Methodenartikel

Een Rat Model van ventriculaire fibrillatie en Reanimatie door conventionele Closed-borst Techniek

DOI:

10.3791/52413

⸱

26 april 2015

 ,  , 
1Resuscitation Institute, Rosalind Franklin University of Medicine and Science

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft een rattenmodel van elektrisch geïnduceerde ventrikelfibrillatie en reanimatie door borstcompressie, ventilatie en toediening van elektrische schokken die een episode van plotselinge hartstilstand en conventionele cardiopulmonale reanimatie simuleert. Het model maakt het mogelijk om inzichten te verzamelen over de pathofysiologie van hartstilstand en het verkennen van nieuwe reanimatiestrategieën.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een rattenmodel van elektrisch-geïnduceerde ventriculaire fibrillatie gevolgd door hartresuscitatie met behulp van een gesloten borsttechniek die de basiscomponenten van cardiopulmonale reanimatie bij mensen omvat, wordt hierin beschreven. Het model werd ontwikkeld in 1988 en is gebruikt in ongeveer 70 peer-reviewed publicaties die een groot aantal reanimatie-aspecten onderzoeken, waaronder de fysiologie en pathofysiologie, determinanten van reanimatiemogelijkheden, farmacologische interventies en zelfs de effecten van celtherapieën. Het model in deze presentatie omvat: (1) vasculaire katheterisatie om de aorta en rechteratriale druk te meten, om de cardiale output te meten door middel van thermodilutie, en om ventriculaire fibrillatie elektrisch te induceren; en (2) tracheaal intuberen voor positieve drukventilatie met zuurstofverrijkt gas en beoordeling van de end-tidale CO2. Een typische reeks interventies omvat: (1) elektrische inductie van ventriculaire fibrillatie, (2) borstcompressie met behulp van een mechanisch zuigerapparaat gelijktijdig met positieve drukventilatie die zuurstofverrijkt gas levert, (3) elektrische schokken om ventriculaire fibrillatie te beëindigen en cardiale activiteit te herstellen, (4) beoordeling van post-reanimatie hemodynamische en metabolische functie, en (5) beoordeling van overleving en herstel van orgaanfunctie. Er is een robuuste verzameling metingen beschikbaar die omvat – maar niet beperkt is tot – hemodynamische, metabolische en weefselmetingen. Het model is zeer effectief gebleken bij het ontwikkelen van nieuwe reanimatieconcepten en het onderzoeken van nieuwe therapeutische interventies vóór hun testen in grotere en translationeel relevantere diermodellen van hartstilstand en reanimatie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nabij 360.000 individuen in de Verenigde Staten 1 en veel meer wereldwijd 2 lijden optreden van een plotselinge hartstilstand elk jaar. Pogingen om het leven te herstellen vereisen niet alleen dat hartactiviteit worden hersteld, maar dat schade aan vitale organen worden voorkomen, geminimaliseerd, of omgekeerd. Huidige reanimatie technieken leveren een initiële reanimatie percentage van ongeveer 30%; Echter, de overleving van ontslag uit het ziekenhuis is slechts 5% 1. Myocarddysfunctie, neurologische stoornissen, systemische inflammatie, bijkomende ziekten, of een combinatie daarvan voorkomende post-reanimatie-account voor het grote deel van de patiënten die sterven ondanks aanvankelijke terugkeer van de circulatie. Zo worden meer inzicht in de onderliggende pathofysiologie en nieuwe reanimatie benaderingen dringend nodig om de snelheid van de initiële reanimatie en de daaropvolgende overleven met intacte orgaanfunctie te verhogen.

Dierlijke modusls van een hartstilstand spelen een cruciale rol in de ontwikkeling van nieuwe therapieën reanimatie door het verstrekken van inzichten over de pathofysiologie van een hartstilstand en reanimatie en het bieden van praktische middelen te conceptualiseren en testen van nieuwe interventies voordat ze kunnen worden getest bij mensen 3. De rat-model van de gesloten kist reanimatie (CPR), hier beschreven heeft een belangrijke rol gespeeld. Het model werd in 1988 ontwikkeld door Irene von Planta - een research fellow bij de tijd - en haar medewerkers 4 in het laboratorium van wijlen professor Max Harry Weil MD, Ph.D. aan de Universiteit van Health Sciences (omgedoopt tot Rosalind Franklin University of Medicine and Science in 2004) en wordt veelvuldig gebruikt op het gebied van reanimatie voornamelijk door fellows van professor Weil en hun stagiairs.

Het model simuleert een episode van een plotselinge hartstilstand met reanimatie geprobeerd door conventionele reanimatie technieken en omvat dus induction van ventriculaire fibrillatie (VF) door middel van een elektrische stroom naar de rechter ventrikel endocardium en levering van gesloten borst CPR door een pneumatisch aangedreven zuiger apparaat terwijl gelijktijdig leveren beademing met zuurstof verrijkt gas. Beëindiging van VF wordt bereikt door transthoracale levering van elektrische schokken. De rat-model biedt een evenwicht tussen de ontwikkelde modellen in grote dieren (bijvoorbeeld, varkens) en modellen ontwikkeld in kleinere dieren (bijvoorbeeld muizen) waardoor verkenning van nieuwe concepten in het onderzoek een goed gestandaardiseerde, reproduceerbare en efficiënte manier met toegang tot een robuuste inventaris van relevante metingen. Het model is met name nuttig in de vroege stadia van het onderzoek naar nieuwe concepten van de effecten van confounders te verkennen en te onderzoeken voordat het uitvoeren van studies in grotere diermodellen die duurder zijn, maar van grotere translationeel impact.

Een Medline voor alle peer-reviewed artikelen rapportage alsimilar rat model met VF als het mechanisme van een hartstilstand en een vorm van gesloten kist reanimatie onthulden totaal 69 extra oorspronkelijke studies met behulp van het model, omdat het voor het eerst werd gepubliceerd in 1988 4. De onderzoeksgebieden zijn onder pathofysiologische aspecten van reanimatie 5-17, factoren uitkomsten 18-30, de rol van farmacologische interventies onderzoeken vasopressormiddelen 31-43, buffermiddelen 44, 45 inotrope middelen, middelen ter myocardiale en cerebrale bescherming 46-70, en ook de effecten van mesenchymale stamcellen 71-73.

Het model en protocol beschreven in dit artikel wordt momenteel gebruikt bij de reanimatie Instituut. Toch zijn er meerdere mogelijkheden om "aanpassen" het model op basis van de beschikbare individuele onderzoekers en de doelstellingen van de studies mogelijkheden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OPMERKING: Het protocol werd goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite op Rosalind Franklin University of Medicine and Science. Alle procedures waren in overeenstemming met de Gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren gepubliceerd door de National Research Council.

1. Experimentele Setup en Anesthesie

  1. Voer kalibraties van de diverse signalen worden opgenomen met een data acquisitie systeem (druk, temperatuur, zuigerverplaatsing, elektrocardiogram [ECG] capnografie, etc.).
  2. Steriliseren instrumenten en katheters (bijvoorbeeld in een autoclaaf voor instrumenten en ethyleenoxide sterilisator voor katheters) en opereren geklede en het dragen van een masker, muts en steriele handschoenen bij het ​​experiment gaat overleven chirurgie. Schoon chirurgische instrumenten en katheters, maar er is geen noodzaak steriel niet-overleving chirurgie zijn.
  3. Bereid de katheters hieronder en afgebeeld in Fifiguur 1 een rat met een gewicht van 0,45 kg en 0,55 kg.
    1. Markeren 2F T-type thermokoppel katheter maat 0,6 mm OD (2F), 3, 5 en 8 cm vanaf de punt met permanente marker voor promotie in de thoracale aorta. Gebruik deze katheter om de temperatuur en de cardiac output te meten.
    2. Cut polyethyleen buis, afmeting 0,46 mm ID en 0,91 mm OD (PE25) ≈ 25 cm lengte, een voor promotie in de thoracale aorta en andere voor bevordering in het rechter atrium.
    3. Snij het einde van elke PE25 kathetertip te worden ingebracht in het vat bij een hoek van 90 °.
      OPMERKING: Schuine tips op hoek van 45 ° kan vaatperforatie veroorzaken bij het gebruik van PE-buizen. Echter, kan de afgeschuinde punt naar beneden worden afgezet met schuurpapier om de scherpte te verminderen.
    4. Bevestig een 26 gauge vrouwelijke luer stub adapter aan het proximale einde van elke PE25 katheter.
    5. Markeer de aorta katheter 3, 5 en 8 cm en de rechter atriale katheter 3, 5, 8, 10 en 12 cm van de punt. Gebruik de aoRTIC katheter naar de aorta druk en voor het afnemen van bloed te meten. Gebruik de rechter atriale katheter naar rechts atriale druk te meten.
    6. Bevestig elke luer stomp adapter aan op een druksensor uitgerust met een 3-weg kraan.
    7. Snij de punt van een 3F polyurethaan pediatrische veneuze katheter maat 0.6 mm ID en 1,0 mm OD (3F), bij 45 ° gedurende promotie in het rechter atrium.
    8. Markeer de 3F externe halsader katheter op 4 cm van de tip. Gebruik deze katheter naar een voerdraad verder te gaan in de rechter ventrikel voor elektrische inductie van VF met de volgende optie om het te gebruiken voor drug delivery en bloedafname. Bevestig een 3-weg kraan aan de katheter.
      OPMERKING: Marks gemaakt op de katheters zijn voor de begeleiding van de chirurg als de katheters worden gevorderd. De markering 3 cm van de katheters voortbewogen door de femorale vaten waarschuwt de chirurg een punt van resistentie als gevolg van de vaten beginnen te buigen richting borstkas. De 8 cm marks de aorta katheter en thermokoppel catheter geven de tip in de thoracale aorta. De 12 cm markering rechts atriale katheter geeft de tip in het rechter atrium. Interim merken zijn gidsen als de katheters worden gevorderd. De 4 cm markering rechts externe halsader katheter geeft de tip in het rechter atrium.
    9. Prime elk katheter met zoutoplossing met 10 IU / ml heparine (om de doorgankelijkheid te garanderen) en zet de corresponderende kranen naar de gesloten positie.
    10. Snijd een 5F gefluoreerde ethyleen-propyleen canule, grootte 1,1 mm ID en 1,6 mm OD (5F) gemonteerd op een stylet, te ≈ 8 cm in lengte creëren van een afgestompte tip. Gebruik deze canule voor vooruitgang in de luchtpijp de plaatsing van haar tip ≈ 2 cm van de kiel voor positieve druk ventilatie tijdens en na cardiale reanimatie.
      OPMERKING: De metalen stilet van de canule moet worden gebogen in een hoek van 145 ° ≈ 3 cm van de punt te helpen bij vooruitgang in de luchtpijp.
  4. Bereid de rat voor chirurgische instrumenten.
    1. Verdoven de rat door intraperitoneale injectie van natriumpentobarbital (45 mg / kg). Eventueel geeft bijkomende doses (10 mg / kg) intraveneus iedere 30 minuten (na de vasculaire) een chirurgische vlak van anesthesie te handhaven.
      OPMERKING: De meeste studies mannelijke teruggetrokken fokker Sprague-Dawley-ratten gebruikt.
    2. Knip de haren uit de chirurgische gebieden en gebieden waar elektrische schokken zal worden geleverd; waarbij de dorsale borstkas, linker en rechter lies, hals en voorste oppervlak van de thorax omvatten.
    3. Dien 0.02 mg / kg (1 ml / kg) subcutaan buprenorfine analgesie.
    4. Bevestig de rat in een liggende positie op een chirurgische bord door taping de voor- en achterpoten in een hoek van 45 ° vanaf de middellijn.
    5. Scrub incisie gebieden met betadine scrub, gevolgd door 70% ethanol 3 keer.
    6. Breng een dun laagje van antibacteriële oogzalf om de hoornvliezen.
    7. Plaats een rectale thermistor ≈ 4 cm in het rectum en zet de thermistor op de chirurgische bord.
    8. Handhaaf lichaamstemperatuur tussen 36,5 ° C en 37,5 ° C met een gloeilamp warmtelamp gedurende het experiment.
    9. Plaats ECG naalden subcutaan aan de rechter bovenste ledematen, links bovenste ledematen, en de rechter achterpoot, en noteer de ECG gedurende het experiment.

2. Vasculaire canuleringen

2.1) Linker dijbeenslagader voor het bevorderen van het T-type thermokoppel katheter in de thoracale aorta

  1. Voeg een 2 cm incisie links liesstreek bij 90 ° ten opzichte van de grove.
  2. De femorale vaten en zenuwen bloot door stompe dissectie van de omliggende bindweefsel behulp van een paar hemostats.
  3. Expose de vasculaire schede rond de vaartuigen met een gebogen micro dissectie pincet.
    OPMERKING: Vermijd prikken ofwel schip of het nerve.
  4. Reizen met micro dissectie pincet onder de femorale slagader, ader en zenuw en hen te ondersteunen bij een hoek van 90 ° ten opzichte van de schepen. Met beide schepen en de zenuw ondersteund begin scheiden van de slagader van de zenuw en ader met een paar gebogen microdissectie pincet.
    OPMERKING: Scheiding wordt gedaan van onder en parallel aan de schepen om het risico van schade aan de schepen en zenuwen te minimaliseren.
  5. Herpositioneren de ondersteunende tang; het loslaten van de zenuw naar ondersteunen alleen de ader en slagader.
  6. Rijg een tang tussen de slagader en de ader en ze te scheiden tot een lengte van ≈ 1 cm.
  7. Laat de geïsoleerde ader van de ondersteunende tang voorzichtig en blijven ondersteunen van de slagader alleen.
  8. Plaats twee zijden 3-0 gevlochten nietabsorbeerbare ligaturen en de positie van een distaal en een proximale ≈ 1 cm van elkaar.
  9. Span goed aan de distale ligatuur terwijl de slagader wordt nog steeds ondersteund met behulp van knoop & # van een chirurg160, gevolgd door twee enkele knopen. Draai de proximale ligatuur met knoop een losse chirurg.
  10. Voeg een kleine insnijding op het vaartuig met een paar micro-dissectie scharen nabij het distale ligatuur bij een hoek van 60 ° ten opzichte van het vaartuig snijden ongeveer ¼ van de het dwarsdoorsnedeoppervlak.
    OPMERKING: Een kleine druppel bloed die uit de snede signalen het lumen werd bereikt.
  11. Druppel gehepariniseerde zoutoplossing op het schip mogelijk te maken gemakkelijk inbrengen van de katheter.
    OPMERKING: Een tot twee druppels 1% lidocaïne-oplossing kan ook worden gebruikt om vaatspasmen voorkomen.
  12. Plaats een 22 gauge naald - wiens tip is op maat gebogen in een hoek van 70 ° en afgestompt behulp van schuurpapier (dwz inbrenger) - in de tankopening terwijl zachtjes te trekken van de distale ligatuur met de hemostats om het schip te stabiliseren.
  13. Til de inbrenger zachtjes om het lumen bloot en begeleiden van de T-type thermokoppel katheter onder de inbrenger, het verwijdereneenmaal de katheter tip is ingebracht.
  14. Houd de katheter op zijn plaats met een hand terwijl de opvang van de andere kant in een comfortabele positie om de katheter te bevorderen.
  15. Sluit de ondersteunende tang en verplaatsen distaal als de katheter wordt voortbewogen.
    OPMERKING: Als er weerstand wordt voldaan, terwijl het bevorderen van de katheter; stoppen, terug te trekken en in te voegen op een alternatieve hoek.
  16. Vooraf de katheter totdat de 8 cm merk de tip te positioneren in de thoracale aorta.
  17. Bevestig de katheter aan het schip vast door de proximale ligatuur en het toevoegen van twee extra enkele knopen.
    OPMERKING: Secure knopen strak genoeg om te voorkomen dat bloeden rond de katheter en onbedoelde verplaatsing; toch los genoeg om heen en weer te schakelen beweging indien nodig voor herpositionering.
  18. Verwijder de tang en de vaatklemmen zachtjes.

2.2) Linker dijader voor het bevorderen van de PE25 katheter in de rechterboezem

  1. Lift thij dijbeenslagader al gecannuleerd met het T-type thermokoppel katheter door voorzichtig omhoog te trekken op de ligatuur en het blootstellen van de aangrenzende dijader.
  2. Reizen onder de ader met behulp van een tang en open ze om het faillissement van de ader.
  3. Volg de stappen 2.1.8 tot 2.1.18 maar oprukkende de PE25 katheter (in plaats van het T-type thermokoppel) om de 12 cm merk de tip in de buurt van het rechter atrium positioneren.
  4. Controleer bloed kan worden ingetrokken door de katheter naar zijn intraluminale onbelemmerde positie te bevestigen en spoel de katheter met 0,2 ml gehepariniseerde zoutoplossing.
  5. Sluit de chirurgische incisie met knoop één chirurg.

2.3) Rechts dijbeenslagader voor het bevorderen van de PE25 katheter in de thoracale aorta

  1. Volg de stappen 2.1.1 tot 2.1.18, maar de voortgang van de PE25 katheter naar de 8 cm merk de tip te positioneren in de thoracale aorta.
  2. Herhaal de stappen 2.2.4 en 2.2.5.

2.4) Rechts externe halsader voor het bevorderen van de 3F polyurethaan pediatrische veneuze katheter in de rechterboezem

  1. Voeg een 1,5 cm lange incisie vanaf de basis van de hals, 1 cm rechts van de luchtpijp, eindigt net onder de schildklier.
    OPMERKING: Vermijd het verwonden of het blootstellen van de schildklier.
  2. Voorzichtig ontleden het omringende bindweefsel met een paar hemostats de externe halsader bloot.
  3. Reizen onder de ader met behulp van een tang en open ze om het faillissement van de ader.
  4. Herhaal de stappen 2.1.8 tot 2.1.18 voor veneuze catheterisatie, maar het bevorderen van de 3F katheter om de 4 cm merk positioneren van de punt in het rechter atrium.
  5. Herhaal stap 2.2.4.
  6. Cap de katheter met de 3-weg kraan en draai naar de gesloten positie.

3. tracheaalintubatie

3.1) Tracheale blootstelling

  1. Vouw de eerder uitgevoerde nek incisie in de richting van de middellijn met behulp arterieklem.
  2. Diss ect met hemostats en pincet gebruiken botte techniek de sternohyoid, sternothyroid en mastoideus deel van de cleidocephalic spieren om de luchtpijp bloot en houd het blootgesteld met behulp van een tissue spreader.

3.2) tracheaalintubatie

  1. Trek de tong uit om de luchtweg te rekken. Vooraf de 5F katheter (dwz tracheacanule) gemonteerd op de stylette. Stevig vast te houden de canule en bevordert tegelijk met de punt naar boven gericht en van tevoren op zoek naar de bovenste luchtwegen, stembanden en luchtpijp te voeren.
  2. Trans-visualiseren de tracheacanule zoals het voorschotten voor de begeleiding in de juiste positie.
  3. Verwijder de stilet uit de canule en bevestig infrarood CO 2 analysator aan op het distale uiteinde van de canule.
  4. Bevestig succesvolle tracheale intubatie door de erkenning van de karakteristieke capnographic golfvorm; dwz luchtwegen CO 2 verhogen tijdens de uitademing en afnemende tijdens inspiratie.
ove_title "> 4. Bevestiging van Baseline Stabiliteit

  1. Voltooi de chirurgische instrumenten en de aansluiting van de verschillende katheters, canules, en ECG leidt via hun bijbehorende transducers en signaal conditioners om een data acquisitie systeem, en bevestig hemodynamische stabiliteit, gebaseerd op het hartminuutvolume en de bloeddruk meaurements en metabole stabiliteit (aan te raden) door het meten van bloed gassen en lactaat niveaus.
    OPMERKING: hartminuutvolume gemeten door computeranalyse van de thermodilutiemethode curve opgenomen in de thoracale aorta via thermokoppel na 200 pl bolus injectie van 0,9% NaCI bij kamertemperatuur in het rechter atrium.
  2. Definieer de baseline referentiewaarden voor de verschillende parameters van belang; dat kan variëren afhankelijk van de stam rat, geslacht en gewicht. Baseline en referentie post-reanimatie waarden uit een representatief experiment met ratten model hierin beschreven staan ​​vermeld op tabel 1.

5. Experimenteel Protocol

5.1) Inductie van ventriculaire fibrillatie (VF)

  1. Plaats een naald subcutaan buikwand de rat verbonden met de negatieve pool van een 60 Hz wisselstroom (AC) generator (0 tot 12 mA). Vermijd voortbewegen van de naald voorbij het subcutane weefsel in de buikholte onbedoeld letsel aan interne organen te voorkomen.
  2. Bevestig een uiteinde van een voorgevormde 0,38 mm OD en 40 cm lange geleidingsdraad (via een draad connector) met de positieve pool van de wisselstroomgenerator. Zorg ervoor dat de polariteit niet wordt teruggedraaid; anders VF niet worden geïnduceerd.
  3. Verwijder de 3-weg kraan uit de 3F polyurethaan katheter ingebracht in de juiste externe halsader en vooraf de zachtere punt van de voerdraad ongeveer 7 cm op zoek naar de rechter ventrikel te voeren, terwijl het toezicht op de ECG en de druk in de aorta.
    OPMERKING: De juiste plaatsing van de voerdraad wordt gesuggereerd door een buitenbaarmoederlijke ventricular beats waargenomen in het ECG en aortadruk.
  4. Zet de 60 Hz AC generator en geleidelijk verhogen van de stroom tijdens het bewaken van de druk in de aorta.
    OPMERKING: Een 2,0 mA stroom is meestal voldoende om VF te induceren, maar het varieert afhankelijk van de locatie van de voerdraad ten opzichte van de rechter ventrikel. Kleine aanpassingen aan het uiteinde locatie kan worden verplicht om VF te induceren bij lagere huidige niveau.
  5. Bevestig inductie van VF documenteren (1) beëindiging van aorta pulsaties en exponentiële verval van de aorta druk ≈ 20 mm Hg binnen ≈ 5 seconden en (2) ontstaan ​​van ongeorganiseerde elektrische activiteit in het ECG, zoals weergegeven in figuur 2.
  6. Handhaaf de huidige ononderbroken gedurende 3 minuten verminderen van de intensiteit na de eerste minuut tot ongeveer de helft van dat vereist om VF te induceren.
  7. Schakel de stroom na 3 min en document VF blijft zonder de huidige toepassing.
    OPMERKING: Kleine harten defibrilleren spontaangegeven een kortsluiting lengte waarbij de voorste rand van de fibrillatory voorste haar slepende einde in refractaire periode zich verzetten tegen terugkeer bereikt. Pas na een periode van myocardiale ischemie,. Dwz, 3 min, voldoende geleiding om terugkeer dat VF wordt zichzelf onderhoudende, zoals in figuur 2 te vertragen.
  8. Verwijder de voerdraad, re-cap de halsader katheter met de 3-weg kraan, verwijder de grond naald, en laat VF om spontaan blijven voor de wens duur van het protocol voordat reanimatie interventies (dwz 4 tot 15 min op basis van gepubliceerde studies).

5.2) Bij hartmassage en beademing

OPMERKING: De borst compressor die in deze publicatie is een custom-made pneumatisch aangedreven en elektronisch geregelde zuiger apparaat. De ventilator is een commercieel verkrijgbaar apparaat.

  1. Gebruik de tijd van onbehandelde VF voor de acties beschreven below; hoewel zij kunnen worden uitgevoerd voordat VF te induceren.
  2. Markeer de borst op 2,8 cm en 4,2 cm van de basis van de processus xiphoideus. De optimale omgeving voor het initiëren van hartmassage is doorgaans te vinden tussen deze twee merken.
  3. Toepassing geleidende gel om een ​​defibrillatie peddel en schuif deze onder de borst van de rat, het veiligstellen van de peddel om de chirurgische bord.
  4. Plaats de zuiger van de borst compressor tussen de twee borst- merken enigszins borst raken.
  5. Stel de compressor tot 200 compressies per minuut te leveren en zet de eerste zuiger verplaatsing naar 0 mm.
    OPMERKING: De compressieverhouding is geschikt voor een klein dier met een spontane hartslag van 350 min -1, maar deze kan variëren als de optimale compressieverhouding voor de ratmodel niet gedefinieerd.
  6. Stel de ventilator 25 min -1 leveren een tidal volume van 6 ml / kg en een fractie van ingeademde zuurstof (FiO2) van 1,0 unsynchronized borst compression.
  7. Bevestig de ventilator buis (eindigend in een Y-adapter aansluiten van de inspiratoire en expiratoire ledematen) aan de tracheacanule vertrek tussengeplaatst de infrarood CO 2 analyser adapter.
  8. Zet de ventilator en start hartmassage door geleidelijk verhogen van de compressie diepte van 0 mm tot 10 mm in de eerste minuut. Verplaats lichtjes de zuiger zijdelings en rostrocaudale op zoek naar een positie die de hoogste aorta diastolische druk oplevert vinden (dat wil zeggen, druk tussen compressies) voor een bepaalde compressie diepte.
    OPMERKING: De geleidelijke toename compressiediepte uniek voor de Resuscitation Institute; de meeste onderzoekers beginnen met de maximale compressie diepte.
  9. Blijven verhogen van de compressie diepte in de tweede minuut totdat een doelwit aorta diastolische druk is bereikt.
    OPMERKING: Een doel aorta diastolische druk van 24 mm Hg of hoger levert een coronaire perfusiedruk van 20 mm Hg of hoger na aftrekken van derechter atrium diastolische druk; overeenkomt met de resuscitability Deze drempel ratmodel 4. Het doel aorta diastolische druk - die de resuscitability drempel hoger mag zijn dan - moet worden besloten door de onderzoeker op basis van de objectieve studie. Toch is het niet raadzaam om compressie met een diepte van 17 mm hoger zijn dan om letsel aan de borstwand en intrathoracale organen te voorkomen.
  10. Onderhouden hartmassage voor de gewenste duur voordat defibrillatie.
    OPMERKING: Zes minuten van hartmassage lijkt het minimum te worden verplicht om myocard gunstige voorwaarden voor een succesvolle defibrillatie 26 te creëren. Echter, met de duur, de hemodynamische werking van borstcompressie dalingen meeste studies gebruik een duur van 6 tot 10 min.

5.3) defibrillatie

  1. Gebruik een in de handel verkrijgbaar bifasische golfvorm defibrillator met een capaciteit voor interne defibrillatie met een startprijsgeleverde energie van 5 J, uitgerust met peddels maat van de rat.
  2. Toepassing geleidende gel om de defibrillatie peddel.
  3. Laad de defibrillator onmiddellijk voor het invullen van de vooraf bepaalde duur van hartmassage.
  4. Onderbreken hartmassage en controleer het hart blijft in VF onderzoek van de ECG.
  5. Leveren tot twee elektrische schokken van 5 J per blad over de borst muur 5 seconden uit elkaar als de VF aanwezig is en let op voor terugkeer van een elektrisch georganiseerde ECG met aorta-pulsen en een gemiddelde aortadruk ≥25 mm Hg.
  6. Resume hartmassage nog 30 seconden of 60 seconden (afhankelijk van het specifieke protocol) als de gemiddelde aorta druk <25 mm Hg ongeacht de prikkelgeleiding.
  7. Herhaal de stappen van 5.3.4 naar 5.3.6 voor maximaal 5 maal afhankelijk van de specifieke protocol, maar escalerende de defibrillatie-energie tot 7 J als de eerste 5 J schokken niet aan VF te beëindigen. Figuur 3 geeft de defibrillatie proProtocol gebruikt de reanimatie Institute en Figuur 4 toont een representatief experiment tijdens de defibrillatie fase.
  8. Leveren elektrische schokken alleen wanneer VF aanwezig is; hartmassage anders hervatten zonder voorafgaande elektrische schokken en neem het hart is in polsloze elektrische activiteit of asystolie.
  9. Bepaal de reanimatie resultaat bij voltooiing van de defibrillatie-compressiecycli (figuur 3).

5.4) Post-reanimatie

  1. Verhoog de ​​ventilatie vanaf 25 min tot 60 min -1 -1 na terugkeer van spontane circulatie en laat de FiO 2 1,0-0,5 na 15 min van spontane circulatie.
  2. Lever een elektrische schok bij dezelfde energie van de laatste schok als VF terugkeert. Echter, VF keert gewoonlijk spontaan sinusritme binnen enkele seconden.
    OPMERKING: VF herhaling kunnen voorkomen als onderdeel van reperfusie aritmie kortna terugkeer van spontane circulatie, maar zelden verder dan 15 min.
  3. Observeer het dier volgens de specifieke post-reanimatie protocol besloten door de onderzoeker; doorgaans 180 tot 240 min bij acute experimenten zonder herstel van verdoving vóór euthanasie. De tijdslijn van een typische acute experiment wordt getoond in figuur 5.
  4. Voeren autopsie in acute experimenten om de positie van katheters en schade voor de interne organen die een experiment ongeldig kan maken documenteren.
  5. Verwijder alle katheters, de vaten afbinden, en sluit de wonden met metalen clips en volg de onderstaande in overleving experimenten vermelde stappen.
  6. Extuberen het dier mits hij kan spontaan ademen.
  7. Keer terug het dier naar een schone kooi na het herstel van de anesthesie blijkt uit compleet en zonder hulp zelfrichtend van dorsale decubitus.
  8. Injecteer opgewarmd 0.9% NaCl (1 ml / 100 g lichaamsgewicht) intraperitoneaal het risico van onderkoeling en d verminderenehydration.
  9. Dien een subcutane dosis van meloxicam (2 mg / kg) subcutaan 4 uur na de dosis analgesie gevolgd door 1 mg / kg subcutaan eenmaal per dag gedurende maximaal 72 uur.
  10. Het huis van de dieren alleen met verrijking tot 48 uur voor veiliger herstel en gebruik maken van de institutionele standaard werkwijze voor post-operatieve zorg en monitoring.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ratmodel beschreven werd onlangs gebruikt om de effecten van twee remmers van de sarcolemmale natrium-waterstof uitwisselaar isoform 1 (NHE-1) op de myocardiale en hemodynamische functie vergelijk gedurende borstcompressie en na de reanimatie 61. Eerder werd gemeld dat NHE-1-remmers verminderen het myocard reperfusie schade door het beperken van natrium-geïnduceerde cytosolische en mitochondriale calcium overload, en daarmee bijdragen aan het behoud van de linker ventrikel distensibiliteit tijdens hartmass...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kritische stappen in het protocol

Er zijn kritische stappen in het protocol. Wanneer de knie, doorgaan de voorbereiding en protocol zoals bondig hieronder beschreven. De chirurgische preparaat snelle, bevorderen katheters snel door kleine incisies triggering minimale of geen vaatspasmen en positioneren van de katheter tips bedoeling, gevolgd door succesvolle tracheale intubatie na één of enkele poging (s); dus volledig voorbereid in ≈ 90 min van de initiële dosis pentobarbital induc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Dr. Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA en Jena Cahoon van het Weil Institute of Critical Care Medicine in Rancho Mirage, CA. bedanken voor hun bijdragen aan de reanimatieprotocolbeschrijving en voor het helpen opleiden van de knaagdierchirurg (LL). De voorbereiding van dit artikel werd gedeeltelijk ondersteund door een gift ter nagedachtenis aan de met pensioen gegane SKC Robert W. Ply van de Amerikaanse marine door mevrouw Monica Ply voor onderzoek naar hartaandoeningen en de ziekte van Parkinson en door een discretionair fonds van de afdeling Geneeskunde aan de Rosalind Franklin University of Medicine and Science.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Sodium pentobarbitalSigma AldrichP3761http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en®ion=US
Rectale thermistorBIOPAC Systems, INCTSD202Ahttp://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Naaldelektrode biopolair concentrisch 25 mm TPBIOPAC Systems, INCEL451http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethyleenbuis Solomon ScientificBPE-T25http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA vrouwelijke luer stub-adapterAccess TechnologiesLSA-26http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopkraan met luer-aansluitingen; 3-weg; mannelijke vergrendeling, niet-sterieelCole-ParmerUX-30600-02http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way
_male_lock_stopcocks
_10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave wegwerpbare druktransducerEdwards LifesciencesPX600I http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermokoppelPhysitemp InstrumentsIT-18http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Centrale veneuze pediatrische katheter Cook Medical C-PUM-301Jhttps://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavia I.V. katheter (14 g x 5 1/2")Hospira453527http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, infrarood CO2-monitorSoma Technology, Inc.7100 CO2SMO http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_
7100.asp
Harvard Model 683 kleine dierenventilatorHarvard Apparatus555282http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_
HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Dubbel flexibele draadgeleidersCook Medical C-DOC-15-40-0-2https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
Hoge nauwkeurigheid AC LVDT verplaatsingssensorOmega EngineeringLD320-25http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitorPhillips Medical SystemsM4735Ahttp://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissectiepincetten 4 inchesRoboz RS-5135http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissectiepincetten 4 inches met tandenRoboz RS-5157http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fijne micro dissectie schaar 4 inchesRoboz RS-5882http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss weefselretractorFine Science Tools 17011-10http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&
lang=en-US
Crile curve tip hemostaseFine Science Tools 13005-14http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat huidstapler Teleflex Incorporated528135http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Gevlochten zijdedraad, 3-0Harvard Apparatus517706http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_
HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine-oplossingButler Schein3660https://www.henryscheinvet.com/
Steriele zoutoplossing, 250 ml zakkenFisher50-700-069http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparine-natriuminjectie, USPFresenius Kabi504201http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)Butler Schein045-321https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilutie hartminuutvolumecomputer voor kleine dierenN/AN/AOp maat ontwikkeld bij het Resuscitation Institute met behulp van National Instruments hardware en LabVIEW software
Analoge-naar-digitale data-acquisitie en analysesysteemN/AN/AOp maat ontwikkeld bij het Resuscitation Institute met behulp van National Instruments hardware en LabVIEW software
Pneumatisch aangedreven en elektronisch bestuurd zuigerapparaat voor borstcompressie bij kleine dierenN/AN/AOp maat ontwikkeld bij het Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz wisselstroomgeneratorN/AN/AOp maat ontwikkeld bij het Weil Institute of Critical Care Medicine

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics--2013 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 127 (1), e6-e245 (2013).
  2. Sans, S., Kesteloot, H., Kromhout, D. The burden of cardiovascular diseases mortality in Europe. Task Force of the European Society of Cardiology on Cardiovascular Mortality and Morbidity Statistics in Europe. Eur Heart J. 18 (12), 1231-1248 (1997).
  3. Becker, L. B., et al. The PULSE initiative: scientific priorities and strategic planning for resuscitation research and life saving therapies. Circulation. 105 (21), 2562-2570 (2002).
  4. Planta, I., et al. Cardiopulmonary resuscitation in the rat. J Appl Physiol. 65 (6), 2641-2647 (1988).
  5. Planta, I., Weil, M. H., von Planta, M., Gazmuri, R. J., Duggal, C. Hypercarbic acidosis reduces cardiac resuscitability. Crit Care Med. 19 (9), 1177-1182 (1991).
  6. Duggal, C., et al. Regional blood flow during closed-chest cardiac resuscitation in rats. J Appl Physiol. 74 (1), 147-152 (1993).
  7. Tang, W., Weil, M. H., Sun, S., Gazmuri, R. J., Bisera, J. Progressive myocardial dysfunction after cardiac resuscitation. Crit Care Med. 21 (7), 1046-1050 (1993).
  8. Sun, S., et al. Cardiac resuscitation by retroaortic infusion of blood. J Lab Clin Med. 123 (1), 81-88 (1994).
  9. Kamohara, T., et al. A comparison of myocardial function after primary cardiac and primary asphyxial cardiac arrest. Am J Respir Crit Care Med. 164 (7), 1221-1224 (2001).
  10. Fang, X., et al. Cardiopulmonary resuscitation in a rat model of chronic myocardial ischemia. J Appl Physiol. 101 (4), 1091-1096 (2006).
  11. Radhakrishnan, J., et al. Circulating levels of cytochrome c after resuscitation from cardiac arrest: a marker of mitochondrial injury and predictor of survival. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H767-H775 (2007).
  12. Wang, S., et al. Limiting sarcolemmal Na+ entry during resuscitation from VF prevents excess mitochondrial Ca2+ accumulation and attenuates myocardial injury. J Appl Physiol. 103 (1), 55-65 (2007).
  13. Radhakrishnan, J., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Activation of caspase-3 may not contribute to postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 296 (4), H1164-H1174 (2009).
  14. Song, F., et al. Apoptosis is not involved in the mechanism of myocardial dysfunction after resuscitation in a rat model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (5), 1329-1334 (2010).
  15. Fang, X., et al. Ultrastructural evidence of mitochondrial abnormalities in postresuscitation myocardial dysfunction. Resuscitation. 83 (3), 386-394 (2012).
  16. Jiang, J., et al. Impaired cerebral mitochondrial oxidative phosphorylation function in a rat model of ventricular fibrillation and cardiopulmonary resuscitation. Biomed Res Int. (192769), 1-9 (2014).
  17. Qian, J., et al. Post-resuscitation intestinal microcirculation: Its relationship with sublingual microcirculation and the severity of post-resuscitation syndrome. Resuscitation. 85 (6), 833-839 (2014).
  18. Noc, M., et al. Ventricular fibrillation voltage as a monitor of the effectiveness of cardiopulmonary resuscitation. J Lab Clin Med. 124 (3), 421-426 (1994).
  19. Noc, M., Weil, M. H., Sun, S., Tang, W., Bisera, J. Spontaneous gasping during cardiopulmonary resuscitation without mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 150 (3), 861-864 (1994).
  20. Tang, W., et al. Cardiopulmonary resuscitation by precordial compression but without mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 150 (3), 1709-1713 (1994).
  21. Duggal, C., Weil, M. H., Tang, W., Gazmuri, R. J., Sun, S. Effect of arrest time on the hemodynamic efficacy of precordial compression. Crit Care Med. 23 (7), 1233-1236 (1995).
  22. Fukui, M., Weil, M. H., Tang, W., Yang, L., Sun, S. Airway protection during experimental CPR [see comments. Chest. 108 (6), 1663-1667 (1995).
  23. Sato, Y., et al. Adverse effects of interrupting precordial compression during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 25 (5), 733-736 (1997).
  24. Xie, J., et al. High-energy defibrillation increases the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Circulation. 96 (2), 683-688 (1997).
  25. Ayoub, I. M., Brown, D. J., Gazmuri, R. J. Transtracheal oxygenation: an alternative to endotracheal intubation during cardiac arrest. Chest. 120 (5), 163-170 (2001).
  26. Kolarova, J., Ayoub, I. M., Yi, Z., Gazmuri, R. J. Optimal timing for electrical defibrillation after prolonged untreated ventricular fibrillation. Crit Care Med. 31 (7), 2022-2028 (2003).
  27. Song, F., et al. Delayed high-quality CPR does not improve outcomes. Resuscitation. 82 (Suppl 2), S52-S55 (2011).
  28. Sun, S., et al. Optimizing the duration of CPR prior to defibrillation improves the outcome of CPR in a rat model of prolonged cardiac arrest. Resuscitation. 82 (Suppl 2), S3-S7 (2011).
  29. Ye, S., et al. Comparison of the durations of mild therapeutic hypothermia on outcome after cardiopulmonary resuscitation in the rat. Circulation. 125 (1), 123-129 (2012).
  30. Fang, X., Huang, L., Sun, S., Weil, M. H., Tang, W. Outcome of prolonged ventricular fibrillation and CPR in a rat model of chronic ischemic left ventricular dysfunction. Biomed Res Int. 2013 (564501), 1-7 (2013).
  31. Tang, W., et al. Pulmonary ventilation/perfusion defects induced by epinephrine during cardiopulmonary resuscitation. Circulation. 84 (5), 2101-2107 (1991).
  32. Planta, I., Wagner, O., von Planta, M., Ritz, R. Determinants of survival after rodent cardiac arrest: implications for therapy with adrenergic agents. Int J Cardiol. 38, 235-245 (1993).
  33. Planta, I., Wagner, O., von Planta, M., Scheidegger, D. Coronary perfusion pressure, end-tidal CO2 and adrenergic agents in haemodynamic stable rats. Resuscitation. 25 (3), 203-217 (1993).
  34. Tang, W., et al. Epinephrine increases the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Circulation. 92 (10), 3089-3093 (1995).
  35. Pan, T., Chau, S., von, P. M., Studer, W., Scheidgger, D. An experimental comparative study on the characteristics of ventricular fibrillation during cardiac arrest and methoxamine administration. J Tongji Med Univ. 17 (2), 94-97 (1997).
  36. Pan, T., Zhou, S., Studer, W., von Planta, M., Scheidegger, D. Effect of different drugs on end-tidal carbon dioxide during rodent CPR. J Tongji Med Univ. 17 (4), 244-246 (1997).
  37. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Povoas, H. P., Mason, E. Combined effects of buffer and adrenergic agents on postresuscitation myocardial function. J Pharmacol Exp Ther. 291 (2), 773-777 (1999).
  38. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Kamohara, T., Klouche, K. alpha-Methylnorepinephrine, a selective alpha2-adrenergic agonist for cardiac resuscitation. J Am Coll Cardiol. 37 (3), 951-956 (2001).
  39. Studer, W., Wu, X., Siegemund, M., Seeberger, M. Resuscitation from cardiac arrest with adrenaline/epinephrine or vasopressin: effects on intestinal mucosal tonometer pCO(2) during the postresuscitation period in rats. Resuscitation. 53 (2), 201-207 (2002).
  40. Klouche, K., Weil, M. H., Sun, S., Tang, W., Zhao, D. H. A comparison of alpha-methylnorepinephrine, vasopressin and epinephrine for cardiac resuscitation. Resuscitation. 57 (1), 93-100 (2003).
  41. Cammarata, G., et al. Beta1-adrenergic blockade during cardiopulmonary resuscitation improves survival. Crit Care Med. 32 (9 Supppl), S440-S443 (2004).
  42. Huang, L., Weil, M. H., Cammarata, G., Sun, S., Tang, W. Nonselective beta-blocking agent improves the outcome of cardiopulmonary resuscitation in a rat model. Crit Care Med. 32 (9 Suppl), S378-S380 (2004).
  43. Sun, S., et al. The effects of epinephrine on outcomes of normothermic and therapeutic hypothermic cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (11), 2175-2180 (2010).
  44. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Fukui, M. Effects of buffer agents on postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 24 (12), 2035-2041 (1996).
  45. Studer, W., et al. Influence of dobutamine on the variables of systemic haemodynamics, metabolism, and intestinal perfusion after cardiopulmonary resuscitation in the rat. Resuscitation. 64 (2), 227-232 (2005).
  46. Planta, M., von Planta, I., Wagner, O., Scheidegger, D. Adenosine during cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation: a placebo-controlled, randomized trial. Crit Care Med. 20 (5), 645-649 (1992).
  47. Tang, W., Weil, M. H., Sun, S., Pernat, A., Mason, E. K(ATP) channel activation reduces the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol. 279 (4), (2000).
  48. Gazmuri, R. J., Ayoub, I. M., Hoffner, E., Kolarova, J. D. Successful ventricular defibrillation by the selective sodium-hydrogen exchanger isoform-1 inhibitor cariporide. Circulation. 104 (2), 234-239 (2001).
  49. Gazmuri, R. J., Ayoub, I. M., Kolarova, J. D., Karmazyn, M. Myocardial protection during ventricular fibrillation by inhibition of the sodium-hydrogen exchanger isoform-1. Crit Care Med. 30 (4 Suppl), S166-S171 (2002).
  50. Wann, S. R., Weil, M. H., Sun, S. Pharmacologic defibrillation. Crit Care Med. T, T. ang,W. .,&P. ellis, 30 (4 Suppl), S154-S156 (2002).
  51. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Kamohara, T., Klouche, K. Delta-opioid receptor agonist reduces severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol. 287 (2), H969-H974 (2004).
  52. Wang, J., et al. A lazaroid mitigates postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 32 (2), 553-558 (2004).
  53. Huang, L., et al. Levosimendan improves postresuscitation outcomes in a rat model of CPR. J Lab Clin Med. 146 (5), 256-261 (2005).
  54. Kolarova, J., Yi, Z., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Cariporide potentiates the effects of epinephrine and vasopressin by nonvascular mechanisms during closed-chest resuscitation. Chest. 127 (4), 1327-1334 (2005).
  55. Kolarova, J. D., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Cariporide enables hemodynamically more effective chest compression by leftward shift of its flow-depth relationship. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (6), H2904-H2911 (2005).
  56. Fang, X., et al. Mechanism by which activation of delta-opioid receptor reduces the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 34 (10), 2607-2612 (2006).
  57. Singh, D., Kolarova, J. D., Wang, S., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Myocardial protection by erythropoietin during resuscitation from ventricular fibrillation. Am J Ther. 14 (4), 361-368 (2007).
  58. Shan, Y., Sun, S., Yang, X., Weil, M. H., Tang, W. Opioid receptor agonist reduces myocardial ischemic injury when administered during early phase of myocardial ischemia. Resuscitation. 81 (6), 761-765 (2010).
  59. Sun, S., et al. Pharmacologically induced hypothermia with cannabinoid receptor agonist WIN55, 212-2 after cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (12), 2282-2286 (2010).
  60. Chung, S. P., et al. Effect of therapeutic hypothermia vs delta-opioid receptor agonist on post resuscitation myocardial function in a rat model of CPR. Resuscitation. 82 (3), 350-354 (2011).
  61. Radhakrishnan, J., Kolarova, J. D., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. AVE4454B--a novel sodium-hydrogen exchanger isoform-1 inhibitor--compared less effective than cariporide for resuscitation from cardiac arrest. Transl Res. 157 (2), 71-80 (2011).
  62. Tsai, M. S., et al. Ascorbic acid mitigates the myocardial injury after cardiac arrest and electrical shock. Intensive Care Med. 37 (12), 2033-2040 (2011).
  63. Weng, Y., et al. Cholecystokinin octapeptide induces hypothermia and improves outcomes in a rat model of cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 39 (11), 2407-2412 (2011).
  64. Hayashida, K., et al. H(2) gas improves functional outcome after cardiac arrest to an extent comparable to therapeutic hypothermia in a rat model. J Am Heart Assoc. 1 (5), e003459-e003459 (2012).
  65. Motl, J., Radhakrishnan, J., Ayoub, I. M., Grmec, S., Gazmuri, R. J. Vitamin C compromises cardiac resuscitability in a rat model of ventricular fibrillation. Am J Ther. Jun. 16, (2012).
  66. Weng, Y., et al. Cannabinoid 1 (CB1) receptor mediates WIN55, 212-2 induced hypothermia and improved survival in a rat post-cardiac arrest model. Resuscitation. 83 (9), 1145-1151 (2012).
  67. Radhakrishnan, J., et al. Erythropoietin facilitates resuscitation from ventricular fibrillation by signaling protection of mitochondrial bioenergetic function in rats. Am J Transl Res. 5 (3), 316-326 (2013).
  68. Rungatscher, A., et al. Cardioprotective effect of delta-opioid receptor agonist vs. mild therapeutic hypothermia in a rat model of cardiac arrest with extracorporeal life support. Resuscitation. 84 (2), 244-248 (2013).
  69. Ma, L., Lu, X., Xu, J., Sun, S., Tang, W. Improved cardiac and neurologic outcomes with postresuscitation infusion of cannabinoid receptor agonist WIN55, 212-2 depend on hypothermia in a rat model of cardiac arrest. Crit Care Med. 42 (1), 42-48 (2014).
  70. Tsai, M. S., et al. Combination of intravenous ascorbic acid administration and hypothermia after resuscitation improves myocardial function and survival in a ventricular fibrillation cardiac arrest model in the rat. Acad Emerg Med. 21 (3), 257-265 (2014).
  71. Wang, T., et al. Intravenous infusion of bone marrow mesenchymal stem cells improves brain function after resuscitation from cardiac arrest. Crit Care Med. 36 (11 Suppl), S486-S491 (2008).
  72. Wang, T., et al. Improved outcomes of cardiopulmonary resuscitation in rats with myocardial infarction treated with allogenic bone marrow mesenchymal stem cells. Crit Care Med. 37 (3), 833-839 (2009).
  73. Wang, T., et al. Mesenchymal stem cells improve outcomes of cardiopulmonary resuscitation in myocardial infarcted rats. J Mol Cell Cardiol. 46 (3), 378-384 (2009).
  74. Lin, J. Y., et al. Model of cardiac arrest in rats by transcutaneous electrical epicardium stimulation. Resuscitation. 81 (9), 1197-1204 (2010).
  75. Dave, K. R., Della-Morte, D., Saul, I., Prado, R., Perez-Pinzon, M. A. Ventricular fibrillation-induced cardiac arrest in the rat as a model of global cerebral ischemia. Transl Stroke Res. 4 (5), 571-578 (2013).
  76. Chen, M. H., et al. A simpler cardiac arrest model in rats. Am J Emerg Med. 25 (6), 623-630 (2007).
  77. Gazmuri, R. J., Kube, E. Capnography during cardiac resuscitation: a clue on mechanisms and a guide to interventions. Crit Care. 7 (6), 411-412 (2003).
  78. Lee, H. B., Blaufox, M. D. Blood volume in the rat. J Nucl Med. 26 (1), 72-76 (1985).
  79. Bers, D. M., Bassani, J. W., Bassani, R. A. Na-Ca exchange and Ca fluxes during contraction and relaxation in mammalian ventricular muscle. Ann N Y Acad Sci. 779, 430-442 (1996).
  80. Jasani, M. S., Salzman, S. K., Tice, L. L., Ginn, A., Nadkarni, V. M. Anesthetic regimen effects on a pediatric porcine model of asphyxial arrest. Resuscitation. 35 (1), 69-75 (1997).
  81. Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: an update for anesthesiologists. Can J Anaesth. 49 (8), 777-791 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Cardiale reanimatieelektrische inductieborstcompressiedefibrillatiehemodynamische monitoringtracheale intubatiethermodilutie

Gerelateerde artikelen