Methodenartikel

Techniek van varkenslever Procurement en Orthotope transplantatie met behulp van een actieve Porto-Caval Shunt

16.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/52055

⸱

7 mei 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Experimenteel dieronderzoek speelt een cruciale rol in de ontwikkeling van klinische transplantatiepraktijk. Het orthotopische varkenslevertransplantatiemodel (OLTx) lijkt sterk op menselijke omstandigheden en wordt vaak gebruikt in klinisch georiënteerd onderzoek. Het volgende protocol bevat alle informatie voor een betrouwbaar varkens-OLTx-model met behulp van een actieve porto-cavale-jugulaire shunt.

Samenvatting

Het succes van levertransplantatie heeft geleid tot een dramatische tekort aan organen. Elk jaar sterft een aanzienlijk aantal patiënten op de wachtlijst voor levertransplantatie zonder een orgaantransplantatie te ontvangen of worden ze van de lijst gehaald vanwege ziekteprogressie. Zelfs na een succesvolle transplantatie blijven afstoting en bijwerkingen van immunosuppressie grote zorgen voor de overleving van het transplantaat en de morbiditeit van de patiënt.

Experimenteel dieronderzoek is essentieel geweest voor het succes van levertransplantatie en speelt nog steeds een cruciale rol in de ontwikkeling van klinische transplantatiepraktijk. Met name het orthotopische varkensmodel voor levertransplantatie (OLTx) is optimaal voor klinisch georiënteerd onderzoek vanwege de nauwe gelijkenis met de menselijke grootte, anatomie en fysiologie.

Decompressie van intestinale congestie tijdens de anhepatische fase van varkens-OLTx is belangrijk om een betrouwbare overleving van het dier te garanderen. Het gebruik van een actieve porto-cava-jugulaire shunt bereikt uitstekende intestinale decompressie. Het systeem kan worden gebruikt voor zowel korte- als langetermijnoverlevingsexperimenten. Het volgende protocol bevat alle technische informatie voor een stabiel en reproduceerbaar levertransplantatiemodel bij varkens, inclusief postoperatieve zorg voor dieren.

Inleiding

Orthotope levertransplantatie (OLTx) is de enige optie voor de behandeling bij patiënten met eindstadium leverziekte of geavanceerde leverkanker. Voor de laatste 25 jaar, is het aantal kandidaten op de wachtlijst geleidelijk verhoogd en nu veel groter is dan het aantal beschikbare transplantaten. In de meeste transplantatie regio's, 20 tot 30% van de patiënten op de wachtlijst voor levertransplantatie sterven zonder het ontvangen van een orgaantransplantatie of worden geschrapt als gevolg van de progressie van de ziekte. Strategieën om de donor pool te verhogen en dus het aantal beschikbare grafts, zijn hard nodig. Uitgebreide criteria orgel toewijzing, langdurige graft behoud, en inductie van immunologische tolerantie nog steeds vertegenwoordigen grote klinische uitdagingen 1-3. Vandaar, experimenteel OLTx onderzoek is cruciaal om de klinische OLTx praktijk te optimaliseren.

Varkens OLTx is een gevestigde experimenteel model dat menselijke OLTx lijkt in vele opzichten met liver grootte, anatomie en fysiologie 4-6. Zo, is het uitgegroeid tot een standaard experimentele methode in onderzoeksgebieden zoals chirurgische technieken, fysiologie, immunologie, behoud, en ischemie-reperfusie letsel. Talrijke technieken van graft inkoop, ontvanger hepatectomie, en in het bijzonder, vasculaire reconstructie, zijn beschreven in de literatuur 5. De keuze van de geschikte techniek varieert naar keuze van de onderzoeker en de technische mogelijkheden.

In tegenstelling tot de menselijke scenario splanchnische congestie in de anhepatische fase vertegenwoordigt een belangrijk probleem bij varkens OLTx. Daaropvolgende intestinale ischemie en congestief vasculaire schade ernstige hemodynamische instabiliteit, het varken overleving in gevaar te brengen en derhalve het succes van het experiment 7-9. Daarom voldoende intestinale decompressie verplicht, vooral in minder technisch verfijnde experimentele opstellingen.

Onsing actief porto-cavale-jugulaire shunt voor de duur van de anhepatische fase een betrouwbare optie intestinale congestie te vermijden. Het systeem kan worden gebruikt voor de vroege reperfusie-experimenten als lange-termijn overleving scenario. Het volgende protocol bevat alle informatie voor een stabiele en reproduceerbare levertransplantatie model bij varkens, met inbegrip donorlever verkrijgen, ontvanger bediening inbegrip hepatectomie en end-to-end reconstructie vat technieken, en post-operatieve zorg.

Protocol

Alle dieren kregen humane zorg in overeenstemming met de 'Principles of Laboratory Animal Care' 'door de National Society geformuleerd voor Medisch Onderzoek en de' Gids voor de verzorging van proefdieren '', gepubliceerd door de National Institutes of Health, Ontario, Canada . Het Animal Care Committee van de Toronto General Research Institute goedgekeurd alle studies.

1. Organ Retrieval

  1. House mannelijke Yorkshire varkens tussen 30 en 35 kg in de onderzoeksfaciliteit voor 1 week vóór de transplantatie om door stress veroorzaakte fysieke reactie (waarbij de perfusie het resultaat 10,11 kan veranderen) en de dieren wennen aan de behuizing condities te voorkomen. Fast het varken gedurende minimaal 6 uur voor anesthesie.
  2. Verdoven de donor varken door een intramusculaire (im) injectie van een mengsel van ketamine (25 mg / kg), atropine (0,04 mg / kg), en midazolam (0,15 mg / kg).
  3. Voorafgaand aan intubatie, zorgen voor de varken spontaan ademt 2 L van zuurstof gedoseerd met 5% van isofluraan. In rugligging, spuit de stembanden met 2% lidocaïne 2 min voor intubatie te stembanden spasmen voorkomen. Voor een 35 kg varken, gebruik dan een 6,5 Fr tracheatube. Blokkeer de tracheale buis met 3-5 ml van de lucht in de ruimte.
  4. Na intubatie, gebruiken capnometry om correcte intubatie bevestigen. Bewaken van de hartslag en de zuurstofverzadiging van pulsoximetrie in de staart van het varken. Laat de isofluraan vaporizer tot 2%.
    1. Stel de diepte van de anesthesie door minimale alveolaire concentratie (MAC) waarden; streven naar 2-2,5 MAC. Zet het beademingsapparaat 14-16 ademhalingen / minuut en een tidal volume van 10-15 ml / kg lichaamsgewicht.
  5. Een 18 G intraveneuze (iv) een katheter van het oor aders infusie van Ringer's lactaat-oplossing (200 ml / h) toe. Schrob de varkens- en bedek het met steriele doeken.
  6. Na zorgen steriele omstandigheden, maak een middellijn laparotomie followo door een linker laterale uitbreiding. Gebruik een handdoek om grote en kleine darmen bedekken alvorens ze te verplaatsen naar de linkerkant.
  7. Verdeel de ligamentum falciforme en de driehoekige ligament met een cauterisatie.
  8. Laat de lever van het middenrif rechts behulp van een elektro-cauterisatie; gebruiken schaar voor het bovenste gedeelte tussen de cava en het middenrif. Ontleden de infrahepatic cava naar de tak van de bijnier ader aan de rechterkant en de renale ader aan de linkerkant.
  9. Scheid de infrahepatic cava en distale aorta van elkaar; ligeren aorta takken van de wervelkolom; isoleren en vrij nierslagaders van aanhangende weefsels. Surround elke nierslagader met een 2-0 gelijkspel.
  10. Craniale naar links nierader, ontleden de aorta en mesenterica. Omringen de mesenterica met een 2-0 gelijkspel.
  11. Na het openen van het buikvlies craniaal van de mesenterica, volg de aorta naar de coeliakie kofferbak. Ontleden de coeliakie stam caudaal naar de portal vein; omringen de milt en linker maag slagaders, welke tak posterieur van de coeliakie stam. Ontleden de coeliakie kofferbak van de poortader.
  12. Laat de poortader door een peritoneale incisie tussen de alvleesklier en de poortader. Bind off aderen drainage van de alvleesklier naar de poortader.
  13. Scheid de galwegen van de hepatoduodenale ligament en verdeel het distaal na ligatie.
  14. De lymfevaten binnen de hepatoduodenale ligament ligeren aan lymfatische lekkage te voorkomen. Verdeel de gastroduodenale slagader en rechts maag slagaders tussen de banden. Afbinden kleinere aderen.
  15. Ontleden aorta achter het membraan tussen het hart en coeliakie stam. Plaats een 2-0 gelijkspel rond de aorta craniaal van de coeliakie kofferbak.
  16. Verwijder de galblaas en cauterize eventuele bloeden uit de galblaas bed.
  17. Open het middenrif. Dien 1000 IU / kg donor gewicht heparine intracardiaal of IV isofluraan tot 5% (> 2,5 MAC) om te komeneen dieper niveau verdoving. Voor een donor na de bloedsomloop dood (DCD) model, veroorzaken hartstilstand door intracardiale injectie van 40 Mval KCl 3 minuten na toediening van heparine. Stel hartstilstand als het beginpunt van warme ischemie.
  18. Bind van de eerder ingestelde banden rond de nier, milt, mesenterische en linker maag slagaders. Bind de aorta distaal tussen nier- en bekkenslagaders en canule de aorta met een orgel flush lijn.
  19. Bind de poortader zo proximaal mogelijk en canule met een ander orgaan flush lijn.
  20. Na het sluiten van de vooraf ingestelde band rond de proximale aorta, spoelen van de lever met 2 L van koude University of Wisconsin (UW) oplossing met dual perfusie via aorta (drukzak) en poortader (zwaartekracht aangedreven).
  21. Accijnzen de lever, alle resterende vaartuigen lang verlaten. Laat een royale middenrif rand rond de suprahepatic cava. Plaats de lever in een steriele orgaanzak op ijs.
  22. Tijdens de back-tafel voorbereiding, clamp het suprahepatic cava met een Satinsky klem en spoelen van de lever een tweede keer met ongeveer 0,5 L van UW-oplossing retrogradely via de onderste vena cava inferior totdat de poortader uitstroom is duidelijk.
  23. Bind korting op alle slagaderlijke takken van de aorta en coeliakie stam. Voer een arteriële back-tafel druk perfusie met de resterende 0,5 L van UW-oplossing 12.
  24. Spoel de galwegen met UW-oplossing.
  25. Trim het middenrif patch om een ​​behoorlijke omvang. Sluit alle diafragma aderen - meestal 3, 1 elk links en rechts, en 1 achterste - met 4-0 monofilament polypropyleen steken.
  26. Sluit de orgaanzak en bewaar de lever op ijs.

2. Ontvanger hepatectomy

  1. Verdoven de ontvanger varken door een intramusculaire injectie van een mengsel van ketamine (25 mg / kg), atropine (0,04 mg / kg), en midazolam (0,15 mg / kg).
  2. Plaats het varken in rugligging op een chirurgische tabel op de top van een verwarming mat. Bedek het varken with een warmte-circulerende deken.
  3. Voorafgaand aan intubatie, zorgen voor de varken spontaan ademt 2 L van zuurstof gedoseerd met 5% van isofluraan. Spuit de stembanden met 2% lidocaïne 2 min voor intubatie te stembanden spasmen voorkomen. Voor een 35 kg varken, gebruik dan een 6,5 Fr tracheatube. Blokkeer de tracheale buis met 3-5 ml van de lucht in de ruimte.
  4. Na intubatie, gebruiken capnometry om correcte intubatie bevestigen. Bewaken van de hartslag en de zuurstofverzadiging van pulsoximetrie in de staart van het varken. Plaats en bevestig een temperatuur sonde in de snuit van het varken. Laat de isofluraan vaporizer tot 2% (streven naar 2-2,5 MAC). Zet het beademingsapparaat 14-16 ademhalingen / minuut en een tidal volume van 10-15 ml / kg lichaamsgewicht.
  5. Gebruik zalven ogen tot droog voorkomen terwijl onder narcose.
  6. Gebruik Seldinger techniek 13 een huls inducer (8,5 Fr) in de linker uitwendige halsader voegen. Gebruik deze katheter later voor een actieve portal-cavale-halsader bypass.
  7. Gebruik Seldinger technique een totale parenterale voeding (TPN) katheter (9,5 Fr) in de rechter externe vena jugularis voegen.
  8. Onder steriele omstandigheden, ontleden de rechter halsslagader en steek een polypropyleen katheter (18 G) voor invasieve arteriële druk monitoring. Omring de slagader met een 2-0 zijden stropdas op noodsituaties ligatie mogelijk te maken.
  9. Zet het isofluraan vaporizer tot 1% (1,5-2 MAC) en voeg propofol (5-8 mg / kg / uur iv) om de diepte van de anesthesie te handhaven. Voor analgesie Gebruik continue intraveneuze infusie van fentanylcitraat (meeste voorkeur, 2 ug / kg / uur) of remifentanil (tweede keus, 15 ug / kg / h).
  10. Voordat huidincisie, geef 1.000 mg cefuroxim en 500 mg metronidazol iv. Opzetten van een infuuspomp met Ringers Lactaat met 5% glucose bij 150 ml / uur.
  11. Plaats de warmte-circulerende deken op het hoofd-halsgebied. Schrob de varkens- en bedek het met steriele doeken.
  12. Onder steriele omstandigheden, maak een middellijn laparotomie. Plaats een abdominale retractor om voldoende toegang tot de rechter bovenste kwadrant te krijgen.
  13. Verdeel de falciforme ligament en de driehoekige ligament met cauterisatie.
  14. In meerdere stappen, verdeel de hepatoduodenale ligament dicht bij de lever tussen de banden. Identificeren, te verdelen, en markeer de takken van de leverslagader en galwegen.
  15. Ontleden de leverslagader retrograde tot de verdeling van de gastroduodenale slagader. Zorg ervoor dat een bulldog klem past rond de leverslagader proximaal van de gastroduodenale slagader voor later klemmen.
  16. Bevrijd de poortader van de aanhangende weefsels.
  17. Middelen uit het vena cava van de retroperitoneum rechts via een elektro-cauterisatie. Gebruik een schaar om het bovenste gedeelte tussen de cava en het middenrif. Ontleden de infrahepatic cava naar de tak van de bijnier ader aan de rechterkant en de renale ader aan de linkerkant.
  18. Expose de navel van de milt. Ongeveer halverwege de milt van de lengte, zorgvuldig uit de buurt vanf de milt slagader en ader uit gehandeld peritoneale lagen. Omring zowel de milt slagader en ader met 4 2-0 zijden dassen.
  19. Plaats een 8,5 Fr schede inducer met 2 extra gaten in tip van de katheter in de milt ader, wijzend distaal de richting van de poortader. Bevestig de katheter distaal de invoeging, met een van de banden 2-0 en sluit de ader proximaal van de insertie met een 2-0 band. Laat de andere 2 banden geopend.
  20. Trekken bloed uit de katheter, spoelen met 10 ml zoutoplossing, en sluit de klem van de katheter.
  21. Vul saline in een bypass bestaande uit een centrifugale pompkop, een jugularis buis (3/16 ") en instroom zowel een portaal branch (3/16") en een caval branch (1/4 "Luer Lock connector op proximale opening). Plaats een slangklem op het proximale uiteinde van de buis caval.
  22. Sluit de portal en de halsader opening van de rondweg om zowel schachtinbrenginrichting katheters (figuur 1) en sluit de connectie met een metalen slangklem ring. Plaats de centrifugaalpomp hoofd in zijn positie pomp.
  23. Geef 1000 mg tranexaminezuur en 10.000 IE heparine 3 min iv vóór cross-klemmen. Verlaag de propofol infusiesnelheid tot 2 mg / kg / uur gedurende de periode van de anhepatische fase. Pas de isofluraan concentratie van de arteriële druk en reactiviteit van het varken.
  24. Open de klemmen van beide schachtinbrenginrichting katheters en cross-clamp de poortader. Zorg ervoor dat het bloed loopt door de bypass passief.
  25. Start de centrifugaalpomp bij ongeveer 1500 rondjes / min. Verder kruis klemming indien a) het varken cardiovascularly stabiel en b) de bypass wordt uitgevoerd bij ongeveer 500 ml / min. Als het varken de cross-klemmen, vervanger volume (kristalloïden of colloïden) en inotrope middelen (noradrenaline in kleine Boli) niet tolereren.
  26. Cross klem de infrahepatic vena cava net craniaal van de renale aderen met een De Bakey-Beck klem. Breng stevige druk op de lever tissue te persen uit een deel van het overblijfsel bloed. Cross-klem de suprahepatic vena cava, waaronder een middenrif rand met een Satinsky klem, terwijl het terugtrekken van de lever caudaal.
  27. Snijd de suprahepatic vena cava direct aan zijn grens met het leverweefsel. Daarna, snijd de poortader in de buurt van de lever hilus.
  28. Ongeveer 4 cm schedel van de infrahepatic cava klem, een gat in de voorste wand van de vena cava. In dit gat, plaatst u de connector van de bypass 'caval opening van de Luer Lock naar voren.
  29. Bevestig de connector in de infrahepatic cava met 1-0 zijden dassen. Open vervolgens de slangklem van de caval tak van de bypass.
  30. Tot slot opent de infrahepatic cava klem aan een caval-halsader bypass in aanvulling op de bestaande porto-halsader bypass mogelijk te maken. Verhoog de pompsnelheid ongeveer 2.500 rounds / min zodat de bypass aan de jugulaire uitstroming kant ligt tussen 900 - 1100 ml / min.
  31. Accijnzen de lever op zijn resterende cDownloaded from www.vandenborre.be Basisaansluitingen craniaal van de infrahepatic bypass-aansluiting, ervoor te zorgen dat de banden waarmee de bypass-verbinding worden niet gesneden. Plaats de bypass slang zorgvuldig te knikken te voorkomen. Geef 500 mg methylprednisolon tot immunosuppressie initialiseren.

3. Vessel Wederopbouw

  1. Met behulp van 4-0 monofilament polypropyleen hechtingen, sluit alle 3 diafragma ader ostia op de ontvanger kant bij opening van de suprahepatic cava's. Stiksel met dubbele gewapend met 4-0 monofilament polypropyleen hechtingen binnen-buiten in beide hoeken van de suprahepatic cava op de ontvanger kant.
  2. Verwijder het donororgaan zak uit de ice box. Open het orgel zak, verwijder de donorlever, en plaats het in de buikholte.
  3. Voor een end-to-end anastomose van de suprahepatic cava, trim de donor suprahepatic vena cava aan de ontvanger kant passen. De binnenkant naalden van de ontvanger zijhoek steken, doe een binnen-buitenhoek steek op elke zijde van de suprahepatic donor cava.
  4. Shot beide einden van het rechter hechtdraad elkaar. Geschatte beide ostia van de ontvanger en de donor cava, dan bind beide uiteinden van de linker hechtdraad.
  5. Schoot de kortere einde en doe een buiten-binnenzijde steek van de ontvanger cava achterwand naast de band. Ren over de achterwand, idealiter everting de cava muren.
  6. Voeg 2-3 voorwand steken met dezelfde hechtdraad eenmaal rechts bereikt, dan schoot dit hechtdraad einde. Ren over de voorwand met behulp van de resterende hechtdraad uit de linker hoek. Bind samen beide hechtingen gebruikt voor de rug en zijwanden. Bind de andere twee hechtdraad eindes in de rechterhoek.
  7. Na het op maat donor poortader tot een geschikte lengte, het uitvoeren van een end-to-end anastomose poortader op dezelfde wijze, met behulp 6-0 monofilament polypropyleen hechtingen. Kort voor het einde van de voorwand, intuberen het lumen van de infrahepatic cava met een andere flush lijn en spoelen van de UW-oplossing met 1 L van een zoutoplossingbij kamertemperatuur via de infrahepatic cavaportal ader.
  8. Voltooi de anastomose en bind de hechtingen, laat ongeveer 0,5 cm van de groeifactor. Zet een andere De Bakey- Beck klem op de donor infrahepatic cava.
  9. Open de suprahepatic cava klem en controleer bloeden. Vervolgens reperfusie van de lever door het openen van de portal klem.
  10. Gebruik 6-0 monofilament polypropyleen hechtingen voor hemostase steken. Verlaag de snelheid van de bypass-pomp tot ongeveer 1.500 rondes / min en sluit de klem van het portaal schachtinbrenginrichting katheter.
  11. Span de ontvanger kant van de infrahepatic vena cava en zet een slangklem op de caval deel van de bypass. Stop de centrifugaalpomp.
  12. Snij de banden van de caval connector en verwijder deze. Zet de resterende bloed uit de bypass naar het varken door de halsader katheter.
  13. Sluit de klem van de halsader katheter en verwijder de bypass. Geef 100 mg van protamine sulfaat met heparine antagoniseren. Neem speciale zorg van de pig's hemodynamiek tijdens deze stappen; Gebruik catecholamine voor druk ondersteuning en vervangende natriumbicarbonaat voor metabole acidose.
  14. Voer een end-to-end anastomose van de infrahepatic cava opnieuw op de hierboven beschreven wijze, met behulp 5-0 polypropyleen monofilament hechtdraden. Reperfusie de infrahepatic lagere cava door het vrijgeven van beide klemmen.
  15. Trim een ​​aortal patch rond coeliakie romp van de donor. Bind de ontvanger gastroduodenale slagader in de buurt van de leverslagader. Zet een bulldog klem op de leverslagader proximaal aan de kruising van de gastroduodenale slagader. Trim een ​​kleine arteriële patch met een Potts schaar, met behulp van het vaatweefsel rond de kruising.
  16. Spoel de donor leverslagader met 10 ml gehepariniseerde zoutoplossing en zet een ander bulldog klem verder distaal terug te voorkomen bloeden. Het arteriële anastomose ostia end-to-end in een lopende parachute techniek waarbij een 6-0 monofilament polypropyleen hechtdraad. Reperfusie door eerst opening van de distale en vervolgens de proximale bulldog klemmen.
  17. Anastomose de galwegen end-to-end met 2 6-0 polypropyleen monofilament hechtdraden met de running hierboven beschreven techniek. Zorg ervoor dat grote delen van peribiliary weefsel worden opgenomen, omdat de varkens galwegen is zeer fragiel en tranen gemakkelijk.
  18. Na het inchecken voor hemostase, verwijder de schede inbrenger katheter uit de milt ader. Sluit de proximale en distale uiteinden van de resterende 2 banden.
  19. Sluit de buikwand met een grootte 1 monofilament absorbeerbare hechtdraad. Sluit de huid, hetzij met een huid nietmachine of hardlopen met 2-0 hechtdraad.

4. Postoperatieve Phase

  1. Gebruik de verwarming pad en warmte circuleren deken om het varken warm te houden.
  2. Monster bloed gassen per uur. Pas uitdroging door het verhogen van de infusiesnelheid.
  3. Spenen de narcose. Ventileer het varken voor nog eens 2 uur.
  4. Verwijder het omhulsel inbrengkatheter van links jugulaire vein. Druk stevig voor een paar minuten om het bloeden te voorkomen.
  5. Tunnel de TPN katheter subcutaan aan de zijkant van de nek van het varken. Bevestig het met 2-0 hechtingen.
  6. Verwijder de arteriële lijn na 2 uur als het varken is hemodynamisch stabiel zonder catecholamine ondersteuning. Zorg ervoor dat de punctie kant niet bloedt. Anders, maak een 6-0 portemonnee-string steek rond de arteriële gat zonder het sluiten van de slagader. Sluit de incisie.
  7. Stop de ventilatie zodra het varken is in staat om zelfstandig te ademen. Koppel de ventilatie slang van de tracheale tube. Herhaaldelijk controleren of het varken voldoende ademt.
  8. Plaats het varken in een buikligging in een enkel dier pen voorzien van een warmtelamp. Extuberen zodra het varken is in staat om zelfstandig te houden zijn hoofd. Laat een dier niet onbeheerd verlaten totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging behouden. Huis het varken voor de hele post-operatieve periode afzonderlijk.
  9. Voorzieniv voldoende pijnmedicatie na operatie (bijvoorbeeld buprenorfine 0,01-0,05 mg / kg elke 6 uur).
  10. Als het varken niet zelfstandig drinken, vervangen genoeg volume iv
  11. Verder methylprednisolon zoals immunosuppressie (250 mg postoperatieve dag (POD) 1 ochtends en 125 mg elke ochtend). Start cefalosporine 2 mg / kg po tweemaal per dag vanaf POD2 op.
  12. Dien 500 mg metronidazol en 1000 mg cefazoline tweemaal daags en 20 mg pantoprazol eenmaal daags tot Pod3.
  13. Monitor het varken nauw. Aarzel niet om te offeren als het tekenen van het lijden (bijvoorbeeld, lethargie, Refusion te drinken, aanhoudende acidose of hypoglykemie, of tekenen van bloeding of peritonitis). Voor euthanasie, exsanguinate het varken onder diepe isofluraananesthesie (5%,> 2,5 MAC) door het snijden van de suprahepatic cava.

Resultaten

In een eerste studie transplantatie, een kloppend hart donor model (HBD, n = 5) werden vergeleken met een DCD model (n = 10) die aan 45 minuten warme ischaemie in situ. In beide groepen werden enten bewaard op ijs voor 10 uur na aanschaf.

In de HBD groep 100% van de ontvanger varkens overleefden tot het einde van de follow-up op dag 5 na transplantatie. In de DCD groep slechts 50% van de ontvanger varkens overleefden gedurende 5 dagen als gevolg van coagulatie problemen of metabole decompensatie, als gevolg van verminderde postoperatieve leverfunctie.

Alle bloedmonsters werden verzameld uit de centrale veneuze catheter. Na centrifugeren werden serummonsters verkregen en voor hepatocellulaire schade (aspartaat aminotransferase, AST), biliaire functie (totaal bilirubine en alkalisch fosfatase) en leverfunctie (INR) geanalyseerd. Het tijdsverloop van elke markering is weergegeven in figuren 2-5.

AST niveaus bereikte een piek na 24 uur (1414 ± 538 U / L in de groep HBD en 2296 ± 1313 U / L in de DCD groep, p = 0,13) en keerde terug tot bijna normale waarden na 5 dagen. Evenzo werden alkalische fosfatase waarden aanzienlijk verhoogd na 36 uur in de DCD groep (224 ± 111 U / L) in vergelijking met de HBD-groep (162 ± 54 U / l, p = 0,27). Terwijl de totale bilirubine was stabiel in de HBD-groep (≤ 10 umol / L hele), het geleidelijk verhoogd in de DCD groep tot en met dag 5 (23 ± 31 umol / L, p = 0,43). De grote standaarddeviatie in de bilirubine waarden in de DCD groep toont een eigenaardige heterogeniteit gal letsel in deze groep. INR als een marker van de leverfunctie liet een trend vergelijkbaar met de AST waarden. Waarden piekte op 24 uur en werden gerestaureerd tot bijna normale waarden na 5 dagen. De HBD groep had lagere waarden met een piek bij 1,47 ± 0,34 in vergelijking met de DCD groep (peak 1,70 ± 0,36, p = 0,32).

figure-results-1
Figuur 1. Schema van de porto-cavale-halsader shunt. De bypass is gevuld met lactaat Ringer's oplossing. Vervolgens wordt de cavale deel geklemd is een buisklem, worden de jugulaire en milt onderdelen verbonden met het vooraf ingestelde katheters, wordt de bypass geopend en de centrifugaalpomp wordt gestart na portale veneuze klemmen. Na leverresectie, is het caval deel van de bypass geplaatst en vastgezet in de infrahepatic vena cava stomp, craniaal van de renale aderen. De buisklem is vrijgegeven caval decompressie mogelijk, naast het portaal decompressie.

figure-results-2
Figuur 2. aspartaat aminotransferase (AST) (HBD n = 5, DCD n = 10). AST is een gevoelige merker van hepatocellulaire schade. De piek achterdeker 24 uur is in het HBD lager dan in de DCD groep suggereert minder hepatische reperfusieletsel; de kleine standaarddeviatie toont homogener resultaten in de HBD-groep.

figure-results-3
Figuur 3. Totaal bilirubine (HBD n = 5, DCD n = 10). Totaal bilirubine, een marker van galklaring en galkanaal integriteit toont een stabiele en homogene trend met waarden onder 10 umol / L voor de HBD-groep. De bilirubine curve in de DCD groep neemt geleidelijk in de tijd en toont een hoge standaarddeviatie, suggereert biliaire schade slechts een gedeelte van de experimentele groep.

figure-results-4
Figuur 4. Alkalische fosfatase (HBD n = 5, DCD n = 10). Alkalische fosfatase iis een indicator van de galwegen letsel. De waarden voor de HBD groep lager dan die van de DCD groep minder biliaire verwonding inhoudt.

figure-results-5
Figuur 5. INR (HBD n = 5, DCD n = 10). Een hoge waarde geeft INR verminderde hepatocellulaire functie als gevolg van verminderde afgifte van stollingsfactoren. In zowel HBD en DCD groepen, de INR waarden terug te keren naar normale waarden 5 dagen na de transplantatie, wat suggereert het herstel van de leverfunctie. De waarden voor de HBD-groep verschijnen lager.

Discussie

Experimentele varkens OLTx is een uitdagende procedure voor een onderzoek instellen zonder dat de intensive care middelen van een klinische scenario. Mogelijke complicaties zijn hemodynamische instabiliteit, bloedingen, orgel ischemie, onderkoeling, en metabole, evenals de luchtwegen, decompensatie. Voor elke onderzoeksgroep, voldoende procedurele training van de chirurgische techniek 5 evenals het varken anesthesie 14,15 is verplicht om representatieve en reproduceerbare resultaten te bereiken.

Vele technische finesses zijn beschreven in de literatuur, in het bijzonder met betrekking tot de vasculaire wederopbouwfase 5. De OLTx protocol hierboven beschreven biedt de benodigde informatie voor een cava vervangt model lijkt op de menselijke OLTx. De resultaten tonen aan betrouwbare dierlijke overleving en graft herstel in zowel HBD en DCD-modellen. Het protocol is op korte termijn overleving scenario's gebruikt in transplantaat reperfusie erva toepassingriments bijvoorbeeld en bij langdurige overlevingsmodellen als tolerantie studies.

Een groot obstakel van varkens OLTx is de relatief slechte tolerantie van cava en poortader cross-klemmen. Splanchnische congestie in de anhepatische fase veroorzaakt veneuze hypertensie en capillaire schade die kan leiden tot grote intestinale ischemie en hemodynamische instabiliteit op de punt van een onomkeerbare shock zelfs na reperfusie organen 7. Aangezien de vena cava volledig ingebed in leverparenchym, een cava behoud piggy-back werkwijze niet haalbaar. De totale occlusie van de vena cava tijdens de cava wederopbouwfase schaadt de hemodynamische stabiliteit van het varken. Hoewel enkele meldingen blijkt dat varken OLTx kan worden bereikt bij een totale cava en de vena porta occlusie van minder dan 25 min 16,17, een porto-cava-jugularis bypass techniek voor het tijdstip van vasculaire reconstructie is het veiliger en praktische oplossing 7- 9,18. In thervaring e auteurs, een passieve porto-halsader bypass is niet optimaal om het varken hemodynamisch tijdens de anhepatische fase stabiel te houden. De bypass model, met inbegrip van actieve decompressie van zowel infrahepatic cava en poortader, maakt een rustige fase van wederopbouw van de suprahepatic caval en portal anastomoses zelfs met uitgebreide vastklemmen tijd als gevolg van onvoorziene complicaties. In tegenstelling tot eerdere berichten 7, een splenectomie is niet verplicht wanneer de portal bypass katheter wordt verwijderd. Zowel de milt slagader en ader gesloten zijn ongeveer halverwege de lengte van de milt van het verlaten van de proximale helft voldoende doorbloed. Complicaties zoals bloeden of lucht embolie te wijten aan bypass ontkoppeling zijn vermijdbaar door ervoor te zorgen dat de bypass zorgvuldig wordt geplaatst en goed beveiligd.

Op lange termijn overleven OLTx experimenten, wordt de galwegen anastomose beschouwd als een zwakke plek vanwege de hoge percentage complicaties 19. De gal weefsel is zeer fragiel en needs speciale zorg wanneer zij worden behandeld. Vele verschillende anastomose technieken zijn beschreven 5,19. An end-to-end anastomose technisch eenvoudig en geassocieerd met minimale complicaties 19. Een continue hechting met een niet-snijdend naald onder grote delen van peribiliary bindweefsel lijkt superieur een onderbroken hechtdraad. De galwegen wordt onder onnodige spanning geplaatst wanneer de enkele steken van de onderbroken hechtdraad worden geknoopt. Dit kan leiden tot weefsel scheuren en opeenvolgende gal lekken. De hechtmateriaal - absorbeerbare of niet-absorbeerbare - is meestal niet belangrijk, gezien de beperkte levensduur tot het varken wordt beëindigd. Voor de lange termijn overleving modellen gedurende enkele maanden, absorbeerbare hechtingen - net als in de menselijke OLTx - de voorkeur.

Specifieke zorg moet worden genomen met de post-operatieve follow-up. Voldoende voeding en vocht het aanbod, een betrouwbare pijnbestrijding protocol, en een goede immunosuppressieregime zijn verplicht. Voor langdurige experimenten lijkt immunosuppressie bijzonder belang. In vergelijking met andere zoogdieren, varkens vertonen een verrassend lage immunologische percentage afwijzingen na OLTx 20,21. Rond cel infiltraties zijn maximale tijdens de tweede week na transplantatie en verminderen spontaan ook zonder immunosuppressie. Afwijzing is zelden de oorzaak van de dood na varkens OLTx 22. Maar zelfs met immunosuppressieve protocol waarbij toedienen hier vermelde iv steroïden en calcineurineremmers po, transplantaatafstoting wordt aangegeven door een lichte verhoging van transaminasen vanaf ongeveer 4 dagen na OLTx en bevestigd door goed zichtbare gebied door infiltratie. Calcineurineremmers kan worden gegeven ofwel 23,24 po of iv 25,26; beide werkwijzen nadelen. Zelfs bij orale toediening aids, de echtheid bereiken van het spijsverteringskanaal blijft ongrijpbaar. Anderzijds, continue iv infusie inpen van een varken met een actieve dier is moeilijk. Achtereenvolgens dienen iv aanvraag uitgevoerd als een bolus, waardoor hoge geneesmiddel- concentratiepieken samen met potentiële toxische effecten. Niettemin hebben beide toepassingswerkwijzen blijken langdurige overleving mogelijk.

Net als bij een klinische setting, is post-operatieve spanning ulcus profylaxe aanbevolen. Post-operatief bloeden van maagzweren is een veel voorkomend probleem en kan verband houden met een verminderde leverfunctie 27. Na een paar gevallen van gastro-intestinale bloeden in beide OLTx groepen, de auteurs begon regelmatige profylaxe met pantoprazol en niet sindsdien ervaren geen gastro-intestinale bloeden.

Strikte handhaving van steriele omstandigheden intraoperatief, die vergelijkbaar zijn met de omstandigheden in een klinische operatiekamer, en de daaruit voortvloeiende antibioticaprofylaxe, vermindert het risico van infectieuze complicaties.

Kortom, dit artikel provides praktische informatie voor de oprichting van een varken OLTx programma in een research setting. Voldoende toewijding, praktijk, en teamwork is belangrijk om de leerperiode te verlagen, om betrouwbare resultaten te produceren, en om de kosten en het aantal proefdieren te verminderen.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De studie werd ondersteund door onderzoekssubsidies van de Roche Organ Transplant Research Foundation (ROTRF) en Astellas. Markus Selzner werd ondersteund door een ASTS Career Development Award. Matthias Knaak werd ondersteund door de Astellas Research Scholarship. We danken Uwe Mummenhoff en de familie Birmingham voor hun genereuze steun.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Atropine Sulphate 15 mg/30mlRafter 8 Products238481
Buprenorphine 0.3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDTN/A
Cefazolin 1 gPharmaceutical Partners of Canada Inc.2237138
Cyclosporin Oral Solution 5,000 mg/50 mlNovartis Pharmaceuticals Canada Inc.2150697
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.2240434
Heparin 10,000 iU/10 mlLeo Pharma A/S453811
Isoflurane 99.9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2231929
Ketamine Hydrochloride  5000 mg/50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose, 0.5 LBaxter Corporation61131
Lacteted Ringer’s, 1 LBaxter Corporation61085
Metronidazole 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2242905
Pantoprazole 40 mgSandoz Canada Inc.2306727
Potassium Chloride 40 mEq/20 mlHospira Healthcare Corporation37869
Propofol 1,000 mg/100 mlPharmascience Inc.2244379
Protamine Sulfate 50 mg/5 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2139537
Saline 0.9%, 1 LBaxter Corporation60208
Sodium Bicarbonate 50 mEq/50 mlHospira Healthcare Corporation261998
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.2367963
Tranexamic Acid 1,000 mg/10 mlPfizer Canada Inc.2064413
University of Wisconsin Solution, SPS-1Organ Recovery SystemsSPS-1
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767
Appose ULC 35 W skin staplerCovidien Canada803712
Maxon, 1Covidien Canada606173
Sofsilk, 0Covidien CanadaS606
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Surgipro II, 4-0Covidien CanadaVP581X
Surgipro II, 5-0Covidien CanadaVP725X
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Catheter i.v, 18 GBD Canada381147
Cook TPN catheter, 9.5 FrCook Medical CompanyC-TPNS-9.5-90
PSI Kit for sheath catheter, 8.5 FrArrow InternationalASK-09803-UHN
Infusion Pump LineSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Liver Admin Set (flush line)CardioMed Supplies Inc17175
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mmCovidien Canada86449
Med-Rx Suction Connecting TubeBenlan Inc.70-8120
Organ BagCardioMed Supplies Inc2990
Suction TipTyco Healthcare Group LP8888501023
Valleylab, Cautery PencilCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Patient Return ElectrodeCovidien CanadaE7507
Bypass Connector 3/8” x 1/4“Raumedic AG955083-001
Bypass Connector 3/8” x 3/8” Luer LockRaumedic AG955163-001
Bypass Connector Y 3/8” x 3/8” x 1/4”Raumedic AG961360-002
Bypass Tubing 1/4” x 1/16”Raumedic AG039505-010
Bypass Tubing 3/8” x 3/32”Raumedic AG039535-005
Rotaflow Centrifugal PumpMaquet-DynamedHC 2821
Stainless Steel Hose Clamp Ring, 5mmOetiker16700007
Abdominal RetractorMedite GmbHN/A
De Bakey – Beck, Infrahepatic Cava ClampAesculap Inc.FB519R
Deithrich, Atraumatic Clamp (Portal Vein)Aesculap Inc.FB525R
Gregory Bulldog Clamp, curvedAesculap Inc.FB382R
Gregory Bulldog Clamp, straightAesculap Inc.FB381R
Potts – De Martel, ScissorsAesculap Inc.BC648R
Satinsky, Suprahepatic Cava ClampAesculap Inc.FB605R
Symetrical Tubing ClampCodman Instruments198010
Anesthesia Machine, OptimaxModuflex Anesthesia EquipmentSN5180
Bypass Flow meter, HT 110Transonic Systems Inc.HT110B11106
Flow meter probe, H6XLTransonic Systems Inc.H6Xl689
Heat Therapy Pump, T/PumpGaymar Industries IncTP500-G89D19
Infusion Pump 3,000SIMS Graseby LTD.SN300050447
Isoflurane Vapor 19.1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Monitor, Datex AS 3

Referenties

  1. Mehrabi, A., Fonouni, H., Muller, S. A., Schmidt, J. Current concepts in transplant surgery: liver transplantation today. Langenbecks Arch. Surg. 393 (3), 245-260 (2008).
  2. Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. Liver transplantation in the United States. Clin. Transpl. , 17-28 (2005).
  3. Chalstrey, L. J. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. Br. J. Surg. 58 (3), 585-588 (1971).
  4. Esmaeilzadeh, M. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: a review of literature. Ann. Transplant. 17 (2), 101-110 (2012).
  5. Calne, R. Y. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. Br. Med. J. 2 (5550), 478-480 (1967).
  6. Memsic, L., Quinones-Baldrich, W., Kaufman, R., Rasool, I., Busuttil, R. W. A comparison of porcine orthotopic liver transplantation using a venous-venous bypass with and without a nonpulsatile perfusion pump. J. Surg. Res. 41, 33-40 (1986).
  7. Torres, O. J. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta. Cir. Bras. 23 (2), 135-139 (2008).
  8. Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. Br. J. Surg. 61 (1), 27-32 (1974).
  9. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. Ilar. J. 47 (4), 358-363 (2006).
  10. Swindle, M. M., Smith, A. C. Best practices for performing experimental surgery in swine. J. Invest. Surg. 26 (2), 63-71 (2013).
  11. Moench, C., Moench, K., Lohse, A. W., Thies, J., Otto, G. Prevention of ischemic-type biliary lesions by arterial back-table pressure perfusion. Liver Transpl. 9 (3), 285-289 (2003).
  12. Koski, E. M., Suhonen, M., Mattila, M. A. Ultrasound-facilitated central venous cannulation. Crit. Care Med. 20 (3), 424-426 (1992).
  13. Lange, J. J., Hoitsma, H. F., Meijer, S. Anaesthetic management in experimental orthotopic liver transplantation in the pig. Eur. Surg. Res. 16 (6), 360-365 (1984).
  14. Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Fruhauf, N. R., Kuhne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. J. Surg. Res. 130 (1), 73-79 (2006).
  15. Heuer, M. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. Eur. Surg. Res. 45 (1), 20-25 (2010).
  16. Gruttadauria, S. Porcine orthotopic liver autotransplantation: facilitated technique. J. Invest. Surg. 14 (2), 79-82 (2001).
  17. Falcini, F. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. G. Chir. 11 (4), 206-210 (1990).
  18. Filipponi, F., Benassai, C., Falcini, F., Martini, E., Cataliotti, L. Biliary tract complications in orthotopic liver transplantation: an experimental study in the pig. Ital. J. Surg. Sci. 19 (2), 131-136 (1989).
  19. Terblanche, J. Orthotopic liver homotransplantation: an experimental study in the unmodified pig. S. Afr. Med. J. 42 (20), 486-497 (1968).
  20. Calne, R. Y. Prolonged survival of liver transplants in the pig. Br. Med. J. 4 (5580), 645-648 (1967).
  21. Battersby, C., Egerton, W. S., Balderson, G., Kerr, J. F., Burnett, W. Another look at rejection in pig liver homografts. Surgery. 76 (4), 617-623 (1974).
  22. Net, M. The effect of normothermic recirculation is mediated by ischemic preconditioning in NHBD liver transplantation. Am. J. Transplant. 5 (10), 2385-2392 (2005).
  23. Guarrera, J. V. Hypothermic machine perfusion of liver grafts for transplantation: technical development in human discard and miniature swine models. Transplant Proc. 37 (1), 323-325 (2005).
  24. Minor, T. Hypothermic reconditioning by gaseous oxygen improves survival after liver transplantation in the pig. Am. J. Transplant. 11 (12), 2627-2634 (2011).
  25. Kelly, D. M. Porcine partial liver transplantation: a novel model of the 'small-for-size' liver graft. Liver Transpl. 10 (2), 253-263 (2004).
  26. Meijer, S., Hoitsma, H. F., Visser, J. J., de Lange, J. J. Long term survival following orthotopic liver transplantation in pigs; with special reference to gastric ulcer complications. Neth. J. Surg. 36 (6), 168-171 (1984).

Herprints en machtigingen

Tags

Levertransplantatie bij varkensorthotope levertransplantatieanastomose van de poortadervervanging van de vena cavacentrifugaalpompbypasscanulatie van de miltaderspoeling van de leverarterieanastomose van de galgangpostoperatieve verzorging van dieren
Techniek van varkenslever Procurement en Orthotope transplantatie met behulp van een actieve Porto-Caval Shunt
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.