Name: Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-02-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: 학습하세요 효율적인 murine CAR-T 세포 생성 프로토콜을 통해 면역학 및 종양학 연구를 수행하는 방법을. 이 방법은 유전자 치료와 동종 모델에서 CAR-T 세포 기능을 평가하는 데 필수적인 도구를 제공합니다.

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원고를 비판적으로 검토해 준 L. Brockmann에게 감사를 표합니다. 이 연구는 NIH 1R01EB030352 및 UL1 TR001873의 지원을 받았습니다.

모든 동물 시술은 20-25g의 6-8주 된 암컷 BALB/c 또는 CF57BL/6 마우스를 사용하여 기관 동물 관리 및 사용 위원회(Columbia University, 프로토콜 AC-AABQ5551 및 AC-AAAZ4470)의 승인을 받아 수행되었습니다. 동물은 상업적 출처에서 얻었다( 자료표 참조). 이 프로토콜은 쥐 T 세포의 '활성화 후 며칠'을 중심으로 구성되며, 바이러스 생산은 -2일째에 시작됩니다. 레트로바이러스는 초기 생산 후 -80°C에서 보관할 수 있으며, 이 프로토콜의 향후 사용을 위해 2단계, T 세포 분리 및 0일째 활성화로 시작할 수 있습니다.
1. 레트로바이러스 벡터 생산
참고: 바이러스 산물은 패키징 유전자를 두 개의 개별 플라스미드로 분리하여 복제 결함을 만들었으며( 재료 표 참조), 재조합 이벤트 및 복제 가능 바이러스의 우발적인 생산 가능성을 크게 줄였습니다.
<ol><li>transfection(-2일차 절차) 하루 전에 Phoenix Eco 세포를 준비합니다.<ol><li>30mL의 배양 배지(표 1에 자세히 설명된 Phoenix Eco 배양 배지)를 사용하여 15cm TC 처리된 플레이트 또는 T150 배양 플라스크에 약 1 x 107 세포를 플레이트합니다.</li>
		<li>37 °C에서 밤새 배양합니다. 18-24시간 후, 세포는 약 70% 합류하고 균일하게 분포되어 과증식 없이 높은 바이러스 수율을 보장해야 합니다. 참고: 최적의 결과를 얻으려면 통로가 낮은 세포를 사용하고 바이러스 생성을 위해 플레이팅 전날 통과시킵니다. 일상적인 배양 중에 Phoenix Eco 세포가 과도하게 증식하지 않도록 하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>환원 혈청 배지(재료 표 참조)에서 lipofection 및 enhancer 시약, pCL-Eco(Gag/Pol) 및 pMSCV 발현 플라스미드(pMSCV_PGK_mGFP28z)를 포함하는 transfection 혼합물을 준비합니다(-1일 절차). 참고: co-transfection은 pMSCV와 pCL-Eco의 1:1 비율로 수행해야 합니다.<ol><li>튜브 A 준비: 15cm 플레이트당 3.75mL의 환원 혈청 배지에 transfection 시약 105μL를 희석하고 위아래로 볼텍싱 또는 피펫팅하여 완전히 혼합합니다.</li>
		<li>튜브 B 준비: pMSCV 발현 플라스미드(21μg) 및 pCL-Eco(21μg)를 90μL의 인핸서 시약으로 희석하여 15cm 플레이트당 3.75mL의 환원 혈청 배지에 희석합니다. 위아래로 피펫팅하여 잘 섞습니다. 참고: 여러 바이러스 제품을 생성하는 경우 pCL-Eco와 인핸서 시약을 포함하는 마스터 믹스를 설정합니다.</li>
		<li>튜브 A를 튜브 B에 추가하고 피펫팅으로 완전히 혼합합니다. 실온에서 10-20분 동안 배양하면 총 부피가 약 7.5mL가 됩니다.</li>
		<li>Phoenix Eco 플레이트에서 세포 배양 배지 10mL를 조심스럽게 제거하고 플레이트를 기울이고 피펫팅하여 transfection mix의 전체 부피를 나머지 배지에 추가합니다. 세포를 37°C 인큐베이터로 되돌립니다.</li>
	</ol></li>
	<li>transfection 후 16-20시간 후에 transfection된 Phoenix Eco 세포의 배지를 교체합니다(Day 0 절차).<ol><li>혈청 및 β-메르캅토에탄올(2-ME, 재료 표 참조)-free murine T cell 배지(mTCM-viral harvest, 표 1에 열거된 바와 같이)를 물 또는 비드 배스를 사용하여 37°C로 사전 예열한다.</li>
		<li>가능한 경우 진공 청소기를 사용하여 플레이트를 기울이고 피펫 팁을 하단 모서리에 놓아 Phoenix Eco 배양 배지를 조심스럽게 제거합니다. 세포를 과도하게 건조시키지 마십시오.</li>
		<li>가장 느린 설정에서 30mL를 피펫팅하여 가열된 mTCM-viral 수확 배지를 기울어진 플레이트의 측면에 부드럽게 추가합니다. 세포를 37°C 인큐베이터로 되돌립니다. 참고: 이 단계를 통해 Phoenix Eco 세포가 플레이트에서 분리되어 바이러스 역가가 감소할 수 있습니다. 미리 예열된 매체와 부드러운 피펫팅으로 중단을 최소화할 수 있습니다.</li>
	</ol></li>
	<li>형질주입 후 48시간 후에 바이러스 상등액을 수확합니다(1일차 절차).<ol><li>바이러스 상층액을 채취하고 0.45μm PVDF 필터( 재료 표 참조)를 통해 여과하여 세포와 파편을 제거합니다. 바이러스를 분주하여 -80°C에서 동결시키거나 신선한 바이러스를 사용하는 경우 3단계 1일차로 바로 진행합니다.</li>
		<li>앞서 설명한 바와 같이 유세포 분석으로 바이러스 역가(transducing units/mL)를 측정합니다9. 이 단계는 선택 사항입니다.<ol><li>레트로넥틴(재료 표 참조)으로 사전 코팅되고 100μL의 mTCM-바이러스 수확 배지의 최종 부피에 레트로바이러스 상층액의 3중 연속 희석액을 로드한 비조직 배양(TC) 처리된 96웰 플레이트에서 1 x 105 활성 쥐 T 세포의 소규모 transduction을 통해 바이러스 역가를 측정합니다. 참고: T 세포 분리, 활성화 및 transduction에 대한 자세한 지침은 아래의 2단계 및 3단계를 참조하십시오.</li>
			<li>형질도입 후 4-5일 후에 유세포 분석을 통해 CAR 표면 발현을 측정합니다.</li>
			<li>식10에 따라 바이러스 역가를 계산합니다: (N x F x D)/V, 여기서 N은 형질도입된 세포의 수, F는 CAR 양성 세포의 빈도, D는 희석 인자, V는 형질도입 부피(mL)로 형질도입 단위(TU)/mL를 구합니다. 알림: 바이러스 역가는 동결/해동 시 감소할 수 있습니다. 따라서 바이러스 역가는 냉동 및 해동된 바이러스에서 이상적으로 측정됩니다.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>2. 쥐 T 세포 분리
<ol><li>쥐 T 세포를 분리하고 활성화합니다(Day 0 절차). 알림: 이 단계는 실온(RT) 또는 4°C에서 수행할 수 있으며 멸균 환경에서 수행해야 합니다.<ol><li>앞서 기술한 바와 같이 관심의 마우스 균주(예를 들어, Balb/c, C57BL/6)로부터 비장(들)을 수확하고,11 을 통해 단세포 현탁액을 수득한다.</li>
		<li>멸균 주사기 뒷면을 사용하여 70-100μm 세포 여과기를 통해 비장을 50mL 원뿔형 튜브로 분쇄합니다.</li>
		<li>주사기를 따로 보관한 후 5mL의 T 세포 분리 완충액(인산염 완충 식염수, PBS, 2% 소 태아 혈청, FBS 보충)으로 여과기를 세척합니다.</li>
		<li>으깬 단계를 반복하고 5mL의 T 세포 분리 완충액으로 여과기를 한 번 더 세척합니다. T 세포 분리 완충액을 사용하여 최종 부피를 50mL로 만듭니다.</li>
		<li>수동 혈구계 또는 자동 세포 계수기를 사용하여 1:20 비율로 희석한 다음 트리판 블루와 1:1로 혼합하여 살아있는 세포를 계수합니다.</li>
		<li>4°C(또는 RT)에서 450 x g에서 10분 동안 원심분리를 통해 세포를 펠렛화하고, 권장되는 T 세포 분리 키트를 사용하는 경우 1 x 108/mL에서 비장 세포를 다시 현탁시킵니다( 재료 표 참조). 참고: 이 단계에서 40-70μm 스트레이너를 통해 비장 세포를 다시 변형하여 덩어리를 제거할 수 있습니다.</li>
	</ol></li>
	<li>제조업체의 지침에 따라 negative selection으로 CD3+ T 세포를 분리합니다( 재료 표 참조). 자기 분리 후 분리물을 15mL 코니컬 튜브로 옮기고 최종 살아있는 세포 계수를 수행합니다.</li>
	<li>분리된 T 세포를 4°C(또는 RT)에서 450 x g에서 10분 동안 원심분리하여 펠렛화하고 mTCM 활성화 배지에서 1 x 106/mL로 다시 현탁시킵니다(표 1).</li>
	<li>murine anti-CD3/anti-CD28 monoclonal anti-anti-cell-coated magnetic beads( 재료 표 참조)를 25 μL/1 x 106 T cell 및 100 U/mL IL-2의 비율로 첨가하여 T cell을 활성화합니다.</li>
	<li>세포를 37°C의 인큐베이터에 넣고 하룻밤 동안 그대로 둡니다. 참고: T 세포의 크기가 작기 때문에 1:10-1:20 비율로 희석하고 혈구계를 사용하여 수동 계수를 위해 트리판 블루와 1:1로 혼합하여 보다 정확한 살아있는 T 세포 수를 얻을 수 있습니다. 순도는 형광 접합 αCD3 항체로 세포를 염색하여 유세포 분석으로 측정할 수 있습니다. 각 비장은 쥐의 나이와 변형에 따라 7-10 x 106 T 세포를 생성합니다.</li>
</ol>3. 쥐 T 세포 형질 도입
<ol><li>형질도입을 위한 플레이트를 준비합니다(Day 0 절차).<ol><li>처리되지 않은 멸균 24웰 플레이트를 0.5mL의 인간 피브로넥틴 형질 도입 인핸서 시약( 재료 표 참조)을 멸균 PBS에 희석하여 최종 농도 20-40μg/mL로 사전 코팅하고 4°C에서 밤새 보관합니다. 참고: 이 단계는 처리되지 않은 24웰 플레이트를 형질도입 시약으로 코팅하고 실온에서 2시간 동안 배양하여 1일차에 수행할 수도 있습니다.</li>
	</ol></li>
	<li>T 세포 형질도입을 수행합니다(1일차 절차).<ol><li>형질주입을 위해 사전 코팅된 플레이트를 준비합니다. 사전 코팅된 24웰 플레이트의 각 웰에서 transduction 시약을 제거하고 동일한 부피의 멸균 여과된 PBS + 2% 소 혈청 알부민(BSA)(0.5mL)으로 RT에서 30분 동안 블록합니다.</li>
		<li>0.5-1mL의 PBS로 한 번 씻으십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>1단계에서 0.5-1mL의 순수 레트로바이러스를 추가하거나 바이러스 역가를 기준으로 희석하여 사전 코팅된 각 웰과 원심분리기에 2,000 x g 및 32°C에서 90분 동안 추가합니다.</li>
	<li>1mL의 활성화된 T 세포를 바이러스가 로딩된 각 웰에 추가하고 450 x g 및 32°C에서 10분 동안 원심분리합니다. 밤새 세포를 37°C 인큐베이터로 되돌립니다.</li>
	<li>형질도입 24시간 후 1-1.5mL의 세포 배양 배지를 제거하고 1-1.5mL의 mTCM-complete와 10ng/mL의 재조합 인간 IL-7 및 IL-15로 교체합니다( 재료 표 참조). 세포를 37°C 인큐베이터로 되돌립니다(2일차 절차). 참고: 체외 배양 중에는 48시간마다 10ng/mL의 사이토카인을 배양액에 추가해야 하며, T 세포는 1 x 106/mL 이상으로 희석해서는 안 됩니다.</li>
	<li>형질도입 후 48시간 후, 형질주입 플레이트에서 새로운 24웰 또는 6웰 플레이트로 세포를 옮기고 세포를 37°C 인큐베이터로 되돌립니다(3일차 절차). 참고: T 세포 생존율은 시작 T 세포 생존율과 바이러스 역가에 따라 형질도입 후 24시간에서 2일 후에 세포를 이식함으로써 개선될 수 있습니다.</li>
	<li>T 세포를 비드(de-bead)하고 CAR 발현을 확인합니다(5-6일 절차).<ol><li>αCD3/CD28 코팅된 비드에서 활성화된 T 세포를 분리하기 위해 세포를 완전히 다시 현탁시키고( 재료 표 참조) 세포 현탁액을 자석에 30초 동안 놓습니다. 세포 현탁액을 원하는 체외 배양 용기로 옮기고 37°C 인큐베이터로 되돌립니다. 참고: T 세포는 배양 플라스크 또는 딥웰 배양 플레이트에서 배양할 수 있습니다. 6-웰 형식 플레이트의 깊은 웰에서 웰당 30mL의 mTCM-complete 배지에 최소 5 x 106 T 세포를 도금하는 것이 좋습니다( 재료 표 참조).</li>
		<li>유세포 분석으로 CAR 발현 확인8. 참고: GFP-CAR 발현은 정제된 GFP 100ng/mL로 배양하여 결정되었습니다. N-말단 에피토프 태그의 통합은 대체 CAR 구조의 검출을 용이하게 할 것입니다.</li>
	</ol></li>
	<li>CAR-T 세포의 체외 배양을 수행합니다(7-10일 절차).<ol><li>체외 배양 중에는 배양 배지의 50%를 제거하고 48시간마다 신선한 mTCM-complete + 2x 10ng/mL의 IL-7 및 IL-15로 교체하여 세포를 유지합니다. 참고: Murine CAR-T 세포는 활성화 후 7일이 지나면 다운스트림 응용 분야에서 사용할 준비가 되어 있으며 해동 후 생존력이 좋지 않기 때문에 냉동 보존해서는 안 됩니다.</li>
	</ol></li>
</ol>

Syngeneic 모델에서 마우스 CAR-T 세포 생성을 위한 간소화된 프로토콜

<ol><li>June, C. H., Sadelain, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+antigen+receptor+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Chimeric antigen receptor therapy.</a> N Engl J Med. 379 (1), 64-73 (2018).</li>
<li>Duncan, B. B., Dunbar, C. E., Ishii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applying+a+clinical+lens+to+animal+models+of+car-t+cell+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther+Methods+Clin+Dev%22%5BJournal%5D)">Applying a clinical lens to animal models of car-t cell therapies.</a> Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 17-31 (2022).</li>
<li>Hou, A. J., Chen, L. C., Chen, Y. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Navigating+CAR-T+cells+through+the+solid-tumour+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Navigating CAR-T cells through the solid-tumour microenvironment.</a> Nat Rev Drug Discov. 20 (7), 531-550 (2021).</li>
<li>Campesato, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+the+ahr+restricts+a+treg-macrophage+suppressive+axis+induced+by+l-kynurenine%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Blockade of the ahr restricts a treg-macrophage suppressive axis induced by l-kynurenine.</a> Nat Commun. 11 (1), 4011(2020).</li>
<li>Kaneda, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pi3kgamma+is+a+molecular+switch+that+controls+immune+suppression%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Pi3kgamma is a molecular switch that controls immune suppression.</a> Nature. 539 (7629), 437-442 (2016).</li>
<li>Hyrenius-Wittsten, A., Roybal, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paving+new+roads+for+cars%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cancer%22%5BJournal%5D)">Paving new roads for cars.</a> Trends Cancer. 5 (10), 583-592 (2019).</li>
<li>Giavridis, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CAR+T+cell-induced+cytokine+release+syndrome+is+mediated+by+macrophages+and+abated+by+il-1+blockade%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">CAR T cell-induced cytokine release syndrome is mediated by macrophages and abated by il-1 blockade.</a> Nat Med. 24 (6), 731-738 (2018).</li>
<li>Lanitis, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+gene+engineering+of+murine+CAR-T+cells+reveals+the+beneficial+effects+of+il-15+coexpression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Optimized gene engineering of murine CAR-T cells reveals the beneficial effects of il-15 coexpression.</a> J Exp Med. 218 (2), e20192203(2021).</li>
<li>Lambeth, C. R., White, L. J., Johnston, R. E., De Silva, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry-based+assay+for+titrating+dengue+virus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry-based assay for titrating dengue virus.</a> J Clin Microbiol. 43 (7), 3267-3272 (2005).</li>
<li>Agarwal, S., Wellhausen, N., Levine, B. L., June, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+human+crispr-engineered+CAR-T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Production of human crispr-engineered CAR-T cells.</a> J Vis Exp. 169, e62299(2021).</li>
<li>JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Sterile+Tissue+Harvest%22">Sterile Tissue Harvest</a>. , JoVE, Cambridge, MA. (2023).</li>
<li>Giordano-Attianese, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computationally+designed+chimeric+antigen+receptor+provides+a+small-molecule+safety+switch+for+t-cell+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A computationally designed chimeric antigen receptor provides a small-molecule safety switch for t-cell therapy.</a> Nat Biotechnol. 38 (4), 426-432 (2020).</li>
<li>Kuhn, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cd40+ligand-modified+chimeric+antigen+receptor+T+cells+enhance+antitumor+function+by+eliciting+an+endogenous+antitumor+response%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Cd40 ligand-modified chimeric antigen receptor T cells enhance antitumor function by eliciting an endogenous antitumor response.</a> Cancer Cell. 35 (3), 473-488.e6 (2019).</li>
<li>Jin, C., Ma, J., Ramachandran, M., Yu, D., Essand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CAR+T+cells+expressing+a+bacterial+virulence+factor+trigger+potent+bystander+antitumour+responses+in+solid+cancers%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">CAR T cells expressing a bacterial virulence factor trigger potent bystander antitumour responses in solid cancers.</a> Nat Biomed Eng. 6 (7), 830-841 (2022).</li>
<li>Kurachi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+retroviral+transduction+of+mouse+T+cells+for+in+vivo+assessment+of+gene+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Optimized retroviral transduction of mouse T cells for in vivo assessment of gene function.</a> Nat Protoc. 12 (9), 1980-1998 (2017).</li>
<li>Jafarzadeh, L., Masoumi, E., Fallah-Mehrjardi, K., Mirzaei, H. R., Hadjati, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+persistence+of+chimeric+antigen+receptor+%28CAR%29+T+cell+in+adoptive+cancer+immunotherapy%3A+Challenges+and+ways+forward%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">Prolonged persistence of chimeric antigen receptor (CAR) T cell in adoptive cancer immunotherapy: Challenges and ways forward.</a> Front Immunol. 11, 702(2020).</li>
<li>Elkassar, N., Gress, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+IL-7+biology+and+its+use+in+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunotoxicol%22%5BJournal%5D)">An overview of IL-7 biology and its use in immunotherapy.</a> J Immunotoxicol. 7 (1), 1-7 (2010).</li>
<li>Osinalde, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+dissection+and+comparison+of+IL-2+and+IL-15+signaling+pathways+by+global+quantitative+phosphoproteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Simultaneous dissection and comparison of IL-2 and IL-15 signaling pathways by global quantitative phosphoproteomics.</a> Proteomics. 15 (2-3), 520-531 (2015).</li>
<li>Eremenko, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+protocol+for+the+retroviral+transduction+of+mouse+CD4+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">An optimized protocol for the retroviral transduction of mouse CD4 T cells.</a> STAR Protoc. 2 (3), 100719(2021).</li>
<li>Lewis, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reproducible+method+for+the+expansion+of+mouse+CD8%2B+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">A reproducible method for the expansion of mouse CD8+ T lymphocytes.</a> J Immunol Methods. 417, 134-138 (2015).</li>
</ol>

이해 상충이 선언되지 않았습니다.

이 프로토콜은 생체 내 연구를 위한 CAR-T 세포를 생성하기 위해 쥐 T 세포의 레트로바이러스 형질도입에 필요한 단계와 시약을 설명합니다. 레트로바이러스 형질도입 조건을 최적화하면 초원심분리 또는 추가 시약을 통해 바이러스 농도를 높일 필요 없이 강력한 CAR 발현을 달성할 수 있습니다. 그러나 이 방법론에 적용할 수 있는 여러 수정 사항이 있습니다.
이 프로토콜은 GFP 특이적 CAR의 생성 예를 설명하지만, 이러한 방법은 관심 있는 세포외 항원을 표적으로 하는 마우스 CAR-T 세포를 생성하도록 적용할 수 있습니다. 본 연구에서 사용된 pMSCV_PGK 레트로바이러스 벡터는 NotI 및 BamHI를 사용한 효소 분해에 의해 GFP 특이적 나노바디 서열의 효율적인 방출을 허용하며 scFv, 나노바디 또는 리간드 결합 도메인과 같은 사용자 정의 항원 인식 도메인으로 대체될 수 있습니다(보충 파일 1). 대체 CAR 발현의 평가를 용이하게 하기 위해, 형광 복합 항체12를 사용하여 검출할 수 있는 Myc(EQKLISEEDL) 또는 Flag(DYKDDDDK) 태그와 같은 N-말단 에피토프 태그를 갖는 CAR을 설계하는 것이 권장된다. 더욱이, 현재 연구는 단일 전이 유전자의 생산을 보여줍니다. 그러나, 자가절단 펩타이드(2A 서열) 또는 내부 리보솜 진입 부위(IRES)의 혼입은 생체내에서 T세포 기능을 강화하기 위한 추가적인 기술을 포함하여 다수의 전이유전자의 공동생산을 가능하게 할 것이다 8,13,14.
이 프로토콜은 초원심분리(24,000 x g, 2 h, 4 °C)를 생략하여 특수 장비의 필요성을 없애기 위해 개발되었지만, 바이러스 상층액의 농도가 더 높은 바이러스 역가를 달성하고 높은 CAR 발현을 달성하는 데 필요한 바이러스의 양을 줄일 수 있다는 점은 주목할 가치가 있습니다8. 이 프로토콜은 사용 전 바이러스 역가를 측정할 필요 없이 재현성 있는 높은 바이러스 역가(~2 x 107 TU/mL)와 안정적인 CAR 발현을 달성하여 레트로바이러스 벡터 생성을 간소화합니다. 그러나, 표준화를 용이하게 하는 것 외에도, T 세포 형질도입 전에 바이러스 역가를 측정하는 것은 불필요하게 높은 바이러스 농도에 의해 야기되는 잠재적 독성을 감소시킴으로써 T 세포 생존율을 증가시킬 수 있다10,15.
IL-7 및 IL-15를 보충하면 T 세포 확장을 촉진하고 T 세포 기억 집단을 보존할 수 있습니다. 그러나, 재조합 인간 IL-2는 생체외 배양에 필요한 시약의 수를 감소시키기 위한 대안으로서 사용될 수있다 16,17,18,19. 그럼에도 불구하고, 여기에 설명된 CAR-T 세포 생성 방법은 쥐 T 세포의 상대적으로 빈약한 증식으로 인해 여전히 제한적입니다. 그러나, 위에서 논의된 T 세포 생존율을 개선하기 위한 조치들은 형질도입 과정 전반에 걸쳐 mTCM 배양 배지에 추가적인 보충제 및 2-ME를 포함시킴으로써 더욱 강화될 수 있다(20). 이러한 변형은 T 세포 확장을 15배에서 최대 20배까지 개선할 수있지만, 형질도입 효율을 낮추고 CAR 발현을 감소시킬 수 있습니다.
궁극적으로, 쥐 CAR-T 세포의 생산은 온전한 면역 체계 내에서 CAR-T 세포의 기능을 평가하기 위한 합성 모델의 개발을 가능하게 하여 효능, 내구성 및 안전성에 대한 상황별 평가를 용이하게 합니다. 면역 결핍 마우스의 모델은 인간 종양 항원을 표적으로 하는 인간 T 세포 산물의 중요한 전임상 연구를 가능하게 합니다. 이러한 보완 모델 시스템의 조합은 CAR-T 세포 생물학의 복잡성을 이해하고, 새로운 CAR 설계를 최적화하며, 궁극적으로 전임상 결과를 효과적인 임상 치료법으로 전환하는 데 필수적입니다.

키메라 항원 수용체(CAR)를 발현하는 입양 T 세포 치료제는 적응 면역 체계의 힘을 활용하여 항원 양성 암세포를 특이적으로 표적으로 삼고 제거함으로써 암 면역 요법 분야에 혁명을 일으켰습니다1. B세포 악성종양을 표적으로 하는 CAR-T 세포 치료제의 성공은 임상적으로 검증되었지만, 동물 모델에서 수행된 전임상 연구는 고형 종양을 표적으로 하는 새로운 CAR의 개발에 여전히 중요합니다. 그러나 지금까지 고형 종양 적응증에서 제한적인 임상적 효능이 입증되었으며, 개별 전임상 모델이 살아있는 의약품의 약력학 및 임상적 효능을 정확하게 예측하지 못한다는 것이 점점 더 분명해지고 있습니다 2,3. 따라서 연구자들은 CAR-T 세포 제품의 전임상 연구를 확대하여 인간 및 쥐 암의 이종이식 및 합성 유전자 모델에서 각각 병행 평가를 포함하기 시작했습니다.
인간 종양과 T 세포를 면역 결핍 마우스에 생착하는 이종이식 모델과 달리, 합성 유전자 모델은 기능적 면역 체계의 맥락에서 CAR-T 세포 반응을 검사할 수 있습니다. 특히, 합성 종양을 보유한 면역 유능한 마우스는 종양 미세환경(TME)에서 T 세포 기능을 억제하는 것으로 알려진 종양 관련 대식세포(TAM) 및 조절 T 세포(Tregs)를 포함하여 입양 전이된 T 세포와 맥락 특이적 환경 간의 상호 작용을 연구할 수 있는 시스템을 제공합니다.4,5,6. 또한, 합성유전자 모델은 사이토카인 방출 증후군(cytokine release syndrome)을 포함한 추가 독성을 유발할 수 있는 숙주 인자와의 표적 독성, 종양 외 독성 및 CAR-T 세포 상호작용을 평가할 수 있는 추가 플랫폼을 제공한다7.
이러한 장점에도 불구하고 합성유전자 CAR-T 세포 연구의 수는 여전히 제한적입니다. 특히, syngeneic 모델은 동일한 마우스 균주에서 CAR-T 세포의 자가 엔지니어링을 필요로 하므로 효율적인 쥐 T 세포 transduction 및 ex vivo 확장을 위한 방법론이 부족하기 때문에 추가적인 문제가 발생합니다 2,8. 이 프로토콜은 레트로바이러스 벡터 생산과 최적화된 T 세포 transduction을 통해 안정적인 CAR 발현을 달성하는 방법을 설명합니다. 전체 공정의 개략도는 그림 1에 나와 있습니다. 이 접근법을 사용하면 쥐 CAR-T 세포의 효율적인 레트로바이러스 transduction과 초원심분리를 통해 바이러스 농도 없이 높은 CAR 발현을 달성할 수 있습니다. CAR 구조체의 항원 특이성을 변화시키기 위한 전략은 추가적인 전이유전자의 동시 발현과 함께 논의된다.

<table><tbody><tr><td>0.45 &무; m 필터</td><td>MilliporeSigma</td><td>SLHVR33RS</td><td></td></tr><tr><td>1 mL 주사기&nbsp;</td><td>피셔 사이언티픽&nbsp;</td><td>14-955-450</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL 마이크로 원심분리기 튜브&nbsp;</td><td>피셔 사이언티픽&nbsp;</td><td>05-408-135</td><td></td></tr><tr><td>10 mL 주사기&nbsp;</td><td>BD</td><td>14-823-16E</td><td></td></tr><tr><td>100 &뮤; m 스트레이너</td><td>Corning</td><td>07-201-432</td><td></td></tr><tr><td>15cm TC 처리된 세포 배양 접시</td><td>ThermoFisher Scientific&nbsp;</td><td></td><td></td>130183</tr><tr><td>15 mL 원뿔형 튜브&nbsp;</td><td>팔콘</td><td>14-959-70C</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu; M 스트레이너&nbsp;</td><td>Corning</td><td>07-201-430</td><td></td></tr><tr><td>50 mL 원뿔형 튜브&nbsp;</td><td>팔콘</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr><tr><td>70 &mu; m 여과기</td><td>Corning</td><td>07-201-431</td><td></td></tr><tr><td>Attune NxT 유세포 분석기&nbsp;</td><td>써모피셔 사이언티픽&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BALB/C, 6-8주&nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>651</td><td></td></tr><tr><td>B-메르캅토에탄올&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>21985023</td><td></td></tr><tr><td>소 세럼 알부민&nbsp;</td><td>GOLDBIO</td><td>A-420-500</td><td></td></tr><tr><td>DMEM 중간</td><td>Gibco</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco의 인산 완충 식염수(PBS), 칼슘과 마그네슘 없음&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>14-190-250</td><td></td></tr><tr><td>DynaMag-2 자석&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>12-321-D</td><td></td></tr><tr><td>EasySep 자석&nbsp;</td><td>Stemcell Technologies</td><td>18000</td><td></td></tr><tr><td>EasySep 마우스 T 세포 분리 키트</td><td>Stemcell Technologies</td><td>19851</td><td></td></tr><tr><td>FACS 버퍼&nbsp;</td><td>BD</td><td>BDB554657</td><td></td></tr><tr><td>소 태아 혈청 (FBS)&nbsp;</td><td>코닝</td><td>MT35011CV</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>Gibco</td><td>35-050-061</td><td></td></tr><tr><td>G-Rex6</td><td>Wilson Wolf</td><td>80240M&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 버퍼 솔루션&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>15-630-080</td><td></td></tr><tr><td>인간 재조합 IL-15&nbsp;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-095-765</td><td></td></tr><tr><td>인간 재조합 IL-2</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-097-748</td><td></td></tr><tr><td>인간 재조합 IL-7</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-095-363</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 3000</td><td>Invitrogen</td><td>L3000008</td><td></td></tr><tr><td>MEM Non-Essential Amino Acids Solution&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD3 BV421</td><td>Biolegend</td><td>100228</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD3/CD28 Dynabeads</td><td>Gibco</td><td>11-453-D</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD4 BV605</td><td>BD</td><td>563151</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD44 APC&nbsp;</td><td>Biolegend</td><td>103011</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD62L PE-Cy7</td><td>Tonbo</td><td>SKU 60-0621-U025</td><td></td></tr><tr><td>마우스 Anti-CD8 APC-Cy7</td><td>Tonbo</td><td>SKU 25-0081-U025</td><td></td></tr><tr><td>Nikon Ti2 with Prime 95B camera&nbsp;</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>비처리 24웰 플레이트&nbsp;</td><td>CytoOne</td><td>CC7672-7524</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM</td><td>Gibco</td><td>31-985-062</td><td></td></tr><tr><td>pCL-Eco</td><td>Addgene</td><td>#12371</td><td></td></tr><tr><td>페니실린/스트렙토마이신 솔루션</td><td>Gibco</td><td>15-070-063</td><td></td></tr><tr><td>Phoenix Eco cells</td><td>ATCC</td><td>CRL-3214</td><td></td></tr><tr><td>pMDG.2</td><td>Addgene</td><td>#12259</td><td></td></tr><tr><td>pMSCV_PGK_GFP28z</td><td>N/A</td><td>R.LV 제작.</td><td></td></tr><tr><td>정제된 sfGFP</td><td>N/A</td><td>R.LV 생산.</td><td></td></tr><tr><td>RetroNectin ('transduction reagent')</td><td>Takara Bio</td><td>T100B</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Gibco</td><td>21875</td><td></td></tr><tr><td>혈청학적 피펫 10 mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>13-678-11E</td><td></td></tr><tr><td>혈청학적 피펫 25mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>13-678-11</td><td></td></tr><tr><td>혈청학적 피펫 5mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>13-678-11D</td><td></td></tr><tr><td>나트륨 피루브산</td><td>Gibco</td><td>11-360-070</td><td></td></tr><tr><td>TC 처리된 24 웰 플레이트&nbsp;</td><td>코닝</td><td>08-772-1</td><td></td></tr><tr><td>트리판 블루&nbsp;</td><td>깁코</td><td>15-250-061</td><td></td></tr></tbody></table>

murine chimeric antigen receptor (car)-t cell의 효율적인 생성

Efficient Generation of Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T Cells

키메라 항원 수용체(CAR)-T 세포를 활용한 조작된 세포 치료제는 혈액 악성 종양 환자에게 놀라운 효과를 보였으며 현재 다양한 고형 종양 치료를 위한 개발이 진행 중입니다. 지금까지 새로운 CAR-T 세포 산물의 예비 평가는 주로 면역 결핍 마우스를 사용한 이종 이식 종양 모델에서 이루어졌습니다. 이 접근법은 실험 환경에서 인간 CAR-T 세포의 성공적인 생착을 촉진하기 위해 선택되었습니다. 그러나 종양과 CAR-T 세포가 동일한 마우스 균주에서 파생된 합성 마우스 모델을 사용하면 기능적 면역 체계 및 포괄적인 종양 미세환경(TME)의 맥락에서 새로운 CAR 기술을 평가할 수 있습니다. 여기에 설명된 프로토콜은 레트로바이러스 형질도입 및 체외 T 세포 배양을 위한 표준화된 방법을 제시하여 마우스 CAR-T 세포 생성 과정을 간소화하는 것을 목표로 합니다. 이 프로토콜에 설명된 방법은 면역 능력 시스템에서 새로운 CAR 기술의 일상적인 평가를 가능하게 하기 위해 이 연구에서 사용된 것 이외의 다른 CAR 구조에도 적용할 수 있습니다.

여기에 설명된 프로토콜은 마우스 CAR-T 세포 생성을 위한 쥐 T 세포 형질도입 과정을 표준화하는 것을 목표로 합니다. 그림 1 은 관련된 단계에 대한 자세한 설명을 제공합니다. 이 공정은 바이러스 성분을 Phoenix Eco 세포로 동시 transfection 하여 레트로바이러스 벡터를 생성하는 것으로 시작됩니다. 그림 2 는 transfection 당일 Phoenix Eco 세포의 최적 밀도 이미지를 제공합니다. 그런 다음 분리된 T 세포는 transfection 24시간 후 또는 이 프로토콜의 'Day 0'에 활성화되어 1일차에 transduction을 준비합니다. 형질도입 후, CAR-T 세포는 재조합 인간 IL-7 및 IL-15가 있는 상태에서 배양하여 줄기세포 기억 집단을 보존하면서 충분한 배드 확장을 달성합니다.
이 프로토콜과 함께 권장되는 murine T cell 분리 키트(재료 표 참조)를 사용하면 유세포 분석으로 측정한 대로 transduction 전에 &lt;98%의 T 세포 순도를 얻을 수 있습니다(그림 3A). 또한, 65%-75%의 재현 가능한 CAR 발현률은 이 프로토콜과 PGK 프로모터로부터 CAR 구조를 발현하도록 변형된 pMSCV 레트로바이러스 벡터를 사용하여 달성할 수 있습니다(그림 3B,C). 레트로바이러스 역가를 측정하면 pMSCV와 pCL-Eco의 동시 형질주입 후 수거된 바이러스 상등액의 1/3에서 최대 ~2 x 107TU/mL의 역가와 74%의 CAR 발현이 나타납니다(보충 그림 1).
마지막으로, 10ng/mL의 IL-7 및 IL-15를 사용한 체외 배양은 약 15배 확장을 유도하여 단일 비장에서 활성화 후 10일차까지 ~150 x 106 T 세포를 생성합니다(그림 3D). IL-7 및 IL-15를 사용한 배양은 유사한 CD8+ 및 CD4+ T 세포 빈도(그림 3E)와 10일간의 체외 배양 후 CD62L+CD44- 발현에 의해 결정된 보존된 줄기 세포 기억 집단으로 이어집니다(그림 3F).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65887/65887fig01.jpg"> 그림 1: 프로토콜 개요. 상단 패널: 프로토콜 타임라인의 개략적인 개요입니다. 하단 패널: 레트로바이러스 벡터 생산 및 마우스 T 세포 transduction에 대한 단계별 지침. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/65887fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65887/65887fig02.jpg"> 그림 2: transfection을 위한 최적의 세포 밀도. pMSCV 및 pCL-Eco를 사용한 transfection을 사용한 transfection 전 최적의 밀도에서 Phoenix Eco 세포의 명시야 현미경 이미지. 10x 대물 렌즈를 사용하여 캡처했습니다. 스케일 바 = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/65887fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65887/65887fig03.jpg"> 그림 3: 쥐 CAR-T 세포 생산 및 생체 외 배양. (A) 쥐 T 세포 분리 후 BALB/c CD3+ 세포의 빈도를 보여주는 유세포 분석 플롯. (B) 쥐 T 세포에서 GFP-CAR 발현에 사용되는 pMSCV 레트로바이러스 벡터의 개략도. (C) 정제된 sfGFP로 배양한 후 마우스 T 세포에서 CAR 표면 발현을 보여주는 유세포 분석 히스토그램. UT, 트랜스듀싱되지 않음. (D) 활성화 후 10일까지 CAR-T 세포의 배형 증식 및 재조합 인간 IL-17 및 IL-15로 배양. 대략 8 x 106 쥐 T 세포는 형질도입 전에 활성화되었고, 활성화 후 10일째에 대략 1.28 x 108에 도달하였다. (E) 활성화 후 10일째에 CD8+ 및 CD4+ CAR-T 세포의 빈도를 보여주는 유세포 분석 플롯. (F) CD62L 및 CD44 표면 발현에 의해 결정된 CD8+ T 세포 기억 집단의 빈도를 보여주는 유세포 분석 플롯. 줄기세포 기억(TSCM)은 CD62L+CD44-, 중추기억(TCM)은 CD62L+CD44+, 이펙터 기억(TEM)은 CD62L-CD44+를 특징으로 합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/65887fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
표 1: 세포 배양 배지 제형. 프로토콜에 사용되는 세포 배양 배지에 대한 제형 세부 정보. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/65887_Table%201.xlsx" target="_blank">이 표를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.</a>
보충 그림 1: CAR 표면 발현 및 레트로바이러스 역가. (A) 정제된 sfGFP로 배양한 후 BALB/c T 세포에서 CAR 표면 발현을 보여주는 유세포 분석 히스토그램. 레트로바이러스는 pCL-Eco 및 pMD2.G(I), pCL-Eco(II) 또는 단독(III)과 함께 pMSCV_PGK_mGFP28z Phoenix Eco 세포를 transfection하여 생성되었습니다. T 세포는 지시된 바와 같이 희석된 레트로바이러스로 형질주입하였다. (B) 형질도입된 T 세포의 CAR 표면 발현에 의해 결정된 레트로바이러스 역가. 형질도입 단위(TU)/mL는 (N∙F∙D)/V 공식을 사용하여 계산되었으며, 여기서 N은 형질도입된 세포의 수(1 x 105), F는 CAR+ 세포의 빈도, D는 희석 인자, V는 형질도입 부피(mL)(0.2mL)입니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/Supplementary%20Figure%201.zip" target="_blank">이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.</a>
보충 파일 1: pMSCV 발현 벡터 시퀀스. GFP28z CAR의 염기서열과 pMSCV 발현 벡터의 측면 염기서열(기울임꼴)은 NotI 및 BamHI 효소 부위가 파란색으로 강조 표시되어 있습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65887/Supplementary%20File%201.zip" target="_blank">이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.</a>

이 프로토콜은 레트로바이러스 벡터 생산과 쥐 T 세포 transduction을 간소화하여 마우스 CAR-T 세포의 효율적인 생성을 촉진합니다.

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성

Engineered cell therapies utilizing chimeric antigen receptor (CAR)-T cells have achieved remarkable effectiveness in individuals with hematological ...

우리의 연구는 고형 종양 치료를 위한 조작된 박테리아와 CAR T 세포의 효과적인 조합을 탐구합니다. 난소암의 합성유전자 모델을 사용하여 이 두 가지 세포 치료법이 완전한 면역 체계의 맥락에서 어떻게 기능하는지 연구하는 것이 중요합니다. 합성유전자 종양 모델에서 CAR T세포의 기능을 연구하는 것은 쥐 CAR T세포를 생성하기 위한 표준화된 프로토콜이 없기 때문에 제한되어 왔습니다.쥐 T 세포는 전통적인 방법을 사용하여 배양 생체 외에서 형질도입하기가 특히 어렵습니다. 우리는 쥐 CAR T 세포의 생산을 간소화하여 새로운 CAR 기술의 활성을 평가하기 위한 중요한 맥락을 제공하는 합성 모델 연구를 가능하게 하기 위해 이 프로토콜을 개발했습니다.

efficient-generation-of-murine-chimeric-antigen-receptor-car-t-cells

Research

연구

JoVE Journal

Bioengineering

생명공학

이 비디오는 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생체 외에서 제조하는 기술을 보여줍니다. 인간 T 세포는 인터루킨-2(IL-2)가 보충된 배지와 함께 항-CD3 및 항-CD28 항체로 코팅된 자기 비드로 배양되어 T 세포의 활성화 및 증식을 유도합니다. 형질전환 렌티바이러스 벡터가 도입되어 형질전환 RNA가 숙주 게놈에 통합되고 전이유전자를 발현할 수 있습니다. 그 결과 형질도입된 T 세포가 표면에서 키메라 항원 수용체(CAR)를 발현합니다. T 세포는 CAR 발현 및 동결 보존을 평가하기 위해 정의된 시점에 수확됩니다.

키메라 항원 수용체 T 세포를 제조하기 위한 생체 외 기술

이 비디오는 종양 항원 특이적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포의 생체 외 생성 기술을 보여줍니다. 형질전환 RNA를 운반하는 레트로바이러스 벡터는 인터루킨-2가 보충된 배지에서 비장 세포와 혼합되어 T 세포의 생존과 증식을 촉진합니다. 그런 다음 혼합물을 재조합 인간 피브로넥틴 단편으로 코팅된 플레이트로 옮기고 원심분리하여 바이러스와 세포의 융합을 촉진함으로써 RNA가 숙주 게놈에 통합되고 종양 항원을 표적으로 하는 표면 결합 CAR을 생산할 수 있도록 합니다.

종양 특이적 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하기 위한 생체 외 기술

이 동영상은 레트로바이러스 형질도입을 통해 항원 특이적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생성하는 기술을 보여줍니다. 활성화된 쥐 CD8+ T 세포를 재조합 피브로넥틴 단편으로 코팅된 마이크로웰 플레이트에 첨가합니다. 그런 다음 항원 특이적 키메라 항원 수용체(CAR)를 인코딩하는 형질전환 RNA를 포함하는 레트로바이러스 벡터를 도입하고 플레이트를 원심분리하여 형질도입을 용이하게 합니다. 배양 후, 형질도입된 세포는 표면에 항원 특이적 CAR을 발현합니다.

항원 특이적 CAR T 세포 생성 기술

화학요법 및 방사선 표준 치료의 림프구 정지 및 면역 조절 효과를 활용하여 T 세포 면역 요법의 항종양 효능을 향상시킬 수 있습니다. EGFRvIII 특이적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생성하고 교모세포종 표준 치료의 맥락에서 투여하는 방법을 설명합니다.

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우리는 액체 및 고체 종양 세포를 표적으로 하는 키메라 항원 수용체 T 세포의 효능을 평가하기 위해 시험관내 세포분석 시스템을 정량적으로 실시간으로 기술한다. 이 프로토콜은 다른 면역 이펙터 세포뿐만 아니라 조합 치료를 평가하기 위해 확장 될 수있다.

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우리는 안정적으로 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포를 생성하고 시험관 내 및 생체 내에서 그들의 분화 및 기능을 테스트하는 접근 방식을 설명합니다.

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본 호는 시험관 내 및 생체 내에서 사용하기 위해 많은 수의 기능성 T 세포를 산출하는 것을 목표로 항원 특이적 CD8 T 세포의 생성및 시험관 내 확장에 대한 프로토콜을 설명합니다.

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이 프로토콜은 인간 키메라 항원 수용체 조절 T 세포(CAR Tregs)를 생성하고 테스트하기 위한 간소화된 워크플로우를 제공합니다.

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이 프로토콜은 암 면역 요법을 위한 비통합 mRNA를 사용하여 일시적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생성하는 자세한 절차를 설명하고 CAR-T 세포 및 세포 독성 기능을 평가하기 위한 신뢰할 수 있는 방법을 제공합니다.

암 면역 요법을 위해 mRNA를 사용하여 일시적인 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하는 비바이러스 접근법

여기에서는 단일 세포 수준에서 세포 사멸을 조사하기 위해 하나의 T 세포와 암 표적 세포를 캡슐화하는 이중 에멀젼 방울을 만드는 방법을 설명합니다. 이 방법은 많은 T 세포 집단 내에서 세포독성 분자와 표적 세포 사멸을 모두 이중 정량화할 수 있습니다.

단일 세포 수준에서 키메라 항원 수용체 T 세포를 평가하기 위한 액적 기반 세포 독성 분석

학습하세요 효율적인 murine CAR-T 세포 생성 프로토콜을 통해 면역학 및 종양학 연구를 수행하는 방법을. 이 방법은 유전자 치료와 동종 모델에서 CAR-T 세포 기능을 평가하는 데 필수적인 도구를 제공합니다.

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성

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