Name: 마우스의 인대 유도 임플란트 주위염의 실험 모델 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-17T14:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 37 s
Description: 배우세요 마우스에서 인대 유도법을 이용한 임플란트 주위염 실험 모델 수술 기법을. 조직 평가와 골 손실 관찰을 통해 질병 진행 메커니즘을 연구할 수 있습니다.

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이 연구는 NIH/NIDCR DE031431의 지원을 받았습니다. 석회질 제거 조직학적 절편을 준비하는 데 도움을 주신 UCLA의 중개 병리학 핵심 실험실에 감사드립니다.

동물을 대상으로 한 시술은 캘리포니아 대학교 로스앤젤레스 캠퍼스의 총장 산하 동물 연구 위원회(ARC 프로토콜 번호 2002-125)와 동물 연구: 생체 내 실험 보고(ARRIVE)22의 승인을 받았습니다. 이 방법을 위해 18마리의 3주 된 C57BL/6J 수컷 마우스를 사용하여 치아 발치, 임플란트 식립 및 임플란트 주위 유도를 받았습니다. 모든 치과 시술은 10× 현미경 배율로 수행되었으며 훈련되고 보정된 작업자가 수행했습니다(그림 1A).
1. 추출 전 단계
<ol><li>모든 생물 안전 및 보호 표준을 준수하는 수술실에서 절차를 수행하십시오.</li>
	<li>70% 이소프로필 알코올 용액을 사용하여 삼중 마찰로 모든 표면의 무균을 수행합니다.</li>
	<li>3주 된 C57BL/6J 수컷 마우스에 3% 이소플루란을 마취합니다. 충분한 마취 깊이가 확보되었는지 확인하기 위해 접촉 시 발을 빼는 것에 대한 반응이 없는지 확인하십시오.</li>
	<li>입안에서의 시술을 방해하지 않으려면 노즈콘을 사용하여 이소플루란 마취를 유지하십시오.</li>
	<li>동물을 안정시키고 입을 벌리기 위해 보조 작업자가 있어야 합니다(그림 1B).</li>
	<li>발치를 시작하기 전에 눈의 자극을 방지하기 위해 안과 윤활제를 바르십시오.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66316/66316fig01.jpg"> 그림 1: 작동 적응: (A) 현미경 확대. (B) 입 벌림을 위한 적응된 흡입 마취 시스템 및 안정화. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66316/66316fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
2. 치과 적출
<ol><li>치아 발치의 경우 첫 번째 어금니와 두 번째 어금니 사이에 #5 치과 탐색기를 도입하여 치아가 소켓에서 움직일 때까지 기구를 중원위 방향으로 움직여 거상 및 탈구 절차를 시작합니다(그림 2A).</li>
	<li>다음으로 첫 번째 어금니의 근심 부위에 #5 치과 탐험가를 소개합니다. 치아가 소켓에서 움직일 때까지 기구를 중원위 방향으로 움직여 이 작업을 수행합니다.</li>
	<li>상승 후 팁 겸자와 봉합사 묶는 겸자를 사용하여1번째 어 금니를 제거합니다.</li>
	<li>다음으로, 2번째 어금 니와 3번째 어금니 사이에 치과 탐색기를 도입하여 2번째 어금니를 올리고 탈구합니다(그림 2B).</li>
	<li>그런 다음 팁 겸자 및/또는 봉합사 묶는 집게를 사용하여 치아를 잡고 입에서 빼내는 기구를 사용하여 치아를 제거합니다. (그림 2C).</li>
	<li>치아 발치 후 멸균 면(그림 2D)을 1분 동안 사용하여 완전한 지혈 달성을 보장합니다(그림 2E,F).</li>
	<li>추출 직후 모든 동물에게 24시간마다 진통제(Carprofen/Rimadyl 5mg/kg)를 제공합니다. 피하 주사를 통해 약물을 투여합니다.</li>
	<li>또한, 일반 음식을 부드러운 식단으로 대체하십시오. 항생제(아목실 0.25mg/mL)를 식수에 넣어 경구 투여합니다. 발치 후 4주 동안 이 작업을 수행합니다.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66316/66316fig02.jpg"> 그림 2: 초기 발치 순서: (A, B) 제1 및 제2 어금니가 있는 상악 영역과 거상 및 탈구를 위한 치과 탐색기 사용. (C) 탈구와 치아 제거를 위한 팁 겸자 및 탐색기 사용. (D) 지혈. (E, F) 발치 후 폐포 모양. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66316/66316fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
3. 임플란트 식립
<ol><li>15c 칼날을 사용하여 이전에 존재하는 치아에 해당하는 부위의 각질화된 조직을 통해 근심 원위 절개를 만듭니다. 오른쪽 상악 어금니를 공간 기준으로 사용합니다(그림 3A).</li>
	<li>#5 dental explorer를 사용하여 협측 및 구개 전체 두께 피판을 들어 올려 완전한 피판 상승을 보장합니다(그림 3B).</li>
	<li>Pin Vise(핸드 드릴)에 부착된 직경 0.3mm 카바이드 마이크로 핸드 드릴을 사용하여 절골술을 수행하고 시계 방향으로 회전하여 활성화합니다. 치유된 발치 소켓에 약 1mm 깊이의 절골술을 만듭니다(그림 3C).</li>
	<li>6AL4V 티타늄 막대(그림 3D)로 제작된 매끄럽고 가공된 표면(길이 1.0mm, 직경 0.5mm)을 가진 맞춤 설계된 나사 모양의 임플란트를 시계 방향 나사 조임 동작(그림 3E-I)을 사용하여 첫 번째 및 두 번째 상악 왼쪽 어금니 부위를 셀프 태핑하여 삽입합니다.</li>
	<li>임플란트 식립 직후 진통제(24시간마다 카프로펜/리마딜 5mg/kg)를 피하주사로 투여한다.</li>
	<li>임플란트가 4주 동안 치유되도록 기다린 후 이 기간 동안 항생제를 투여하고 앞서 설명한 대로 급여를 급여합니다.</li>
	<li>치유 기간이 끝나면 점막 상처가 완전히 봉합되고 연한 분홍색으로 보이는지 확인하십시오.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66316/66316fig03.jpg"> 그림 3: 임플란트 식립 순서: (A) 손잡이에 부착된 15c 블레이드를 사용한 절개. (B) #5 덴탈 익스플로러를 사용한 전체 두께 플랩. (C) 핀 바이스에 부착된 0.3mm 카바이드 마이크로 핸드 드릴을 사용한 절골술. (D) 티타늄 치과용 임플란트. (E, F) 임플란트 지지대 및 임플란트 홀더. (지-나) 시계 방향 나사 모션을 사용한 임플란트 식립. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66316/66316fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
4. 임플란트 주위염 유도
<ol><li>임플란트 표면의 윤곽을 잡고 이중 매듭으로 고정하여 임플란트 헤드에 바로 정점에 있는 각 고정 장치 주위에 실크 합자(6-0)를 놓습니다. 임플란트 주위염이 발생할 수 있도록 2주 동안 합자를 유지합니다.</li>
	<li>이틀에 한 번씩 합자가 있는지 확인합니다. 누락된 경우 새 합자를 배치합니다.</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66316/66316fig04.jpg"> 그림 4: 인대 유도 임플란트 주위염 시퀀스. (서기-인도) 실크 합자(6.0)가 임플란트 헤드 주위에 배치됩니다. (E-G) 매듭 폐쇄. (H) 합자 절단. (I) 최종 출연. 진정 하에 있는 살아있는 동물에서 얻은 임상 이미지. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66316/66316fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
5. 희생
<ol><li>임플란트 주위 유도 기간(2주) 후 고농도의 흡입 이소플루란으로 모든 동물을 희생시킨 다음 막대를 두개골 기저부에 대고 뒷다리를 빠르게 당겨 경추를 두개골에서 분리하는 2차 경추 탈구 방법을 사용합니다.</li>
	<li>수술용 가위와 같은 날카로운 도구를 사용하여 동물의 턱 전체를 신체의 나머지 부분과 분리하는 상악골을 분리합니다.</li>
	<li>광학 현미경을 사용하여 상악골을 촬영하고 10% 포르말린에 24시간 동안 고정한 다음 70% 에탄올에 보관합니다.</li>
</ol>6. 마이크로 컴퓨터 단층 촬영 (μCT)
<ol><li>앞서 설명한바와 같이 18,19 마이크로 컴퓨터 단층 촬영(micro-CT) 스캐닝을 사용하여 상악골을 스캔합니다.</li>
	<li>스캐너와 컴퓨터를 켠 다음 스캔 소프트웨어를 열고 방사선 표시를 클릭한 다음 예열될 때까지 15분 동안 기다립니다.</li>
	<li>문 아이콘을 클릭하여 장비 문을 엽니다.</li>
	<li>1/4 크기의 회전 테이블을 사용하십시오. 15ml 원뿔형 튜브에 상악골을 놓습니다. 회전 테이블 베이스에 튜브를 고정합니다. 장비 나사에 회전 테이블을 놓습니다.</li>
	<li>도어 아이콘을 클릭하여 장비 도어를 닫습니다.</li>
	<li>X-Ray 소스를 켭니다.</li>
	<li>이미지 캡처 아이콘을 클릭하고 뼈가 필드에 있는지 확인합니다.</li>
	<li>10μm 픽셀 크기의 해상도, 55KVp 및 181μA의 X선 에너지, AI 필터 0.5mm, 회전 단계 0.4, 평균 프레임 10을 조정합니다. 이러한 설정은 24분의 예상 스캔 시간을 생성합니다.</li>
	<li>수집을 시작합니다.</li>
	<li>재구성을 위해 재구성 소프트웨어를 엽니다. 20%의 빔 경화를 사용하십시오. 5%의 반지 유물을 사용합니다. 0-0.13의 동적 범위를 사용합니다. 레이블 ON을 선택 취소합니다. 미리보기를 클릭합니다. 관심 영역에 대해 표시되는 적절한 보기를 선택하고 TIFF로 저장합니다.</li>
	<li>데이터를 보고 분석하기 위해 소프트웨어를 사용하여 얻은 이미지의 방향을 지정합니다. 임플란트 헤드의 장축을 시상축과 관상축과 평행하게 만들고 축축과 수직으로 만듭니다.</li>
	<li>선형 뼈 분석을 위해 시상 이미지를 단일 이미지로 저장합니다.</li>
	<li>축횡단 영상을 체적 골격 분석을 위한 데이터셋으로 저장합니다.</li>
	<li>데이터 분석 소프트웨어를 사용하여 선형 골격 분석을 수행합니다. 임플란트 헤드와 시상면과 관상면(mesial, distal, buccal 및 palatal 부위 포함)의 치조골 사이의 거리를 밀리미터 단위로 측정합니다.</li>
	<li>데이터 분석 소프트웨어를 사용하여 체적 뼈 분석을 수행합니다. 뼈 손실에 해당하는 모든 슬라이드에서 관심 영역을 그려 임플란트 주변의 뼈 손실을 추적합니다.</li>
</ol>7. 통계 분석
<ol><li>선형 및 체적 현미경 단층 촬영 골 손실을 측정하고 각 값을 대조군의 평균으로 나누어 이러한 값을 정규화합니다. 모든 그룹에 대한 평균을 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표시합니다.</li>
	<li>이원 분산 분석(ANOVA)과 95% 신뢰 구간의 Tukey 검정을 사용하여 유의성을 비교합니다. (프리즘 5). 유의 수준을 p≤0.01**, p≤0.001****과 같이 적용합니다.</li>
</ol>

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이 프로토콜은 마우스의 합자 모델을 사용하여 임플란트 주위 유도를 위한 수술 절차에 대한 설명 보고서를 제공합니다. 생쥐를 다루는 것은 비용 효율적이라는 장점이 있고, 다른 측면들 중에서도 많은 배경(23)을 감안할 때 광범위한 유전자 배열의 가용성(24,25)이 있다. 수년에 걸쳐, 몇몇 연구는 임플란트 주위염을 포함하여 의학 및 치과 분야에서 마우스를 성공적으로 활용했다 26,27,28.
불가피하게 제한된 신체 크기와 감소된 상악/치아 치수와 같은 단점을 고려해야 합니다. 현재 프로토콜에서 중요한 단계는 동물의 크기를 나타냅니다. 이러한 동물을 쉽게 얻고, 취급하고...

치과 임플란트는 빠진 치아를 대체하기 위한 바람직한 선택으로 점점 더 보편화되고 있다1. 미국 성인 인구에서 치과 임플란트의 보급률은 2026년까지 최대 23%까지 증가할 것으로 예상됩니다2. Grand View Research(2022)의 시장 분석 보고서에 따르면 치과용 임플란트의 글로벌 시장 규모는 2022년에 약 46억 달러에 이를 것으로 예상됩니다. 또한 2030년까지 약 10%의 꾸준한 연간 성장률을 보일 것으로 예상됩니다3. 불행히도 치과 임플란트의 사용은 임플란트 주위염과 같은 합병증을 유발할 수 있습니다. 임플란트 주위염은 임플란트 주위 점막의 염증과 그에 따른 지지 뼈의 점진적인 손실을 특징으로 하는 생물막 유발 질환으로 정의되었다4.
체계적 문헌고찰에 따르면 임플란트 주위염의 평균 유병률은 환자 수준에서 19.53%(95% 신뢰 구간[CI], 12.87 - 26.19%), 임플란트 수준에서 12.53%(95% CI 11.67 - 13.39%)였다5. 임플란트 주위염은 임플란트 실패의 증가로 인해 공중 보건이 증가하고 결과적으로 상당한 치료 비용이 발생하기 때문에 공중 보건이 증가하고 있음을 나타냅니다6.
임플란트 주위염의 발병 기전을 이해하는 것은 임플란트의 발병과 진행을 예방하고 심미성과 기능 측면에서 임플란트의 수명을 극대화하기 위한 체계적인 접근법을 개발하는 데 매우 중요하다 7,8. 이러한 의미에서, 생쥐가 인간과 유전자의 95% 이상을 공유한다는 점9,10, 이용 가능한 온라인 유전자 데이터베이스의 수, 임상 시나리오를 재현할 수 있는 능력11을 고려할 때, 치과 연구에서 쥐 모델을 사용하는 것이 유리한 것으로 입증되었다. 설명된 모든 장점은 염증 조직 평가 및 질병 매핑을 위한 유전자 변형 가용성(예: 녹아웃 및 과발현)을 넘어 다양한 질병12에서 유전적 기전을 해부하고, 접근 가능한 수용 및 관리, 인간 패널로 널리 이용 가능한 항체를 가능하게 한다13. 장점이 있기는 하지만, 마우스의 임플란트 주위염을 다룬 논문은 거의 없다. 이는 무엇보다도 미니 임플란트를 구하거나 설치하는 데 어려움이 있는 등 방법론적 문제 때문입니다.
마우스에서 임플란트 주위염을 발생시키기 위해, 많은 프로토콜이 설명되었는데, 예컨대 유도 임플란트 주위염, 박테리아 유발 임플란트 주위염(14), 지다당류(LPS)-유도 임플란트 주위염(Lipopolysaccharide (LPS)-유도 임플란트 주위염(Lipopolysaccharide, LPS)-유도 임플란트 주위염(peri-implantitis)15, 또는 LPS+합자-유도 임플란트 주위염(joint LPS-induced implant-induced implantitis)16 조합이 있다. 여기서는 치주염 17,18,19 및 최근에는 임플란트 주위염 20,21을 유발하기 위해 가장 널리 사용되는 방법이기 때문에 합자 모델에 초점을 맞출 것입니다. 점막하 위치에서 임플란트 주위에 배치된 합자는 플라크 축적을 자극하고 결과적으로 조직 염증을 유발합니다. 따라서 이 접근법의 개발은 임플란트 주위 질환에 대한 전임상 연구를 위한 실행 가능한 비용 편익 기술의 표시를 기반으로 합니다. 이 연구는 마우스에서 인찰 유도 임플란트 주위염의 실험 모델을 설명하고 관찰된 뼈 및 조직 변화를 감안할 때 이 질병을 유도하는 데 효과가 있는지 여부를 결정하는 것을 목표로 합니다.
이 기사의 전반적인 목표는 인찰에 의해 마우스의 임플란트 주위염을 유도하는 데 적용된 프로토콜을 보고하고 임플란트 주변의 조직 평가 및 뼈 손실을 통해 그 효과를 관찰하는 것입니다.

<table><tbody><tr><td>#5 치과 탐험가</td><td>Hu-Friedy, Chicago, IL</td><td>392-0911&nbsp;</td><td>치아 탈구</td></tr><tr><td>15c 블레이드 및 외과용 메스</td><td>Henry Schein Inc., Melville, NY</td><td>1126186</td><td>조직 절개</td></tr><tr><td>6-0 실크 합자</td><td>Fisher Scientific, Hampton, NH</td><td>NC9201232</td><td>합자</td></tr><tr><td>Amoxicillin 50&mu; g/mL</td><td>Zoetis, San Diego, CA</td><td>TS/DRUGS/57/2003</td><td>경구 현탁</td></tr>액 <tr><td>Bacon Soft Diet</td><td>Bio Serve&reg;, Frenchtown, NJ</td><td>14-726-701-C57BL</td><td></td></tr><tr><td>/6J 수컷 마우스</td><td>The Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME, USA</td><td>000664</td><td>연령: 3주 된</td></tr><tr><td>CTAn 소프트웨어</td><td>V.1.16 Bruker, Billerica, MA-</td><td></td><td>체적 분석</td></tr><tr><td>돌고래 소프트웨어</td><td>Navantis, 토론토, 캘리포니아</td><td>-</td><td>선형 뼈 분석</td></tr><tr><td>임플란트 캐리어 & Tip</td><td>DP Machining Inc., La Verne, CA</td><td>고유 제품&nbsp;</td><td>임플란트 홀더</td></tr><tr><td>임플란트 지원</td><td>D. P. Machining Inc., La Verne, CA</td><td>고유 제품&nbsp;</td><td>임플란트 캡처</td></tr><tr><td>이소플루란&nbsp;</td><td>Vet One, Boise, ID</td><td>NDC13985-528-60</td><td>흡입 마취</td></tr>제 <tr><td>Micro-CT 스캔 1172</td><td>SkyScan, Kontich, Belgium</td><td>-</td><td>&mu; CT 스캔</td></tr><tr><td>Nrecon Software</td><td>Bruker Corporation, Billerica, MA-Images</td><td></td> <td>재구성</td></tr><tr><td>&Oslash; 0.3mm - L 2.5mm 마이크로 드릴&nbsp;</td><td>스핑크스, 호프만 에스테이트, 일리노이</td><td>ART. 50699&nbsp;</td><td>절골술</td></tr><tr><td>&Oslash; 0.5mm - L 1.0mm 티타늄 임플란트</td><td>D. P. Machining Inc., La Verne, CA</td><td>고유 제품</td> <td>-</td></tr> <tr><td>안과 윤활제</td><td>Apexa, Ontario, CA</td><td>NDC13985-600-03</td><td>인공 눈물</td></tr><tr><td>핀 바이스</td><td>일반 도구, Secaucus, NJ</td><td>90</td><td>절골술</td></tr><tr><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td>Zoetis, San Diego, CA</td><td>4019449</td><td>항염증성</td></tr><tr><td>멸균 면 tipped</td><td>Dynarex, Glendale, AZ</td><td>4304-1</td><td>지혈</td></tr><tr><td>팁 집게</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>11071-10</td><td>치과 추출</td></tr><tr><td>묶는 집게</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>18025-10</td><td>합자 배치</td></tr></tbody></table>

마우스의 인대 유도 임플란트 주위염의 실험 모델

Experimental Model of Ligature-Induced Peri-Implantitis in Mice

치과 임플란트는 성공률과 생존율이 높습니다. 그러나 임플란트 주위염(PI)과 같은 합병증은 치료하기가 매우 어렵습니다. PI는 치과 임플란트 주변 조직의 염증과 지지 뼈의 점진적인 손실을 특징으로 합니다. 건강과 기능 측면에서 치과 임플란트의 수명을 최적화하려면 임플란트 주위염 병태생리학을 이해하는 것이 중요합니다. 이와 관련하여 연구에서 마우스 모델을 사용하는 것은 임상 환경을 재현하는 데 분명한 이점이 있음이 입증되었습니다. 이 연구는 마우스에서 인대 유도 임플란트 주위염의 실험 모델을 설명하고 관찰된 뼈 및 조직 변화를 감안할 때 이 질병을 유도하는 데 효과가 있는지 여부를 결정하는 것을 목표로 했습니다. 실험적 임플란트 주위 유도는 치아 발치, 임플란트 식립 및 합자 유도 PI의 단계를 포함합니다. 3주령 C57BL/6J 수컷 마우스 18마리의 샘플을 합자(N=9)와 대조군 비합자(N=9)의 두 그룹으로 나누었습니다. 임상적, 방사선학적 및 조직학적 요인의 평가가 수행되었습니다. 합자 그룹은 비합자 그룹보다 훨씬 더 높은 뼈 손실, 연조직 부종 증가 및 정점 상피 이동을 보여주었습니다. 이 전임상 모델은 마우스에서 임플란트 주위염을 성공적으로 유도할 수 있다는 결론을 내렸습니다.

이 방법을 위해 18마리의 3주 된 C57BL/6J 수컷 마우스를 사용하여 치아 발치, 임플란트 식립 및 임플란트 주위 유도를 받았습니다. 그룹당 9마리의 동물이 있었는데, 이는 선형 골 손실이 80%의 검정력, 15%의 표준편차(σ) 및 95%의 신뢰구간(α=0.05)을 달성한다는 점을 고려하면 통계적으로 유의한 수치였다. 실험 중에 쥐에게 부드러운 식단을 먹였습니다 . 9마리의 마우스는 합자(ligature-induced periimplantitis-experimental group)를 받았고, 9마리의 마우스는 합자(대조군)를 받지 않았다.
임플란트 골유착의 성공률 4주간의 치유 기간을 존중하고 임상적 안정성을 관찰한 결과, 본 연구에서 임플란트는 식립된 임플란트가 손실되지 않아 생존율이 높았고 성공률이 100%였습니다. 다른 부작용은 관찰되지 않았다.
임상평...

이것은 마우스에서 합자에 의한 임플란트 주위염의 실험 모델에 대한 보고서입니다. 동물의 수술 전후 관리, 발치, 임플란트 식립, 합자에 의한 임플란트 주위염에 이르기까지 모든 수술 단계를 설명합니다.

Dental implants have a high success and survival rate. However, complications such as peri-implantitis (PI) are highly challenging to treat. PI is ...

이 기사의 전반적인 목표는 인찰에 의해 마우스의 임플란트 주위염을 유도하는 데 적용된 프로토콜을 보고하고 임플란트 주변의 조직 평가 및 뼈 손실을 통해 그 효과를 관찰하는 것입니다. 다음 절차는 모든 생물 안전 및 보호 표준을 준수하는 수술실에서 수행되었습니다. 모든 절차는 10X 현미경 배율로 수행되었으며 교육을 받고 보정된 작업자가 수행했습니다.모든 수술은 이소플루란과 산소를 사용한 흡입 마취 하에 이루어졌습니다. 동물을 안정시키고 입을 벌리기 위해 보조 작업자가 필요했습니다. 눈의 자극을 방지하기 위해 발치를 시작하기 전에 안과 윤활제를 사용했습니다.이 방법을 위해 18주 된 3주 된 C57BL/6J 수컷 마우스를 사용하여 치아 발치, 임플란트 식립 및 임플란트 주위 유도를 받았습니다. 치아 발치. 치아 발치의 경우 첫 번째 어금니와 두 번째 어금니 사이에 5개의 치과 탐색기를 도입하여 거상과 탈구를 시작했습니다.다음으로, 치과 탐험가는 첫 번째 어금니의 근심 부위에 도입되었습니다. 상승 후, 팁 겸자와 봉합사 묶는 겸자를 사용하여 첫 번째 어금니를 제거했습니다. 다음으로 두 번째 어금니와 세 번째 어금니 사이에 치과 탐색기를 도입하여 두 번째 어금니를 들어 올리고 탈구했습니다.치아 발치 후, 멸균 면촉 어플리케이터를 1분 동안 사용하여 완전한 지혈을 달성했습니다. 추출 직후, 모든 동물은 진통제를 투여받았고, 피하 주사를 통해 투여되었다. 또한, 발치 후 4주 동안은 일반 음식을 부드러운 식사로 대체하고, 항생제를 경구 투여하여 약물을 식수에 섞었다.임플란트 식립. 15c 칼날을 사용하여 이전에 존재하는 치아에 해당하는 부위의 각질화된 조직을 통해 근심 절개를 했습니다. 오른쪽 상악 어금니가 공간 기준이었습니다.협측 및 구개 전체 두께 플랩은 5개의 덴탈 익스플로러를 사용하여 들어 올려 완전한 플랩 상승을 보장합니다. 절골술은 핀 바이스에 부착된 직경 0.3mm의 카바이드 마이크로 핸드 드릴을 사용하여 수행되었으며 시계 방향 회전을 통해 활성화되었습니다. 절골 부위는 치유된 발치 소켓에 약 1mm 깊이로 들어가 있었습니다.그 후, 티타늄 보형물을 동물 당 하나씩 시계 방향으로 나사 조이는 동작을 사용하여 첫 번째 및 두 번째 상악 왼쪽 어금니 부위에 자체 두드링되었습니다. 임플란트는 4주간의 치유 기간을 가졌는데, 이 기간 동안 쥐에게 항생제를 투여하고 앞서 설명한 대로 먹이를 주었다. 임플란트 주위염

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Research

연구

JoVE Journal

Immunology and Infection

면역학 및 감염학

장 장간막의 동맥 계단식으로 자궁 조직의 자동 이식에 의한 마우스 및 쥐에 endometriosis의 수술 유도의 설명입니다.

자궁의 자동 이식하여 수술 유발 Endometriosis의 마우스 모델

이 비디오는 마우스 모델의 장 투과성을 연구하기 위한 회장 루프 모델의 생성을 보여줍니다. 이 방법은 상피 장벽 기능과 그에 따른 면역 반응을 이해하기 위한 라이브 모델을 제공합니다.

마우스 회장 루프 모델: 마우스의 장 투과성을 연구하기 위한 수술 모델

Anastomotic 누설 또는 수술 후 고장 수술 후 병 적 상태와 사망률의 주요 원인입니다. 저 승 문 합을 만들기 위한 우리의 수술 anastomoses의 치유 메커니즘을 공부에 대 한 안정적이 고 재현 가능한 방법입니다.

쥐에 있는 저 승 문 합의 창조

이 문서는 여러 상악 골치와 관련된 뮤린 치주염의 합자 유발 모델을 확립하기위한 프로토콜을 제시, 후속 분석뿐만 아니라 감소 동물 사용에 대한 관련 치은 조직과 뼈의 더 큰 영역의 결과. 인간 피험자와 유사한 방식으로 경구 호중구를 평가하는 기술도 설명되어 있다.

구강 호중구의 평가를 위한 뮤린 치주염의 강력한 합자 유도 모형

이 프로토콜은 스테인리스강 k-와이어 임플란트가 생물 발광 황색포도상구균 Xen36에 감염된 척추 임플란트 감염의 새로운 생체 내 마우스 모델을 설명합니다. 박테리아 부담은 생물 발광 이미징으로 종단적으로 모니터링되고 안락사 후 콜로니 형성 단위 수로 확인됩니다.

척추 임플란트 감염의 In Vivo 마우스 모델

이 연구에서는 첫 번째 상악 어금니 주위에서 14일 동안 Porphyromonas gingivalis에서 추출한 지질다당류의 유지 합자와 반복 주사의 조합을 통해 치주염 유도의 쥐 모델을 제시합니다. 결찰 및 LPS 주사 기술은 치조골 손실과 염증을 유발하는 근막염 유도에 효과적이었습니다.

쥐 모델에서 합자와 지질다당류 주입의 조합을 통한 치주염 유도

우리는 장 조작을 통해 생성된 수술 후 장폐색의 쥐 모델을 설명합니다. 위장 통과 기능, 병리학적 변화 및 면역 세포 활성화는 수술 후 24시간 후에 평가되었습니다.

수술 후 장폐색 쥐 모델

이 프로토콜은 낭염의 쥐 모델을 확립하는 방법을 설명합니다. 회장낭 모델은 미세수술 기법을 사용하여 회장낭-항문 문합(IPAA) 수술을 수행하여 만들어졌습니다. 수술 후, 쥐는 4 일 동안 4 % 덱스트란 설페이트 나트륨 (DSS)으로 치료되었습니다.

덱스트란 설페이트 나트륨을 사용한 직장결장절제술 및 회장낭-항문 문합술 후 낭염의 쥐 모델

본 연구는 생쥐에서 치주염을 유발하기 위한 변형된 6-0 나일론 결찰 방법을 설명하며, 이는 재현성이 높으며 연구자들이 치주 질환의 발병에서 병리학적 결과에 이르기까지 치주염을 연구할 수 있는 대안을 제시합니다.

두 번째 상부 대구치에서 나일론 결찰에 의해 유발된 진행성 치주염의 쥐 모델

본 프로토콜은 임플란트 관련 감염을 조사하기 위해 피하 등쪽 이식을 사용하는 마우스 모델을 설명하며, 이를 통해 병태생리학적 메커니즘을 포괄적으로 조사할 수 있고 표적 치료 전략으로 진단 기준 개발을 지원할 수 있습니다.

마우스의 임플란트 관련 감염에 대한 동물 모델

배우세요 마우스에서 인대 유도법을 이용한 임플란트 주위염 실험 모델 수술 기법을. 조직 평가와 골 손실 관찰을 통해 질병 진행 메커니즘을 연구할 수 있습니다.

마우스의 인대 유도 임플란트 주위염의 실험 모델

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