Name: 자가 혈전을 이용한 폐색전증의 최소 침습적 쥐 모델 확립 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-25T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: 학습하세요 자가 혈전을 이용한 최소 침습적 쥐 폐색전증 모델 수립 방법을. 폐동맥 나무 시각화와 경색 면적 정량화 기법을 포함하여 혈전 용해 특성과 만성 모델 개발의 어려움을 규명합니다.

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모든 동물 실험은 중국의학원 및 북경연합 의과대학의 동물관리 및 사용 위원회(승인번호: IRM/2-1ACUC-2311-015)의 승인 하에 수행되었습니다. 이 연구에는 생후 6주, 체중 약 250g의 수컷 Sprague-Dawley 쥐가 사용되었습니다. 동물들은 균형 잡힌 차우 식단과 물을 자유롭게 이용할 수 있는 특정 병원체가 없는 환경에 수용되었습니다. 그들은 22 ° C ± 2 ° C의 실내 온도에서 12 시간의 라이트 / 다크 사이클 하에서 유지되었습니다. 동물들은 수술을 받기 전에 1주일 동안 환경에 적응하도록 허용되었습니다. 이 연구에 사용된 시약 및 장비의 세부 정보는 재료 표에 나열되어 있습니다.
1. 장비 및 재료
<ol>
	<li>마취 장비: 작은 동물과 이소플루란을 위한 가스 마취기를 사용합니다.</li>
	<li>수술 재료 : 면봉, 요오드 소독제, 실체 현미경, 면도기, 의료용 테이프, 1mL 주사기와 27G 주사기, 5mL 주사기, 10mL 주사기, 생리식염수, 거즈, 8-0 나일론 실, 봉합사 바늘이 있는 6-0 나일론 실, 마이크로 지혈 클램프, 마이크로 핀셋 및 가는 가위.</li>
	<li>기타 재료: 의료용 주사기와 호환되는 19G 및 18G 디스펜싱 바늘, 내경 1.2mm, 길이 10cm의 실리콘 튜브, 내경 3.0mm, 길이 20cm의 주입 튜브, 1.5mL 원심분리 튜브, 피펫 및 피펫 팁을 얻습니다.</li>
	<li>자체 제작한 혈전 발생기 및 혈전 주입기(그림 1): 1mL 주사기에 부착된 19G 디스펜싱 바늘에 실리콘 튜브를 연결하여 혈전 발생기를 만듭니다. 주입 튜브의 한쪽 끝을 18G 디스펜싱 바늘에 연결하고 다른 쪽 끝을 5mL 주사기에 연결하여 혈전 주입기를 만듭니다.</li>
</ol>
2. 자가 혈전 준비
<ol>
	<li>마취<ol>
		<li>동물을 마취 유도실 내부에 넣고 4% 이소플루란과 실내 공기의 혼합물을 2-3분 동안 2L/min의 유속으로 투여합니다(기관에서 승인한 프로토콜에 따름).</li>
		<li>동물을 누운 자세로 작업 플랫폼에 놓습니다. 0.4L/min의 유속으로 2.5% 이소플루란을 투여하여 마취를 유지합니다. 페달 반사를 테스트하여 적절한 마취가 이루어졌는지 확인하십시오.</li>
		<li>양쪽 앞다리를 몸에서 수평으로 뻗고 뒷다리를 뻗어 사타구니 부위를 적절하게 노출시킵니다. 의료용 테이프를 사용하여 이 위치에 동물을 고정합니다(그림 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>두개대정맥(CVC)을 통한 혈액 샘플링<ol>
		<li>면도기와 제모 크림을 사용하여 마누브리움 주변의 털을 제거합니다. 요오드로 피부를 소독한다.</li>
		<li>그림 27A와 같이 1mL 주사기에 부착된 2G 바늘을 8mm 깊이까지 수직으로 삽입하여 왼쪽 또는 오른쪽 CVC에 구멍을 뚫습니다. 참고: CVC의 본체 표면 돌출부는 제조관 측면으로 5mm입니다. 양쪽 모두를 사용할 수 있으며 선택은 다음 단계에 영향을 미치지 않습니다.</li>
		<li>주사기를 잡고 플런저를 부드럽게 뒤로 당겨 배럴 내부에 음압을 생성합니다. 혈액이 들어올 때까지 바늘을 서서히 빼낸 다음 0.3mL의 혈액이 수집될 때까지 그 위치를 유지합니다(그림 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>혈전 준비<ol>
		<li>수집된 혈액을 1.5mL 원심분리기 튜브에 밀어 넣고 거품이 생성되지 않도록 주의합니다.</li>
		<li>혈액 기둥의 길이가 10cm가 될 때까지 자체 제작 혈전 발생기의 실리콘 튜브로 혈액을 끌어들입니다. 참고: 원심분리기 튜브에서 응고가 시작되고 전파되어 채취된 혈전의 질을 저하시키므로 이 두 단계를 빠르게 수행하십시오.</li>
		<li>혈액이 완전히 혈전이 될 때까지 30분 동안 기다립니다. 이 기간 동안 같은 방법으로 다른 동물을 위한 혈액 기둥을 준비하십시오.</li>
		<li>혈전이 형성된 혈액 기둥을 일반 식염수가 들어 있는 페트리 접시에 세척하고 혈전 기둥을 일반 식염수로 세 번 세척합니다(그림 2C).</li>
		<li>가는 가위를 사용하여 혈전 기둥을 각각 4mm 길이의 균일한 혈전으로 자릅니다(그림 2D). 2mL의 생리식염수가 미리 채워진 자체 제작 주입기에 10-20개의 혈전을 뽑습니다. 참고: 혈전의 길이는 1cm를 초과해서는 안 되며, 그렇지 않으면 혈전이 우심실에 갇히게 됩니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 정맥 접근 준비
<ol>
	<li>표재성 상복부 혈관 노출<ol>
		<li>2.1단계에서 설명한 대로 동물을 마취하고 고정합니다.</li>
		<li>왼쪽 사타구니 부위를 둘러싼 수염을 면도합니다. 이 부위에 제모 크림을 바르고 1분 정도 기다린 후 거즈로 크림을 닦아냅니다. 요오드로 피부를 소독한다.</li>
		<li>사타구니 부위의 표재성 상복부 혈관 원점 위로 5mm 피부 절개를 만듭니다. 일반적으로 표재성 상복부 혈관의 기원은 사타구니 부위의 작은 맥동을 관찰하여 추적할 수 있습니다.</li>
		<li>10배 확대 실체 현미경을 사용하여 피하 지방의 얇은 층을 분리하여 표재성 상복부 혈관을 노출시킵니다(그림 3A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>표재성 상복부 정맥 분리<ol>
		<li>동맥, 신경 및 지방 조직에서 표재성 상복부 정맥을 조심스럽게 분리하십시오. 이 두 가지를 근방으로, 대퇴 정맥으로 배출되는 지점까지, 그리고 원위부에서는 첫 번째 정맥 분기점까지 수행합니다.</li>
		<li>8-0으로 말단부 합자 마이크로 클램프로 나사산을 끼우고 고정합니다. 8-0으로 근위측을 제어합니다. 다른 마이크로 cl에 연결된 나사 루프amp(그림 3B).</li>
		<li>분리된 정맥의 원위부에 작은 횡방향 절개를 만듭니다. 출혈을 피하기 위해 근위부를 조절하십시오. 정맥 내강에 남아 있는 혈액을 생리식염수로 씻어냅니다. 정맥이 깨끗해지면 마이크로 핀셋을 사용하여 정맥 절개 부위를 확대합니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 색전술
<ol>
	<li>정맥 캐뉼레이션<ol>
		<li>자체 제작 인젝터의 바늘을 정맥 절개를 통해 정맥에 부드럽게 삽입합니다. 세 번째 클램프로 바늘을 고정합니다.amp 정맥에서 미끄러지는 것을 방지합니다.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>색전술 절차<ol>
		<li>플런저를 천천히 밀어 소량의 생리식염수를 투여합니다. 저항이 없는 정맥의 충만함은 정맥 접근이 막히지 않았음을 나타냅니다(그림 3D).</li>
		<li>플런저를 계속 밀어 표재성 상복부 정맥 접근을 통해 대퇴 정맥으로 혈전을 투여합니다. 색전술 속도를 분당 5회 색전으로 조절합니다. 동물의 호흡을 모니터링하십시오. 호흡곤란이 나타나고 악화되는 것은 성공적인 색전술을 나타냅니다.</li>
		<li>미리 정해진 양의 혈전을 주입한 후 바늘을 빼내고 표재성 상복부 정맥의 근위측을 결찰합니다.</li>
		<li>절개 부위를 봉합하고 동물을 따뜻한 상자에 넣습니다. 동물이 깨어나면 우리로 옮깁니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 경색 부위의 정량화
<ol>
	<li>안락사와 심장 관류<ol>
		<li>생리 식염수 250mL에 헤파린 나트륨 25,000U를 넣고 잘 섞습니다. 병을 주입 장치에 연결하고 병을 80cm 높이에 거꾸로 걸어둡니다. 주입 장치의 밸브를 닫습니다.</li>
		<li>이소플루란을 과다 투여한 동물을 안락사시킵니다(제도적으로 승인된 프로토콜에 따름).</li>
		<li>큰 가위로 갈비뼈를 자르고 가슴을 열어 폐와 큰 혈관이 손상되지 않도록 합니다.</li>
		<li>주입 장치의 바늘을 좌심실에 삽입합니다. 주입 장치의 밸브를 열어 간경화염수를 주입할 수 있도록 합니다. 가위를 사용하여 하대정맥과 왼쪽 부속물을 잘라 배수를 허용합니다. 관류 속도를 50mL/분으로 제어합니다. 참고: 이 절차를 수행하는 동안 정상적인 폐 조직은 하얗게 변하고 색전술된 영역은 녹슨 상태로 유지됩니다.</li>
		<li>헤파린화된 식염수로 관류를 완료한 후 4% 파라포름알데히드 용액으로 채워진 10mL 주사기를 사용하여 우심실을 통해 폐동맥 줄기를 뚫습니다. 총 30mL의 부피에 대해 폐를 통해 4% 파라포름알데히드 관류를 수행하여 폐 조직을 고정합니다.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Infarction Ratio라는 인덱스를 소개합니다.<ol>
		<li>고정 후 척추와 횡격막에서 폐, 심장, 기관, 식도, 흉선 및 큰 혈관 전체를 절제한다11.</li>
		<li>초기 종괴에서 식도, 흉선 및 지방 조직을 조심스럽게 제거하고 심장, 폐 및 큰 혈관만 남깁니다.</li>
		<li>나머지 부분을 적절한 양의 4% 파라포름알데히드 용액에 최소 48시간 동안 담그십시오.</li>
		<li>분석 저울을 사용하여 전체 폐의 무게를 측정합니다. 가는 가위를 사용하여 폐의 경색된 부분을 분리하고 동일한 저울로 경색된 조직의 무게를 잰다. 다음 방정식을 사용하여 Infarction Ratio를 계산합니다. 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66776/66776eq01.jpg" style="margin: auto;"> 
		i는 경색된 조직의 무게, w는 전체 폐의 무게, i 는 경색 비율을 나타냅니다.</li>
		<li>경색 부위를 정량화한 후, 파라핀 포매링을 위해 파라포름알데히드로 고정된 폐 조직을 다듬습니다11.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 폐동맥 나무의 시각화
<ol>
	<li>폐동맥 주물<ol>
		<li>동물을 안락사시키고 5.1단계에서 설명한 대로 심장 관류를 수행합니다.</li>
		<li>실리콘 주조 화합물에 동일한 양(중량 기준)의 희석제를 첨가하고 혼합물을 혼합한 다음 경화제의 5%(중량 또는 부피 기준)를 첨가합니다. 혼합물을 다시 섞습니다.</li>
		<li>혼합물 1mL를 1mL 주사기에 넣고 공기를 배출한 다음 바늘을 우심실을 통해 폐동맥 줄기에 삽입합니다. 미끄러짐과 역류를 방지하기 위해 바늘을 폐동맥에 고정합니다.</li>
		<li>플런저를 부드럽게 눌러 실리콘 주조 혼합물이 폐동맥 나무를 채울 수 있도록 합니다. 정상적인 폐 부위는 주조 혼합물에 의해 염색되고 경색된 부위는 녹슨 빨간색으로 유지됩니다. 참고: 폐동맥 깁스는 손상되지 않은 폐 조직에만 적용해야 합니다. 일반적으로 0.6-0.8mL의 주조 혼합물은 폐동맥 트리를 채우기에 충분합니다. 주조 혼합물을 과도하게 주입하면 폐정맥 주조가 발생할 수 있으며, 이는 폐동맥 나무의 시각화에 영향을 미칩니다. 주조 혼합물은 경화제를 첨가한 후 20분 이내에 사용해야 하며, 이 시간이 지나면 결정화됩니다.</li>
		<li>관류를 시전한 후 주사기를 빼내고, 폐동맥 줄기를 결찰하고, 5.2단계에서 설명한 대로 폐, 심장 및 큰 혈관을 적출합니다. 전체 덩어리를 페트리 접시에 넣고 주조 혼합물이 결정화될 수 있도록 4°C 냉장고에 밤새 보관하십시오.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>정리 및 시각화<ol>
		<li>가위로 폐에서 심장과 큰 혈관을 제거한 다음 폐 표면에서 경화 혼합물 파편을 청소합니다.</li>
		<li>각각 24시간 동안 25%, 50%, 75%, 95% 및 100% 에틸 알코올 용액에 폐를 순차적으로 담그십시오. 이 절차는 폐를 완전히 탈수시킵니다.</li>
		<li>탈수된 폐를 메틸 살리실레이트에 24시간 동안 담급니다. 이 제거 과정 후에 폐동맥 나무가 보이고 메틸 살리실레이트가 헤모글로빈을 제거하지 않기 때문에 색전도 볼 수 있습니다(그림 4B, D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

<table><tbody><tr><td>분석 저울 메</td><td>틀러 토레도</td><td>MA55/A</td><td>없음</td></tr><tr><td>디스펜싱 바늘</td><td>Jinrong 전자</td> 없음 <td></td><td>19G 및 18G</td></tr><tr><td>가는 가위</td> 더 <td>강한</td><td>XGJ1300</td><td>없음</td></tr><tr><td>헤파린 나트륨염</td><td>Solarbio</td><td>01-08-9041</td><td>140U/mg</td></tr><tr><td>이소플루란</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td>없음</td></tr><tr><td>메틸 살리실레이트</td><td>Macklin</td><td>M813577</td><td>AR, 99%</td></tr> <tr><td>마이크로 클램프</td><td>JZ&nbsp;</td><td>W40160</td><td>없음</td></tr><tr><td>마이크로 핀셋</td><td>더 강한</td><td>XGN1310</td><td>없음</td></tr><tr><td>실리콘 주조 화합물</td><td>Flow Tech</td><td>MV-130</td><td>없음</td></tr><tr><td>Sprague-Dawley 쥐</td><td>바이탈 리버</td><td>SD-IGS</td><td>없음</td></tr><tr><td>실체 현미경</td><td>Murzider</td><td>MSD204</td><td>없음</td></tr></tbody></table>

자가 혈전을 이용한 폐색전증의 최소 침습적 쥐 모델 확립

Establishment of a Minimally Invasive Rat Model of Pulmonary Embolism Using Autologous Blood Clots

PE 모델의 증상 및 병리학 색전술 동안 쥐는 호흡 곤란을 경험했고 흉부의 변동이 넓어졌습니다. 거의 모든 동물이 10cm 미만의 혈전이 투여되었을 때 폐색전증 에피소드에서 살아남았습니다(모델링된 동물 15마리 중 14마리). 우리로 돌아간 후, 동물들은 구석에 웅크리고 앉아 음식과 물에 대한 관심이 줄어든 모습을 보였다. 그러나 이러한 증상은 빠르게 해결되었고 몇 시간 안에 동물들은 정상적으로 행동했습니다. 색전술 후 기준선과 24시간 경과 시점 사이에 체중 차이는 없었다(341.8 ± 10.4 vs. 343.3 ± 8.5, p =0.25).
총체적 병리학에 의하면 색전술된(경색된) 부위는 쐐기 모양이며, 대부분 폐의 하부에 위치하며, 경계가 뚜렷한 것으로 밝혀졌다. 색전은 경색 부위의 정점에서 발견되어 폐동맥의 첫 번째 및 두 번째 가지를 막고 있었습니다. 헤마톡실린-에오신 염색을 사용한 현미경 병리학은 폐동맥 분지의 색전술을 확인했습니다(그림 4F).
혈전 부하 및 경색 부위 혈전 부하가 폐 경색에 미치는 영향에 대한 예비 조사에서 낮은 혈전 부하(6cm 혈전 기둥, 15개의 응고)와 높은 혈전 부하(10cm 혈전 기둥, 25개의 응고)를 모두 테스트했습니다. 예상대로, 색전의 부하가 높을수록 폐 경색의 영역이 더 넓어졌습니다(그림 5A-C).
24시간 이내 내인성 섬유소용해 색전술 직후 채취한 폐 샘플과 비교했을 때, 색전술 직후 24시간 후에 채취한 폐 샘플에서는 경색 부위가 현저히 감소한 것으로 나타났으며, 이는 쥐에서 강력한 내인성 섬유소 용해 가능성을 나타냅니다(그림 5D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig01.jpg"> 
그림 1: 혈전 발생기 및 혈전 주입기의 구조. (A) 혈전 발생기는 실리콘 튜브를 18G 분주 바늘(외경 12mm)과 0.5mL 생리식염수가 미리 채워진 1mL 주사기에 연결하여 조립했습니다. (B) 혈전 주입기는 19G 분배 바늘(내경 0.84mm, 외경 1.08mm)을 주입 튜브(혈전 용기)에 연결하고 2mL 생리식염수가 미리 채워진 5mL 주사기로 구성되었습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig02.jpg"> 
그림 2: 혈액 채취 및 혈전 준비. (A) 쥐를 마취하고 누운 자세로 고정했습니다. 점선이 있는 흰색 원은 마누브리움을 나타내며 신체 표면 마커 역할을 합니다. 흰색 원 옆에 있는 빨간색 점은 양측 두개골 대정맥(CVC)에 접근하기 위한 천자 부위를 나타냅니다. 그림의 아래 부분은 manubrium, CVC 및 천자 부위의 상대적 위치에 대한 부검 그림을 보여줍니다. (B) 올바른 CVC를 통한 성공적인 혈액 샘플링. (C) 자체 제작 혈전 발생기에서 혈전이 발생한 혈액 기둥이 씻겨 나오는 것. (D) 혈전증된 혈액주에서 유래한 혈전. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig03.jpg"> 
그림 3: 정맥 접근 및 색전술. (A) 5mm 피부 절개를 통한 표재성 상복부 혈관의 노출, 파란색 화살표는 표재성 상복부 정맥을 나타내고 빨간색 화살표는 표재성 상복부 동맥을 나타냅니다. (B) 주변 조직으로부터 표재성 상복부 정맥을 분리하고 나일론 실로 정맥을 조절합니다. (C) 혈전을 함유한 자체 제작 주사기. (D) 자체 제작 주사기의 분배 바늘로 정맥을 캐뉼레이션하고 정맥 접근을 통해 혈전을 투여합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig04.jpg"> 
그림 4: 폐색전증의 병리학. (A) 심염수 관류 및 4% 파라포름알데히드 고정 후 정상 폐. (B) 실리콘 주조 혼합물과 메틸 살리실레이트 투명화에 의해 시각화된 정상 폐, 특허 폐동맥 나무와 미세혈관 구조를 보여줍니다. (C) 색전술 직후 자가 혈전이 있는 폐로, 색전술로 인한 폐 경색을 나타내는 표시된 영역이 있는 폐. (D) 실리콘 혼합물 주조 및 메틸 살리실레이트 투명화에 의해 시각화된 병든 폐, 검은색 화살표는 폐동맥 가지를 막고 있음을 나타내고 흰색 점선 원은 경색된 영향을 받은 부위를 나타냅니다. (E) 폐동맥 분지에서 색전(빨간색 화살표)을 보여주는 왼쪽 폐엽 절개. (F) Hematoxylin 및 eosin 염색을 사용한 폐동맥 분지의 혈전 색전술의 현미경 이미지. 눈금 막대 : 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig05.jpg"> 
그림 5: 폐 경색 비율의 정량화. (A) 10cm의 혈전(총 길이)이 있는 색전술 후 쥐에서 즉시 채취한 폐. (B) 6cm의 혈전으로 색전술 후 쥐에서 즉시 채취한 폐. (C) 8cm의 혈전으로 색전술 후 쥐에서 즉시 채취한 폐. (D) 색전술 후 24시간 후에 8cm의 혈전이 있는 쥐에서 채취한 폐. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

Pulmonary embolism (PE) is one of the leading causes of cardiovascular death, resulting in a significant socioeconomic burden. Although current treatments ...

establishment-minimally-invasive-rat-model-pulmonary-embolism-using

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

이 비디오는 지주막하 출혈 쥐 모델을 설정하는 절차를 보여줍니다. 마취된 쥐에게는 두개내압과 뇌혈류를 측정하기 위해 프로브를 이식합니다. 표적 부위가 확인되고 바늘이 chiasmatic 전 위치에 삽입됩니다. 그런 다음 자가 혈액을 지주막하 공간으로 주입하여 두개내 압력을 높이고 뇌 혈류를 감소시켜 모델을 확립합니다.

자가 혈액 주입에 의해 유도된 지주막하 출혈 쥐 모델 구축

폐는 전신 기관지 동맥과 폐동맥 동맥 모두에서 perfused 있습니다. 대부분의 폐 pathologies에서는 강력한 neovascularization을 보여주는 작은 조직 vasculature입니다. 폐 혈액 흐름의 중단이 활발 기관지 혈관 신생을 촉진합니다. 우리는 기관지 neovascularization을 촉진 좌측 폐동맥의 국소 빈혈을 일으킬 외과 세부 정보를 제공합니다.

허혈성 쥐 폐의 혈관 신생

이 논문에서는 성체 쥐에서 상동 혈전(피브린이 풍부한)을 동반한 색전성 중대뇌동맥 폐색을 생성하는 표준 방법을 보여줍니다. 이 모델은 인간 허혈성 뇌졸중을 밀접하게 모방하며 허혈성 뇌졸중에 대한 혈전용해 요법의 전임상 연구에 적합합니다.

흰쥐의 동종 혈액 혈전과 허혈성 뇌졸중에 대한 전성 중간 대뇌 동맥 폐색 (MCAO)

여기서, 우리는 나사 색전 방법을 통해 우수한 처상 부비동 (SSS) 혈전증의 새로운 Sprague-Dawley (SD) 쥐 모델을 확립하고, 모델의 안정성과 신뢰성을 검증하였다.<br...

스레드 색전증 방법을 통해 우수한 처상 부비동 폐색의 쥐 모델 설립

여기에서는 결과를 개선하는 데 도움이 되는 쥐 폐 이식 모델에 대한 최적화를 제시합니다. 체중에 따른 커프스 사이즈 가이드, 4차 늑간 공간을 확인하기 위한 측정 전략, 상처 봉합 및 BAL(기관지폐포 세척) 체액 및 조직 수집 방법을 제공합니다.

온난 허혈/재관류 손상의 쥐 폐 이식 모델: 결과 개선을 위한 최적화

이 프로토콜은 마우스 모델에서 폐 허혈 재관류 손상을 연구하는 데 사용할 수 있는 실현 가능하고 신뢰할 수 있으며 재현 가능한 좌폐 고막 클램핑 방법을 설명합니다.

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp 폐 허혈 재관류 손상 모델

이 연구는 쥐에서 개복술을 통한 복강 대동맥 교차 클램핑 중 내장 허혈-재관류 후 급성 폐 손상 모델을 설명합니다. 이를 통해 대동맥 클램핑의 임상적, 생물학적 효과뿐만 아니라 허혈-재관류가 기본 장기 및 원격 폐 손상에 미치는 영향을 조사할 수 있습니다.

쥐에서 Supra-Coeliac Aortic Cross Clamping에 의한 내장 허혈-재관류 후 급성 폐 손상 모델

이 연구는 급성 중간 위험 PE를 복제하는 큰 자가 색전증을 사용하는 폐색전증(PE)의 돼지 모델을 제시합니다. 이 모델은 병태생리학과 치료 반응을 모두 평가하는 데 적합합니다.

급성 자가 폐색전증의 돼지 모델

본 연구에서는 블레오마이신을 기도에 주입하여 폐섬유증(PF-PH) 랫트 모델과 관련된 폐동맥 고혈압을 유발하는 방법을 소개합니다. 또한 이 동물 모델을 검증하기 위한 단계별 접근 방식을 제공합니다.

Lung Arterial Hypertension Associated with Pulmonary Fibrosis의 쥐 모델 수립 및 검증

이 프로토콜은 쥐의 정소성 좌측 폐 이식을 위한 개선된 기술을 설명하며, 수술의 어려움을 줄이고 생존율을 개선하는 데 중점을 둡니다.

쥐의 정소성 좌측 폐 이식

학습하세요 자가 혈전을 이용한 최소 침습적 쥐 폐색전증 모델 수립 방법을. 폐동맥 나무 시각화와 경색 면적 정량화 기법을 포함하여 혈전 용해 특성과 만성 모델 개발의 어려움을 규명합니다.

자가 혈전을 이용한 폐색전증의 최소 침습적 쥐 모델 확립

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