Een methode voor het systematisch Elektrochemische en elektrofysiologische evaluatie van neurale registrerende elektroden

Samenvatting

Verschillende elektrode coatings invloed neurale opname prestaties door veranderingen in elektrochemische, chemische en mechanische eigenschappen. Vergelijking van elektroden in vitro is relatief eenvoudig, maar vergelijken in vivo reactie wordt typisch gecompliceerd door variaties in elektrode / neuron afstand en tussen dieren. Dit artikel geeft een robuuste methode om neurale registrerende elektroden vergelijken.

Samenvatting

Nieuwe materialen en ontwerpen voor neurale implantaten zijn meestal afzonderlijk getest, met een demonstratie van prestaties, maar zonder verwijzing naar andere implantaat kenmerken. Dit voorkomt een rationele selectie van een bepaald implantaat als optimaal voor een bepaalde toepassing en de ontwikkeling van nieuwe materialen gebaseerd op de belangrijkste prestatieparameters. Dit artikel ontwikkelt een protocol voor in vitro en in vivo testen van neurale registrerende elektroden. Aanbevolen parameters voor elektrochemische en elektrofysiologische tests worden gedocumenteerd met de belangrijkste stappen en mogelijke problemen besproken. Deze methode elimineert of vermindert de impact van de vele systematische fouten aanwezig in eenvoudiger in vivo testen paradigma's, vooral variaties in elektrode / neuron afstand en tussen diermodellen. Het resultaat is een sterke correlatie tussen de kritische in vitro en in vivo reacties zoals impedantie en signaal-tot-ruisverhouding. Dit protocol kan gemakkelijk worden aangepast aan andere elektrode materialen en ontwerpen testen. De in vitro technieken kunnen worden uitgebreid naar andere destructieve methode verdere belangrijke indicatoren bepalen. De principes voor de chirurgische benadering in het auditieve pad kan ook worden aangepast om andere neurale gebieden of weefsel.

Inleiding

Neurale implantaten worden steeds meer gebruikt voor onderzoek, controle prothesen en behandeling van aandoeningen zoals de ziekte van Parkinson, epilepsie, en sensorische verlies ^1,2. Meten en / of regelen van zowel de chemische en elektrische samenstelling van de hersenen is de basis voor alle neurale implantaten. Het is echter belangrijk om een behandeling wanneer het zenuwweefsel in de afwijkende toestand bijwerkingen ³ verminderen beheren. Zo moet deep brain stimulator voor de behandeling van epilepsie alleen een elektrische puls van toepassing op de hersenen tijdens een aanval. Sommige bijwerkingen kunnen dystonie, geheugenverlies, desoriëntatie, verminderde cognitieve functie, hallucinaties, depressie of anti-depressie ^3,4 zijn. In veel apparaten, een gesloten lussysteem is derhalve elektrische activiteit registreren en stimulatie activeren wanneer een abnormale toestand wordt gedetecteerd. Opnemen elektroden worden ook gebruikt om controleproceduressthetic apparaten. Het is cruciaal om het doel neurale activiteit opneemt met de hoogste signaal-ruisverhouding voor de meest accurate triggering en apparaat controle. Een grote signaal-ruisverhouding is zeer wenselijk voor onderzoek toepassingen, meer betrouwbare gegevens kunnen worden verkregen, wat resulteert in minder benodigde proefpersonen. Dit zal ook toelaten een beter begrip van de mechanismen en wegen betrokken bij neurale stimulatie en opnemen.

Na een neuraal implantaat is geplaatst in de hersenen, wordt een immuunrespons veroorzaakt ^5,6. Het tijdsverloop van de reactie wordt in het algemeen onderverdeeld in acute en chronische fasen, elk uit verschillende biologische processen ^7. De immuunrespons kan dramatische gevolgen voor de prestaties van het implantaat, zoals isolatie van de elektroden van het doel neuronen door inkapseling in een gliale litteken of chemische afbraak van het implantaat materiaal ⁸ hebben.Dit kan de signaal-ruisverhouding van een registratie-elektrode en het vermogen van een stimulerende elektrode, en leiden tot falen ⁹ elektrode verminderen. Zorgvuldige keuze van het implantaat ontwerp en de materialen zijn nodig om storing boven het implantaat mensenleven voorkomen.

Veel verschillende materialen en implantaten ontwerpen zijn recentelijk ontwikkeld om de signaal-ruisverhouding en stabiliteit implantaat voor neurale opname verbeteren. Elektrode materialen hebben opgenomen platina, iridium, wolfraam, iridium-oxide, tantaal oxide, grafeen, koolstof nanobuisjes, gedoteerde geleidende polymeren, en meer recent hydrogels. Substraatmaterialen getest ook silicium, siliciumoxide, siliciumnitride, zijde, teflon, polyimide en siliconen. Verschillende elektrode modificaties zijn ook onderzocht, met coatings zoals laminine, neurotrofinen, of zelf-geassembleerde monolagen en behandelingen elektrochemische, plasma en optische technieken. Implantaatontwerps kan 1 -, 2 - of 3-dimensionale met de elektroden gewoonlijk aan het uiteinde van een isolerende probe of langs de rand van een schacht voor doordringende elektroden of een 2-dimensionale array voor cortex oppervlak implantaten. Ongeacht elektrodeontwerp of materialen is bestaande literatuur algemeen toonde de prestaties van het nieuwe implantaat zonder verwijzing naar andere implantaatsystemen constructen. Dit voorkomt dat een systematische evaluatie van hun eigenschappen.

Dit protocol verschaft een werkwijze voor het vergelijken van verschillende elektrodematerialen via diverse analytische en elektrofysiologische technieken. Het is gebaseerd op een recent gepubliceerd artikel waarin 4 verschillende gedoteerde geleidende polymeer coatings (polypyrrool (Ppy) en poly-3 ,4-ethyleendioxythiofeen (PEDOT) gedoteerd met sulfaat (SO ₄₎ of para-tolueensulfonaat (PTS)) en 4 vergeleken verschillende laagdikten ^10. In dit artikel wordt een gevonden materiaal, PEDOT-pTS met een 45 sec depositie tijd,de hoogste signaal-ruisverhouding en spike tellen met de kleinste achtergrondgeluid en dat deze parameters afhankelijk elektrode impedantie waren. PEDOT-pTS weergegeven ook superieur acute biologische stabiliteit vergeleken met de andere gedoteerde geleidende polymeren en blote iridium elektroden. Het protocol kan de kritische parameters die de signaal-ruisverhouding en stabiliteit worden bepaald en gebruikt om de prestaties van neurale registratie-elektroden te verbeteren.

Protocol

Het protocol is goedgekeurd door de Universiteit van La Trobe (09-28P) en RMIT University Animal Ethics commissies (1315).

1. Elektrode Voorbereiding en voorlopige in vitro testen

1. Bereid elektrode coating opbrengsten oplossingen, bijvoorbeeld 10 mM 3,4-ethyleendioxythiofeen (EDOT) en 0,1 M natrium-para-tolueensulfonaat (Na ₂ delen) poly-3 ,4-ethyleendioxythiofeen-pt (PEDOT-delen) te vormen.
2. Sluit de elektrode array een potentiostaat.
3. Plaats voorzichtig de elektrode array naar de depositie oplossing en klem op zijn plaats.
4. Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de depositie oplossing en verbinding maken met een potentiostaat.
5. Met behulp van de potentiostaat, borg coatings op de gewenste elektroden. Afzettingsomstandigheden (potentieel, stroom en tijd) zal variëren afhankelijk van de gewenste bekledingen. Voor PEDOT-pTS coatings, een toegepaste potential van 1 V 15, 30, 45 of 60 seconden is gebruikt. Vier elektroden in de array worden gecoat met de coating in een versprongen configuratie (figuur 1).
6. Verwijder de elektrode-reeks van de neerslagoplossing en voorzichtig spoelen met gedeïoniseerd water.
7. Herhaal de coating procedure met andere materialen zoals gewenst.
8. Bereid in vitro testen oplossing (0,3 M di-natriumfosfaat (Na ₂ HPO ₄₎ in gedeïoniseerd water).
9. Sluit de elektrode array een potentiostaat.
10. Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
11. Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op een potentiostaat.
12. Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 00,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec) op alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
13. Verwijder de elektrode-array van de testoplossing en voorzichtig spoelen met gedemineraliseerd water.
14. Desgewenst andere analyses zoals optische microscopie.
15. Bewaren sondes in een droge opvanginrichting schade en degradatie van de elektrode oppervlakken te voorkomen.

2. Elektrode Implantatie

1. Weeg de rat.
2. Injecteer urethaan (20% w / v in gedestilleerd water, 1,3 g / kg ip) voor nonrecovery anesthesie.
3. Zorgen anesthesie begin door het testen van een teen knijpen terugtrekking reflex. Indien verdoving niet voldoende is, moeten aanvullende doses van urethaan worden toegediend (0,3 g / kg ip).
4. Solliciteer oog smeermiddel, en dan scheren het hoofd van de eeniMAL.
5. Plaats het dier in buikligging op een homeothermic plaat en plaats een rectale sonde (37,5 ° C).
6. Plaats een oor bar in de ongeveer verwachte uiteindelijke positie binnen de stereotaxisch frame, en pas vervolgens het dier aan het oor bar in de externe akoestische gehoorgang positioneren.
7. Lijn de tweede oor bar in de contralaterale externe akoestische gehoorgang. Verschuiving van het dier in het oor bars aan te passen aan de tand houder.
8. Met behulp van rat-tand tang, opent kaak van het dier, haak de bovenste snijtanden over de tand houder en klem de neus op zijn plaats.
9. Een incisie in de huid van de kop ongeveer 1 mm rechts van de middellijn en 10 mm rostraal 10 mm caudaal van lambda.
10. Trek de huid en spieren lateraal van de incisie en de pariëtale botten interparietal gebruiken 20% waterstofperoxideoplossing en een gaasje bloot, schrobben het oppervlak van de blootgestelde bot.
11. Boor een gat ongeveer3 mm ² in de interparietal bot zo dicht mogelijk bij lambda en de middellijn mogelijk en verwijder het bot stekker. Met behulp van steriele zoutoplossing, spoelen het gat met elk bot stof of fragmenten die de elektrode te beschadigen.
12. Met stompe botte schaar, ontleden onder het nekvel en een holte. Wikkel een Ag / AgCl draad in watten, verzadigen met een zoutoplossing en steek vervolgens de referentie-elektrode in de holte.
13. Maak een insnijding in de dura mater op het sagittale vlak met de punt van een naald.
14. Bevestig de elektrode array om de elektrode manipulator en haar positie over de opening aan te passen met een 19 ° rostro-caudale hoek. Handmatig invoegen de elektrode ongeveer 2 mm in de hersenen naar de colliculus inferior.
15. Bevestig de luidspreker aan de linker holle oor bar.
16. Zorg ervoor dat de versterker aan staat. Controleer dier verdoving vóór het afdichten van de opname kamer.

3.In vivo testen

1. Leveren witte ruis uitbarstingen, (Gaussian verdeelde ruis, 1-44 kHz, 10 msec opkomst-val tijd) en de activiteit op elke elektrode. De maximale snelheid waarmee barst moet worden geleverd is een burst elke 200 msec.
2. Met behulp van de gemotoriseerde microdrive, en steek langzaam de elektrode-array totdat akoestisch gedreven activiteit wordt opgenomen op de 3 meest distale elektroden op elke schacht (het aantal en de positie van de elektroden opname-activiteit kan variëren met de plaatsing van de elektroden of elektrode design).
3. Voer de akoestische stimulatie protocol met behulp van 300 herhalingen van 50 msec witte ruis uitbarstingen (Gaussian verdeelde ruis, 1-44 kHz, 10 msec opkomst-val tijd) met een 1 sec herhaling snelheid 70 dB, en noteer de meervoudige activiteit bij elke elektrode ( 24,4 kHz sampling rate).
4. Langzaam steek de elektrode-reeks een 200 μ m in de IC bij elke elektrode positie in ongeveer dezelfde positie als de meest distale elektrode van ee eerste opname stand.
5. Herhaal de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol.
6. Ga verder inbrengen van de elektrode array in 200 μ m stappen en het uitvoeren van de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol totdat alle elektroden hebben opgenomen akoestisch gedreven activiteit van minstens 3 posities (typisch 8-12 elektrode posities overall).
7. Trek de elektrode-reeks in 200 μ m stappen en verder uitvoeren van de akoestische stimulatie en neurale opnameprotocol totdat de eerste elektrode-reeks positie bereikt.
8. Trek de elektrode-array zorgvuldig handmatig.
9. Injecteer een overdosis natrium pentobarbiton (Lethobarb; 200 mg / kg ip) om het dier te laten inslapen.
10. Voorzichtig Spoel de elektrode met gedestilleerd water. Dan sondes op een droge beschermende verpakking om schade en aantasting van het elektrode-oppervlakken te voorkomen.

4. Post-implantatie in vitro Testen

1. Voorzichtig Spoel de elektrode met gedestilleerd water om eventuele verontreinigingen te verwijderen.
2. Sluit de elektrode array een potentiostaat.
3. Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
4. Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op de potentiostaat.
5. Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 0,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec ) voor alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
6. Verwijder de elektrode-array van de testoplossing en voorzichtig spoelen met gedemineraliseerd water.
7. Pkant de elektrode-reeks in een enzymatische reinigingsoplossing gedurende 24 uur.
8. Verwijder de elektrode-reeks uit de oplossing en spoelen met gedestilleerd water.
9. Sluit de elektrode array een potentiostaat.
10. Plaats voorzichtig de elektrode-array in de testoplossing en klem op zijn plaats.
11. Plaats een platina mesh tegenelektrode en Ag / AgCl referentie-elektrode in de oplossing voor het testen en aan te sluiten op de potentiostaat.
12. Met behulp van de potentiostaat, voeren sequentiële elektrochemische impedantie spectroscopie (EIS) (potentiële offset 0 V, amplitude 10 mV, frequentiebereik 10-100.000 Hz) en cyclische voltammetrie (1 cyclus, potentieel bereik 0,8 tot -0,8 V, scansnelheid van 100 mV / sec ) voor alle elektroden. Ongeteste elektroden worden gehouden op open circuit potentieel en een rustige tijd van 1 seconde wordt gebruikt tussen elke test. Alle 32 elektroden in contact met de oplossing voor de volledige testsessie van 1 uur.
13. Verwijder de elektrode-reeks uit de testoplossing envoorzichtig afspoelen met gedemineraliseerd water.
14. Bewaren sondes in een droge opvanginrichting schade en degradatie van de elektrode oppervlakken te voorkomen.

Resultaten

Een typische elektrode-array voor deze experimentele protocol wordt getoond in figuur 1. Er zijn 32 iridium elektroden op 4 schachten met 413 μ m ² nominale geometrisch oppervlak en een 200 μ m hoogte. Elke tweede elektrode op de matrix is ​​bekleed met een van vier verschillende elektrode coatings, gelabeld 1-4. De coating materialen zijn zorgvuldig uitgekozen voor hun chemische, mechanische en elektrochemische eigenschappen. Zoals eerder ¹⁰ vermeld, zal ve...

Discussie

Dit protocol verschaft een werkwijze voor het vergelijken neurale registratie-elektrode coatings binnen een dier. Het ontwerp elektrode die is ideaal voor implantatie in een rat inferior colliculus (IC), met afmetingen die schaal. Variaties van deze elektrode zoals meer ruimte tussen schachten zou voorkomen dat alle schachten zijn bij ratten IC tegelijkertijd, terwijl langere stelen en een grotere steek tussen elektroden het risico dat de schacht uiteinden in contact met de basis van de schedel komt tijdens het inbrenge...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Programmable Attenuator	TDT	PA5	Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies
Electrostatic speaker driver	TDT	ED1	Drives the electrostatic speakers (EC1)
Coupled electrostatic speaker	TDT	EC1	Delivers sound to the animal
Processing base station	TDT	RZ2	Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)
Preamplifier	TDT	PZ2-256	256-channel high impedance preamplifier
Multifunction Processor	TDT	RX6	Used to generate acoustic stimuli
Multichannel electrode	NeuroNexus Technologies	A4 × 8–5mm-200-200-413	4-shank 32-channel electrode array
Potentiostat	CH Instruments	CHI660B	Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)
Multiplexer	CH Instruments	CHI684	Switches between electrodes on the potentiostat
Disodium phosphate	Fluka	71644	Used in the test solution
3,4-Ethylenedioxythiophene (EDOT)	Sigma Aldrich	483028	An electrode coating material
para-Toluene sulfonate (Na2pTS)	Sigma Aldrich	152536	An electrode coating material
Urethane	Sigma Aldrich	U2500	Used to anesthetize the animal
Silver/Silver chloride electrode	CH Instruments	CHI111	Used for testing the electrode in vitro
Platinum electrode	CH Instruments	MW4130	Used for testing the electrode in vitro
Motorized microdrive	Sutter Instruments	DR1000	To control the electrode array position during surgery
Enzymatic cleaner	Advanced Medical Optics	Ultrazyme	Cleans the protein off the electrode array after implantation
Acoustic enclosure	TMC Ametek	83-501	Isolates the animal from acoustic and electrical noise
Stereotaxic frame	David Kopf Instruments	1430	Secures and positions the animal
Temperature controller	World Precision Instruments	ATC1000	Controls the animal temperature
Bone drill	KaVo Dental	K5Plus	Used to perform the craniectomy
Aspirator	Flaem	Suction pro	Used to perform the craniectomy