Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Voorbijgaande expressie van eiwitten door Hydrodynamic Gene Levering in Muizen

28.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/51481

⸱

5 mei 2014

 , 
1Department of Biological Sciences, Hunter College, CUNY

In dit artikel

Samenvatting

In vivo transfectie van naakt DNA door hydrodynamische gen delivery introduceert genen in het weefsel van een dier met minimale ontstekingsreactie. Voldoende hoeveelheden genproduct zodanig dat gen functie en regulering en eiwitstructuur en functie kunnen worden geanalyseerd gegenereerd.

Samenvatting

Efficiënte expressie van transgenen in vivo is van cruciaal belang bij het ​​bestuderen van genfunctie en het ontwikkelen van behandelingen voor ziekten. In de afgelopen jaren heeft hydrodynamische genaflevering (HGD) ontpopt als een eenvoudige, snelle, veilige en effectieve methode voor het leveren van transgenen in knaagdieren. Deze techniek is gebaseerd op de kracht die door de snelle injectie van een groot volume van fysiologische oplossing om de permeabiliteit van celmembranen van geperfundeerde organen te vergroten en daarmee leveren van DNA in cellen. Een van de belangrijkste voordelen van dysplasie is de mogelijkheid om transgenen te introduceren in zoogdiercellen met naakt plasmide DNA (pDNA). Het introduceren van een exogeen gen met behulp van een plasmide is minimaal moeizaam, zeer efficiënte en, in tegenstelling tot virale dragers, opmerkelijk veilig. HGD werd aanvankelijk gebruikt om genen in muizen, wordt nu gebruikt om een ​​breed scala van stoffen, waaronder oligonucleotiden, kunstmatige chromosomen, RNA, eiwitten en kleine moleculen in muizen, ratten leverenen, in beperkte mate, andere dieren. Dit protocol beschrijft HGD in muizen en richt zich op drie belangrijke aspecten van de methode die kritisch zijn voor het uitvoeren van de procedure met succes zijn: correct inbrengen van de naald in de ader, het volume van de injectie en de snelheid van levering. Voorbeelden worden gegeven aan de toepassing van deze werkwijze tonen voor de transiënte expressie van twee genen die uitgescheiden, primaat-eiwitten coderen, apolipoproteine ​​LI (APOL-I) en haptoglobine-verwant eiwit (HPR).

Inleiding

Sinds de eerste beschrijving van Liu et al.. En Zhang et al.., Hydrodynamische genaflevering (HGD) is uitgegroeid tot een waardevol instrument voor het bestuderen van gen-functie in knaagdier modelsystemen 1, 2. De techniek omvat de snelle injectie (5-7 seconden) van een groot volume (8-12% lichaamsgewicht) oplossing in de staartader van muizen om de opname van plasmide DNA door de cellen van doelorganen 1, 2 vergemakkelijken. Deze omstandigheden leiden tot sterke genexpressie in de lever en minder genexpressie in de nieren, milt, long en hart.

Injectie van 10 ug pCMV-lacZ plasmide transfecteren maar liefst 40% van hepatocyten, waardoor dysplasie de meest efficiënte, niet-virale, in vivo gentherapie methode tot heden 1. In tegenstelling tot de virale dragers, pDNA is gemakkelijk te bereiden, niet een immuunrespons in het knaagdier gastheer 3 uitlokken en geen risico voor de gezondheid kunnen opleveren doordat recombineren met eindogenous virussen. Bovendien, omdat de DNA-moleculen door dysplasie geleverde niet verpakking nodig is deze werkwijze geschikt voor de levering van bacteriële kunstmatige chromosomen (BAC) zo groot als 150 kb 4. Andere soorten moleculen die door een hydrodynamisch werkwijze zijn geleverd omvatten RNA 5-10, morpholinos 11, eiwitten 12, 13 en andere kleine moleculen 12, 14. De voor-en nadelen van HGD opzichte van andere aflevering methoden zijn in uitstekende recensies besproken in de literatuur 15-20 en een aantal auteurs hebben een gedetailleerde beschrijving van de procedure 21-23.

Introductie van transgenen in muizen door HGD is veilig en effectief 1-3, 24 en de methode is gebruikt bij ratten met een vergelijkbaar succes 25. Bij bepaalde wijzigingen, proof-of-concept-experimenten zijn uitgevoerd bij kippen 26, rab uitgevoerdDe bits 27 en 28 varkens, hoewel de in vivo toepassing van deze techniek in grotere dieren blijft een uitdaging. Deze meetmethode, een gemeenschappelijke beperking is dat veel van de beschikbare zoogdierlijke expressievectoren niet de componenten tot een blijvende, hoge genexpressie. Met een pCMV-Luc plasmide genexpressie in de doelorganen is merkbaar vanaf tien minuten na HGD echter de aanvankelijk, hoog expressieniveau daalt scherp in de eerste week na injectie 1. Langdurige transgenexpressie is mogelijk, afhankelijk van de promotor en intron gebruikt in plasmide design 3, 24 echter, het onderhoud van high-level genexpressie vereist vaak herhaalde injecties. Daarom kan dysplasie minder geschikt chronische ziekten die het gevolg zijn van langdurige blootstelling aan schadelijke eiwitten of producten bestuderen. Met deze beperkingen, HGD is een uitzonderlijk krachtig hulpmiddel voor het bestuderen van de potentieel rol van een gen en het effect ervan mutanten in vivo, evenals de therapeutische effecten en regulatie van eiwitten en de vaststelling van diermodellen van de ziekte (zie voor 15). Bijvoorbeeld kan dysplasie worden gebruikt om functie aan domeinen en aminozuren van eiwitten door afzonderlijk introduceren verschillende genconstructen in muizen die de respectieve genen uitgeschakeld. Verder kan deze techniek worden gebruikt in elke muizenstam.

Dit protocol beschrijft HGD in muizen met een focus op de technische aspecten die nodig zijn om een ​​succesvolle transfectie bereiken: de juiste naald inbrengen in de ader, injectie volume en de snelheid van levering. De toepassing van deze methode wordt gedemonstreerd in een muismodel van Afrikaanse trypanosomiasis, een fatale ziekte bij mensen en dieren 29, 30. Terwijl verschillende soorten trypanosomen veroorzaken ziekte bij vee, kunnen de meeste niet ziekte veroorzaken bij de mens als gevolg van immuuncomplexen aangeboren blood genoemd trypanosome lytische factoren (TLFs) 29, 31, 32. Deze porievormende, high-density lipoproteïnen (HDL) bevat twee unieke, primaat-eiwitten. HPR, het ligand, die de opname van TLFs in trypanosomen vergemakkelijkt en APOL-I, de lytische component 31, 33-38 Trypanosoma brucei rhodesiense is in staat om mensen te besmetten als gevolg van de expressie van een serum-resistentie geassocieerde eiwit (SRA) dat bindt aan en neutraliseert de menselijke APOL-I 34, 39. Baviaan TLF wordt niet geneutraliseerd door SRA vanwege de uiteenlopende APOL-I-eiwit 40. Zoals eerder gemeld, met een zoogdierexpressievector (pRG977), transgene expressie van baviaan TLF componenten in muizen bescherming biedt tegen humane infecties trypanosomen 40. De representatieve hier gepresenteerde gegevens demonstreren hoe hydrodynamische gentherapie worden toegepast om de therapeutische werking van een eiwit te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten die hier beschreven werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van Hunter College, City University van New York.

1. Bereiding van endotoxinen plasmide-DNA

  1. Sla een kolonie van bacteriën die het gen van belang in een zoogdierlijke expressievector van een vers uitgestreken selectieve plaat.
  2. Volg de aanbevelingen in het handboek van een commercieel verkrijgbare endotoxinevrij plasmidezuivering kit voor het kweken en oogsten van bacteriën.
  3. Zuiver het endotoxine vrij plasmide-DNA van bacteriële cellen door de protocol van een commercieel verkrijgbare endotoxinen plasmide zuiveringskit.
  4. Gebruik endotoxine-vrij plastic ware en handvat DNA met zorg om ervoor te zorgen dat endotoxine wordt niet opnieuw ingebracht in het DNA-monster na de verwijdering stap.
  5. Meet de concentratie van endotoxine vrij plasmide-DNA door het bepalen van de absorptie bij 260 nm met behulp van een MICRo-volume UV spectrofotometer zoals hieronder beschreven of standaard-kuvet gebaseerde spectrofotometer.
    1. Maak de onderste en bovenste optische oppervlakken van de micro spectrofotometer monster retentie systeem als volgt. Pipetteer 1 ui schoon gedemineraliseerd water op de onderste optische systeem. Sluit de hendel arm en tik er een paar keer naar de bovenste optische systeem baden, open vervolgens de hendel en maak hem schoon met een tissue.
    2. Open de software van de micro spectrofotometer en selecteer de nucleïnezuren module.
    3. Plaats 1 ui schoon gedemineraliseerd water op de onderste optische systeem, laat de hendel arm en selecteer "initialiseren" van het programma software. Zodra de initialisatie is voltooid, schoon beide optische oppervlakken met een tissue ..
    4. Voer blanco meting door het laden 1 ui endotoxinen TE-buffer (10 mM Tris-Cl, pH 8,0, 1 mM EDTA) en "leeg" te selecteren in het programma software. Zodra blanco meting is gedaan, schoon beide optische oppervlakken met eenweefsel.
    5. Voer monster meting door het laden van 1 pl van endotoxine-vrij DNA-monster en te kiezen voor "meten" van het programma software. Noteer de DNA-concentratie. Beoordelen DNA zuiverheid door het opnemen van de absorptie verhouding 260/280 nm die op het scherm verschijnt. Aangezien het gebruik van zuiver DNA (260/280 verhouding van 1,8) voor dysplasie is zeer wenselijk, vermijd het gebruik van een DNA-monster met een 260/280 ratio onder 1.7. Zodra de meting is gedaan, schoon beide optische oppervlakken met een tissue.

2. Wegen van muizen

  1. Mark muizen in een wijze van de stam. Opmerking: het markeren van de staart wordt niet aanbevolen voor deze procedure.
    1. Mark muis soorten die witte vacht (bv. Zwitserse Webster) hebben op hun rug met een zwarte stift. Reapply merken na verloop van tijd als nodig is.
    2. Mark muis soorten die zwarte vacht (bv. C57BL / 6) hebben op het gehoor ponsen meerdere dagen van tevoren.
  2. Weeg muizen individuatielly door ze voorzichtig te plaatsen in een dier met een gewicht van pan of emmer geplaatst op een digitale laboratorium balans. Noteer het gewicht van elke muis gebruikt in het experiment, de dag van het experiment.

3. Bereiding van spuiten

  1. Bereiding van de injectie mix
    1. Bereken de hoeveelheid DNA die nodig is door uitgaande 5-50 ug endotoxinen plasmide DNA voor het injecteren van elke muis.
      1. Bepaal de optimale hoeveelheid plasmide DNA experimenteel.
      2. Bij het bepalen van de hoeveelheid DNA vereist veronderstellen injectie van een extra muizen per groep, zoals een goede plaatsing van de injectiespuiten zal extra injectie mix nodig. Om berekeningen te helpen, overweeg het volgende voorbeeld: injecteren 4 experimentele en 4 controle muizen, elk met een gewicht van 25 g, met 50 ug plasmide DNA per muis. Om de hoeveelheid DNA moeten in dit geval bepalen rekenen met 5 muizen per groep: 5 x 50 ug = 250 pg DNA nodig voor elke groep.
    2. Bepaal de hoeveelheid zoutoplossing (0,9% natriumchloride) nodig door aan te nemen 10% van het lichaamsgewicht voor de injectie van elke muis.
      1. Volgens het bovenstaande voorbeeld, injecteer elk 25 g muis met 50 ug plasmide DNA in 2,5 ml zoutoplossing (2,5 g oplossing).
      2. Bij het bepalen van de hoeveelheid zoutoplossing die voor een hele groep muizen, nemen injectie van een extra muis per groep zorgen voor een goede plaatsing van de spuiten. Gezien het experiment gegeven Bereken de hoeveelheid zout die nodig is voor 5 muizen in elke groep: 5 x 2,5 ml = 12,5 ml zoutoplossing per groep (of 25 ml totaal). Opmerking: Als muizen binnen dezelfde groep zijn niet hetzelfde gewicht (meer dan 10% verschil in lichaamsgewicht), bereiden injectie mengt apart.
    3. Gebruik conserveermiddel-en endotoxine-vrij, steriele zoutoplossing die is goedgekeurd voor menselijk gebruik, in 10 ml, meervoudig gebruik flesjes.
    4. Met behulp van een 20-gauge naald (0,9 mm x 25 mm) bevestigd aan een luer-lock tip van een spuit 20 ml,de vloeistof uit zoute flacons trekken en leeg het spuiten in een 50 ml conische buis. Om nauwkeurige pipetteren zoutoplossing helpen tijdens de bereiding van het DNA-zoutoplossing voor injectie mengsels verzamel zouter dan nodig voor het injecteren van alle muizen in het experiment. Voor bovenstaand experiment, trekken zoutoplossing van 3, 10 ml flesjes (in totaal ongeveer 30 ml), zelfs indien de berekende hoeveelheid zout die nodig is voor het experiment slechts 25 ml.
    5. Pipetteer de berekende hoeveelheid DNA in een andere 50 ml conische buis. Verzorgen de zijkant van de buis niet aan te raken met de pipet lichaam om introductie van endotoxine voorkomen. Volgens het voorbeeld, pipet 250 ug controle en 250 ug experimentele plasmide DNA in afzonderlijke conische buizen.
    6. Voeg de vereiste hoeveelheid zoutoplossing om het DNA met behulp van een serologische pipet. Gezien de monster experiment pipet 12,5 ml zoutoplossing om alle mastermengsels (experimentele en controle).
    7. Laat alle oplossingen te bereikenkamertemperatuur voorafgaand aan injectie.
  2. Bereiding van spuiten
    1. Voor elke muis, vult een steriele 3 ml, luerlockspuit met het DNA-zout mengsel met een steriele 20-gauge naald (0,9 mm x 25 mm). Zorg om luchtbellen te voorkomen. Gebruik groter volume spuiten het debiet van de injectie niet goed kan worden gecontroleerd, en het is moeilijk om grotere spuiten manipuleren met een hand. Verwijder overtollig DNA-zout mengsel terug in de conische buis kan worden hergebruikt.
    2. Zet de naald in een steriele, 27-gauge naald. Vul de naald met vloeistof volledig zonder de invoering van luchtbellen. Het volume van de DNA-zout mengsel, berekend op basis van het gewicht van de muis.
    3. Sta niet toe dat de afgetopte naald aan een niet-steriel oppervlak aanraakt. Indien nodig, naalden opnieuw kunnen worden afgedekt met behulp van de eenhandige techniek: plaats de dop op een vlakke ondergrond, steek de naald, zonder vast te houden aan de dop met de andere hand en druk op de beschermde naaldtegen een stevig voorwerp om de dop te beveiligen op de naald. De spuiten zijn nu klaar voor-staart ader injecties.

4. Hydrodynamische DNA levering

  1. Merk op dat verlamming muizen levensvatbaar kan verminderen. Vermijd het uitvoeren van HGD in een kamer die is te koud, want dit zal ook levensvatbaarheid verminderen. Als de kamer heeft een omgevingstemperatuur van 20 ° C of bij gebruik van verdoving, plaatst de muizen op een verwarming pad ingesteld op 37 ° C na de procedure tot verlies van dieren te voorkomen. Bij gebruik van anesthesie, ervoor zorgen dat de mond en neus van de muis zijn vrij, terwijl op de warmte pad en let op de muis totdat hij volledig is hersteld. Geen voedsel of water niet onthouden van de muizen voorafgaand aan de HGD.
  2. Verwarm de muizen om de bloedvaten te verwijden.
    1. Plaats de muis kooi (met beddengoed inclusief) een warmte pad gedurende 5 minuten, zodat de temperatuur van de bedden ongeveer 38-39 ° C. De temperatuur moet laag genoeg zijn om de muizen op de warmte pad te houden voor een wordenverlengde periode.
    2. Als alternatief kunt u de muis in een toegang dorsale restrainer minimale beperking. Warm de staart van de muis gedurende 1 minuut door het voorzichtig vast te houden met een stuk gaas bevochtigd in warm water. Laat muis herpositioneren indien nodig. Veeg de staart met een tissue om te drogen.
    3. Als alternatief warm muis door het plaatsen van de kooi onder een warmtelamp voor niet meer dan 2 minuten. Bij gebruik van een warmtelamp, voorzichtig om oververhitting van de muis te voorkomen.
  3. Groot-volume staartaderinjectie
    1. Immobiliseren een dorsale toegang restrainer op een plat oppervlak door laboratorium tape.
    2. Houden bij de staart, plaatst u de muis voorzichtig in de restrainer en steek de stekker. Gebruik slechts beperking als nodig om de staart houden geïmmobiliseerd. Zorg ervoor dat de muis vrij kan ademen.
    3. Als de muis is in grote nood verkeren op enig moment tijdens de procedure, verwijdert u de muis uit de restrainer onmiddellijk en laat het rusten.
    4. Plaats de muis zoeen van de laterale caudale aderen zichtbaar is. Zoek de laterale caudale aderen door te kijken recht naar beneden aan de achterkant van de muis: de rode lijn in het midden van de staart is een slagader, terwijl de blauwe lijnen aan weerszijden van de staart zijn de laterale caudale aderen.
    5. Veeg de staart van de muis grondig met een alcoholdoekje.
    6. Met behulp van de niet-injecterende hand de staart strak tussen de wijs-en middelvinger, zodat de staart loopt onder de wijsvinger, over het midden en de derde vingers en onder de pink. Laat de duim om vrij te bewegen blijven. (Figuur 1A)
    7. Gebruik Anderzijds veeg het gebied opnieuw te worden geïnjecteerd met een alcohol. Laat gebied droog is.
    8. Pak de geladen spuit met het injecteren met de hand en houd hem bij het vat tussen de duim en de andere vier cijfers. Niet vasthouden aan de zuiger.
    9. Plaats de spuit parallel aan de staart met de naald naar het lichaam van de muis ende schuine (schuine rand) van de naald naar boven.
    10. Steek de naald in de staart ader. Ga door met de injectie indien de ader juist bevindt, die blijkt uit de naald glijdt zonder weerstand. Merk op dat de diepte van de naald inbrengen is een kwestie van persoonlijke voorkeur is echter volledig inbrengen niet aanbevolen vanwege een verhoogd risico op het scheren van de ader. Vermijd het verplaatsen van de naald.
    11. Met de duim van de staart die hand, sluiten op de naaf van de naald en druk hub tegen de staart om de naald in positie te houden. Geen overmatige druk toe te passen en niet vasthouden naald as, omdat deze de doorstroming van de vloeistof in de ader belemmeren. Houd de staart met de wijsvinger losjes op dit punt dus als injectie (Figuur 1A) niet belemmeren.
    12. Re-positie van de spuit die hand zodat de wijsvinger en middelvinger zijn bedrijf op de flens en de duim op het uiteinde van de zuiger (Figure 1A).
    13. Aandrukt zuiger in een continue beweging en injecteer het volledige volume van de vloeistof in 6-8 sec.
    14. Verwijder de naald uit ader en het bloeden te stoppen door het toepassen van lichte druk op de staart met een tissue.
    15. Verwijder de muis uit de restrainer en plaats muis in een herstel kooi geplaatst op de top van een verwarmingselement (strooisel moet 37-38 ° C zijn). Als de injectie kamer koud, deze stap is essentieel voor muizen overleven. Vasthouden aan de staart van de muis tot bloeden stopt helemaal.
    16. Let op de muis gedurende 1 uur na hydrodynamische DNA levering. Een eerste periode van hijgen en immobiliteit is normaal te wijten aan de tijdelijke aritmie veroorzaakt door HGD maar zorg ervoor dat de muis toont tekenen van herstel in ongeveer 5 minuten. Als de ademhaling van de muis wordt zeer ondiep, zachtjes masseren van de buik van de muis om de ademhaling te vergemakkelijken. Merk op dat percentage herstel kan enigszins worden beïnvloed door de muis stam.
    17. Return muistot huisvesting kooi en ervoor zorgen dat de muis heeft een overvloedig aanbod van voedsel en water.
  4. Groot-volume staartaderinjectie behulp van een alternatieve positie van de hand
    1. Plaats de muis in de restrainer en voor te bereiden voor injectie door de stappen 4.3.1 tot 4.3.5, zoals eerder beschreven.
    2. Rest de niet-injecterende hand op een vlakke ondergrond met vier vingers gebogen in een hoek van negentig graden. De vingers (alle behalve duim) dient tegen elkaar, waardoor een platform. Houd de staart van de muis tussen de duim en de wijzende vinger (Figuur 1B).
    3. Gebruik Anderzijds veeg het gebied opnieuw te worden geïnjecteerd met een alcohol. Laat gebied droog is.
    4. Pak spuit met het injecteren met de hand en houd hem bij de flens en het einde van de plunjer, klaar voor injectie.
    5. Voltooi de procedure door het volgen van dit protocol uit stap 4.3.9 tot en met stap 4.3.17, zoals eerder beschreven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Correcte plaatsing van de naald in de staartader van de muis (zoals getoond in figuur 1) is een voorwaarde voor het succesvol leveren van een transgen door hydrodynamica gebaseerde transfectie. Vaak is de meest uitdagende gedeelte van de techniek is echter de retentie van de naald in de staartader zonder beweging, zodat het gehele volume van de injectie binnen 6-8 s kan worden geleverd. Kleine fouten tijdens het injectieproces kan resulteren in sterk verminderde efficiëntie transfectie en eiwitexpressie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Wanneer correct uitgevoerd, HGD is een opmerkelijk veilige en effectieve manier van transgene levering. De kritische stappen succesvolle dysplasie zijn: 1) het leveren van de juiste hoeveelheid DNA in een groot volume zoutoplossing voertuig 2) in de staartader van de muis 3) in minder dan 8 seconden.

Hoewel het proces van de injectie zelf onmiskenbaar vereist enige handigheid, het succes van deze zes-tweede procedure ligt vaak in een zorgvuldige voorbereiding van het experiment. De hoeveelhe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.

Dankbetuigingen

Wij danken Xia Liu (Regeneron Pharmaceuticals) voor initieel onderwijs ons de HGD techniek en Dr Russell Thomson (Albert Einstein College of Medicine) zijn continue begeleiding in de verschillende aspecten van de technologie. Dit werk werd gefinancierd door Hunter College, CUNY opstarten fondsen en NSF Brood award IOS-1249166. Wij danken de NYULMC Histopathology Core NYUCI Support Grant, NIH / NCI 5 P30CA16087-31 voor histologie op de muis levers.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alcohol Prep WipeWebcol6818
AST kit, Amplite ColorimetricAAT Bioquest13801
Conical Tube, 50 mlBD Falcon352070
EndoFree Plasmid Maxi KitQiagen12362
KimWipesKIMTECH34120
Mouse Tail IlluminatorBraintree ScientificMTI RSTOf gelijkwaardig
Needle, 20 Gx 1 (0.9mmx25mm)BD305175
Needle, 27 Gx 1/2 (0.9mmx25mm)BD305109
pRG977 (mammalian expression vector)Regeneron PharmaceuticalsMaterial Transfer Agreement vereist
Sodium Chloride, 0.9% INJ USP 10 ml, Hospira FisherNC9054335
Syringe, 3ml, Luer-Lok TipBD309657Luer Lock noodzakelijk om de druk van HGD te weerstaan

Referenties

  1. Liu, F., Song, Y., Liu, D. Hydrodynamics-based transfection in animals by systemic administration of plasmid DNA. Gene Ther. 6, 1258-1266 (1999).
  2. Zhang, G., Budker, V., Wolff, J. A. High levels of foreign gene expression in hepatocytes after tail vein injections of naked plasmid DNA. Hum Gene Ther. 10, 1735-1737 (1999).
  3. Miao, C. H., Thompson, A. R., Loeb, K., Ye, X. Long-term and therapeutic-level hepatic gene expression of human factor IX after naked plasmid transfer in vivo. Mol Ther. 3, 947-957 (2001).
  4. Magin-Lachmann, C., et al. In vitro and in vivo delivery of intact BAC DNA -- comparison of different methods. J Gene Med. 6, 195-209 (2004).
  5. Chang, J., Sigal, L. J., Lerro, A., Taylor, J. Replication of the human hepatitis delta virus genome Is initiated in mouse hepatocytes following intravenous injection of naked DNA or RNA sequences. J Virol. 75, 3469-3473 (2001).
  6. Giladi, H., et al. Small interfering RNA inhibits hepatitis B virus replication in mice. Mol Ther. 8, 769-776 (2003).
  7. Kobayashi, N., et al. Vector-based in vivo RNA interference: dose- and time-dependent suppression of transgene expression. J Pharmacol Exp Ther. 308, 688-693 (2004).
  8. Layzer, J. M., et al. In vivo activity of nuclease-resistant siRNAs. Rna. 10, 766-771 (2004).
  9. McCaffrey, A. P., et al. RNA interference in adult mice. Nature. 418, 38-39 (2002).
  10. McCaffrey, A. P., et al. Determinants of hepatitis C translational initiation in vitro, in cultured cells and mice. Mol Ther. 5, 676-684 (2002).
  11. McCaffrey, A. P., Meuse, L., Karimi, M., Contag, C. H., Kay, M. A. A potent and specific morpholino antisense inhibitor of hepatitis C translation in mice. Hepatology. 38, 503-508 (2003).
  12. Zhang, G., et al. Hydroporation as the mechanism of hydrodynamic delivery. Gene Ther. 11, 675-682 (2004).
  13. Kobayashi, N., Kuramoto, T., Yamaoka, K., Hashida, M., Takakura, Y. Hepatic uptake and gene expression mechanisms following intravenous administration of plasmid DNA by conventional and hydrodynamics-based procedures. J Pharmacol Exp Ther. 297, 853-860 (2001).
  14. Kobayashi, N., Nishikawa, M., Hirata, K., Takakura, Y. Hydrodynamics-based procedure involves transient hyperpermeability in the hepatic cellular membrane: implication of a nonspecific process in efficient intracellular gene delivery. J Gene Med. 6, 584-592 (2004).
  15. Bonamassa, B., Hai, L., Liu, D. Hydrodynamic gene delivery and its applications in pharmaceutical research. Pharm Res. 28, 694-701 (2011).
  16. Al-Dosari, M. S., Gao, X. Nonviral gene delivery: principle, limitations, and recent progress. Aaps J. 11, 671-681 (2009).
  17. Gao, X., Kim, K. S., Liu, D. Nonviral gene delivery: what we know and what is next. Aaps J. 9, (2007).
  18. Herweijer, H., Wolff, J. A. Gene therapy progress and prospects: hydrodynamic gene delivery. Gene Ther. 14, 99-107 (2007).
  19. Kobayashi, N., Nishikawa, M., Takakura, Y. The hydrodynamics-based procedure for controlling the pharmacokinetics of gene medicines at whole body, organ and cellular levels. Adv Drug Deliv Rev. 57, 713-731 (2005).
  20. Al-Dosari, M. S., Knapp, J. E., Liu, D. Hydrodynamic delivery. Adv Genet. 54, 65-82 (2005).
  21. Bell, J. B., et al. Preferential delivery of the Sleeping Beauty transposon system to livers of mice by hydrodynamic injection. Nat Protoc. 2, 3153-3165 (2007).
  22. Osorio, F. G., de la Rosa, J., Freije, J. M. Luminescence-based in vivo monitoring of NF-kappaB activity through a gene delivery approach. Cell Commun Signal. 11, (2013).
  23. Knapp, J. E., Liu, D. Hydrodynamic delivery of DNA. Methods Mol Biol. 245, 245-250 (2004).
  24. Yang, J., Chen, S., Huang, L., Michalopoulos, G. K., Liu, Y. Sustained expression of naked plasmid DNA encoding hepatocyte growth factor in mice promotes liver and overall body growth. Hepatology. 33, 848-859 (2001).
  25. Maruyama, H., et al. High-level expression of naked DNA delivered to rat liver via tail vein injection. J Gene Med. 4, 333-341 (2002).
  26. Hen, G., et al. Expression of foreign genes in chicks by hydrodynamics-based naked plasmid transfer in vivo. Domestic animal endocrinology. 30, 135-143 (2006).
  27. Eastman, S. J., et al. Development of catheter-based procedures for transducing the isolated rabbit liver with plasmid DNA. Hum Gene Ther. 13, 2065-2077 (2002).
  28. Yoshino, H., Hashizume, K., Kobayashi, E. Naked plasmid DNA transfer to the porcine liver using rapid injection with large volume. Gene Ther. 13, 1696-1702 (2006).
  29. Vanden Bossche, P. Some general aspects of the distribution and epidemiology of bovine trypanosomosis in southern Africa. Int J Parasitol. 31, 592-598 (2001).
  30. Fevre, E. M., Picozzi, K., Jannin, J., Welburn, S. C., Maudlin, I. Human African trypanosomiasis: Epidemiology and control. Adv Parasitol. 61, 167-221 (2006).
  31. Lugli, E. B., Pouliot, M., Portela Mdel, P., Loomis, M. R., Raper, J. Characterization of primate trypanosome lytic factors. Mol Biochem Parasitol. 138, 9-20 (2004).
  32. Pays, E., et al. The trypanolytic factor of human serum. Nat Rev Microbiol. 4, 477-486 (2006).
  33. Raper, J., Fung, R., Ghiso, J., Nussenzweig, V., Tomlinson, S. Characterization of a novel trypanosome lytic factor from human serum. Infect Immun. 67, 1910-1916 (1999).
  34. Vanhamme, L., et al. Apolipoprotein L-I is the trypanosome lytic factor of human serum. Nature. 422, 83-87 (2003).
  35. Nielsen, M. J., et al. Haptoglobin-related protein is a high-affinity hemoglobin-binding plasma protein. Blood. 108, 2846-2849 (2006).
  36. Molina-Portela Mdel, P., Lugli, P., Recio-Pinto, E., Raper, J. Trypanosome lytic factor, a subclass of high-density lipoprotein, forms cation-selective pores in membranes. Mol Biochem Parasitol. 144, 218-226 (2005).
  37. Perez-Morga, D., et al. Apolipoprotein L-I promotes trypanosome lysis by forming pores in lysosomal membranes. Science. 309, 469-472 (2005).
  38. Molina-Portela, M. P., Samanovic, M., Raper, J. Distinct roles of apolipoprotein components within the trypanosome lytic factor complex revealed in a novel transgenic mouse model. J Exp Med. 205, 1721-1728 (2008).
  39. Oli, M. W., Cotlin, L. F., Shiflett, A. M., Hajduk, S. L. Serum resistance-associated protein blocks lysosomal targeting of trypanosome lytic factor in Trypanosoma brucei. Eukaryot Cell. 5, 132-139 (2006).
  40. Thomson, R., Molina-Portela, P., Mott, H., Carrington, M., Raper, J. Hydrodynamic gene delivery of baboon trypanosome lytic factor eliminates both animal and human-infective African trypanosomes. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 19509-19514 (2009).
  41. Genovese, G., et al. Association of trypanolytic ApoL1 variants with kidney disease in African Americans. Science. 329, 841-845 (2010).
  42. Tzur, S., et al. Missense mutations in the APOL1 gene are highly associated with end stage kidney disease risk previously attributed to the MYH9 gene. Hum Genet. 128, 345-350 (2010).
  43. Suda, T., Gao, X., Stolz, D. B., Liu, D. Structural impact of hydrodynamic injection on mouse liver. Gene Ther. 14, 129-137 (2007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Tijdelijke eiwitexpressienaakt plasmiden-DNAinjectie via de staartвенаWestern blot-analysebloedafname bij muizenpreparatie van plasmiden-DNAtechniek voor het vullen van spuitenhandhaving van naaldpositieAPOL-I HPR-detectie
Voorbijgaande expressie van eiwitten door Hydrodynamic Gene Levering in Muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.