Gebruik van Chironomidae (Diptera)-Surface Drijvende Pupal Exuviae als Rapid Protocol Bioassessment voor Water Bodies

Samenvatting

Snelle biobeoordelingsprotocollen met behulp van benthische macro-invertebraten worden vaak gebruikt om de waterkwaliteit te controleren en te beoordelen. Een efficiënt protocol omvat het verzamelen van Chironomidae oppervlaktedrijvende poppenhuiden (SFPE). Hier worden technieken beschreven voor het verzamelen in het veld, laboratoriumverwerking, het monteren op dia's en de identificatie van Chironomidae SFPE.

Samenvatting

Snelle protocollen bioassessment met benthische macro-invertebraat levensgemeenschappen assemblages zijn met succes gebruikt om de menselijke invloed op de waterkwaliteit te beoordelen. Helaas, traditionele benthonische larvale bemonsteringsmethoden, zoals de dip-net kan tijdrovend en duur. Een alternatief protocol gaat collectie Chironomidae oppervlak zwevende pupal exuviae (SFPE). Chironomidae is een soortenrijke familie van vliegen (Diptera), waarvan de onvolwassen stadia typisch voorkomen in aquatische habitats. Adult chironomiden komen uit het water, het verlaten van hun pupal skins, of exuviae, drijvend op het wateroppervlak. Larvenhuidje accumuleren vaak langs de oevers of achter obstakels door de werking van de wind of stroming, waar ze kunnen worden verzameld om de diversiteit en rijkdom chironomid beoordelen. Chironomiden kan als belangrijke biologische indicatoren, aangezien sommige soorten beter bestand tegen vervuiling dan andere. Daarom is de relatieve overvloed en soortensamenstelling van verzamelde SFPE weerspiegelenveranderingen in de kwaliteit van het water. Hier werkwijzen geassocieerd met dataverzamelauto, laboratorium verwerken, glijbaan montage en identificatie van chironomiden SFPE worden beschreven. Voordelen van de SFPE methode omvatten minimale verstoring op een sampling gebied, efficiënt en economisch monstername en laboratorium verwerken, het gemak van identificatie, toepasbaarheid in bijna alle aquatische milieu, en een potentieel gevoeliger maatstaf van ecosysteem stress. Beperkingen zijn onder andere het onvermogen om larvale microhabitat gebruik en het onvermogen te bepalen pupal exuviae identificeren soorten, als zij zijn niet geassocieerd met volwassen mannen.

Inleiding

Biologische monitoring programma's, die levende organismen gebruiken om milieu en gezondheid te evalueren, worden vaak gebruikt om de waterkwaliteit te beoordelen of monitor succes van het ecosysteem restauratie programma. Rapid bioassessment protocollen (RBP) met behulp van macro-invertebraat levensgemeenschappen bodemdieren assemblages zijn populair onder water staat resource agentschappen sinds 1989 ^1. De traditionele methoden van bemonstering benthische macroinvertebraten voor RBPs, zoals de dip-net, Surber sampler en Hess sampler ^2, kunnen worden tijd- consumeren, dure, en mag alleen assemblages te meten van een bepaalde microhabitat ^3. Een efficiënte, alternatieve RBP voor het genereren van biologische informatie over een bepaald waterlichaam gaat collectie Chironomidae oppervlak zwevende pupal exuviae (SFPE) ^3.

De Chironomidae (Insecta: Diptera), algemeen bekend als non-bijten midges, zijn holometabolous vliegen die typisch voorkomen in het aquatisch milieu vóór opkomst als volwassenen 60, op het oppervlak van het water. De chironomid familie rijk zijn aan soorten, met ongeveer 5.000 soorten wereldwijd beschreven; worden echter wel 20.000 soorten schatting bestaan ^​​4. Chironomiden zijn nuttig in het documenteren van het water en de habitat kwaliteit in vele aquatische ecosystemen vanwege hun hoge diversiteit en variabele tolerantie vervuiling niveau ^5. Bovendien zijn ze vaak de meest voorkomende en wijdverbreide bentische macrofauna in aquatische systemen, doorgaans goed voor 50% of meer van de soorten in de gemeenschap ^5,6. Na de opkomst van de aardse volwassene, de pupal exuviae (pupal huid te brengen) blijft drijven op het oppervlak van het water (figuur 1). Pupal exuviae ophopen langs banken of achter obstakels door de werking van wind of water stroom en kan gemakkelijk en snel worden verzameld om een uitgebreide steekproef van chironomid soorten die tijdens de vorige 24-48 uur ⁷ naar voren zijn gekomen geven.

ntent "> De relatieve overvloed en taxonomische samenstelling van de verzamelde SFPE weerspiegelt waterkwaliteit, gezien het feit dat sommige soorten zijn erg tolerant vervuiling, terwijl anderen heel gevoelig ⁵ De SFPE methode heeft veel voordelen ten opzichte van traditionele larvale chironomid sampling technieken, waaronder:. (1) minimale , indien van toepassing, habitat verstoring optreedt bij een sampling gebied, (2) monsters niet gericht op het verzamelen van levende organismen, maar de niet-levende huid, zodat het traject van de gemeenschap dynamiek wordt niet beïnvloed, (3) de identificatie naar geslacht, en vaak species, is relatief eenvoudig gegeven betreffende toetsen en beschrijvingen van ^3; (4) het verzamelen, verwerken, en het identificeren van monsters is efficiënt en economisch in vergelijking met de traditionele steekproefmethoden ^3,8,9; (5) geaccumuleerde exuviae vertegenwoordigen taxa die zijn ontstaan ​​uit een breed scala van microhabitats ^10; (6) de methode is toepasbaar in bijna alle aquatische milieu, met inbegrip van beken en rivieren, estuaria, lakes, vijvers, rock zwembaden, en wetlands; en (7) SFPE misschien een meer gevoelige indicator van de gezondheid van het ecosysteem, omdat ze individuen dat alle onvolwassen stadia hebben voltooid en met succes naar voren als volwassenen ¹¹ vertegenwoordigen.

De SFPE methode is niet een nieuwe aanpak voor het verzamelen van informatie over chironomid gemeenschappen. Gebruik van SFPE werd voor het eerst voorgesteld door Thienemann ¹² in het begin van 1900. Een verscheidenheid van studies hebben SFPE gebruikt voor taxonomische enquêtes (bv ^13-15), biodiversiteit en ecologische studies (bv ^7,16-19), en biologische evaluaties (bijvoorbeeld, ^20-22). Daarnaast hebben sommige studies gericht verschillende aspecten van het monster ontwerp, steekproefomvang, en het aantal van het monster gebeurtenissen die nodig zijn voor het bereiken van verschillende niveaus detectie van soorten of genera (bijv, ^8,9,23). Deze studies geven aan dat relatief hoge percentages soorten of genera kunnen worden gedetecteerd met matige effort of kosten in verband met het monster verwerking. Bijvoorbeeld, Anderson en Ferrington ⁸ bepaald dat op basis van een 100-count subgroep, werd 1/3 ^rd minder tijd nodig om SFPE monsters in vergelijking met dip-net samples halen. Een andere studie vastgesteld dat 3-4 SFPE monsters kunnen worden gesorteerd en geïdentificeerd voor elke dip-net monster en dat SFPE monsters waren efficiënter dan dip-net monsters bij het ​​opsporen van soorten als soortenrijkdom gestegen ^3. Bijvoorbeeld, in inrichtingen met soortenrijkdom waarden van 15-16 species, de gemiddelde dip-net efficiency was 45,7%, terwijl SFPE monsters waren 97,8% efficiënt ^3.

Belangrijk is dat de werkwijze SFPE gestandaardiseerd in de Europese Unie ²⁴ (zogenaamde chironomiden pupal larvenhuidje techniek (CPET)) en Noord-Amerika ²⁵ ecologische beoordeling, maar de werkwijze is niet in detail beschreven. Een toepassing van de SFPE methode beschreven door Ferrington, et al. ^{3; De primaire focus van deze studie was om de efficiëntie, de doeltreffendheid en de economie van de werkwijze SFPE evalueren. Het doel van dit werk is om alle stappen van de SFPE methode in detail beschrijven, met inbegrip van monstername, laboratorium verwerken, glijbaan montage en geslacht identificatie. De doelgroep omvat studenten, onderzoekers en professionals die geïnteresseerd zijn in het uitbreiden van de traditionele inspanningen monitoring van de waterkwaliteit in hun studies.}

Protocol

1. Voorbereiding van het veld Collection Supplies

1. Bepaal het aantal SFPE monsters die op basis van de studie ontwerp moet worden verzameld en het verwerven van één monster pot (bv 60 ml) voor elk monster.
2. Bereid twee datum en plaats etiketten voor elk monster pot. Plaats een aan de binnenzijde en bevestig de andere naar de buitenzijde van de pot. Zorg ervoor dat elke datum en plaats label bevat de volgende informatie: land, staat, provincie, stad, water lichaam, GPS-coördinaten, datum en naam van de persoon (s) het verzamelen van het monster.
3. Verzamel andere specifieke materialen en apparatuur (zie Tabel van specifieke materialen / Equipment).

2. Het gebied Collection

1. Houd een larvale dienblad in één hand en een zeef in de andere. Dompel de larvale lade in het water waar SFPE accumuleren (bijvoorbeeld, schuim ophopingen, haken en ogen, opkomende vegetatie, puin, rug draaikolken, en langs bank randen) (Figuur 2A), laat wateh, exuviae, en puin op de larvale lade te voeren, en giet dit materiaal door de zeef. Bij bemonstering in een macrofyten systeem beginnen bij het ​​stroomafwaartse einde van de sample bereik en werken upstream (figuur 2B). Als bemonstering in een LENTIC systeem, beginnen op de wind mee kustlijn.
   1. Herhaal stap 2.1 voor 10 min (of zoals anders gedefinieerd voor een specifieke regeling bemonstering) binnen elke vooraf gedefinieerde sample bereik (typisch 100-200 m voor monsters verzameld uit beken, maar afhankelijk van de totale oppervlakte van het water toezicht op site); bewegen tussen SFPE accumulatie gebieden aangewezen.
2. Concentreer puin in een gebied van de zeef met behulp van een spuitfles gevuld met water uit het monster plaats voorzichtig overbrengen SFPE monster gelabelde monster pot met behulp van forceps en een stroom van ethanol uit een spuitfles. Vul monster pot met ethanol.
3. Herhaal stap 2,1-2,2 voor alle monsters.

3. Steekproef Picking

NB: De rest van dit protocol heeft betrekking op een 300 SFPE subgroep en moet mogelijk worden aangepast voor andere submonster maten. Zie Bouchard en Ferrington's ⁹ subsampling en bemonsteringsfrequentie richtlijnen voor tailoring SFPE methoden om te studeren-specifieke doelen en middelen te voldoen.

1. Wijs een 1-dram flesje voor elk SFPE monster; bereiden een datum en plaats label te plaatsen in elk flesje en vul de flacon ¾ vol met ethanol.
2. Verwijder het deksel van het overeenkomstige monster pot en controleer bevestigd pupal exuviae. Voorzichtig Spoel de inhoud van de deksel op een petrischaal met behulp van een spuit fles gevuld met ethanol. Zoek en verwijder het etiket van de binnenkant van het monster pot met behulp van een tang en voorzichtig spoel de inhoud van de label op de petrischaal. Stel label opzij.
3. Breng de inhoud van de pot in een monster larvale lade spoelen met ethanol zodat er geen SFPE blijven het monster pot. Overdracht van een deel van de pupal exuviae, Resiverschuldigd, en ethanol uit de lade naar de petrischaal. Zorg ervoor dat het monster is bedekt met ethanol.
4. Plaats de petrischaal onder een stereo-microscoop. Systematisch scannen van de inhoud van de petrischaal voor pupal exuviae. Pak alle pupal exuviae van het gerecht met behulp van een tang en plaats in de flacon. Heeft exemplaren die zijn gebroken niet halen (dat wil zeggen, niet ten minste de helft van het kopborststuk en de buik), gedroogd, of gecomprimeerd om later identificatie problemen te voorkomen.
   OPMERKING: identificatie species vereist vaak dat het gehele specimen aanwezig is, hoewel in sommige gevallen, kan genus niveau identificatie mogelijk met gedeeltelijke specimens.
   1. Swirl schotel en scannen extra pupal larvenhuidje, inclusief die kunnen worden geplakt wanden van de capsule, evenals eventuele kleine en doorzichtige monsters die niet zijn aanvankelijk gedetecteerd. Herhaal dit tot twee opeenvolgende scans laten geen extra pupal exuviae.
5. Herhaal stap 3.3 en3.4 totdat alle of 300 pupal exuviae zijn geplukt. Bij 300 pupal exuviae zijn geplukt, de terugkeer van de residu van de petrischaal op de larvale lade en spoel de petrischaal met ethanol. Vervolgens overdracht van de residu van de larvale lade om de lege monster pot, voeg de datum en plaats label, en doe de deksel op de pot. Behoudt of van residuen volgens de project-specifieke protocollen.

4. Steekproef sorteren

1. Giet al geplukt pupal exuviae van de gelabelde flacon in een petrischaal gevuld met voldoende ethanol om gewoon exemplaren dekken.
2. Onder een stereomicroscoop, aparte specimens in verschillende morfologische groepen (dwz morphotaxa) en plaats elke morphotaxon in afzonderlijk een gelabelde flesjes gevuld 3/4 ^ste vol met ethanol.
   1. Gebruik maken van externe morfologische kenmerken te chironomid morphotaxa scheiden. Bijvoorbeeld, de cephalothorax gebruikt verschillen bij aanwezigheid, grootte, vorm, enverkleuring van de Cephalic tuberkels, frontale wratten, frontale setae, en thoracale hoorn. Uit de buik, gebruikt stekels, hookrows, chagrijnleer, setae en uitlopers van de buiksegmenten, naast de anale lobben voor morphotaxa scheiden (Figuur 4A). Zie Ferrington, et al. ^5, Sæther ^26, Pinder en Reiss ²⁷ voor bijkomende omschrijvingen en figuren van morfologische kenmerken.
   2. Gebruik extra ethanol als specimens beginnen te drogen.

5. Schuif Montage

1. Vul een putje van een plaat met meerdere holtes voor elk morphotaxon met 95% ethanol.
   1. Plaats meerdere representaties (bijvoorbeeld 25% van het totaal) van elk morphotaxon te glijden aangebracht in afzonderlijke putjes van de plaat. Laat exemplaren om goed te zitten voor ten minste 10 minuten voldoende uitdrogen.
2. Label dia's met de juiste site, verzamelen, en de identificatie information (Figuur 3).
3. Plaats dia op de stereo-microscoop.
   Opmerking: Een model van de schuif met plakband aan de fase is nuttig voor consistente plaatsing.
4. Plaats een druppel Euparal op de dia; verspreid het Euparal zodat benadert de grootte van het dekglaasje. Gebruik een goede ventilatie bij het werken met Euparal.
   OPMERKING: Gebruik een goede ventilatie bij het werken met Euparal.
5. Insluiten een vertegenwoordiger van de eerste morphotaxon in de Euparal behulp van een tang.
   OPMERKING: Om overtollige ethanol vervallen van het monster, met behulp van een tang, tik monster op laboratorium doekjes voorafgaand aan de inbedding in Euparal.
6. Scheid de kopborststuk van de buik met behulp van fijne punt tang en / of dissectie sondes (Figuur 4A).
   1. Splits het kopborststuk langs de ecdysial hechtdraad (Figuur 4B) en open het kopborststuk, zodat de hechtdraad randen aan weerszijden (Figuur 4C).
   2. Richt de cephalothorax zodat de buikzijde naar boven (Figuur 4C).
   3. Plaats de buik dorsale kant naar boven; plaats direct onder de cephalothorax (Figuur 4C).
7. Plaats een dekglaasje op het monster. Houd dekglaasje op een hoek, met een rand aanraken van de glijbaan, en dan langzaam lager en laat de dekglaasje om de vorming luchtbel te verminderen. Druk lichtjes op het dekglaasje om het monster af te vlakken.
8. Herhaal stap 5.3 tot 5.7 voor alle gedroogde exemplaren.

6. Genus Identification

1. Bepaal geslacht van-slide gemonteerde exemplaren met behulp van een samengestelde microscoop. Identificeer exemplaren tot het genus met de toetsen en diagnoses in Wiederholm 28 en Ferrington, et al. ^5. Indien nodig, bevestigt familie-niveau identificatie met behulp Ferrington, et al. ^5. OPMERKING: Er zijn tal van generieke omschrijvingen en revisies sinds Wiederholm ²⁸ en Ferrington geweest,et al. ⁵ derhalve deze toetsen en diagnoses onvolledig en moeten worden aangevuld met primaire literatuur.

Resultaten

Figuur 1 illustreert de chironomid levenscyclus; onvolwassen stadia (ei, larve, pop) neemt doorgaans plaats in, of nauw verbonden met een aquatisch milieu. Na voltooiing van de larvale levensfase, de larve construeert een slangvormig shelter en hecht zich met zijden afscheidingen op de omringende substraat en verpopping plaatsvindt. Nadat de ontwikkeling van volwassen gerijpt, de pop losmaakt en zwemt naar de oppervlakte van het water waarin de volwassene kan voortkomen uit het popstadium exuviae. De la...

Discussie

De meest kritische stappen voor een succesvolle SFPE monstername, het plukken, sorteren, glijbaan montage, en de identificatie zijn: (1) het lokaliseren van gebieden met een hoge SFPE accumulatie binnen het studiegebied tijdens veld verzameling (Figuur 2A); (2) langzaam scannen van de inhoud van de petrischaal voor detectie van alle SFPE tijdens monster picking; (3) ontwikkeling van de nodige handvaardigheid de kopborststuk van de buik ontleden tijdens slide bevestiging (figuur 4A); en ...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Ethanol	Fisher Scientific	S25309B	70-95%
Plastic wash bottles	Fisher Scientific	0340923B
Sample jar	Fisher Scientific	0333510B	Glas of plastic, 60-mL aanbevolen
Testing sieve	Advantech	120SS12F	125-micron maaswijdte
Larval tray	BioQuip	5524	Wit
Stereo microscope
Glass shell vials	Fisher Scientific	0333926B	1-dram grootte
Plastic dropper	Thermo Scientific	1371110	30 tot 35 druppels/mL
Fine forceps	BioQuip	4524	#5
Petri dish	Carolina	741158	Glas of plastic
Multi-well plate	Thermo Scientific	144530	Glas of plastic
Glass microslides	Thermo Scientific	3010002	3 x 1 inch
Glass cover slips	Thermo Scientific	12-519-21G	Circulair of vierkant
Euparal mounting medium	BioQuip	6372B
Pigma pen	BioQuip	1154F	Zwart
Probe	BioQuip	4751
Kimwipes	Kimberly-Clark Professional™	34120