variant-1 균주는 Ixodes scapularis와 사슴 사이에서 자연적으로 전염되지만 마우스를 감염시킬 수 없으므로 실험실7에서 진드기 감염을 복잡하게 만듭니다. 인공 사료 공급 시스템은 또한 전염 또는 감염을 억제하는 유전자 결실을 갖는 형질 전환 돌연변이의 사용을 통해 Borrelia burgdorferi와 같은 병원체를 연구하는 데 도움이 될 수 있습니다8. 인공 수유 시스템을 사용하면 감염이나 전염이 진드기 측에서만 발생하도록함으로써 연구자가 유전자의 역할을 분리하여 그러한 연구를 혼란스럽게 할 수있는 숙주 반응을 분리하는 데 도움이됩니다.
유사하게, 질병 및 동물 전염과 관련된 진드기의 일부 생활 단계는 일반적인 실험실 모델 종을 먹도록 유도되지 않을 수 있습니다. 예를 들어, Ixodes 견갑골 암컷은 더 큰 동물, 일반적으로 토끼9를 먹여야합니다. 실험실 실험을 위해 종종 접근 할 수 있지만, 토끼를 사용하기위한 관리 및 축산 요구 사항은 작은 설치류의 요구 사항을 초과하며 일부 실험실에서는 금지 될 수 있습니다. 다른 진드기 종, 특히 수의학 우려 종은 대부분의 실험실에서 사용하기에 실용적이지 않은 소나 기타 큰 동물에게 먹여야 합니다. 인공 막 공급과 같은 체외 수유 및 감염 방법은 크거나 이국적인 숙주 동물을 사용하는 대안을 제공합니다.
또한 인공 사료 공급 시스템을 사용하면 전통적인 동물 사료 공급 방법으로는 불가능할 수있는 특정 분석이 가능합니다. 그러한 예 중 하나는 혈액 공급원을 공급 메커니즘으로부터 분리함으로써, 상이한 숙주의 혈액이 B. burgdorferi 전달에서 가질 수있는 역할의 검사가 가능해진다10. 숙주 혈액과 숙주 면역 반응이없는 경우 혈액 자체가하는 역할에 대한 이러한 검사는 병원체 전파주기를 이해하는 데 중요한 요소이며 인공 공급 시스템이 답을 도울 수있는 요소입니다11. 또한 숙주에서 전염 성공 및 확립을 조사하는 대신 사료 공급 중 병원체의 정확한 전달 수를 정량화하는 것이 가능해집니다 8,12.
딱딱한 진드기를 위해 만들어진 최초의 인공 먹이 막 중 일부는 1950 년대와 1960 년대에 동물 가죽이나 동물 유래 막으로 만들어졌습니다13,14. 이러한 멤브레인의 생물학적 특성으로 인해 새로운 멤브레인의 생산과 유통 기한에 문제가있었습니다. 1990 년대에는 실리콘 함침15,16으로 그물, 종이 또는 직물의 뒷면을 사용하는 완전 인공 멤브레인이 개발되었습니다. 실리콘은 물리적 특성이 피부의 신축성과 약간의 점착성과 생체 고유의 특성을 모방하기 때문에 이상적이었습니다. 이를 바탕으로 이 기술의 기반이 된 Krober와 Guerin은 I. ricinus17의 인공 공급을 위한 실리콘 함침 레이온 막 공급 기술을 설명했습니다.
밀접하게 관련된 종인 I. scapularis에 대한 방법의 개선은 막 함침에 사용되는 실리콘의 경도, 막 생산을위한 제조법, 챔버의 치수 및 부착 자극제에 현저한 차이를 가져 왔습니다. 이 연구에서보고 된 개선은 I. 견갑골에 사용하기 위해 Krober 및 Guerin을 기반으로 한 실리콘 기반 멤브레인을 개발 한 Andrade et al.이보고 한 것과 유사한 막 특성을 가져 왔지만, 실리콘 함침 단계에는 차이가 있으며, 이는 I. scapularis15의 미성숙 수명 단계에이 프로토콜을 활용할 수있는 유연성을 허용합니다. 18. 이 연구에서는 또한 이 방법의 반복 사용을 기반으로 한 추가 및 기술 변경, 성공적인 피드를 초래하는 모범 사례 및 발생할 수 있는 문제 해결에 대해 설명합니다. 이 방법은 모든 활성 생활 단계를 먹이고, 진드기를 병원성 박테리아로 감염시키고, 진드기를 여러 용량의 항생제19,20에 노출시키는 데 사용되었습니다. 표시된 인공 막 공급 방법은 I. 견갑골,이 방법은 막 두께를 약간 수정하면 다른 진드기 종에 쉽게 적용 할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>00-10 경도 실리콘</td><td>Smooth-On</td><td>Ecoflex 00-10</td><td>Smooth-On Store의 시험 크기</td></tr><tr><td>00-50 경도 실리콘</td><td>Smooth-On</td><td>Ecoflex 00-50</td><td>Smooth-On Store의 시험 크기</td></tr><tr><td>30 경도 실리콘</td><td>Smooth-On</td><td>Mold Star 30</td><td>Smooth-On Store의 시험 크기</td></tr><tr><td>6-well 세포 배양 플레이트</td><td>Corning Incorporated</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>아데노신 삼인산염 (ATP)</td><td>Millipore Sigma</td><td>A1852-1VL</td> 3 <td>mM ATP의 수용액을 만드는 데 사용되며, 이 용액은 0.2 micometer 필터를 통해 sterlized 처리됩니다</td></tr>. <tr><td>소 혈액</td><td>HemoStat</td><td>DBB500</td><td>기계적으로 탈백; 보통 한 번의 실험에는 500 mL가 충분합니다</td></tr>. <tr><td>Clingwrap</td><td>Fisherbrand</td><td>22-305654&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>여과지</td><td>Fisherbrand</td><td>09-790-2C</td><td>오토클레이브를 사용하고 사용하기 전에 식히십시오. 매체 대신 좋은 품질을 사용할 수 있습니다</td></tr><tr><td>플루온(수성 폴리테트라플루오로에틸렌)</td><td>Bioquip</td><td>2871</td> https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml Glucose Millipore Sigma G8270-100G <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Millipore Sigma</td><td>139386-100ML</td><td></td></tr><tr><td>렌즈 종이</td><td>Fisherbrand</td><td>11-995</td><td>100% 레이온과 같은 다른 출처에서 사용 가능</td></tr><tr><td>니스타틴 &nbsp;</td><td>골드 바이오테크</td>놀로지 <td>N-750-10</td><td></td></tr><tr><td>파라필름</td><td>피셔브랜드</td><td>S37440&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>페니실린/스트렙토마이신/진균존</td><td>Gibco</td><td>15240-096</td><td>또는 다음과 같은 농도의 등가물 제네릭(10,000 units/mL of penicillin, 10,000 &micro; 스트렙토마이신의 g/mL 및 25 &마이크로; 암포테리신의 g/mL B)</td></tr><tr><td>이전에 먹은 진드기 사료에서 수집한</td><td>집에서</td><td></td> <td>만든 식자극제</td></tr><tr><td>폴리카보네이트 파이프</td><td>McMaster-Carr</td><td>8585K204&nbsp;</td><td>길이 45mm, 외경 1.25인치, 내경 1인치로 절단합니다. 절단에는 절단 톱 연삭 휠이 필요합니다.</td></tr><tr><td>고무 O-링</td><td>McMaster-Carr</td><td>9452K38&nbsp;</td><td>5mm 두께, 1.25인치 내경</td></tr><tr><td>소프트 터치 펜치</td><td>VWR</td><td>470315-238&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>슈퍼 접착제</td><td></td><td></td><td>시아 노 아크릴 레이트 접착제</td></tr><tr><td>Unryu 종이&nbsp;</td><td>미술 용품은</td> 뽕나무 섬유 10g/m2를 저장합니다<td></td><td>. 미국 미네소타주 세인트폴에 위치한 Wet Paint 미술용품점에서 구입</td></tr></tbody></table>

ixodes 견갑골에 대한 진드기 인공 막 공급

Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

진드기 및 관련 질병은 공중 보건 및 수의학 부담으로 인해 중요한 연구 주제입니다. 그러나 연구 및 사육 중 진드기의 먹이 요구 사항은 실험 질문이나 실험실에서 진드기 및 관련 병원체를 연구하는 능력을 제한 할 수 있습니다. 인공 막 사료 공급 시스템은 이러한 문제를 줄이고 전통적인 동물 사료 공급 시스템으로는 불가능했을 수있는 새로운 연구 길을 열 수 있습니다. 이 연구는 모든 Ixodes 견갑골 수명 단계에서 공급 및 충혈 성공을 위해 정제 된 인공 막 공급 시스템을 설명합니다. 더욱이, 본 연구에서 기술된 인공 막 공급 시스템은 원하는 막 두께의 간단한 정제를 통해 다른 진드기 종과 함께 사용하도록 변형될 수 있다. 인공 막 공급 시스템의 이점은 시스템의 노동 집약도, 수유 성공에 영향을 미칠 수있는 추가 환경 요인, 진드기의 새로운 종 및 생활 단계에 대한 기술을 개선해야 할 필요성에 의해 상쇄됩니다.

성공적인 수유는 부분 또는 전체 충혈이 필요한지 여부에 달려 있습니다. 성공적으로 공급 I. 견갑골은 성인을위한 건메탈 그레이의 그늘을 바꾸고 막에서 스스로 분리됩니다. 그러나 적어도 완두콩 크기 인 경우 먹이를 마칠 때 막에서 분리 될 수 있습니다. 미성숙 단계의 경우 I. 견갑골, 완전히 충혈 된 진드기의 크기는 다양하며 성인과 달리 색 변화를 나타내지 않기 때문에 진드기가 완전히 충혈되었는지 확인하는 가장 좋은 방법은 분리입니다. 님팔 I. 견갑골이 사료 공급 중에 어떻게 보일 수 있는지에 대한 예는 그림 3을 참조하십시오. 성인 I. 견갑골 진드기는 막에서 분리되기 시작할 때까지 부착 후 1 주일 이상 걸립니다. 님프는 종종 부착 후 약 5 일 후에 분리되고 유충은 첫 부착 후 ~ 3-4 일 후에 분리되기 시작합니다. 하루에 두 번 혈액 변화를 유지하기를 원하고 곰팡이가 항진균제가 통제 할 수있는 것 이상...

여기에 제시된 것은 다양한 진드기 수명 단계의 부분적 또는 전체 충혈을 허용하기 위해 인공 막 시스템을 통해 시험관 내에서 진드기를 혈액으로 공급하는 방법입니다.

Ixodes 견갑골에 대한 진드기 인공 막 공급

Ticks and their associated diseases are an important topic of study due to their public health and veterinary burden. However, the feeding requirements of ...

인공 막 공급은 이전에 수행되었지만 우리의 프로토콜은 설정이 더 간단하고 약간의 수정을 통해 다른 진드기 종에 적용 할 수 있습니다. 인공 막 공급의 주요 장점은 동물 사료를 통해 실현 가능하지 않을 수있는 병원체 및 치료법에 노출 될 수 있다는 것입니다. 이 인공 막 공급 시스템은 이상적인 식균 자극제에 대한 테스트와 이상적인 막 두께에 대한 수정을 통해 다른 절지 동물 종에 적용될 수 있습니다.올바른 멤브레인 두께를 생산하려면 약간의 연습이 필요합니다. 마이크로 미터를 사용하여 멤브레인의 여러 위치에서 두께를 측정하십시오. 우리 연구실의 박사후 연구원인 Benjamin Cull이 절차를 시연하는 데 도움을 줄 것입니다.시작하려면 70 % 에탄올로 팔 스탠드의 유리판 또는 세라믹 코팅 금속베이스와 같은 평평하고 비 다공성 표면을 닦은 다음 단일 플라스틱 랩으로 덮으십시오. 플라스틱 랩이 평평하고 기포나 주름이 없는지 확인하십시오. 준비된 표면에 100% 레이온 렌즈 청소지를 테이프로 붙입니다.용지의 네 면 모두에 테이프로 평평하고 약간 팽팽한지 확인합니다. 0010 경도 실리콘 혼합물을 실리콘 키트의 각 부분 5 밀리리터를 측정하여 일회용 용기에 준비합니다. 두 액체를 가볍게 혼합하고 1.5 밀리리터의 헥산을 첨가하십시오.혼합물이 균질하고 완전히 혼합 될 때까지 계속 혼합하십시오. 작은 스퀴지를 사용하여 실리콘 혼합물을 렌즈 용지 위에 분배하고 실리콘이 렌즈 용지에 스며들도록 1분 동안 그대로 두십시오. 꾸준히, 소량의 아래쪽 압력을 사용하여 스퀴지로 여분의 실리콘을 옆으로 긁어냅니다.아래쪽 압력을 가하지 않고 스퀴지로 두 번째 패스를 수행하여 실리콘 라인을 제거하고 매끄러운 층을 생성합니다. 유충의 경우에만 공급 챔버의 상단을 Fluon 불소 중합체 수지에 여러 번 담그고 적용 사이에 건조시켜 일관된 층을 생성합니다. 밀폐된 화학 물질 또는 생물안전 캐비닛과 같은 먼지가 없는 환경에서 최소 24시간 동안 경화되도록 멤브레인을 그대로 두십시오.다음으로, 실리콘 믹스 A와 B를 동일한 부분으로 혼합하여 챔버를 멤브레인에 부착하기 위해 30 경도 실리콘 혼합물을 준비합니다. 폴리카보네이트 챔버를 실리콘 혼합물에 약 1/4인치를 담근 다음 테이프가 겹치지 않도록 주의하면서 멤브레인 시트에 놓습니다. 부착 된 실리콘이 최소 24 시간 동안 경화되도록하십시오.메스를 사용하여 부착 된 각 챔버 주변의 멤브레인을 조심스럽게 자르고 가장자리를 트리밍하여 측면을 많이 긁지 않고 6 웰 플레이트의 우물에 부드럽게 맞을 수 있도록합니다. 멤브레인의 추가를 최대화하기 위해 챔버 외부에 충분한 재료를 허용하십시오. 멤브레인 시트의 각 모서리와 중앙에서 남은 멤브레인의 작은 조각을 자릅니다.각 조각에서 플라스틱 랩을 제거하고 마이크로 미터로 조각을 측정하여 평균 멤브레인 두께를 결정합니다. 챔버당 하나의 O-링과 함께 공급 챔버를 유리 비커에 넣고 섭씨 121도에서 최소 20분 동안 오토클레이브하여 살균합니다. 챔버를 사용하기 전에 식히십시오.미리 준비된 오토클레이브 멤브레인 챔버를 꺼내고 그 주위에 O-링을 배치한 후 멤브레인을 덮을 만큼 충분한 70% 에탄올로 각 챔버를 채웁니다. 6웰 플레이트에 5분 동안 그대로 둔 다음 챔버와 멤브레인 사이 및 멤브레인 자체에 누출이 있는지 확인합니다. 챔버에서 에탄올을 비운 다음 생물 안전 캐비닛 또는 층류 후드 내부에서 자연 건조시킵니다.혈액의 보체를 가열하고 활성화하려면 섭씨 56도에서 40 분 동안 가열하고 기계적으로 제세동 된 소 혈액에 포도당 리터당 2g을 보충하십시오. 멤브레인이 건조되면 약 20 마이크로 리터의 식균 자극제를 챔버 내부에 바르고 챔버를 기울여 표면 주위로 퍼뜨립니다. 식균 자극제가 건조하면 브러시 또는 집게로 진드기를 챔버에 빠르게 추가하십시오.수조의 열로 인해 찢어질 수 있으므로 상단을 파라필름으로 밀봉하십시오. 그런 다음 우물 또는 챔버 당 5 밀리리터의 열과 활성화 된 혈액을 원추형 튜브에 넣고 섭씨 36 도로 설정된 수조에 넣으십시오. 혈액 5 밀리리터 당 3 밀리몰 ATP 5 마이크로 리터와 페니실린 스트렙토 마이신 곰팡이 존 50 마이크로 리터를 튜브에 추가하고 4.5 밀리리터의 혈액을 6 웰 플레이트의 우물로 옮깁니다.챔버를 웰에 부드럽게 넣고 챔버의 O- 링 높이를 조정하여 멤브레인이 혈액에 앉지 만 측면 주변의 혈액 농도가 우물을 넘지 않도록합니다. 그런 다음 혈액과 막 사이에 기포가 형성되지 않도록 우물을 혈액에 비스듬히 놓습니다. 6웰 플레이트의 뚜껑을 공급실 위에 놓습니다.챔버가 있는 6개의 웰 플레이트를 준비된 섭씨 34도의 수조와 뚜껑에 넣습니다. 웰당 5마이크로리터의 3밀리몰 ATP와 50마이크로리터의 100X 페니실린 스트렙토마이신 진균지대를 혈액 튜브에 추가하고 4.5밀리리터의 혈액을 새로운 6웰 플레이트의 웰로 옮깁니다. 수조에서 진드기 챔버가있는 6 개의 웰 플레이트를 꺼내고 우물에서 챔버를 제거합니다.챔버와 멤브레인의 외부를 멸균된 1X PBS 10ml로 헹구어 혈액을 제거합니다. 오토클레이브 여과지를 사용하여 멤브레인과 챔버를 부드럽게 두드려 건조시켜 과도한 PBS를 제거합니다. 챔버 내부에 많은 응결이 있는 경우 새 파라필름으로 밀봉하기 전에 오토클레이브 여과지로 젖은 부분을 두드려 건조시킵니다.그런 다음 챔버 상단의 파라 필름을 교체하십시오. 진드기 챔버를 신선한 혈액이 있는 새 6웰 플레이트에 넣고 필요한 경우 O-링 높이를 조정합니다. 플레이트의 각 챔버에 대해 이 단계를 반복합니다.마지막으로 6웰 플레이트의 뚜껑을 챔버 상단에 놓고 새 6웰 플레이트를 섭씨 34도의 수조로 다시 옮깁니다. 부분적으로 충혈 된 ixodes 견갑골 님프가있는 진행중인 피드가 여기에 표시됩니다. 부착 부위 주변의 검은 색 또는 갈색 점은 식균 자극제를 만들기 위해 사료 공급 중 및 후에 수집 할 수있는 서리입니다.부분적으로 충혈 된 ixodes 견갑골 님프가 막에 부착 된 것으로 보입니다. 충혈 된 유충 곰팡이의 껍질도 여기에서 볼 수 있습니다. 진드기 충혈 수와 계란 질량 무게가이 표에 나와 있습니다.유충 및 님팔 충혈 실험 조건에는 이 기술에 사용된 보충제 외에 사슴 기관 균질액이 혈액에 첨가되었습니다. 여기서 성공적인 충혈은 다음 라이브 스테이지로 성공적으로 탈피 한 충혈 된 진드기 또는 성공적으로 알을 낳은 충혈 된 암컷으로 정의되었습니다. 렌즈 용지에 실리콘을 도포할 때 허용 가능한 두께를 얻으려면 연습이 필요하므로 사용하기 전에 멤브레인의 두께를 측정하는 것이 항상 중요합니다.막 공급은 진드기를 병원균이나 항생제에 노출시킬 수 있습니다. 탈피 성공, 알을 낳고 생존과 같은 진드기 생물학의 측면에 미치는 영향은 사료 공급 후 평가할 수 있습니다.

tick-artificial-membrane-feeding-for-ixodes-scapularis

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

감염된 진드기의 hemolymph, 침샘, 그리고 타액의 컬렉션 병원균이 질병을 일으킬 방법 진드기 매개로 공부하는 것이 중요합니다. 이 프로토콜에서는 먹이로부터 hemolymph과 침샘을 수집하는 방법을...

Ixodes Scapularis 진드기의 타액, 침샘 및 Hemolymph 컬렉션

라임 병은 북미에서 가장 일반적으로보고 된 벡터 매개 질병입니다. 원인 물질은 보렐리 아 burgdorferi는 Ixodid 진드기에 의해 전송 spirochete 박테리아입니다. 동물 모델에서 감염의 전송 및 검출은 우리가 여기에서 설명하는 진드기의 먹이의 사용에 최적화되어 있습니다.

라임 병 연구의 변속기 및 Xenodiagnosis에 대한 동물에 진드기의 먹이

건강한 실험실에서 재배 한 진드기의 생산은 진드기 생물학 및 진드기 - 병원체 상호 작용에 대한 연구에 필수적입니다. 여기서 우리는 마우스에 비용 효과적이고 스트레스가 적은 미성숙 진드기 먹이를위한 간단한 프로토콜을 시연합니다.

사육<em&gt; Ixodes의 scapularis,</em&gt; 블랙 다리 틱 : 마우스에 미성숙 단계를 먹이

이 연구에서는 실험실 마우스에 부착된 캡슐을 사용하여 하드 틱의 님프및 애벌레 단계를 위한 먹이 시스템이 개발되었습니다. 수유 캡슐은 유연한 재료로 만들어졌으며 적어도 일주일 동안 마우스에 단단히 부착되어 있어 진드기 공급에 대한 편안한 모니터링을 가능하게 합니다.

실험실 마우스에 미숙한 하드 진드기 단계 감염에 대 한 캡슐 기반 모델

이 프로토콜의 목표는 인공 막 피더를 통해 Aedes aegypti 모기에 동물 유래 및 인공 혈액 식사를 제공하고 섭취한 식사의 양을 정확하게 정량화하는 것입니다.

Aedes aegypti 모기에서 동물 유래 혈액 및 인공 식사 먹이주기 및 정량화

본 프로토콜은 진드기 타액선 및 정제된 세포밖 소포로부터 마이크로RNAs의 단리를 기술한다. 이것은 일반적으로 사용되는 시약과 공급을 결합하는 보편적 인 절차입니다. 이 방법은 또한 적은 수의 틱을 사용할 수있게하여 쉽게 시퀀싱 할 수있는 양질의 microRNA를 생성합니다.

Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures 및 Extracellular Vesicles에서 microRNAs의 분리

이 기사에서는 임상 연구를 위해 인간을 유충 Ixodes scapularis 에 노출시키는 방법을 제시합니다. 이 기술은 비교적 간단하고 연구 지원자가 견딜 수 있으며 실험적 필요에 따라 수정할 수 있습니다. 인간 피험자를 대상으로 하는 이러한 연구는 해당 규제 당국이 승인한 임상 연구 프로토콜에 따라 수행되어야 합니다.

유충 Ixodes scapularis 진드기에 대한 인간의 실험적 노출을 위한 모델

이 방법은 3D 프린팅 챔버와 실험실에서 제작한 실리콘 막을 통합한 시험관 내 진드기 혈액 공급 시스템 개발을 개략적으로 설명합니다. 이 시스템은 진드기 인공 먹이를 가능하게 하여 다양한 먹이 단계에서 쉽게 샘플링할 수 있고, 혈액량도 적어 이조디드 진드기 연구에 매우 유용한 도구가 됩니다.

Ixodid 진드기 연구에서 3D 프린팅된 챔버의 인공 막을 통해 진드기 혈액을 공급하는 모습

이 비디오와 분석이 보여주는 것을 테스트하지 않는 분야와 하나의 담배 공장을 감염 시켰어 aphids 하나의 두 가지 유형으로 니코틴의 내성.

인공 다이어트 실험을 사용하여 Aphids에 니코틴 공차 테스트

평면 지질 bilayers, 또한 불리는 인공 지질 bilayers, 당신이 공부할 수 있도록 이온 실시하는 잘 정의된 환경에서 채널을. 여기, 우리는 이중층 챔버를 준비하는 데 필요한 각 단계의 전극 및 이중층은 단일 채널 측정에 적합한 것을 테스트를 보여줍니다.

전기 생리학 실험을위한 인공 Bilayers의 준비

학습하세요 진드체 인공 막 공급 기술을 통해 Ixodes scapularis의 다양한 생활사 단계를 체외에서 포식시키는 방법을. 이 기술은 병원체 노출 및 치료제 테스트를 동물 없이 가능하게 하여 진드기-병원체 상호작용 연구에 필수적입니다.

Ixodes 견갑골에 대한 진드기 인공 막 공급

더 많은 동영상 탐색