Elektronische von Frey metingen zijn een effectieve en verbeterde alternatief voor klassieke von Frey filamenten, omdat ze snelle en nauwkeurige meting van veranderingen in mechanische onttrekkingsdrempels bij knaagdieren mogelijk maken naar continu toegepaste drukstimulering vóór en na een ontstekingsgebeurtenis.
Methodenartikel
Metingen van veranderingen in tactiele gevoeligheid in de achterpoot van muizen met behulp van een elektronisch von Frey-apparaat
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het meten van door ontsteking geïnduceerde veranderingen in drempels van achterpoot terugtrekking door mechanische druk is een nuttige techniek om veranderingen in pijnperceptie bij knaagdieren te beoordelen. De terugtrekkingsdrempels kunnen eerst op basislijnniveau worden gemeten en vervolgens na door geneesmiddel, gif, verwonding, allergeen of anderszins uitgelokte ontsteking door het toepassen van een nauwkeurige kracht op zeer specifieke gebieden van de huid. Een elektronisch von Frey-apparaat maakt nauwkeurige beoordeling van de drempels voor terugtrekking van de achterpoot van muizen mogelijk die niet worden beperkt door de beschikbare draaddiktes in tegenstelling tot klassieke von Frey-metingen. De gemakkelijke en snelle metingen maken het mogelijk om beoordelingen van tactiele gevoeligheidsuitkomsten in verschillende modellen van snel optredende ontstekings- en neuropathische pijn te integreren, aangezien er binnen een korte tijdsperiode meerdere metingen kunnen worden gedaan. Experimentele metingen voor individuele knaagdieronderwerpen kunnen intern worden gecontroleerd tegen individuele basislijnreacties en uitsluitingscriteria kunnen eenvoudig worden vastgesteld om basislijnreacties binnen en tussen experimentele groepen te standaardiseren. Dus, metingen met behulp van een elektronisch von Frey-apparaat vertegenwoordigen een nuttige aanpassing van de goed gevestigde klassieke von Frey-draadgebaseerde assays voor mechanische allodynie bij knaagdieren die ook kunnen worden toegepast op andere niet-menselijke zoogdiermodellen.
Inleiding
Chronische niet-overdraagbare ziekten zijn verantwoordelijk voor een onevenredig groot deel van de menselijke last van sterfte en morbiditeit1. Chronische pijn wordt steeds meer erkend als een belangrijk onderdeel van de wereldwijde ziektelast2. Dit heeft een grote stimulans gegeven aan innovaties in de preventie, behandeling en het beheer van pijn. Tegelijkertijd is er overvloedig bewijs dat de onderliggende biologie van pijn complex is3. De mechanismen die ten grondslag liggen aan beschermende, evenals maladapieve en chronische pijn wijzen op een ingewikkelde interactie tussen het immuun- en zenuwstelsel3,4. De verklaring van deze mechanismen vereist nauwkeurige, reproduceerbare experimentele benaderingen, van moleculaire dissectie tot gedragsanalyse.
Rodentenmodellen zijn van onschatbare waarde geweest bij de karakterisering van moleculaire spelers van inflammatoire en neuropatische pijn5. Vermindering van tijd en intensiteit van eerder gespecificeerde reacties op schadelijke stimuli worden gebruikt om pijntoestanden bij deze dieren te meten, aangezien knaagdieren anders niet in staat zijn om een pijnsensatie te rapporteren6. Veranderde reacties op temperatuur en druk worden vaak gebruikt als meetstaven voor weefselgevoeligheid in rodentenmodellen van inflammatoire nociceptie die kan worden veroorzaakt door infectie7,8, chemische blootstelling6, 9,10, chirurgische incisie11, evenals neuropatische pijn veroorzaakt door zenuwligatie12.
Mechanische gevoeligheid, of reactie op drukstimulering, wordt vaak gemeten met behulp van klassieke von Frey-filamenten (CvF) - een reeks (bijv. 0,4-15 g13) van gewogen uiteinden die handmatig worden toegepast om testweefsel in seriële incrementen te testen totdat pijngedrag wordt geïnduceerd bij controles versus experimentele proefpersonen. Er zijn verschillende methoden om deze uiteinden of haren te gebruiken om mechanische gevoeligheid te beoordelen6,13; de meest gebruikte methode is als volgt. Een uiteinde met een bepaalde druk (binnen de reeks; bijv. 2 g13) wordt geselecteerd als startpunt en de 50% terugtrekdrempel van een rat of muis (de stimulusintensiteit die vereist is om een respons te produceren 50% van de keren dat het uiteinde op het weefsel wordt aangebracht) wordt bepaald door omhoog en omlaag te bewegen in uiteindegewicht op basis van het vertonen van eerder gespecificeerde responsgedrag13. Absolute 50% terugtrekdrempels voor behandelingsgroepen worden vervolgens vergeleken tussen baseline- en post-behandelingstijdstippen. Deze handmatige techniek is behoorlijk tijdrovend. Naast de verhoogde tijd die elk proefpersoon doorbrengt in een von Frey-kamer, verhoogt dit ook het aantal keren dat testuiteinden van verschillende gewichten op ontstoken weefsel worden aangebracht, wat grotere ongemakken voor de knaagdieren in de studie veroorzaakt. Bovendien worden 50% terugtrekdrempels berekend en vergeleken tussen groepen knaagdieren; de individuele reacties van experimentele proefpersonen worden doorgaans niet genormaliseerd naar hun individuele onbehandelde baselinereacties met, voor zover ons bekend, één uitzondering6. Als gevolg hiervan worden knaagdieren meestal niet gerapporteerd als toegewezen aan behandelingsgroepen op basis van consistente baselinereacties binnen een eerder bepaald bereik en noch worden individuele proefpersonen geëvalueerd op basis van een consistent toegepaste reeks uitsluitingscriteria die toelaten dat baselinereacties worden gestandaardiseerd voor elke specifieke reeks studies en assays.
Hier presenteren we een alternatieve methode voor het meten van de tactiele gevoeligheid van de achterpoot van muizen na blootstelling aan Bothrops jararaca-gif met behulp van een elektronisch von Frey-apparaat (EvF). Cunha en collega's6 hebben het pionierswerk verricht in het gebruik van EvF-technieken bij knaagdieren en hebben CvF en EvF-effectiviteit systematisch vergeleken om aan te tonen dat EvF 'een gevoeliger, objectief en kwantitatief' meet van tactiele gevoeligheid in rodentenmodellen van inflammatoire pijn. Kort gezegd, bij EvF-metingen wordt een niet-hygroscopische polypropyleen von Frey-tip van uniforme diameter (0,8 mm) met geschikte stijfheid voor het te testen weefsel bevestigd aan een elektronische sonde en uitlezing die de kracht/gewicht weergeeft waarop de knaagdier zich terugtrekt van de tip. Er zijn verschillende belangrijke verschillen tussen CvF en EvF-metingen. Ten eerste is het proces van het meten van zowel baseline als experimentele reacties met behulp van EvF sterk gestroomlijnd omdat druk op de achterpoot met toenemende kracht kan worden toegepast tot er een reactie is en er is geen noodzaak om tips te veranderen zoals bij CvF; dieren brengen minder tijd door in de assaykamers en zijn daarom minder gestrest en comfortabeler tijdens een experiment. Ten tweede maakt EvF een relatieve gemakkelijke implementatie mogelijk van rationele uitsluitingscriteria voor studieproefpersonen in de vorm van bereiken van acceptabele baselinedrempels. Dit maakt standaardisatie van baselinereacties binnen en tussen behandelingsgroepen mogelijk. Ten derde wordt de reactie van een proefpersoon na een experimentele behandeling altijd vergeleken met zijn eigen individuele baselinereactie waardoor belangrijke interne controles voor metingen worden gecreëerd. Ten vierde wordt de nauwkeurigheid van de terugtrekdrempels op een hoger niveau van resolutie geregistreerd, aangezien druk continu kan worden toegepast in plaats van in incrementen beschikbaar in de vorm van gewichten van handmatige filamenten. Net als bij goed ontworpen CvF-assays, worden EvF-gebaseerde experimenten ook uitgevoerd met dezelfde onderzoeker (blind voor behandeling) die de kracht toepast en de responsgedragingen registreert. Het is belangrijk op te merken dat deze techniek tijd en inspanning vereist van de onderzoekers om interne consistentie van metingen te vestigen en vereist dat experimenten worden gepland zodat er geschikte toelagen worden gemaakt voor muizen die mogelijk moeten worden uitgesloten vanwege inconsistente baselinereacties.
Protocol
Het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Macalester College keurde alle protocollen goed. Voor deze experimenten werden 8-12 weken oude mannelijke ND4 Zwitserse muizen gebruikt.
1. Bothrops jararaca Venombereiding en injectie
- VOORZICHT: B. jararaca gif is giftig. Draag handschoenen, een masker en oogbescherming bij het hanteren van het poeder en het bereiden van oplossingen.
- Toedienen van 45 µg/kg B. jararaca gif (regime bepaald door eerdere dosis-respons experimenten) of 0,9% saline voertuig (10 µl) via intraplantaire injectie in beide achterpoten met behulp van 3/10 ml insulinespuiten met 29 G x 1/2 inch naalden. Opmerking: Afhankelijk van het experimentele ontwerp, kunnen behandelings- en controleoplossing apart in elke achterpoot worden geïnjecteerd om interne controles binnen elke proefpersoon te bieden.
2. Elektronische von Frey Apparaat Setup en bediening
- Plaats de elektronische von Frey eenheid op de sondestandaard. Zorg ervoor dat de sonde en kabel op de juiste manier zijn aangesloten op de weergave-eenheid en zet het instrument aan. Stel de uitlezing in op nul (0,00 g) in de instelmodus en plaats voorzichtig het meegeleverde testgewicht (5,00 g) op de kegel van de von Frey sonde.
- Noteer de uitlezing in een laboratorium notitieboek en herhaal deze procedure na het afronden van de test sessie. Als er een discrepantie groter is dan 0,20 g is tussen uw uitlezingen van het testgewicht vóór en na de test sessie, of als de uitlezing fluctueert zodra het testgewicht wordt toegepast, kan herkalibratie van het apparaat (door de fabrikant) nodig zijn.
- Om de onttrekkingsdrempel van de achterpoot van de muis te beoordelen, gebruik de juiste polypropyleen tip uit de set tips die bij de sonde wordt geleverd. De keuze van de tip hangt af van het weefsel dat wordt onderzocht. Stijve tips werken goed voor het minder gevoelige, taaie weefsel van de achterpoot, terwijl semi-elastische tips een betere keuze kunnen zijn voor een meer gevoelig gebied zoals de ano-genitale rand (Chatterjea, ongepubliceerd). Monteer voorzichtig de stijve tip op de kegel van de sonde.
- Om de maximaal toegepaste druk op te nemen, schakel de bedrijfsmodus van instelling naar bediening zodat de maximaal toegepaste druk op het display wordt opgeslagen. In deze modus wordt de uitlezing van de maximaal toegepaste druk op het display bewaard wanneer de sonde wordt teruggetrokken.
3. Algemene overwegingen voor de beoordeling van de onttrekkingsdrempel van de achterpoot
- Idealiter zijn twee onderzoekers nodig om de drempel voor het terugtrekken van de achterpoot (mechanische gevoeligheid) te meten met behulp van een EvF apparaat - één om het apparaat te bedienen en de metingen uit te voeren, en een andere om de opgenomen metingen te transcriberen en muizen te hanteren.
- Om vooringenomenheid te verminderen, moet de onderzoeker die het apparaat bedient blind zijn voor behandelingen en de opgenomen waarden voor de drempel voor het terugtrekken. Verder, om consistentie tussen metingen te waarborgen, moet dezelfde persoon alle baseline- en experimentele onttrekkingsdrempels beoordelen.
- Voer alle metingen uit in een rustige, temperatuur-gecontroleerde ruimte en op hetzelfde tijdstip van de dag14.
- De onderzoeker die de metingen opneemt, moet elke muis in individuele kamers van een multi-eenheidspolymethylmethacrylaat (PMMA) behuizing plaatsen die op een gaasvloerstandaard staat. Bedek de kamers met geperforeerde PMMA deksels en plaats een zwaar object erop, om te voorkomen dat muizen ontsnappen. Plaats absorberend materiaal onder de standaard om uitgescheiden afval op te vangen/verzamelen. Laat muizen 15 minuten acclimatiseren in de kamers voordat de baseline- of experimentele onttrekkingsdrempel wordt beoordeeld 6,7,10.
- De achterpoten van de muizen moeten gemakkelijk toegankelijk zijn door de openingen van de gaasvloer; plaats daarom de gaasvloerstandaard op een comfortabele hoogte op een kar met remmen of op een stabiel werkblad dat van alle kanten toegankelijk is.
- Tijdens metingen kunnen muizen afgeleid moeten worden met een voedselpellet15 geplaatst net buiten de meetkamer of een zeer licht geluid geproduceerd door kloppen of een pen langs het draadgaas van de bodem van de kamer te laten lopen vóór, maar niet tijdens, de meting. Dit induceert de muis om stil te blijven staan, waardoor de onderzoeker gemakkelijker metingen kan beginnen te nemen.
4. Baseline Beoordeling van de drempel voor het terugtrekken van de achterpoot
- De eerste set baseline metingen moet 48 uur vóór het toedienen van de behandeling worden uitgevoerd. Zet de sonde op nul bij het monteren van de stijve tip. Gebruik twee handen om de sonde langzaam te verhogen om het midden (voetzoolgebied) van de linker of rechterachterpoot te stimuleren (als beide poten dezelfde behandeling hebben ontvangen).
- Verhoog de druk geleidelijk totdat er gedefinieerde nociceptieve responsgedragingen zoals het terugtrekken van de achterpoot, het likken van de achterpoot of het springen op vier poten6,10 worden waargenomen. Instrueer de andere onderzoeker om de druk te noteren die het waargenomen gedrag heeft veroorzaakt.
- Meet de drempel voor het terugtrekken van de muis in de aangrenzende kamer. Ga door totdat u de drempels voor het terugtrekken voor elke muis eenmaal heeft beoordeeld. Herhaal nog vier keer, zodat elke muis 5x wordt gemeten zoals eerder beschreven10.
- Bereken voor elke muis de mediaan
Resultaten
Lokale toediening van B. jararaca-gif veroorzaakt veranderingen in de tactiele gevoeligheid van de achterpoot en weefseloedeem bij ND4 Swiss mannelijke muizen.
1.5 uur na toediening van 45 µg/kg B. jararaca-gif trokken ND4 Swiss mannelijke muizen hun achterpoten terug bij een druk die 3.0 g lager lag dan de baseline (Figuur 1A). De baseline terugtrekking voor alle groepen vond plaats bij ~4.5 g uitgeoefende druk; na gifbehandeling trokken experimentele muizen hun achterpoten terug bij 1-1.5 g uitgeoefende druk (gegevens niet getoond). Zoutoplossing-behandelde controlemuizen vertoonden weinig tot geen afname in de respons op druk vergeleken met de baseline op alle geteste tijdstippen. Verlaagde responsdrempels bij behandelde muizen werden duidelijk gehandhaafd na 3 en 6 uur na envenomatie (Figuur 1A) en waren na 24 uur niet meer te onderscheiden van de controles (gegevens niet getoond). De achterpoten van de envenomeerde muizen vertoonden weefseloedeem kenmerkend voor inflammatie. 1.5 uur na giftoediening waren de behandelde achterpoten, gemeten zoals eerder beschreven10, 1.5 mm dikker dan bij de baseline; het oedeem hield aan tot 3 en 6 uur (Figuur 1B). In tegenstelling hiermee vertoonden met zoutoplossing behandelde poten geen zwelling of verandering in dikte gedurende de experimentele periode. Voor het hier getoonde representatieve experiment werden in totaal 21 muizen gebruikt voor baseline-metingen en werden er 14 geselecteerd voor opname in het experiment. Deze werden toegewezen aan behandelingsgroepen zodanig dat de gemiddelde terugtrekrespons bij de baseline rond de 4.5 g lag voor elke groep als geheel.
Door B. jararaca-gif geïnduceerde veranderingen in de tactiele gevoeligheid gaan gepaard met mestceldegranulatie en neutrofieleninflux in de achterpoten van mannelijke ND4 Swiss-muizen.
Naast de verhoogde tactiele gevoeligheid en weefseloedeem hebben we ook de instroom van neutrofielen (Figuren 2A-B) en de degranulatie van mestcellen (Figuren 2C-D) beoordeeld in de achterpoten van met gif behandelde muizen versus met saline behandelde muizen. Neutrofielen zijn de eerste ontstekingscellen die vanuit de circulatie naar een laesie worden gerekruteerd en staan erom bekend dat zij inflammatoire nociceptieve responsen mediëren10,16,17. Mestcellen zijn weefselresidente sentinelcellen18 en degranulatie van mestcellen is geassocieerd met nociceptieve responsen in de achterpoot van muizen10 en de dura mater van ratten19.
Hier stelden we vast dat de influx van neutrofielen in de met gif behandelde achterpoten bijna 1.000-voudig was toegenomen in vergelijking met met zoutoplossing behandelde achterpoten (Figuur 3A), zoals geëvalueerd door het tellen van hematoxyline-eosin gekleurde 4 µm paraffine-ingebedde sagittale plantaire weefselcoupes10 die 1,5 uur na toediening van het gif werden geoogst van geëuthanaseerde muizen.
In met zoutoplossing behandelde poten bleven plantaire mestcellen in het weefsel van de achterpoot grotendeels intact of vertoonden zij milde degranulatie (Figuur 3B). In contrast vertoonden met gif behandelde achterpoten 15-20% matige en uitgebreide degranulatie van mestcellen (Figuur 3B). De hierboven beschreven weefselcoupes werden gekleurd met toluidineblauw en het aantal zichtbare korrels per waargenomen mestcel werd geteld om de degranulatiestatus vast te stellen, zoals eerder beschreven10.
Figuur 1. Lokaal B. jararaca toediening van gif veroorzaakt veranderingen in de mechanische gevoeligheid van de achterpoot en weefseloedeem bij mannelijke ND4 Swiss-muizen. Baseline-tergdrempels en de baseline-pootbreedte werden beoordeeld 48 en 24 uur vóór de intraplantaire B. jararaca gif (Bjv; 45 µg/kg) of behandeling met vehicle (zoutoplossing) (10 µl). Onttrekkingsdrempels werden beoordeeld op 1,5, 3 en 6 uur na de behandeling (A). Agemiddelde pootbreedte (gemiddelde breedte van de linker- en rechterpoot van een muis) in de midden-plantaire regio werd gemeten met een digitale schuifmaat bij baseline en vervolgens 1,5, 3 en 6 uur na de behandeling om het weefseloedeem te bepalen, zoals eerder beschreven10 (B). Significanties worden vergeleken met Sal-behandelde muizen (* = p < 0,05, ** = p < 0,01, *** = p < 0,001 respectievelijk). n = 10-11 muizen per behandelgroep. Klik hier om de afbeelding vergroot weer te geven.
Figuur 2. Door B. jararaca-gif geïnduceerde mechanische sensitiviteit gaat gepaard met mestceldegranulatie en neutrofieleninflux in de achterpoten van mannelijke ND4 Swiss muizen. 3 muizen/behandeling werden geëuthanaseerd met CO2 1,5 uur na behandeling en hun achterpoten werden geëxceerd, 24 uur bewaard in 10% formaline, overgeplaatst naar 70% ethanol, 1-2 weken gedecalcificeerd in 15% EDTA en ingebed in paraffine. Sagittale coupes van 4 µm werden gekleurd met hematoxyline-eosin (A-B) en toluidineblauw (C-D) voor respectievelijk de visualisatie van neutrofielen (A-B) en mestcellen (C-D). Beelden zijn verkregen bij 400X en 1.000X zoals geannoteerd. Klik hier om de grotere afbeelding te bekijken.
Figuur 3. Door B. jararaca-gif geïnduceerde mechanische sensitiviteit gaat gepaard met significante stijgingen in de mate van mestceldegranulatie en neutrofieleninfiltratie in de achterpoten van mannelijke ND4 Swiss-muizen. Neutrofielen en mestcellen op gekleurde weefselcoupes werden geteld met een Olympus CX21LED-microscoop. Neutrofielen werden geteld in 3 achterpoten per behandeling, van de hiel tot de tenen in aangrenzende gezichtsvelden bij een 400X vergroting (A). Mestcellen werden geteld in 3 voetkussentjes per behandeling en hun degranulatiestatus werd gescoord op basis van het aantal zichtbare granules buiten de celboundary: intact (0), mild (0-10), matig (10-20), uitgebreid (21+), zoals eerder beschreven10 (B). Om te voorkomen dat dezelfde cellen tweemaal werden geteld, gebruikten de onderzoekers die de aantallen neutrofielen en de mate van mestceldegranulatie in de coupes van de achterpoot beoordeelden een raster in het oculairretikel. Onderzoekers waren geblindeerd voor de behandelings. Significanties zijn vergeleken met Sal-behandelde muizen (* = p < 0,05, ** = p < 0,01, *** = p < 0,001 respectievelijk). n = 3 muizen per behandelingsgroep. Klik hier om de grotere afbeelding te bekijken.
Discussie
De meting van veranderingen in onttrekkingsreacties is een belangrijk hulpmiddel dat wordt gebruikt om veranderingen in de tactiele gevoeligheid te beoordelen in knaagdiermodellen van pijn en ontsteking. Hier laten we de bruikbaarheid van een elektronische von Frey-apparatuur zien om deze beoordeling uit te voeren. Er zijn verschillende voordelen aan deze techniek: i) we kunnen snel de onttrekkingsreacties op toegepaste druk beoordelen voor meerdere muizen op meerdere tijdstippen die redelijk dicht bij elkaar liggen, ii) we kunnen een enkele punt gebruiken om continue en specifieke druk toe te passen op een klein gebied van weefsel, iii) we kunnen de precieze druk die wordt toegepast om een onttrekkingsreactie te verkrijgen, nauwkeurig meten, en iv) we kunnen gemakkelijk robuuste baseline-afsnijdingen, uitsluitingscriteria en interne controles implementeren om ervoor te zorgen dat gedragsbeoordelingen zo nauwkeurig en objectief mogelijk zijn.
De cruciale stappen om de beste resultaten voor een EvF-assay te garanderen, zijn voorafgaande kalibratie van het instrument en consistente meetpraktijken. Zoals beschreven in de protocolsectie, moet het instrument met zorg worden behandeld en moet voor en tijdens het gebruik een juiste kalibratie worden gewaarborgd. Voordat er metingen worden uitgevoerd, moeten de testgewichtsmetingen worden bevestigd om een optimale machinefunctie te garanderen. Als de metingen significant fluctueren of als de testgewichtsmetingen niet nauwkeurig zijn, moet de fabrikant onmiddellijk worden gecontacteerd om het apparaat te kalibreren. Met dit in gedachten is het raadzaam om, indien mogelijk, een reserve elektronische von Frey-apparatuur te hebben, zodat tijdgevoelige experimenten niet worden gecompromitteerd door een onverwachte behoefte aan kalibratie van het instrument. Verder moet een enkele, goed getrainde onderzoeker alle baseline- en experimentele metingen voor een bepaalde studie of serie experimenten uitvoeren, terwijl hij geblinddoekt blijft voor de behandelingsgroepen. Muizen moeten worden geëvalueerd in een rustige ruimte, gehouden op een constante temperatuur, geacclimatiseerd aan de EvF-kamers gedurende ten minste 15 minuten, maar niet langer dan noodzakelijk in de kamer worden vastgehouden (vooral als er binnen één dag meerdere metingen worden uitgevoerd) om stress en gedragsvariaties veroorzaakt door ongemak te minimaliseren.
EvF-metingen bieden aanzienlijke verbeteringen ten opzichte van de bestaande CvF-technieken. Onderzoekers kunnen continue druk toepassen en hoeven niet te schakelen tussen punten van verschillende gewichten zoals bij CvF-filamentexperimenten6. Dit leidt tot minder prikken op het weefsel, wat vooral relevant is in het geval van ontstoken of gewond weefsel. De precieze druk waarbij onttrekking optreedt, kan worden gemeten in plaats van de 50% onttrekkingsmetingen die ook worden beperkt door de beschikbare filamentgewichten die worden gebruikt in CvF-metingen13. Omdat rationele en uniforme uitsluitingscriteria kunnen worden geïmplementeerd (zoals hierboven besproken), kunnen muizen aan experimentele groepen worden toegewezen, zodat alle groepen aan het begin van het experiment vergelijkbare gemiddelde baselines hebben. EvF-metingen beoordelen de veranderingen in gedragsreactie op een bepaalde stimulus en niet de absolute reacties zelf. Daarom wordt de verandering in nociceptieve reactie van elke muis gemeten als het verschil tussen zijn individuele experimentele en baseline-onttrekkingen, waardoor interne controles worden geboden voor elke uitgevoerde meting.
Misschien is de belangrijkste beperking van EvF dat, net als bij zijn handmatige tegenhanger, dezelfde onderzoeker alle metingen voor een bepaalde serie baseline- en experimentele metingen moet uitvoeren. Dit maakt het opschalen van de techniek uitdagend vanuit het oogpunt van tijd, personeel en apparatuur. We vinden dat ongeveer 20 muizen tegelijk (afhankelijk van de configuratie van de assaykamers) kunnen worden gemeten in 30-45 minuten of minder op meerdere tijdstippen, op voorwaarde dat er minimaal 45 minuten tussen de metingen zijn. Een gerelateerde overweging in dit opzicht is de leercurve van individuele experimenteerders. Interne consistentie moet worden vastgesteld voordat een individuele onderzoeker een grootschalig experiment kan beginnen en dit vereist vele uren gewijde oefening met herhaalde baseline-responsmetingen totdat de gewenste consistentie is bereikt. Bovendien impliceert het gebruik van baseline-afsnijdingen dat niet alle muizen die voor een experiment zijn gebaselined, kunnen worden opgenomen; we constateren dat 25-30% van de muizen die per experiment zijn gebaselined, doorgaans worden uitgesloten.
Wat betreft aanpassingen en toekomstige toepassingen, voegen EvF-gedragsmetingen een krachtige dimensie toe aan een breed scala aan ontstekingsmodellen om gelijktijdige acute en/of chronische pijn te analyseren die onderliggende inflammatoire pathologieën kunnen zijn. Bij vergiftiging vonden we dat uitgesproken, snel optredende veranderingen in de tactiele gevoeligheid gepaard gingen met de verwachte uitkomsten van weefselzwelling, leukocytenrekrutering en mastceldegranulatie in de achterpoten van ND4-mannelijke muizen. Deze bevindingen bevestigen eerdere waarnemingen over de bijdragen van mastcelmediatoren aan thermische gevoeligheid bij ratten20 en mechanische gevoeligheid geïnduceerd door B. jararaca-gif in ND4 Zwitserse muizen gemeten met behulp van CvF21. Het EvF-protocol kan gemakkelijk worden aangepast voor gebruik op andere weefsels dan de achterpoot bijv. buik7 en anogenitale rand8 waar CvF momenteel wordt gebruikt. Knaagdiermodellen van allergieën, wondgenezing, neuropathieën en andere pathologieën kunnen gemakkelijk worden aangepast om metingen van mechanische gevoeligheid in weefsels op te nemen, inclusief en buiten de achterpoot.
Kortom, EvF is een nuttige en effectieve techniek die een klassieke benadering van pijnmeting bij knaagdieren bijwerkt en een belangrijk nieuw hulpmiddel is bij het onderzoeken van de complexe onderliggende mechanismen van pijn in een breed scala aan ziektemodellen.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen te onthullen.
Dankbetuigingen
NIH R15 NS067536-01A1 (aan DC) en de Macalester College Wallace Research Fund (aan DC) ondersteunden deze studies. De Macalester College Bibliotheek ondersteunde de open access publicatie van dit artikel. Daarnaast danken we huidige en voormalige leden van het Chatterjea lab voor hun steun.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| ND4 Swiss male mice | Harlan | 0-32 | Muizen die hier werden gebruikt, waren 8-12 weken oud en werden gehuisvest en gebruikt volgens de IACUC-richtlijnen van Macaleter College. |
| 3 ml/100 Insuline spuit met 29 G 1/2 inch naald | BD | BD309301 | Na elk gebruik in de juiste container weggooien. |
| B. jararaca gif | Sigma | V5625 | VOORZICHTIG: Giftige stof. Draag oog- en huidbescherming. Oplossen in steriele 0,9% zoutoplossing. |
| Elektronisch von Frey apparaat; sonde = 90 g bereik | IITC | 2394 | Verplaats voorzichtig en zorg ervoor dat het altijd horizontaal is. Om de sonde op nul te zetten, drukt u op "Program" en "Clear". Om van setup naar gebruiksmodus te schakelen, drukt u op "Function" (voor "MH" aflezing) of "MAX". |
| Gaasstandaard + PMMA kamers | IITC | 410 | Plaats op een stabiel tafelblad of een kar met vier wielen om toegang tot alle kanten te hebben. |
| Elektronische von Frey stijve tips alleen, 90 g bereik | IITC | 2390 | n/a |
Referenties
- Meetoo, D. Chronic diseases: the silent global epidemic. Br J Nurs. (21), 17-21 (2008).
- Goldberg, D. S., McGee, S. J. Pain as a global public health priority. BMC Public Health. 11, 770 (2011).
- Woolf, C. J. What is this thing called pain. J. Clin. Invest. 120 (11), 3742-3744 (2010).
- Sandkühler, J. Models and mechanisms of hyperalgesia and allodynia. Physiol. Rev. 89 (2), 707-758 (2009).
- Ren, K., Dubner, R. Interactions between the immune and nervous systems in pain. Nat. Med. 16 (11), 1267-1276 (2010).
- Cunha, T. M., et al. An electronic pressure-meter nociception paw test for mice. Braz. J. Med. Biol. Res. 37 (3), 401-407 (2004).
- Rudick, C. N., Bryce, P. J., Guichelaar, L. A., Berry, R. E., Klumpp, D. J. Mast Cell-Derived Histamine Mediates Cystitis Pain. PLoS ONE. 3, (2008).
- Farmer, M. A., et al. Repeated vulvovaginal fungal infections cause persistent pain in a mouse model of vulvodynia. Sci. Transl. Med. 3 (101), (2011).
- Parada, C. A., Tambeli, C. H., Cunha, F. Q., Ferreira, S. H. The major role of peripheral release of histamine and 5-hydroxytryptamine in formalin-induced nociception. Neuroscience. 102 (4), 937-944 (2001).
- Chatterjea, D., et al. Mast cell degranulation mediates compound 48/80-induced hyperalgesia in mice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 425, 237-243 (2012).
- Oliveira, S. M., et al. Involvement of mast cells in a mouse model of postoperative pain. Eur. J. Pharmacol. 672 (1-3), 88-95 (2011).
- Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J. Neurosci. Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
- Akunne, H. C., Soliman, K. F. Serotonin modulation of pain responsiveness in the aged rat. Pharmacol. Biochem. Behav. 48 (2), 411-416 (1994).
- Detloff, M. R., Fisher, L. C., Deibert, R. J., Basso, D. M. Acute and chronic tactile sensory testing after spinal cord injury in rats. J. Vis. Exp. (62), (2012).
- Cunha, T. M., et al. Crucial role of neutrophils in the development of mechanical inflammatory hypernociception. J Leukoc. Biol. 83 (4), 824-832 (2008).
- Lavich, T. R., et al. Neutrophil infiltration is implicated in the sustained thermal hyperalgesic response evoked by allergen provocation in actively sensitized rats. Pain. (1-2), 125-121 (2006).
- Galli, S. J., et al. Mast cells as "tunable" effector and immunoregulatory cells: recent advances. Annu. Rev. Immunol. 23, 749-786 (2005).
- Levy, D., Burstein, R., Kainz, V., Jakubowski, M., Strassman, A. M. Mast cell degranulation activates a pain pathway underlying migraine headache. Pain. 130 (1-2), 166-176 (2007).
- Bonavita, A. G., et al. Contribution of mast cells and snake venom metalloproteinases to the hyperalgesia induced by Bothrops jararaca venom in rats. Toxicon. 147 (8), 885-893 (2006).
- Zychar, B. C., Dale, C. S., Demarchi, D. S., Gonçalves, L. R. Contribution of metalloproteases, serine proteases and phospholipases A2 to the inflammatory reaction induced by Bothrops jararaca crude venom in mice. Toxicon. 55 (2-3), 227-234 (2010).
Herprints en machtigingen
