Stap voor Stap: Microchirurgische trainingsmethode het combineren van twee niet-levende dierlijke modellen

Samenvatting

Hier beschrijven we hoe je een kleine microchirurgische praktijkopstelling kunt inrichten en een eenvoudige en goedkope methode voor de training van microchirurgie met niet-levende diermodellen.

Samenvatting

Het leren van microchirurgische technieken en het onderhoud van microchirurgische vaardigheden zijn traditioneel gebaseerd op het gebruik van levende dieren, voornamelijk laboratoriumratten. Deze methode, hoewel uiterst waardevol, kan economisch veeleisend zijn, zowel voor de chirurg als de sponsorende instelling; het vereist ook speciale trainingsfaciliteiten die niet altijd beschikbaar of toegankelijk zijn. Bovendien kunnen ethische bezwaren het gebruik van levende dieren voor trainingsdoeleinden beperken. Alternatieve trainingsmethoden, zoals inerte buizen en handschoenen, hebben geen populariteit gewonnen onder chirurgen omdat ze geen ervaring bieden die vergelijkbaar is met een klinische situatie. Niet-levende diermodellen omvatten het gebruik van kippendijen en -vleugels; ze bieden een oefenexperience die in aanzienlijke mate lijkt op een klinische situatie. Dit type training is relatief goedkoop en gemakkelijk verkrijgbaar. De vereiste microscoop en instrumenten kunnen via internet worden verkregen en de kippendielen kunnen in de lokale supermarkt worden gekocht.

Deze benadering stelt een gemotiveerde stagiair in staat om verschillende soorten chirurgische technieken meerdere keren te oefenen tegen een redelijke kostprijs, wat helpt bij het ontwikkelen of onderhouden van zijn chirurgische expertise als complexere faciliteiten niet beschikbaar zijn. In het huidige manuscript beschrijven we hoe u een kleine oefenstation kunt instellen, hoe u de specimens kunt dissekeren en hoe u zowel met de kippendijen als met de kippenvleugels op een progressieve manier kunt oefenen. Deze aanpak benut de veelzijdigheid van het kippendijenmodel en de kleine omvang van de brachiale slagader van de kippenvleugel.

Inleiding

Een ruime reeks trainingsmodellen is beschreven voor het leren en onderhouden van zowel basis- als geavanceerde microchirurgische vaardigheden. Deze omvatten levende dieren^1,2, menselijke kadaverspecimens³, inerte modellen^4,5 en niet-levende dierenmodellen^6-9. Levende dierenmodellen, specifiek die met ratten, zijn uitgebreid gebruikt bij het onderwijzen van microchirurgie^1,2; en worden beschouwd als de huidige gouden standaard voor training. Ondanks hun opmerkelijke leerzame waarde, kunnen economische en ethische bezwaren hun praktische toepassing belemmeren wanneer een intensieve of langdurige training vereist is.

Kadaverische modellen³ bieden de mogelijkheid om te oefenen in een omgeving die lijkt op de werkelijke klinische situatie; ze zijn helaas beperkt tot anatomielabben en soortgelijke faciliteiten, er moet ook een microscoop beschikbaar zijn in het lab; deze modellen zijn daarom niet algemeen beschikbaar. Inerte modellen zoals rubberen buizen of handschoenen^4,5 zijn goedkoop en gemakkelijk toegankelijk, de benodigde apparatuur voor hun toepassing is minimaal. De gelijkenis met een klinische situatie is echter twijfelachtig; en hun toepassing is over het algemeen beperkt tot de inleidende fasen van de training, voordat de stagiair begint met oefenen op ratten. Voor zover wij weten was Hino⁶ de eerste die het gebruik van niet-levende kippen voorstelde voor de ontwikkeling en het onderhoud van klinische microchirurgische vaardigheden. Zijn model is gebaseerd op de extractie en daaropvolgende gebruik van de brachiale kippenarterie uit commerciële kippenvleugels. Deze aanpak heeft geen goedkeuring van het instellingscomité nodig, anesthesie voor knaagdieren, laboratoriumtechnici of postoperatieve zorg.

Na Hino's beschrijving van het kippenvleugelarteriemodel werden talrijke andere niet-levende dierenmodellen gepubliceerd. Het gebruik van commerciële kippendijen werd voor het eerst voorgesteld door Marsh et al.⁷ die het gebruik van de femorale slagader, ader en zenuw voor didactische doeleinden rapporteerden. Dit specifieke model breidt de trainingsmogelijkheden uit met structuren die anders zijn dan de slagaders; het stelt de stagiair in staat om een verscheidenheid aan complexe procedures uit te voeren, zoals venegrafts, zenuwgrafts of fasciculaire reparaties. Jeong et al.⁸ Bestudeerden verder Marsh' kippenboutmodel en de toepassingen ervan in het onderwijzen van huisartsen. De auteurs analyseerden histologisch kippenweefselmonsters en ontdekten dat deze overeenkomsten vertoonden met menselijk weefsel. De tijd die de stagiair nodig had om een anastomose uit te voeren, werd aanzienlijk verkort door oefening in hun studie. Ze concludeerden dat "de femorale neurovasculaire bundels van kippen een geschikt en effectief model zijn voor het onderwijzen en oefenen van microchirurgie". In 2013 publiceerden mijn collega's en ik⁹ een microchirurgisch trainingsregime dat zowel het kippendij- als het kippenvleugelmodel combineerde; deze aanpak profiteert van de veelzijdigheid van de kippendijen en van de beperkte grootte van de kippenvleugelslagader die meer een uitdaging kan zijn voor de meer gevorderde stagiairs dan de femorale vaten.

In het huidige manuscript beschrijven we stap voor stap het proces van het opzetten van een microchirurgische praktijkstation; de vereiste materialen, hoe de neurovasculaire structuren van elk model te dissekeren en hoe het trainingsregime effectief toe te passen.

Protocol

1. Voorbereiding:

1. Het verkrijgen van een tafelblad stereo microscoop, met een variabele 3,5 x tot 45x zoom, 200 mm werkafstand, 55-75 mm variabele inter-pupil afstand en een accessoire geleid ring licht. Soortgelijke microscoop toereikend, kan worden ingesteld op een tafeltje en is niet erg duur.
2. Verzamel en voor te bereiden een reeks van microchirurgische instrumenten met twee microchirurgische pickups, een ontleden schaar, en een naald-driver; Dit is de minimale vereiste moet er rekening mee worden gehouden dat deze praktijk instrumenten en hoogwaardige kwaliteit instrumenten niet noodzakelijk.
3. Gebruik 9/0 monofilament micro-hechting voor alle praktijken. Koop commercieel beschikbare kippendijen of vleugels en voedsel kleurstof bij de plaatselijke supermarkt.
4. Een 20 G angio- katheter wordt gebruikt voor de doorgankelijkheid tests van de kip femorale slagaders. Voor de brachiale slagaderen een dunnere 27 G catheter nodig is. Deze kunnen worden verkregen via internet bij een lokale apotheek ofde set instrumenten. Koop een commercieel beschikbare spuit om het voedsel kleurstof injecteren.

2. Macroscopische dissectie technieken:

1. De benadering van de femorale vaten is eenvoudig. Voor kippendijen, het uitvoeren van een stompe dissectie techniek net mediaal van de femurschacht, scheiden de dij spieren van het bot en de femorale slagader, ader en zenuw bloot te leggen. De zenuw kan verder worden ontleed in twee afzonderlijke bundels voor verschillende soorten zenuwherstel praktijken.
2. Om longitudinaal toegang tot de kip brachialis slagader in de Kipvleugeltjes, incise de huid met een schaar, vanaf de schouder tot aan het uiteinde van de vleugel. Let op de slagader die tussen de biceps en triceps brachii.

3. Aanbevolen training regime:

1. Trainen met de femorale slagader.
   OPMERKING: De eerste stap in de training regime is te oefenen met de kip femorale slagader.

1. Leg het stuk onder de microscoop en start de microchirurgische dissectie. Bevrijd de dijbeenslagader van de onderliggende weefsels; en verdeel het horizontaal. Voer een adventicectomy. Gebruik de micro-pickups en micro-schaar om elke adventicia bovenop de arteriële lumen trimmen. Spoel de binnenste lumen met regelmatig kraanwater. Noteer de starttijd
2. Voer een begin tot eind anastomose.
   1. Begin op de achterwand van de slagader aan de zijde tegenover de operator. Plaats de eerste steek; beginnen aan de linker kant als horizontaal te werken, aan de onderkant als verticaal te werken. Steek de naald vanaf de buitenzijde van de arterie naar het lumen en het lumen naar de buitenzijde van de arterie.
   2. Bind de steek, het uitvoeren van een dubbele knoop, en dan twee enkele gooit wisselende richtingen. Voltooi de gehele achterwand de hierboven beschreven techniek.
   3. Vanaf de rechterkant als je horizontaal werkt of de bovenzijde als je woverticaal rken, plaats een enkele steek van buiten naar het lumen en het lumen naar buiten. Bind de knoop zoals hierboven beschreven. Voltooi de voorwand het herhalen van de in 3.1.2.2 beschreven procedure.
   4. Noteer de laatste keer dat dit zal u toelaten om een ​​record te houden, zodat u uw voortgang te controleren.
      OPMERKING: De auteurs liever een enkele up techniek; maar elk type van microchirurgische hechting kan worden gerepeteerd. Het is aan te bevelen dat de stagiair voltooid rond 25 microchirurgische anastomosen op deze manier voordat hij kan proberen andere klinische scenario's. Deze omvatten veneuze enten voor arteriële gaps, end zenuwen reparaties beëindigen en het gebruik van de ader leidingen voor de behandeling van zenuw spleten. Een belangrijke techniek in microvasculaire chirurgie, die kunnen worden geleerd met deze trainingsmethode is de continue of hardlopen hechting, om deze techniek uit te voeren de opbrengsten stagiair als 3.1.2.1, maar de stich wordt niet gesneden, blijven steken presteren als in 3.1.2.1, zonder snijden ze until je de hele hechtdraad voltooien en bind het aan de oorspronkelijke steek op het einde.

2. Trainen met de armslagader
   1. Leg het stuk onder de microscoop. Voltooi de procedure zoals hierboven beschreven voor de femorale arterie.
      NB: Het enige verschil is de grootte. De brachiale arterie is veel kleiner dan de femorale slagader en de anastomose aanzienlijk moeilijker.
3. Doorgankelijkheid testen
   1. Steek een glad 20 of 27 G angio-katheter via de anastomose, om te controleren op verstoppingen veroorzaakt door steken hechten beide vaatwanden samen.
   2. Breng een spuit met commercieel voedsel kleurstof aan het einde van de angio- katheter en perfuseren kleurstof in de slagader te testen op lekkage jet
   3. Open de slagader langsrichting om de steken, de parallelliteit en de hoeveelheid muur genomen visualiseren.

Resultaten

De auteurs hebben hun tijd chronometered de onderhavige werkwijze en training hebben gezien aanzienlijke vermindering van de anastomose tijden een femorale slagader aan het einde van de derde week. De stagiair kan de verbeteringen aan zijn techniek te controleren door het controleren van zijn tijd, zijn doorgankelijkheid percentages en de afstemming van zijn hechtingen. De in dit manuscript beschreven systeem is in Figuur 1 omvat een tafelblad microscoop en een aantal microchirurgische instrumenten. De macroscopische di...

Discussie

De klinische praktijk van microchirurgie vereist een continue oefening en een hoog niveau van expertise; de toepassingen omvatten vrije flappen, replantatie en revascularisatieprocedures, intracraniaal - extracraniale anastomosen voor neurochirurgische procedures, perifere zenuwchirurgie en andere. Ondanks de grote verscheidenheid aan procedures die microchirurgische technieken vereisen, worden sommige van hen zelden uitgevoerd in veel centra. De chirurgen moeten daarom soms hun vaardigheidsniveau op peil houden door de ...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Stereomicroscoop	Amscope	SM-1BX	Microscoop
Led licht	Amscope	LED-80S-YA	verlichtingssysteem
Set microchirurgische instrumenten	Chen hen microchirurgische instrumenten	HC- X803-1	Microchirurgische instrumenten
Microchirurgische hechtingen	S/T microchirurgische	9/0 Hech materiaal	Hechtingen