Method Article

Een Microfluïdische Chip voor ICPMS Sample Inleiding

DOI:

10.3791/52525

⸱

March 5th, 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Applied Biosciences, ETH Zurich

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een discrete druppel monster introductie voor inductief gekoppeld plasma massaspectrometrie (ICPMS). Het is gebaseerd op een goedkope en wegwerpbare microfluïdische chip die sterk monodisperse druppeltjes in een groottebereik van 40-60 pm bij frequenties van 90 tot 7000 Hz.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol wordt ingegaan op de fabricage en het gebruik van een wegwerp lage kosten microfluïdische chip als monster introductie voor inductief gekoppeld plasma massaspectrometrie (ICPMS). De chip produceert monodisperse waterige monster druppels in perfluorhexaan (PFH). Grootte en frequentie van de waterige druppeltjes kan worden gevarieerd in het traject van 40 tot 60 urn en van 90 tot 7000 Hz, respectievelijk. De druppels worden uitgestoten uit de chip met een tweede stroom PFH en intact blijven tijdens de ejectie. Een custom-built desolvation systeem verwijdert de PFH en transporteert de druppels in de ICPMS. Hier kan zeer stabiel signalen met een smalle intensiteitsverdeling gemeten, waaruit de monodispersiteit van de druppeltjes. We zien dat de invoering systeem kan worden gebruikt om kwantitatief ijzer in één rund rode bloedcellen. In de toekomst kan de capaciteit van de inbrenginrichting gemakkelijk worden uitgebreid door het opnemen van aanvullende microfluïdische modulen.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elementaire analyse van vloeibare monsters door inductief gekoppeld plasma massaspectrometrie (ICPMS) wordt vaak met spray kamers uitgevoerd met behulp van verstuivers in combinatie als inleiding systeem 1. In dit voorbeeld inleiding systeem het monster wordt gesproeid door een vernevelaar een polydispers aerosol te genereren. Een downstream sproeikamer wordt gebruikt om te filteren op grote druppels. Deze werkwijze gaat gepaard met veel monsters consumptie (> 0,3 ml min-1) 2 en een onvolledige monstertransport. Zo wordt het onpraktisch voor toepassingen waarbij slechts microliter monstervolumes zijn, zoals in biologische, forensische, toxicologische en klinische studies 3. Om het monster te verminderen, vernevelaars met kleinere afmetingen nozzle werden ontwikkeld 3. De verminderde grootte mondstuk verhoogt het risico van verstoppingen bij monsters van onverteerd biologische vloeistoffen of geconcentreerde zoutoplossingen te worden geanalyseerd 3.

Een andere benadering voor het monster inleiding werd voorgesteld door Olesik et al. 4. De auteurs injecteerde vloeistof in ICPMS in de vorm van monodisperse afzonderlijke microdruppeltjes die werden geproduceerd door een piëzo-elektrisch aangedreven micropomp. Hoewel dit zeer systeem brede toepassing niet vonden, de inleiding van de verdere ontwikkeling van het concept van de discrete druppel introductie in ICPMS. Tegenwoordig piezo-elektrisch aangedreven doseersystemen, die druppeltjes genereren grootte van 30, 50, 70 en 100 urn en bij een frequentie van 100-2,000 Hz, kan worden gekocht. De druppels kunnen worden getransporteerd naar ICPMS met bijna 100% rendement 5. Deze microdruppeltje dispensers zijn toegepast voor het kwantitatief meten van enkele nanodeeltjes 5,6 evenals karakteriseren individuele biologische cellen 7. Een soortgelijk systeem gebaseerd op thermische inkjettechnologie 8 werd getest voor analyse van biologische monsters 9. Hoewel de available enkele druppel invoering systemen zeer efficiënt kan worden gebruikt voor kleine monstervolumes en zijn veelbelovend voor de analyse van nanodeeltjes en cellen, ze hebben verschillende beperkingen. Voor een vaste nozzle grootte, kan de druppelgrootte slechts licht gevarieerd worden (tenzij de aangepaste instellingen worden gebruikt 10). Veranderingen van de fysische eigenschappen van de vloeistof (pH, zoutgehalte) kan veranderen de druppelgrootte eigenschappen (grootte, injectiesnelheid). Bovendien zijn deze apparaten vrij duur, gevoelig voor verstopping en moeilijk te reinigen.

Een andere methode om druppeltjes te genereren is bekend in het gebied van de druppel microfluidics 11. In de afgelopen jaren heeft druppel microfluidica belangstelling voor (bio-) chemische reacties 12-15 en voor enkele cel studies 16,17 opgedaan. Bovendien is deze techniek toegepast voor het introduceren monsters electrospray ionisatie massaspectrometrie 18,19 en voorbereidende monsters matrix-assisted laser desorptie / ionization massaspectrometrie 20,21.

Recent hebben we microfluïdische systeem voor monsterintroductiemethode bij ICPMS 22 geïntroduceerd. Het belangrijkste onderdeel van onze inleiding systeem is de druppel ejectie (LADE) chip vloeistof bijgestaan. Deze chip bestaat volledig uit poly (dimethylsiloxaan) (PDMS). In het eerste kanaal kruising stromen focussering wordt gebruikt om monodisperse druppels van een waterige monsteroplossing (figuur 1) te genereren. Daartoe de zeer vluchtige (kookpunt 58-60 ° C 23) en mengbare drager fase perfluorhexaan (PFH) wordt gebruikt (figuur 1). Deze PFH eigenschappen zorgen voor een stabiele druppel generatie en snelle verwijdering van de drager fase. De eigenschappen van de monstervloeistof invloed deze generatie methode minder, in vergelijking met andere druppel generatoren. De druppelgrootte is instelbaar over een groot bereik door het veranderen van de stroomsnelheden van de waterfase en de PFH. In een stroomafwaartse SECUNDAIRY-junctie, meer PFH toegevoegd aan de stroomsnelheid te verhogen tot ten minste 1 m sec -1. Bij deze snelheid de vloeistof kan worden uitgestoten vanuit de chip in stabiele en rechte straal (figuur 1) zonder druppel destructie (figuur 1 inzet). Deze dubbel-splitsing ontwerp maakt het besturen van de jet stabiliteit onafhankelijk van druppel generatie. De druppels worden naar de ICPMS met aangepaste transportsysteem. Dit systeem bestaat uit een vallende buis en een membraan desolvator aan de PFH verwijderen. Het gedroogde residu van de waterige druppeltjes worden vervolgens geïoniseerd in het plasma van de ICPMS en een massa detector meet de ionen. Het voorste deel van de chip tonvormig een dichte verbinding met de druppel transportsysteem te waarborgen. Het uitwerpen van het waterige monster druppels in PFH voordelig, omdat contact met het mondstuk voorkomen. Dit de kans op verstopping van de spuitmondjes, wat een probleem kan zijn bij het werken met mobiele schorsingen of co verlaagt aanzienlijkncentrated zoutoplossingen. De LADE chips, gefabriceerd door PDMS zachte lithografie, zijn goedkoop (materiële kosten ongeveer $ 2 per chip), wegwerp en makkelijk aan te passen. In combinatie met de fabricage dat slechts een kleine hoeveelheid handwerk nodig kan elk experiment worden uitgevoerd met een nieuwe chip. Daarom is een moeizaam reiniging niet noodzakelijk en kruisbesmetting geminimaliseerd.

Hier, de fabricage van de LADE chip door zachte lithografie en de toepassing ervan voor ICPMS zijn beschreven. Voorbeelden van metingen met een waterige oplossing en een celsuspensie worden gepresenteerd.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. SU-8 master Fabrication (figuur 2)

OPMERKING: Voer de fabricage van de SU-8 meester mallen in een schone kamer op defecten veroorzaakt door stofdeeltjes te voorkomen. Twee wafers zijn nodig voor de vervaardiging, een wafer microfluidic functies en een zonder.

  1. Bereid de meester mallen voor de microfluïdische chip. Breng eerst een hechtlaag aan de siliciumwafel.
    1. Dehydrateer een silicium wafer gedurende 10 minuten bij 200 ° C. Koel de wafel omlaag naar RT en laad het op een spin coater en draai jas met SU-8 2002 met het volgende protocol.
    2. Verdeel ongeveer 3 ml weerstaan ​​op de wafer.
    3. Spin de wafer bij 500 rpm gedurende 10 seconden verspreid de resist over de gehele wafer.
    4. Spin de wafer bij 2000 tpm gedurende 30 seconden om een ​​resist hoogte van ongeveer 2 uM.
  2. Verwijder overtollig weerstand van de rand van de wafel met een aceton gedrenkt wattenstaafje voorkomensteken van de wafer op de hete plaat in de volgende stap. Bak de wafel gedurende 60 sec bij 95 ° C op een hete plaat.
  3. Expose de hele wafer met ultraviolet licht (80 mJ / cm2 bij 365 nm). Post-bak de wafer 120 sec tot 95 ° C.
  4. Koel de wafer naar beneden en meteen draaien de vacht van de wafer weer met behulp van het volgende protocol voor SU-8 2050:
    1. Spin de wafer bij 100 rpm gedurende 20 seconden (afzien ongeveer 3 ml SU-8 weerstaan ​​tijdens deze stap).
    2. Spin de wafer bij 500 rpm gedurende 10 seconden verspreid de resist over de gehele wafer.
    3. Spin de wafer op 3,250 rpm gedurende 30 sec resulteert in een resist dikte van ongeveer 40 urn.
  5. Ook overtollig weerstand van de rand van de wafel met een aceton gedrenkte doekje en zacht bakken de wafel op een hete plaat gedurende 180 seconden bij 65 ° C en gedurende 360 ​​s bij 95 ° C.
  6. Bereid de fotomasker door sticking het aan een soda-kalk glas. Zie figuur 3 voor het masker opzet. Gebruik een masker aligner bloot de resist met ultraviolet licht (160 mJ / cm2, gemeten bij 365 nm) door de bereide masker. Bak de belichte wafer weer op een hete plaat gedurende 60 seconden bij 65 ° C en gedurende 360 ​​s bij 95 ° C.
  7. Na het afkoelen van de wafer te RT en dompel ze in een glazen petrischaal gevuld met ontwikkelaar gedurende 5 minuten aan de ontwikkeling van de te weerstaan. Schud voorzichtig de petrischaal om onbelicht SU-8 te verwijderen. Spoel de wafer met isopropanol en blaas het droog met een stikstof pistool.
  8. Onderzoek de wafer onder een microscoop. Bij onontwikkelde weerstaan ​​blijft op de eigenschappen, ontwikkelen de wafel opnieuw voor een paar minuten, zoals beschreven in stap 1.7.
  9. Ontdaan van oplosmiddel door het bakken van de wafels gedurende 2 uur bij 200 ° C. Controleer de hoogte van de mogelijkheden met een stap profiler. In geval verschilt de gemeten hoogte van de gewenste hoogte te beginnen met deze protocol weer en het toerental aan te passen in stap 1.1.4.
  10. Om kleven van het PDMS de wafer voorkomen silaniseren door deze in exsiccator met 50 pl 1H, 1H, 2H, 2H -perfluorodecyltrichlorosilane in een porseleinen schaal. Verlaag de druk in de exsiccator tot 100 mbar en incubeer de wafel 12 uur.
    1. Voor de blanco PDMS delen silaniseren een siliciumwafel met de werkwijze van stap 1.10. Om tijd te besparen silaniseren zowel wafers tegelijk in een enkele exsiccator.

2. LADE Chip Fabrication

Opmerking: Het LAAD chip bestaat uit twee PDMS stukken die aan elkaar gehecht door lijmen 24. Het eerste deel bevat de microfluïdische functies. Het andere deel is vlak en gebruikt om de kanalen af ​​te dichten. Elkaar gebonden, vormen ze de ronde vorm noodzakelijk de chip met de druppel transportsysteem communiceren. Hier, de vervaardiging vande twee delen en hun binding wordt beschreven. Alle processtappen zijn weergegeven in figuur 4.

  1. Bereid 44 g PDMS door mengen 40 g prepolymeer met 4 g van het PDMS hardingsmiddel (dit zal resulteren in maximaal 6 chips). Ontgas de PDMS in een exsiccator totdat het is luchtbel vrij (dit zal ongeveer 20 minuten duren).
  2. Replica gieten van de gestructureerde helften.
    1. Plaats de casting vorm op de top van de wafer en klik deze vast met behulp van de leidende structuren rond het ontwerp (zie figuur 5). Sla de snapping op zijn plaats voor de platte PDMS halveren.
    2. Giet ongeveer 3 tot 4 g van het ontgast PDMS in de vorm gieten en plaats hem gedurende 6 minuten op een hete plaat bij 150 ° C. Afkoelen de uitgeharde PDMS in de casting formulier in en til de casting vorm wafel met een spatel.
    3. Om eventuele besmetting van de microfluïdische kanalen te voorkomen hebben betrekking op de zijkant van de chip die eerder in contact was with de wafer met tape. Knip voorzichtig de tape langs de rand van het PDMS deel om overtollige PDMS verwijderen.
  3. Om fabriceren de vlakke PDMS helften herhaalt bovengenoemde stappen 2.2.1 tot 2.2.3 met de lege gesilaniseerde wafer.
  4. Schil van de tape en punch fluïdumverbinding gaten in de gestructureerde helften met een biopsie perforator. Bescherm de structuren met tape tijdens de opslag.
  5. Bond de PDMS delen aan elkaar door verlijmen met de PDMS verharder 24.
    1. Neem een ​​onbehandeld silicium wafer en spin coat met PDMS verhardingsmiddel gedurende 30 seconden bij 6000 tpm. Neem de wafel uit de spin coater.
    2. Verwijder de tape van de gestructureerde helften en plaats ze met de structuren naar beneden op de wafer. Druk voorzichtig op de bovenkant van de PDMS om luchtbellen te verwijderen.
    3. Verwijder de tape van de lege PDMS helften. Neem een ​​gestructureerd helft van de wafer en handmatig uitlijnen het op de top van de platte PDMS halveren. Knijp voorzichtig in dedeel samen om luchtbellen te verwijderen en laat de geassembleerde chip remedie voor 24 uur bij kamertemperatuur. Raak de onderdelen die niet samen te gaan met de kracht, want dit kan ertoe leiden dat de kanalen in te storten.
  6. Snij het uiteinde van de chip langs de indicator lijn loodrecht op het mondstukkanaal met een mes om de uitlaatmondstuk openen. Gebruik een uitrichtinrichting te zorgen voor een rechte snede, die nodig is voor een rechte vloeistofuitstuwapparaat. Inspecteer de chip onder een microscoop voor gebreken in de microkanalen en stofdeeltjes. Plaats een tape over de inlaatopeningen om de chips te beschermen tijdens opslag.
  7. Sluit een Woulff fles met slang aan op een droge stikstof bron en alle inhammen van de LADE-chip. Borg 50 pl 1H, 1H, 2H, 2H -perfluorodecyltrichlorosilane onderaan de Woulff fles en sluiten.
  8. Silaniseren de microkanalen door spoelen alle kanalen gedurende 20 min met de stikstofstroom uitvoering 1H, 1H , 2H, 2H -perfluorodecyltrichlorosilane bij een stroomsnelheid van ongeveer 1 ml / sec. De chips zijn gereed voor experimenten en kunnen worden bewaard gedurende ten minste enkele weken bij kamertemperatuur.

3. De voorbereidingen voor de meting / Droplet Transport System

OPMERKING: Bouw de gehele druppeltje vervoerssysteem bovenop een optische tafel, aangezien het noodzakelijk is om een ​​stabiele draagconstructie construct voor de installatie. Een schema van het gehele druppeltje transportsysteem is in Figuur 6.

  1. Installeer een aangepaste cyclonale poly (methylmethacrylaat) (PMMA) adapter met een 50 cm verticaal, roestvrijstalen buis. Bevestig de adapter aan op een helium bron met een massastroom controller. Bevestig een (high-speed) camera en een lampje op de adapter aan de andere sites voor druppel visualisatie.
  2. Plaats een verwarmingselement in het midden van de stalen buis en gebruik poly (vinylchloride) (PVC) buis en een buis Legrisconnector aan het einde van de stalen buis verbinden met de inlaat van het membraan desolvator.
  3. Verbind de uitlaat van de desolvator een andere PVC buis een laminaire stroming adapter, die rechtstreeks verbonden is met de inlaat ICPMS. Sluit de laminaire stroming adapter om een ​​argon bron met een massastroom controller en later gebruiken om te mengen Argon naar een stabiele werking toestand te bereiken.
  4. Lijn de adapter, evenals de stalen buis verticale met een waterpas. Als de uitlijning niet juist is, kan het leiden tot een aanzienlijk verlies van druppels. Steek een stekker in de adapter om te voorkomen dat gassen lekken in het systeem op te warmen tijd.
  5. Start alle bovengenoemde gasstromen en apparaten die gebruik maken van de instellingen uit tabel 1. Laat het systeem op te warmen voor 15 min. De cartridge kachel vergt 2 uur om de temperatuur te stabiliseren, zet hem op voorhand.
  6. Plaats de spuitpompen op een rek ter hoogte van cyclonale helium adapter. Houd de afstand tussen despuitpompen en de adapter zo kort mogelijk.

4. Metingen

Opmerking: Het volgende protocol is in het algemeen vanwege de verschillende oplossingen en suspensies die kunnen worden gebruikt. Toch moet celsuspensies worden verdund tot een concentratie van <1 x 10 7 cellen / ml, wanneer single cell analyse wordt uitgevoerd, zodat de meerderheid van de druppeltjes dragen slechts een cel. Voor metingen met cellen plaats de spuitpompen schuin zodat de uitlaat van de spuiten onder wijzen en installeer de buis zodanig dat deze naar beneden wijzen.

  1. Bevestig slang aan het spuiten. Plaats twee 5 ml spuiten met perfluorhexaan en een 1 ml spuit met een monster oplossing of suspensie. Verwijder alle bellen gevangen in de spuiten en slangen.
  2. Installeer de spuiten in een injectiepomp en sluit ze aan op de inlaten van de chip. Start de spuit pompen met behulp van de start instellingen uitTabel 1 (of hoger debiet). Geef de stromen 3-5 min stabiliseren.
    1. Verwijder overtollige vloeistof uit de punt van de chip met een tissue. De vloeistof moet nu uitwerpen van de chip in een rechte straal. Als een rechte uitwerpen niet kan worden bereikt door afvegen met een tissue vervangen chip en opnieuw bij deze stap.
  3. Haal de stekker uit de adapter en plaats voorzichtig de chip in de adapter. Smeer de chip met FC-40 indien nodig. Een chip kan gebruikt worden voor ten minste 2 uur experimenten.
  4. Verander het debiet binnen de aanbevolen meetpunt van tabel 1. Lagere stroomsnelheid van de PFH bespaart niet alleen PFH maar vermindert ook signaalachtergrond, door isobare interferenties.
  5. Geef het systeem 2-5 min stabiliseren (afhankelijk van de gekozen debieten). Optimaliseer de ICPMS voor de hoogste signaal intensiteit van de te bepalen analyten.
    1. Achtereenvolgens de stromen van alle g passenases de massastroom regelaars (zie het aanbevolen bereik in tabel 1) tot de maximale signaalintensiteit van de analyten wordt bereikt. Stem het plasmavermogen en de focusseerlens spanning (volgens aanbevolen bereik van de fabrikant) op ICPMS dezelfde manier.
  6. Stel de ICPMS een verblijftijd van 10 msec (toegepast voor de ICPMS gebruikt, maar kunnen worden met andere instrumenten een tijdsopgeloste aankoop daadwerkelijk). Start het opnemen van het signaal van een bepaalde m / z middels protocol van de fabrikant.
  7. Na de meting overdracht van de ruwe gegevens om data analyseprogramma voor evaluatie. Bin de gegevens, vermeld in tellingen per 10 msec, met een ingebouwde-in-functie, en plot gevolg bin centrum waarden tegen telt. Past elke piek in de geplotte frequentieverdeling histogram met een Gauss-functie. De gemiddelde en sigma van de fit geven het gemiddelde signaalintensiteit en de standaarddeviatie, respectievelijk.

5. Kalibratie Concept

  1. Meet één of gesegmenteerd standaardoplossing waarin het element of elementen van belang op hetzelfde debiet als het monster.
  2. Plaats een LADE chip in een petrischaal op een microscoop. Voor een betere beeldkwaliteit gebruikt u een niet-ronde chip. Fabriceren deze chip zoals beschreven in stap 2, maar met een eenvoudige rechthoekige vorm gieten plaats van de gedeeltelijk ronde één.
  3. Volg de stappen 4.1 tot en met 4.2.1 aan de druppel generatie starten. Stel de stroomsnelheden om de stroomsnelheden in stap 5.1.
  4. Record beelden van de waterige druppeltjes met een high-speed camera bevestigd aan een microscoop (20X objectief). Gebruik een beeldanalyse software zoals de druppel morfometrie en velocimetry software door Basu 25 aan de gemiddelde diameter van de druppeltjes van de opnames te verkrijgen.
  5. Met gemiddelde druppeldiameter de druppel bereken, ervan uitgaande dat de druppel een bolvormig voorwerp.
    1. Uit dit volume en de kneigen concentratie van een analyt in de druppel bereken het aantal overeenkomstige atomen. Verdeel het aantal gemeten ionen per druppel door het aantal atomen de detectie-efficiëntie verkregen. Met deze detectie-efficiëntie aan het aantal atomen berekenen in een onbekend monster.
      OPMERKING: Aangezien de verschillen tussen individuele chips klein 22, is het niet noodzakelijk om de meting van de druppelgrootte voor iedere chip of oplossing herhalen als de stroomsnelheden blijven hetzelfde. Een lijst van de druppel maten en frequenties volgens de specifieke debieten wordt uitgegeven door Verboket et al. 22.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De gepresenteerde systeem kan worden gebruikt om kleine hoeveelheden van oplossingen of suspensies die cellen of nanodeeltjes meten. Voorbeelden van een meting van een standaard oplossing en karakterisering van enkele cellen worden hier getoond. Meer voorbeelden zijn te vinden in Verboket et al. 22.

Typisch het signaal van een enkele druppel van een oplossing een zeer korte gebeurtenis. Het duurt meestal een paar 100 usee 26. Met de ICPMS hier gebruikte (dwell ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hoewel de fabricage van chips zeer betrouwbaar zijn er enkele kritische punten tijdens het fabricageproces die speciale aandacht vereisen. Eerst zuiverheid tijdens de montage is zeer belangrijk om contaminatie van de chip te voorkomen door stof. Het stof kan de kanalen te blokkeren en te voorkomen dat een stabiele druppel generatie. Ten tweede is het belangrijk dat de punt loodrecht op de mondstukkanaal gesneden. De hoek van de snede sterk het uitwerpen hoek. Indien de vloeistof wordt uitgestoten onder een hoek kan een ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de European Research Council (ERC Starting Grant nμLIPIDS, nr. 203428) en ETH Zürich (projectnummer: ETH-49 12-2). De auteurs van dit manuscript willen Bodo Hattendorf bedanken voor de hulp met de ICP-MS en F. Kurth voor het tellen van cellen. De auteurs willen ook Christoph Bärtschi en Roland Mäder bedanken voor hun ondersteuning bij het bouwen van de mechanische opstelling. De cleanroom-faciliteit FIRST bij ETH Zürich wordt erkend voor ondersteuning bij microfabricage.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Silicon wafer 100 mmSi-Mat (Kaufering, Germany)
SU-8 2002Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)
SU-8 2050Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)
AcetonMerk VWR (Darmstadt, Germany)100014
MR-developer 600Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)
IsopropanolMerk VWR (Darmstadt, Germany)109634
1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilaneABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)AB111155
Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)Dow Corning (Michigan, U.S.A.)39100000
Perfluorohexane 99%Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)281042
FC-40ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)AB103511
Phosphate-buffered saline Life Technologies (Paisley, U.K.) 10010-015
Red blood cells in phosphate-buffered salineRockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.) R400-0100
Single-element standard solutions Na, FeInorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)
Multielement standard solution Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)IV
Nitric acidSub-boiled
Ultrahigh-purity waterMerck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)
Hot plate HP 160 III BMSawatec (Sax, Switzerland)gebruikt voor wafervoorbereiding
Spin modules SM 180 BMSawatec (Sax, Switzerland)gebruikt voor wafervoorbereiding
High resolution film photomaskMicrolitho (Essex, U.K.)
Step profiler Dektak XT advancedBruker  (Massachusetts, U.S.A.)
Hot plate MR 3002Heidolph (Schwabach, Germany)gebruikt voor replica-vormgieten 
1.5 mm biopsy puncherMiltex (Pennsylvania, U.S.A.)33-31AA/33-31A
Spin coater  WS-400 BZ-6NPP/LITELaurell (Pennsylvania, U.S.A.)gebruikt voor lijmverbinding
Syringe pump neMESYSCetoni (Korbussen, Germany)
1 ml syringe Codan (Lensahn, Germany) 62.1002
5 ml syringe B. Braun (Melsungen, Germany) 4606051V
PTFE tubing PKM SA (Lyss, Switzerland) PTFE-AWG-TFT20.N
Quadrupole-based ICPMS ELAN6000PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.) 
Membrane desolvator CETAC6000AT+CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.) alleen de desolvator-eenheid wordt gebruikt
High speed camera Miro M110Vision Research (New Jersey, U.S.A.)
Data analysis program Origin proOriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)versie 8.6
MicroscopeOlympus (Tokyo, Japan)IX71

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , Elsevier. Amsterdam. 10-1016 (2008).
  2. Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
  3. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
  4. Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
  5. Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
  6. Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
  7. Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
  8. Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
  9. Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
  10. Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
  11. Teh, S. -Y., Lin, R., Hung, L. -H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
  12. Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
  13. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  14. Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
  15. Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
  16. Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
  17. Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
  18. Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
  19. Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
  20. Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
  21. Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
  22. Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
  23. Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
  24. Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
  25. Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
  26. Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
  27. Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
  28. Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501(2008).
  29. Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
  30. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
  31. Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
  32. Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
  33. Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
  34. Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
  35. Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
  36. Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic ChipICPMS Sample IntroductionDroplet GenerationPerfluorohexanePDMS FabricationSyringe PumpDesolvation SystemSingle Cell AnalysisElemental QuantificationFlow Stabilization

Related Articles