Methodenartikel

Kenmerken van neerslag gevormde Polyethyleen Glycol Microgels worden gecontroleerd door Moleculair gewicht van de reactanten

11.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/51002

⸱

23 december 2013

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, The University of Akron, 2Saint Vincent Saint Mary's High School

In dit artikel

Samenvatting

Dit werk beschrijft de vorming van poly(ethyleenglycol) (PEG) microgels via een fotogepolymeriseerde precipitatiereactie. Het verhogen van het moleculair gewicht van PEG verhoogde de diameter van de microgel en de zwellingsverhouding. Er worden eenvoudige aanpassingen aan de PEG microgel precipitatiereactie onderzocht voor toekomstige toepassingen van microgels als geneesmiddelafgiftesystemen en weefselengineering scafolds.

Samenvatting

Dit werk beschrijft de vorming van poly(ethyleenglycol) (PEG) microgels via een fotogepolymeriseerde precipitatiereactie. Precipitatiereacties bieden verschillende voordelen ten opzichte van traditionele microsfeerfabricagetechnieken. In tegenstelling tot emulsie-, suspensie- en dispersietechnieken zijn microgels gevormd door precipitatie van uniforme vorm en grootte, d.w.z. lage polydispersiteitsindex, zonder het gebruik van organische oplosmiddelen of stabilisatoren. De milde omstandigheden van de precipitatiereactie, aanpasbare eigenschappen van de microgels en lage viscositeit voor injecties maken ze toepasbaar voor in vivo doeleinden. In tegenstelling tot andere fabricagetechnieken kunnen microgeldkenmerken worden gewijzigd door het molecuulgewicht van het uitgangspolymeer te veranderen. Het verhogen van het molecuulgewicht van PEG bij aanvang vergrootte de diameter en het zwellingsvermogen van de microgels. Verdere aanpassingen worden voorgesteld, zoals het inkapselen van moleculen tijdens microgeldnetwerkvorming. Eenvoudige aanpassingen van de PEG microgeldbouwstenen worden onderzocht voor toekomstige toepassingen van microgels als geneesmiddelafgiftevoertuigen en weefselengineering schalen.

Inleiding

Per definitie zijn microgels hydrogels van elke vorm met een equivalent diameter van ongeveer 0,1-100 μm1. Vanwege hun grootte en eigenschappen zijn polymere microgels een veelzijdig hulpmiddel voor het bevorderen van geneesmiddelafgifte- en weefselengineeringsystemen. Terwijl bulkhydrogels uitgebreid worden gebruikt als weefselengineeringscaffolds en geneesmiddelafgiftesystemen met groot succes2-4, biedt een recente verschuiving naar microschalige controle van scaffolds een unieke kans voor microgels om te worden gebruikt als basismaterialen voor het bouwen van scaffolds. Bovendien hebben microgels een hoog oppervlak/volume-verhouding voor cellulaire interacties en in oplossing een lage viscositeit waardoor ze ideaal zijn voor injecties. Ten slotte kunnen microgels worden gevormd met behulp van talrijke polymeren door verschillende methoden, afhankelijk van de gewenste microgelkenmerken, waardoor ze zeer aanpasbaar zijn voor verschillende toepassingen.

Technieken om microgels te produceren omvatten suspensie, emulsie, dispersie of precipitatiepolymerisaties. Emulsie- en suspensiepolymerisaties vereisen doorgaans organische oplosmiddelen en oppervlakteactieve stoffen of stabilisatoren om de microgels te vormen. De aard van deze methoden levert een sterk verspreide deeltjesgrootteverdeling op5. Dispersie- en precipitatiereacties leveren deeltjes met een lagere polydispersiteit op6; deeltjes gevormd door dispersiepolymerisatie vereisen echter nog steeds het gebruik van stabiliserende agentia6. Microgels gevormd door precipitatiereacties zijn uniek omdat ze deeltjes van uniforme grootte en vorm vormen zonder het gebruik van stabilisatoren of oppervlakteactieve stoffen. Microgelvorming wordt bereikt wanneer groeiende polymeerketens zich scheiden van de continue fase door enthalpische of entropische precipitatie7. Precipitatiepolymerisatie vindt vaak plaats bij hoge temperaturen die kunnen worden verlaagd door het gebruik van kosmotrofe zouten, die de oplosbaarheid van het polymeer in het oplosmiddel verlagen8. Dit werk richt zich op microgels gevormd uit poly(ethyleenglycol) (PEG) door een fotogepolymeriseerde precipitatiereactie onder biologisch compatibele omstandigheden, met variaties om microgeleigenschappen te veranderen en moleculen te encapsuleren voor toepassingen in de geneesmiddelafgifte.

Eerdere studies met PEG-hydrogels tonen aan dat de polymerisatieomstandigheden de fysische en mechanische eigenschappen van hydrogels sterk beïnvloeden, namelijk het watergehalte van het hydrogel en het compressieve modulus3,9. Deze verknoopte materialen zijn interessant omdat de relatie tussen structurele en fysische eigenschappen, beschreven door Flory10, kan worden gebruikt om het verknoopte hydrogel af te stemmen voor specifieke toepassingen. Deze principes zijn vergelijkbaar voor microgels. PEG-microgels gevormd door precipitatie zijn gevonden om potentieel te hebben voor regeneratieve geneeskunde11, maar verder onderzoek naar de microgeleigenschappen was noodzakelijk om hun repertoire voor toekomstige biomedische toepassingen te verbeteren. Dit rapport beschrijft de procedure om microgels te fabriceren door middel van een precipitatiereactie en de kenmerken te wijzigen, zoals micropartikeldiameter, polydispersiteitsindex (PDI), dichtheid en zwelling, die belangrijk zouden zijn om deze materialen verder te ontwikkelen voor geneesmiddelafgifte of regeneratieve geneeskunde.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Voorbereiding van oplossingen voor gebruik bij de fabricage van microgels

  1. Voor het begin van de precipitatiereactie, bereid de benodigde oplossingen voor en verwarm ze tot 37 °C. De benodigde oplossingen zijn 0,5% foto-initiator, 1,5 M Na2SO4, bufferoplossing, 200 mg/ml PEG-diacrylate (PEG-DA) oplossing, en 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Opmerking: Acryliseer alle PEG-precursoren volgens gepubliceerde methoden en bewaar ze bij -20 °C onder argon tot gebruik12.
  2. Weeg de foto-initiator af en los deze op in gedeïoniseerd (DI) H2O voor een 0,5 (w/v)% oplossing. Het is belangrijk om de oplossing te beschermen tegen blootstelling aan UV-licht.
    1. Na volledige oplossing, filter door een 0,22 μm filter. Deze oplossing kan van tevoren worden gemaakt en bij 4 °C in het donker worden bewaard. Opmerking: Verkort de roertijd tot ongeveer 1 uur door de oplossing te verwarmen tot 40 °C tijdens het roeren.
  3. Voor 1x PBS, voeg 1 tablet PBS toe aan 1 L DI H2O en filter door een 0,22 μm filter. PBS kan van tevoren worden gemaakt en bij 4 °C worden bewaard.
  4. Meet 39,4 ml van fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS, pH=7,4) en voeg 612 μl triethanolamine (TEOA) en 260 μl van 6 M zoutzuur (HCl) toe. Opmerking: TEOA is erg stroperig; verwarm TEOA vooraf tot 37 °C voordat u gaat pipetten.
    1. Pas de pH van de buffer aan zodat deze ongeveer 7,7 is en filter door een 0,22 μm filter (uiteindelijke pH ~7,8). De bufferoplossing kan worden opgeschaald, van tevoren worden gemaakt en bij 37 °C worden bewaard.
  5. Maak de PEG-DA oplossing voordat u elke keer de reactie begint; verminderde reactiviteit is waargenomen als de oplossing wordt opgeslagen. Weeg PEG-DA af en voeg PBS/TEOA/HCl buffer toe tot de uiteindelijke concentratie van 200 mg/ml. Opmerking: Voeg de buffer langzaam toe om de PEG-concentratie zorgvuldig te beheersen, omdat PEG opzwelt in oplossing.
    Opmerking: Deze oplossing is zeer aanpasbaar. Opties voor het aanpassen van microgels omvatten: het veranderen van het uitgangsmolecuulgewicht van PEG om de eigenschappen van microgels te wijzigen, het gebruik van een afbreekbaar PEG-precursor om afbreekbare microgels te fabriceren, het steriel filteren van alle oplossingen voor biologisch steriele microgels, het voltooien van het vormingsproces in een laminar flow hood, en ten slotte het toevoegen van functionele groepen aan het oppervlak door deze in de PEG-oplossing te incorporeren.
  6. Weeg Na2SO4 af en los het op in DI H2O voor een 1,5 M oplossing. Voor de beste resultaten moet de natriumsulfaatoplossing ook net voordat de reactie begint worden gemaakt.
    1. Verhit en vortex de oplossing tot Na2SO4 volledig is opgelost. Filter indien nodig door een 0,22 μm filter.

2. Microgel fabricage

  1. Plaats 127,5 μl van PBS/TEOA/HCl buffer, 10 μl van 0,5% foto-initiator en 25 μl van 200 mg/ml PEG oplossing in de buisjes waar de microgels worden gevormd; meestal 2 ml microcentrifugebuisjes.
    1. Verhit deze buisjes samen met de 1,5 M Na2SO4 oplossing tot 37 °C.
    2. Meng de buisjes tijdens het verhitten. Opmerking: Dit microgelprotocol kan worden opgeschaald.
  2. Om moleculen in de microgels in te kapselen, voeg het gewenste molecuul (bijv. ovalbumine) toe aan de PBS/TEOA/HCl buffer, foto-initiator en PEG-oplossing. Na het netvorming zal het molecuul in het microgelnetwerk worden vastgehouden.
  3. Voltooi elke microgelreactie één voor één. Neem de eerste buis en voeg 87,5 μl van 1,5 M Na2SO4 toe.
  4. Meng de buis door 3-5x te pipetteren; of wacht 30 seconden. Na het mengen zal de zoutconcentratie gelijkmatig verdeeld zijn en zou de oplossing helder moeten zijn.
  5. Plaats de buis onder de UV-lichtbron en netvorm gedurende 30 seconden. Na het netvormen zou er een troebele laag op de oplossing moeten zijn, deze laag bevat de microgels. Zie Figuur 1 voor reactieschema.
  6. Voeg 750 μl PBS toe om een pellet te vormen bij centrifugatie en meng goed.
  7. Was de microgels 5 x door 2 min bij 4.000 x g te centrifugeren om een pellet te vormen en het supernatant te vervangen door PBS. Opmerking: Verontrust de microgelpellet niet tijdens bufferuitwisseling, het is mogelijk niet mogelijk om al het supernatant te verwijderen.

3. Microgel grootte en polydispersiteit

  1. Pipetteer 30 μl van microgels van de pellet die is gevormd door centrifugatie in 1 ml van DI H2O. Voor de beste resultaten, soniceer de microgeloplossing in een waterbad sonicator gedurende 1 uur (5

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De grootte van de microgel is afhankelijk van de polymerisatieomstandigheden. Figuur 2A illustreert hoe de diameter van de microgel toeneemt bij een toenemend startmolecuulgewicht van PEG en een langere crosslinkingtijd. Representatieve afbeeldingen van microgels die zijn gebruikt voor groottebepaling bij verschillende molecuulgewichten en een crosslinkingtijd van 30 sec worden getoond in Figuren 2C-G. Voor PEG met een molecuulgewicht van 3.000 Da nam de gemiddelde diameter van de microg...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De fysische eigenschappen van PEG-microgels werden onderzocht op veranderingen in polymerisatieomstandigheden. Voor deze precipitatiereactie werden een bufferoplossing, 20% (w/v) PEG-diacrylate (MW 3.000, 4.600 of 6.000 Da) oplossing en een foto-initiator gemengd en verwarmd tot 37 °C. Toevoeging van 1,5 M Na2SO4, een kosmotrofe zout die de interacties tussen watermoleculen verhoogt, veroorzaakte dat PEG zich tijdelijk precipiteerde bij de toevoeging ervan. Dit effect is duidelijker bij hogere molec...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

De financiering voor dit project kwam via NSF CBET Award 1061834. De auteurs willen CIBA graag bedanken voor een monster van foto-initiator.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Fosfaat Buffered Saline (PBS)MP Biomedical2810305
Triethanolamine (TEOA)J.T. Baker9468-01Voor het pipetten voorverwarmen tot 37 °C
Zoutzuur (HCl)BDH AristarBDH3028
NatriumsulfaatJ.T. Baker3891-01
Irgacure 2959Ciba029891301PS04
Ovalbumine (OVA)Invitrogen34782
PEG 1.500Alfa AesarA16241
PEG 3.000Fluka03997-1KG
PEG 4.000Alfa AesarA16151
PEG 4.600Sigma373001-250G
PEG 6.000Fluka03394-1KG
PEG 10.000Alfa AesarB21955
Dextran 70TCID1449

Referenties

  1. McNaught, A. D., Wilkinson, A. IUPAC Compendium of Chemical Terminology (The Gold Book). 2nd edn. , Blackwell Scientific Publications. (1997).
  2. Lu, S. X., Anseth, K. S. Release behavior of high molecular weight solutes from poly(ethylene glycol)-based degradable networks. Macromolecules. 33, 2509-2515 (2000).
  3. Peppas, N. A. Hydrogels in Medicine. 1, CRC Press, Inc. (1986).
  4. West, J. L., Hubbell, J. A. Photopolymerized hydrogel materials for drug delivery applications. React. Polym. 25, 139-147 (1995).
  5. Hunkeler, D., et al. Theories and Mechanism of Phase Transitions, Heterophase Polymerizations, Homopolymerization, Addition Polymerization. Advances in Polymer Science. 112, Springer. Berlin Heidelberg, Ch. 115-133 (1994).
  6. Arshady, R. Suspension, emulsion, and dispersion polymerization: A methodological survey. Colloid Polym. Sci. 270, 717-732 (1992).
  7. Bai, F., Yang, X. L., Huang, W. Q. Synthesis of narrow or monodisperse poly(divinylbenzene) microspheres by distillation-precipitation polymerization. Macromolecules. 37, 9746-9752 (2004).
  8. Bailey, F., Callard, R. W. Some properties of poly(ethylene oxide) in aqueous solution. J. Appl. Polym. Sci. 1, 56-62 (1959).
  9. Cruise, G. M., Scharp, D. S., Hubbell, J. A. Characterization of permeability and network structure of interfacially photopolymerized poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels. Biomaterials. 19, 1287-1294 (1998).
  10. Flory, P. Principles in Polymer Chemistry. , Cornell University Press. (1953).
  11. Flake, M. M., et al. Poly (ethylene glycol) microparticles produced by precipitation polymerization in aqueous solution. Biomacromolecules. 12, 844-850 (2011).
  12. Sawhney, A. S., Pathak, C. P., Hubbell, J. A. Bioerodible hydrogels based on photopolymerized poly(ethylene glycol)-co-poly(.alpha.-hydroxy acid) diacrylate macromers. Macromolecules. 26, 581-587 (1993).
  13. Scott, R. A., Elbert, D. L., Willits, R. K. Modular poly(ethylene glycol) scaffolds provide the ability to decouple the effects of stiffness and protein concentration on PC12 cells. Acta Biomaterialia. 7, 3841-3849 (2011).
  14. Ianeselli, L., et al. Protein-Protein Interactions in Ovalbumin Solutions Studied by Small-Angle Scattering: Effect of Ionic Strength and the Chemical Nature of Cations. J. Phys. Chem. B. 114, 3776-3783 (2010).
  15. Scott, R., Marquardt, L., Willits, R. K. Characterization of poly(ethylene glycol) gels with added collagen for neural tissue engineering. J. Biomed. Mater. Res. A.. 93, 817-823 (2010).
  16. Lin, H., Kai, T., Freeman, B. D., Kalakkunnath, S., Kalika, D. S. The Effect of Cross-Linking on Gas Permeability in Cross-Linked Poly(Ethylene Glycol Diacrylate). Macromolecules. 38, 8381-8393 (2005).
  17. Mellott, M. B., Searcy, K., Pishko, M. V. Release of protein from highly cross-;linked hydrogels of poly(ethylene glycol) diacrylate fabricated by UV polymerization. Biomaterials. 22, 929-941 (2001).
  18. Bryant, S. J., Anseth, K. S., Lee, D. A., Bader, D. L. Crosslinking density influences the morphology of chondrocytes photoencapsulated in PEG hydrogels during the application of compressive strain. J. Orthop. Res. 22, 1143-1149 (2004).
  19. Padmavathi, N. C., Chatterji, P. R. Structural Characteristics and Swelling Behavior of Poly(ethylene glycol) Diacrylate Hydrogels. Macromolecules. 29, 1976-1979 (1996).
  20. Ross, A. E., Tang, M. Y., Gemeinhart, R. A. Effects of molecular weight and loading on matrix metalloproteinase-2 mediated release from poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels. AAPS J. 14, 482-490 (2012).
  21. Sun, G., Zhang, X. -Z., Chu, C. -C. Effect of the molecular weight of polyethylene glycol (PEG) on the properties of chitosan-PEG-poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Materi. Sci. Mater. Med. 19, 2865-2872 (2008).
  22. Zustiak, S. P., Leach, J. B. Characterization of Protein Release From Hydrolytically Degradable Poly(Ethylene Glycol) Hydrogels. Biotechnol. Bioeng. 108, 197-206 (2011).
  23. Ruan, G., Feng, S. S. Preparation and characterization of poly(lactic acid)-poly(ethylene glycol)-poly(lactic acid) (PLA-PEG-PLA) microspheres for controlled release of paclitaxel. Biomaterials. 24, 5037-5044 (2003).
  24. Loxley, A., Vincent, B. Equilibrium and kinetic aspects of the pH-dependent swelling of poly(2-vinylpyridine-co-styrene) microgels. Colloid Polym. Sci. 275, 1108-1114 (1997).
  25. Vivaldo-Lima, E., Wood, P. E., Hamielec, A. E., Penlidis, A. An updated review on suspension polymerization. Ind. Eng. Chem. Res. 36, 939-965 (1997).
  26. Ritger, P. L., Peppas, N. A. A simple equation for description of solute release I. Fickian and non-fickian release from non-swellable devices in the form of slabs, spheres, cylinders or discs. Journal of Controlled Release. 5, 23-36 (1987).
  27. Matsumoto, A., Kitazawa, T., Murata, J., Horikiri, Y., Yamahara, H. A novel preparation method for PLGA microspheres using non-balogenated solvents. J. Controlled Release. 129, 223-227 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

PEG microgelsprecipitatiereactiefotopolymerisatiedynamische lichtverstrooiingdextrine dichtheidsgradi ntmolecuulgewichtscontrolemicrogeldiameterzwelratiogeneesmiddelentoedieningweefseltechnologie

Gerelateerde artikelen