Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Acute Brain Trauma in Muizen gevolgd door Longitudinale Twee-foton Imaging

12.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/51559

⸱

6 april 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Neuroscience Center, University of Helsinki

In dit artikel

Samenvatting

Acuut hersenletsel is een ernstige verwonding die geen adequate behandeling tot op heden. Multifoton microscopie maakt het bestuderen van lengterichting van het proces van acuut hersenletsel ontwikkeling en indringende therapeutische strategieën bij knaagdieren. Twee modellen van acuut hersentrauma bestudeerd met in vivo twee-foton beeldvorming van de hersenen worden gedemonstreerd in dit protocol.

Samenvatting

Hoewel acuut hersenletsel vaak voort uit hoofd beschadiging verschillende ongevallen en een substantieel deel van de bevolking, is er geen effectieve behandeling voor is. Beperkingen van de momenteel gebruikte diermodellen belemmeren begrip van de pathologie mechanisme. Multifoton microscopie kan bestuderen cellen en weefsels in intacte hersenen van dieren langsrichting onder fysiologische en pathologische omstandigheden. Hier beschrijven we twee modellen van acuut hersenletsel onderzocht door middel van twee-foton beeldvorming van de hersenen celgedrag onder posttraumatische omstandigheden. Een geselecteerd gebied van de hersenen wordt verwond met een scherpe naald om een ​​trauma van een gecontroleerde breedte en diepte in de hersenen parenchym produceren. Onze methode maakt gebruik stereotaxisch prik met een injectienaald, die kunnen worden gecombineerd met gelijktijdige drug toepassing. We stellen dat deze methode kan worden gebruikt als een instrument om geavanceerde cellulaire mechanismen van pathofysiologische gevolgen van acuut traumatische bestuderen zoogdierhersenen

Inleiding

Acuut hersenletsel is een belangrijk probleem voor de volksgezondheid met een hoge incidentie van letsel bij auto-crashes, valt of aanvallen, en de hoge prevalentie van latere chronische handicap. Therapeutische benaderingen voor de behandeling van hersenbeschadiging blijven volledig symptomatisch, waardoor de doeltreffendheid van preklinische, chirurgische en intensive care beperken. Dit maakt de sociale en economische gevolgen van hersenletsel bijzonder ernstig. Om verschillende redenen, de meeste klinische onderzoeken kon verbeterd herstel na hersenletsel aangetoond middels nieuwe therapeutische benaderingen.

Diermodellen zijn cruciaal voor de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën voor een fase waarin drugdoeltreffendheid kan worden voorspeld bij patiënten met hersenletsel. Op dit moment is een aantal gevestigde diermodellen van hoofdtrauma bestaan, inclusief gecontroleerde corticale invloed 1, vloeistof percussie letsel 2, dynamische corticale vervorming 3, gewicht-drop4 en foto verwondingen 5. Een aantal experimentele modellen werden gebruikt om bepaalde morfologische, moleculaire en gedragsmatige aspecten hoofd-trauma geassocieerde pathologie. Echter, geen enkel dier model is volledig in het valideren van nieuwe therapeutische strategieën. Ontwikkeling van betrouwbare, reproduceerbare en gecontroleerde diermodellen van hersenletsel moet de complexe pathologische processen van.

De nieuwe combinatie van de nieuwste microscopische beeldvorming technologieën en genetisch-gecodeerde fluorescerende reporters biedt een ongekende kans om alle fasen van hersenletsel, die de primaire letsel omvatten, het verspreiden van het primaire letsel, secundaire schade, en regeneratie onderzoeken. Vooral in vivo twee-foton microscopie is een unieke lineair optische technologie die real-time visualisatie van de cellulaire en subcellulaire structuren zelfs in diepe corticale lagen knaagdierhersenen maakt. Verschillende soorten cellen en orgaNelles tegelijkertijd worden afgebeeld door verschillende fluorescente merkers. Met behulp van deze krachtige tool, kunnen we dynamisch morfologische en functionele veranderingen te visualiseren in levende hersenen onder posttraumatische omstandigheden. De voordelen van in vivo twee-foton microscopie bestuderen hersenletsel werden onlangs aangetoond door Kirov en collega 6. Met behulp van een milde focale corticale kneuzing model, deze auteurs toonden aan dat acute dendritische verwonding in de pericontusional cortex is omheind door de daling van de lokale bloedstroom. Bovendien toonden zij aan dat het metabolisch gecompromitteerd cortex in de kneuzing terrein verder beschadigd door de verspreiding depolarisatie. Deze secundaire gevolgen heeft synaptische circuits, waardoor de gevolgen van traumatisch hersenletsel ernstiger.

Hier stellen we de methode van stereotaxisch prik met een injectienaald, die kunnen worden gecombineerd met gelijktijdige topische drug aanvraag, als een geavanceerd model voor lokale breinletsel en als een hulpmiddel om pathofysiologische gevolgen van acuut traumatische bestuderen hersenen van zoogdieren in vivo.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier gepresenteerde procedures werden uitgevoerd volgens de plaatselijke richtlijnen voor de verzorging van dieren (De Finse Wet op dierproeven 62/2006). Animal licentie (ESAVI/2857/04.10.03/2012) werd verkregen van de lokale overheid (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Volwassen muizen van 1-3 maanden leeftijd, gewicht 24-38 gram werden in individuele kooien gehouden in de gecertificeerde Universiteit dierfaciliteit en voorzien van voedsel en water ad libitum.

1. Hersenletsel Imaging Via een Cranial Window

  1. Verlamming dieren en de voorbereiding van de werking veld
    1. Verdoven muizen door peritoneale injectie van een mengsel van ketamine (Ketalar, 80 mg / kg) en xylazine (Rompun, 10 mg / kg) opgelost in steriel gefiltreerd fosfaatbuffer zoutoplossing (PBS), pH 7,4. Controleer de muis reflexen regelmatig (staart en teen knijpen sonde) om de diepte van de anesthesie te controleren. Verhoog de dosis indien nodig, om de juiste verdoving handhaven, maar Overd voorkomenose.
    2. Handhaaf het dier bij 37,0 ° C een verwarmingselement gebruikt tijdens chirurgische operatie, imaging sessie en eerste uur na het herstel van de anesthesie.
    3. Voor de ogen van de muis beschermen tegen uitdrogen, gelden oog smeermiddel.
    4. Dien dexamethason (Rapidexon dierenarts, 2 mg / kg) door subcutane injectie ontsteking en cerebraal oedeem te verminderen.
    5. Dien een analgeticum (bijvoorbeeld Ketoprophene intraperitoneaal) tot 30 minuten vóór of onmiddellijk na de operatie. Als het dier vertoont geen pijn symptomen, zoals onwil om te bewegen, eten of drinken, of gewichtsverlies, speekselvloed, pilo-erectie, of abnormale respiratoire klinkt na de operatie, herhaal de injectie van pijnstillende.
    6. Scheer de muis 'hoofd met een scheren machine (zie materialen en apparatuur). Voorkom beschadiging van de snorharen.
    7. Behandel de huid op het hoofd van de muis met 70% ethanol oplossing van het geschoren gebied schoon.
    8. Met behulp van chirurgische schaar (zie materialen enApparatuur) en pincet (zie materialen en apparatuur), snijd de huid van de middellijn tussen de oren op het voorhoofd.
    9. Voorzichtig schrapen het bindweefsel vastgemaakt aan de schedel met een botte microchirurgische mes weg.
    10. Schuif huid grenzen opzij en trek het oor bars iets in auditieve openingen van de schedel voor hoofd en huid fixatie.
    11. Reinig de schedel met steriele PBS en behandelen plaats van de operatie op het hoofd van de muis met 0,5% chloorhexidinedigluconaat, dan drogen de schedel oppervlak met behulp van een combinatie van steriele wattenstaafjes en perslucht.
  2. Toebrengen van de prik letsel
    1. Plaats een klein dier stereotaxisch instrument met een dier houder (zie materialen en apparatuur).
    2. Pas de positie van de binoculaire microscoop naast de stereotaxische apparaat te concentreren op het oppervlak van de schedel van het dier.
    3. Met behulp van een binoculair microscoop, zoek het bregma punt op de schedel.
    4. Identificeer de region van belang met behulp van de stereotactische coördinaten.
      OPMERKING: Vermijd die aandachtsgebieden die direct zijn gelegen boven oppervlakkige corticale schepen. Vernietiging van deze kunnen sterk van invloed op de trauma progressie.
    5. Plaats de 30 G naald boven de gekozen regio en markeer de target site door krabben de schedel oppervlak.
    6. Boor de schedel met alle mogelijke voorzorgsmaatregelen om onnodige verbreding van het aangetaste bot oppervlak te voorkomen. Gebruik een hoge snelheid chirurgische boor (zie materialen en apparatuur) onder de microscoop. Stop met boren als vloeistof wordt weergegeven in het geboorde gebied.
    7. Raak de onderkant van de geboorde put met de naald.
    8. Dompel de naald soepel in de hersenen (inbrengfrequentie 5-10 mm / min), de diepte van 0,5-2,0 mm volgens de coördinaten van de prik toedieningsplaats.
    9. Verwijder de naald direct na het bereiken van de gewenste diepte (terugtrekkingssnelheid 5-10 mm / min) en veeg het bloed verschijnt na de prik met een kleine tampon (see materialen en apparatuur).
    10. Voer micro-injectie van 100 uM Sulforhodamine 101 of een andere verbinding van belang in de laesie site met behulp van een micro-pomp (WPI) en 10 pi Hamilton spuit monteren met glazen pipet.
      LET OP: Tijdens de voorbereiding van de glazen pipet van borosilicaatglas capillaire, scherpen de tip om een ​​diameter van 10-20 micrometer.
    11. Bezielen 250-1,500 nl van de injectie-oplossing met een snelheid van 2-5 nl / sec.
      OPMERKING: Laat de pipet na het einde van de infusie gedurende minstens 5 min in de hersenen parenchym, verwijder deze dan langzaam en voorzichtig om de oplossing uitstroom te voorkomen.
  3. Craniotomie voor chronische craniale venster
    1. Boor de schedel zachtjes en voorzichtig naar een cirkel venster rond het letsel site. Gebruik venstertje met een diameter van 3-3,5 mm.
    2. Breng een druppel cortex buffer (125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM glucose, 10 mM HEPES, 2 mM CaCl2 en 2 mM MgSO 4 in gedestilleerd H2O) aan de wi te dekkenndow.
    3. Plaats een ronde glazen dekglaasje (# 1.5 dikte) op de craniale venster.
    4. Verwijder de overmaat aan cortex buffer rond het dekglaasje.
    5. Dicht de randen van het dekglaasje met polyacryl lijm (zie materialen en apparatuur).
      OPMERKING: Controleer of de lijm niet wordt aangebracht op het bovenoppervlak van het dekglaasje. Als de dekking van glas is vervuild met lijm, wachten tot het glas stabiel is vastgelijmd aan de schedel en de lijm op het glas oppervlak droog wordt, verwijder dan zorgvuldig de verontreinigende lijm met een microblad.
    6. 5 minuten wachten tot laat de lijm drogen.
    7. Met behulp van het oor bar hoogte schroeven, past u de positie van het hoofd, zodat de metalen houder kan worden geplaatst.
    8. Breng een kleine hoeveelheid van polyacryl lijm op de ring van de stalen houder (zie materialen en apparatuur).
    9. Lijm de ring van de stalen houder aan de glazen dekglaasje met de metalen houder handvat naar achteren gericht.
    10. 5 minuten wachten tot laat de lijm drogen.
    11. Mix tandheelkundig cement (zie materialen en apparatuur) met polyacryl lijm in een 3,5 cm petrischaal (of analoge) viskeuze omstandigheden te bereiken.
    12. Dicht de grenzen van de craniale venster met de cement + lijm mengsel en bedek het zichtbare oppervlak van de schedel met hetzelfde mengsel tot aan de grens huid.
    13. Wacht 15 minuten om te laten de cement + lijmmengsel opdrogen en verwijder oor bars.
    14. Voeren twee-foton excitatie microscopische (TPEM) beeldvorming voor de regio van belang en een controlegebied zoals beschreven in protocol 3.
    15. Na beeldvorming, zodat het dier te herstellen van narcose op een verwarmingselement en bewaar het in een individuele kooi onder observatie tot volledig herstel. Nat voer kan worden gegeven aan kauwen en hydratatie vergemakkelijken.

2. Hersenletsel Imaging Door de Verdunde Skull

  1. Verdovende dieren en de voorbereiding van de werking veld
    1. Verdoven van de muis en voor te bereiden voor trauma inductiezoals beschreven in stap 1.1.
  2. Schedel dunner en toebrengen van de prik letsel
    1. Plaats een klein dier stereotaxisch instrument met het dier houder (zie materialen en apparatuur).
    2. Pas de positie van een binoculaire microscoop naast de stereotaxische apparaat te richten op de schedel oppervlak dier.
    3. Zoek het bregma punt op de schedel met de binoculair microscoop, identificeren van de hersenen gebied dat moet worden afgebeeld op basis van stereotactische coördinaten en markeer deze door krabben.
      OPMERKING: Skull dunner positie mag zich niet boven of in de omgeving schedelnaden, zoals de schedel stabiliteit in het gedrang komt in die gebieden. Bovendien, grote corticale of meningeale vaten en hersenvliezen onder de schedel hechtingen zich waarschijnlijk beeldvormingsartefacten veroorzaken.
    4. Plaats de metalen houder bekleed met lijm over het gebied van de rente op de schedel van het dier, van toepassing lichte druk en wacht 5 minuten totdat de metalen houder stevig vastgelijmd aan de schedel.
    5. Meng tandheelkundig cement (zie materialen en apparatuur) met polyacryl lijm in een 3,5 cm petrischaal (of analoge) viskeuze omstandigheden te bereiken.
    6. Dicht de randen van de metalen houder met de cement + lijm mengsel en bedek het zichtbare oppervlak van de schedel met hetzelfde mengsel tot aan de grens huid.
    7. Wacht 15 minuten om te laten de cement en lijm mengsel opdrogen.
    8. Spoel de verdunde schedel gebied en de aangrenzende delen van de metalen houder meerdere malen met PBS, waardoor de resten van nonpolymerized lijm worden weggewassen.
      OPMERKING: Het is cruciaal om een ​​stabiele bevestiging van de schedel te garanderen aan de houder. Dit maakt de bereiding stabiliteit tijdens de beeldvorming.
    9. Met behulp van de hoge vergroting modus van de binoculair microscoop, verwijder de bovenste lagen van de schedel bot met een high-speed micro-boor een verdunde schedel gebied van ~ 0,5-1,5 mm in diameter te creëren. Gebruik perslucht bij het boren tot op het bot vuil te verwijderen. Voer het boren intermittently tijdens de dunning procedure om wrijving veroorzaakte oververhitting te voorkomen. Koel de boor met de oplossing bij kamertemperatuur en periodiek toepassen buffer om de verdunde gebied om warmte te absorberen.
      OPMERKING: Om schade aan de cortex te voorkomen, niet boren over grote regio's (> 1,5 mm) tot een dunne laag (<50 micrometer).
      OPMERKING: Het knaagdier schedelbot structuur bestaat uit twee dunne lagen compact bot gescheiden door een dikke laag sponsachtig bot. Tiny holten van het sponsachtige bot vorm concentrische cirkels en canaliculi, die de bloedvaten bevatten. Gebruik microboor kunnen zowel de compacta laag en de meeste sponsachtige laag te verwijderen. Verstoring van de bloedvaten in het sponsachtige bot kan bloedingen veroorzaken. Gebruik hemostase collageenspons om dit bloeden te stoppen.
    10. Gebruik tweede harmonische generatie (SHG) beeldvorming te onderzoeken of de meerderheid van de sponsachtige bot is verwijderd. Wees voorzichtig om overmatig dunner te vermijden, zorg ervoor dat de resterende bot is thIcker dan 50 urn in dit stadium van de bereiding.
    11. Een druppel buffer warme (35-37 ° C) boven het verdunde gebied. Gebruik een microchirurgische blad of Micro Finishing Bur om verder te verwijderen bot lagen en vormen een gladde oppervlakte van ~ 700 micrometer in diameter met bot dikte van ~ 20 micrometer. Tijdens deze stap, is het nuttig om repetitieve SHG imaging uitvoeren en meet regelmatig het bot dikte.
    12. Voer TPEM beeldvorming voor de regio van belang en een controlegebied.
    13. Pas de positie van het hoofd met de oor bar hoogte schroeven zodanig dat uitgedund regio wordt strikt horizontaal geplaatst. Plaats de naald boven de verdunde regio en zorg ervoor dat er geen grote schepen onder de gerichte website.
    14. Maak een laesie door dompelen de naald in de hersenen, om de diepte van 0,5-2,0 mm van verdunde schedel oppervlak en volgens de coördinaten van de prik toedieningsplaats.
    15. Verwijder de naald en onderdrukken bloeding verschijnen na thij acuut hersenletsel met hemostatische tampon (zie materialen en apparatuur). Wacht tot het vormen van bloedstolsels en schip pulsatie op de schade-site stopt.
    16. Voer micro-injectie van 100 uM sulforhodamine 101 of een andere van belang zijnde verbinding in de laesie, zoals hierboven in sectie 1.2.10.
    17. Voer TPEM beeldvorming om te controleren de schade progressie en herstel zoals beschreven in protocol 3.
    18. Na beeldvorming, zodat het dier het bewustzijn van narcose op een verwarmingselement te herwinnen. Laat de dieren niet alleen laten en terug te sturen naar zijn kooi pas na volledige fysieke herstel.

3. Imaging

  1. Plaats het dier onder de microscoop door het aanbrengen van de metalen houder aan de custom-built frame.
  2. Voor de beeldvorming, gebruik bijvoorbeeld de FV1000MPE twee-foton microscoop uitgerust met Mai Tai DeepSee laser en XLPLN 25X 1,05 NA water immersie objectief geoptimaliseerd voor in vivo twee-fotonbeeldvorming.
  3. Identificeer de laesie site onder de microscoop met wide-field fluorescentie-modus. Gebruik lange pass filters om hersenenvasculature visualiseren en selecteer het controlegebied volgens de waargenomen patroon van de bloedvaten.
  4. Om het beeld van de tweede harmonische generatie (SHG) signaal, tunen van de femtoseconde laser om de 800 nm golflengte en verzamel het uitgezonden licht met behulp van de 380-410 nm bypass filter. Voor fluorescentie beeldvorming, gebruik de band pass filter (515-560 nm) om uitgezonden licht te verzamelen, en de volgende golflengten worden gebruikt om de fluorescentie op: GFP-860 nm, YFP-950 nm.
  5. Gebruik FluoView software voor het acquisitie.
  6. Store coördinaten van elke ROI voor volgend repetitieve beeldvorming. Afbeelding dezelfde ROI tijd en coördinaten passen telkens naar afbeelding overlap maximaliseren.
  7. Analyseer beelden met de juiste software (bijv.. ImageJ). Reconstructies hier gepresenteerd werden gedaan met behulp van Imaris software.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

1) chronische craniale venster en 2) de schedel dunner, voor posttraumatische beeldvorming van de hersenen in transgene muizen: We hebben twee operatie procedures geoptimaliseerd. Schematische weergave van de experimentele preparaten wordt getoond in Figuur 1. Traumatische prik door stalen naald van 0,3 mm OD (30 G) wordt toegepast op de geboorde put (Figuur 1A). Een succesvolle craniale venster voorbereiding beeldvorming maakt het mogelijk tot een diepte van 650 micrometer onder de pia...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hersentrauma is een abrupt, onvoorspelbare gebeurtenis. Hier beschrijven we de diermodel dat een spectrum van pathologische veranderingen waargenomen bij menselijke patiënten na hersenletsel zoals neurodegeneratie, eliminatie van dendrieten, hersenoedeem, gliale litteken, bloedingen in de cerebrale cortex in combinatie met focale subarachnoïdale bloedingen en verhoogde permeabiliteit van de reproduceert bloed-hersenbarrière. Primaire en secundaire pathogenese, evenals herstel na trauma te bestuderen, werd dit letsel mod...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Wij zijn diep dankbaar aan Dr Frank Kirchhoff voor het verstrekken van GFAP-EGFP en CX3CR1-EGFP muisspanningen. Het werk werd ondersteund door subsidies van het Centrum voor Internationale Mobiliteit van Finland, Tekes, Fins voor Neurowetenschappen (FGSN) en de Academie van Finland.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2A-sa dumb Tweezers, 115 mmXYtronicXY-2A-SA
30 G ½ in needleBDREF 304000
Animal trimmer, shaving machineAesculapIsis GT420
Binocular MicroscopeZeissStemi 2000
Biological Temperature Controller with stainless steel heating padSupertechTMP-5b
Blunt microsurgical bladeBDREF 374769
Borosilicate tube with filamentSutter InstrumentsBF120-69-10Voor glaspijpproductie
CarprofenePfizerRimadyl vet
Chlorhexidine digluconateSigmaC9394
Dental cementDrguDent, DentsplyREF 640 200 271
DexamethasoneFaunaPharmaRapidexon vet
Disposable drillsMeisingerHP 310 104 001 001 008
Dulbeco’s PBS 10xSigmaD1408
Dumont #5 forceps, 110 mmFST91150-20
Ealing microelectrode pullerEaling50-2013Verticale puller voor glaspijpproductie
Eye ointmentNovartisViscotears
Foredom drill controlForedomFM3545
Foredom micromotor handpieceForedomMH-145
Gas anesthesia platform for miceStoelting50264Geassembleerd op stereotactisch instrument
Hemostasis Collagen SpongeAvitene, Ultrafoam BARDRef 1050050
ImarisBitplane
KetamineIntervetKetaminol vet
Mai Tai DeepSee laserSpectra-Physics
Metal holderNeurotar
Microdressing forceps, 105 mmAesculapBD302R
MicrofilWPIMF34G-5Micro spuit vulcapillairen
Mineral oilSigmaM8410
Multiphoton Laser Scanning MicroscopeOlympusFV1000MPE
NanoFil Syringe 10 μlWPINANOFILHamilton spuit
Nonwoven swabs 5 x 5Molnlycke Health CareMesoftChirurgische tampons
Polyacrylic glueHenkelLoctite 401
Round glass coverslip Electron Microscopy Sciences
1.5 dikte 
Small animal stereotaxic instrumentDavid Kopf Instruments900
Stoelting mouse and neonatal rat adaptorStoelting51625Geassembleerd op stereotactisch instrument.
Student iris scissors, straight 11.5 cmFST91460-11
Sulforhodamine 101Molecular ProbesS-359
UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controllerWPIUMP3-1Microinjector en controller
XylazineBayer Health CareRompun vet

Referenties

  1. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: A new experimental brain injury model. J. Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
  2. Lindgren, S., Rinder, L. Experimental studies in head injury. Biophysik. 2 (5), 320-329 (1965).
  3. Shreiber, D. I., et al. Experimental investigation of cerebral contusion: histopathological and immunohistochemical evaluation of dynamic cortical deformation. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58 (2), 153-164 (1999).
  4. Feeney, D. M., Boyeson, M. G., Linn, R. T., Murray, H. M., Dail, W. G. Responses to cortical injury: I. Methodology and local effects of contusions in the rat. Brain Res. 211 (1), 67-77 (1981).
  5. Bardehle, S., et al. Live imaging of astrocyte responses to acute injury reveals selective juxtavascular proliferation. Nat. Neurosci. 16 (5), 580-586 (2013).
  6. Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging. Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).
  7. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
  8. Nolte, C., et al. GFAP promoter-controlled EGFP-expressing transgenic mice: a tool to visualize astrocytes and astrogliosis in living brain tissue. Glia. 33 (1), 72-86 (2001).
  9. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  10. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Kerr, J. N. D., Helmchen, F. Sulforhodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo. Nat. Methods. 1 (1), 31-37 (2004).
  11. Carré, E., et al. Technical aspects of an impact acceleration traumatic brain injury rat model with potential suitability for both microdialysis and PtiO2 monitoring. J. Neurosci. Methods. 140, 23-28 (2004).
  12. Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  13. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).
  14. Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage. PloS one. 8 (5), (2013).
  15. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J. Vis. Exp. 61, (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Stereotactische punctiecraniale windowschedelverdunningmultifotonmicroscopietweede harmonische generatieastrocytactivatiemicrogliabeeldvorminghersenparenchym
Acute Brain Trauma in Muizen gevolgd door Longitudinale Twee-foton Imaging
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.